Lesão tecido isquêmico na Skinfold Câmara do mouse Dorsal: Um Modelo retalho de pele para investigar aguda isquemia persistente

Resumo

A janela da câmara de dobras cutâneas dorsal murino apresentado visualiza uma zona de isquemia aguda persistente de um retalho musculocutâneo. Intravital epi-fluorescência licenças de microscopia para avaliação direta e repetitiva da microcirculação e quantificação de hemodinâmica. Morfológica e resultados hemodinâmicos podem ainda ser correlacionados com análises histológicas e moleculares.

Resumo

Apesar de profunda experiência e técnicas cirúrgicas avançadas, complicações induzidas por isquemia que variam de quebra ferida à extensa necrose dos tecidos ainda estão ocorrendo, particularmente na cirurgia de retalho reconstrutiva. Vários modelos experimentais de aba ter sido desenvolvido para analisar mecanismos e causas subjacentes e para investigar as estratégias de tratamento para prevenir complicações isquémicas. O fator limitante de a maioria dos modelos é a possibilidade de falta direta e repetidamente visualizar a arquitetura microvascular e hemodinâmica. O objetivo do protocolo é apresentar um modelo de rato bem estabelecida filiar esses elementos que faltam antes mencionados. Mais difícil et ai. Desenvolveram um modelo de uma aba musculocutaneous com um padrão aleatório de perfusão que sofre de isquemia e os resultados persistente aguda em ~ 50% de necrose depois de 10 dias se mantido não tratado. Com o auxílio de microscopia de epi-fluorescência intravital, este modelo de câmara permite a visualização repetitiva demorfologia e hemodinâmica em diferentes regiões de interesse ao longo do tempo. Processos associados, tais como apoptose, inflamação, o vazamento microvascular e angiogênese pode ser investigado e correlacionados com ensaios de proteína imuno-histoquímica e molecular. Até o momento, o modelo provou viabilidade e reprodutibilidade em vários estudos experimentais publicados que investigam o efeito do pré, peri e pós-condicionamento de tecido isquemicamente desafiado.

Introdução

Cobertura de material de tendão, osso e implante exposto em cirurgia reconstrutiva depende da utilização de abas. Uma aba é um bloco de tecido que é transferido no seu pedículo vascular que garante influxo arterial e retorno venoso. Apesar da perícia e da ampla disponibilidade de uma variedade de abas sejam transferidos, complicações induzidas por isquemia que variam de desagregação da ferida para a perda de tecido total ainda são encontrados. Considerando o tratamento conservador e cicatrização por segunda intenção pode ser esperada após necrose do tecido menor, necrose significativa geralmente requer revisão cirúrgica, incluindo desbridamento, condicionamento de feridas e reconstrução secundária. Isso aumenta a morbidade, prolonga a internação e, conseqüentemente, leva ao aumento dos custos de cuidados de saúde.

As abas com um padrão indefinido de vasculatura ou áreas perfundidos aleatoriamente na zona distal mais afastada do influxo arterial são particularmente propensas a danos isquémico. Acco rdingly, numerosos estudos experimentais e clínicos têm avaliado o desenvolvimento de necrose em ambos, retalhos de padrão axial (fornecimento de sangue definido) e retalhos de padrão aleatório (fornecimento de sangue indefinido) ^3/1. As principais conclusões são comumente baseado na avaliação macroscópica do tamanho da área de necrose. A fim de avaliar as causas e os mecanismos da necrose tissular em mais pormenor, vários estudos concentraram-se na análise da microcirculação. Diferentes técnicas têm sido usadas para medir a perfusão tecidual, incluindo a análise da tensão de oxigênio nos tecidos utilizando eletrodos polarográficas ^05/04, bem como a medição do fluxo de sangue utilizando dopplerfluxometria a laser ^6-7, corante difusão ^8, e microesferas ^10/09. Estas técnicas, no entanto, só permitem a medição de parâmetros indiretos de perfusão tecidual e não permitir qualquer análise morfológica dos processos microhemodynamic dentro de uma área individual de interesse de um retalho.

t "> Sandison é conhecida por ser a primeira que tenha usado uma câmara transparente prolongada para estudos in vivo, o que ele realizados em coelhos ¹¹ Em 1943 -. cerca de 20 anos mais tarde - Algire foi o primeiro a se adaptar uma câmara, de modo transparente para ser aplicável em camundongos, a fim de estudar o comportamento de micro-implantes de células tumorais ^12. Devido ao fato de que os ratos são os chamados animais de pele solta e depois de alguns aperfeiçoamentos técnicos ao longo dos anos seguintes, Lehr e colegas de trabalho foram capazes de adaptar tais uma câmara de dobras cutâneas dorsal desenvolver uma câmara de titânio menor e mais leve. Esta câmara permitiu a avaliação em microscopia de fluorescência intravital, uma técnica que permite a visualização direta e repetitiva de uma série de características morfológicas e da microcirculação e suas mudanças ao longo do tempo, em diferentes condições fisiológicas e fisiopatológicas, tais como a lesão de isquemia-reperfusão ^13.

Na investigação de perfusion de pele, músculo e osso abas em condições normais e patológicas duas tendências ocorreu: Em primeiro lugar, os modelos aba "aguda" que não usam a câmara prega dorsal, como a aba lateral pediculado no camundongo ^14, o retalho ilha da pele com base lateralmente no hamster ¹⁵ e do retalho pediculado composto em ratos ^16. Em segundo lugar, o modelo flap "crônica", onde a combinação de um retalho com dobras cutâneas dorsal licenças de câmara microcirculação repetitivo análises ao longo de vários dias, com a microscopia de fluorescência intravital. É constituída por uma aba musculocutaneous perfundido aleatoriamente, que está integrado na câmara de dobra cutânea do rato ^17. Sua relação largura-comprimento foi escolhido que uma situação de isquemia aguda persistente consistentemente resulta em ~ 50% necrose tecidual aba 10 a 14 dias após a elevação do retalho. Esta medida reprodutível de necrose do tecido permite uma avaliação mais aprofundada de ambos, de proteção (ou seja, o desenvolvimento de less necrose) e factores prejudiciais (isto é, o desenvolvimento de mais de necrose) no fisiopatologia aba. Durante os últimos anos, várias publicações experimentais que demonstrem o efeito do pré-diferente, os procedimentos pós-condicionado, incluindo a administração de substâncias de tecido de proteção ^18-24 e aplicação local de estressores fisiológicos, tais como calor e ondas de choque ^{25 26} peri e, têm surgido.

As análises quantitativas de necrose, morfologia microvascular e parâmetros da microcirculação pode ainda ser correlacionada com as análises de imuno-histoquímica e testes de proteína. Proteínas e moléculas diferentes, incluindo o factor de crescimento endotelial vascular (VEGF), sintases de óxido nítrico (NOS), factor nuclear kappa B (NF-kB) e proteínas de choque térmico (HSP-32: heme oxigenase-1 (HO-1) e HSP- 70) tem mostrado desempenhar um papel na protecção dos tecidos. Com base neste modelo aba câmara, duas modificações têm sido desenvolvidos na order para analisar a neovascularização ea microcirculação da pele durante o enxerto cura ²⁷ e desenvolvimentos angiogênicos em um retalho pediculado com padrão axial perfusão ^28. Nós apresentamos um modelo reprodutível e confiável, que inclui uma aba musculocutaneous isquemicamente desafiado na câmara de rato de dobras cutâneas. Este modelo permite a visualização e quantificação da microcirculação e hemodinâmica por microscopia de epi-fluorescência intravital.

Protocolo

NOTA: Antes da implementação do modelo apresentado, as leis de proteção animal correspondente deve ser consultado e permissão deve ser obtida junto das autoridades locais. Neste trabalho, todos os experimentos foram realizados em conformidade com os princípios orientadores para animais de pesquisa envolvendo e da legislação alemã sobre a protecção dos animais. Os experimentos foram aprovados pelo comitê de cuidados com os animais local.

1. Preparação Animal e elevação cirúrgica da Flap

1. Manter os animais em gaiolas individuais à temperatura ambiente de 22-24 ° C e a uma humidade relativa de 60-65%, com um ciclo de dia e noite de 12 horas. Permitir o livre acesso à água potável ratos e ração padrão de laboratório. Sempre manter condições estéreis durante a cirurgia sobrevivência.
2. Anestesiar o rato por via intraperitoneal (ip), a injecção de 0,1 ml de solução salina por 10 g de peso corporal, contendo 90 mg / kg de peso corporal de cloridrato de cetamina e 25 mg /kg de cloridrato de bw dihydroxylidinothiazine. A anestesia é necessário para a preparação dos animais, cirurgia e microscopia subsequente. Confirme anesthetization adequada, verificando a resposta a um estímulo doloroso. Durante o tempo de anestesia, aplique pomada veterinário sobre os olhos para evitar o ressecamento.
3. Após a indução da anestesia suficiente, depilar as costas com um barbeador elétrico. A partir de agora, aplicar a depilação creme para a área raspada para remover o cabelo restante.
4. Durante o tempo de permanência do creme de depilação de ~ 7-10 min, preparar instrumentos, incluindo fórceps de pele e micro fórceps, tesouras e micro tesouras, material de sutura e uma caneta. Desinfetar e preparar a câmara de titânio, aplicando os parafusos com a porca na base da câmara e pela fixação de espuma auto-adesiva (Fig. 1 AC) em torno da janela de contrapartida da câmara para garantir a estanquidade do sistema de câmara.
5. Remova todo o creme de depilação da parte traseira por lavagemlo com água morna. Em seguida, secar e desinfectar a pele com uma solução contendo álcool.
6. Posicione o mouse na posição prona e definir a linha média das costas. Segure a pele central e levante-o para criar uma dobra (Fig. 2A). Por trans-iluminação usando qualquer tipo de fonte de luz, decidir onde colocar provisoriamente a armação de titânio (Fig. 2B). Certifique-se de que os ramos distais da artéria torácica lateral (LTA) cranial e artéria ilíaca profunda circunflexo (DCIA) caudal curso através do centro da janela da câmara (Fig. 2B-D). Uma vez que o posicionamento da câmara é feito, ambas as camadas de perfurar a pele na parte inferior da prega de fixação posterior da armação de titânio. Agora retire a armação de titânio, coloque o mouse na posição prona e redefinir a linha média das costas, se necessário.
7. Esboço da aba perpendicular à lombada começando na linha média com uma relação entre largura e comprimento de 15 x 11 milímetro para resultar em uma aba lateral e perfundidos com base aleatoriamente. Em seguida, delinear uma área adicional de pele de 2 milímetros estendendo-se para o lado contralateral (Fig. 2C, D). Esta área é captado com os fórceps e depois suturado à armação de titânio, sem interferir com a área aba visível.
8. Após a última marcação, inciso do retalho. Ao fazê-lo, tanto o LTA transecção e DCIA e elevar a aba (Fig. 2E). Não há necessidade para a coagulação ou a ligadura dos vasos seccionados.
9. Coloque o parafuso da câmara através das perfurações da pele feitas anteriormente (Fig. 2F) e fixar a dobra cutânea tanto anteriormente quanto posteriormente dentro do quadro da câmara do retalho elevado para a parte traseira do quadro usando os buracos de armação da câmara e um 5-0 suturas interrompidas (Fig. 2G).
10. Suturar os membros verticais da aleta traseira para a pele circundante por meio de 5-0 interrompidas ( fig. 2H, I).
11. Extirpar uma área de hemi-circular de pele de lateral para a pequena tira de pele de 2 mm, isto é, no outro lado da aba de observar vasculatura da aba. Isto permite vista directa através da janela de observação da câmara que tem uma superfície de 90 mm, ^2.
12. Remover o tecido areolar frouxo gelatinoso do músculo estriado utilizando instrumentos de microcirurgia e lente de ampliação óptica ou microscópio a fim de melhorar a qualidade da imagem durante a microscopia. Tente não danificar os vasos dentro das camadas do tecido muscular.
13. Finalmente, vedar a câmara através da montagem do homólogo do quadro que tenha sido previamente dotado com tiras auto-aderente de espuma anteriormente, cranialmente e posteriormente, borrifar a aba com bisbenzimida tópica e solução salina (Fig. 2J). Depois disso, aplique a janela de observação com uma tampa de vidro usando um anel de pressão. Tente não prender quaisquer bolhas de ar sob o vidro (Fig. 2 K, L). A pele vai aderir ao vidro da tampa por forças de adesão.

2. Intravital epifluorescência Microscopia

1. Espere 24 horas após o preparo cirúrgico para a primeira análise microscópica de qualidade óptica ideal. Esta análise representa a linha de base de microscopia e é repetido nos dias 3, 5, 7 e 10 após a cirurgia. Cada tempo, anestesiar o rato, tal como descrito na etapa 1.2. Colocar o animal em posição de decúbito lateral sobre um portador de acrílico feito sob medida. Dessa forma, as camadas do tecido muscular do retalho aderindo ao vidro da tampa estão enfrentando up-alas.
2. Injetar 0,05 ml de 5% dextrano verde fluorescente (peso molecular 150.000) e 0,05 ml de 1% de corante altamente fluorescente família Rhodamine em uma veia da cauda ou do plexo venoso retro-bulbar. O dextrano verde fluorescente mancha as componentes não celulares do sangue, se aplicado por via intravenosa (iv). O fluorescente rodamina manchas leucócitos e plaquetas, que pode ser distinguished de outros componentes celulares e não celulares. Finalmente, bisbenzimida manchas componentes nucleares que emitem fluorescência mais ou menos de acordo com o estado de condensação.
3. Subsequentemente, colocar o rato sob o microscópio. Certifique-se o microscópio inclui um sistema de LED - combinações de feixe de LED para 470 e 425 nm, 365 nm e 490, e 540 e 580 nm, bem como os conjuntos de filtros correspondentes (62 HE PBF / GFP / HcRed, faixa de 1: 350-390 nm comprimento de onda de excitação, dividir 395 nm / 402-448 nm; faixa 2: 460-488 nm, 495 nm dividida / 500-557 nm; faixa 3: 567-602 nm, 610 nm dividida / 615 nm para 20 Rhodamine infinito, alcance. : 540-552 nm, 560 nm dividida, emissão 575-640 nm).
4. Grave as fotos e filmes-retratos usando uma câmera de vídeo de carga acoplada dispositivo e salvá-los em um disco rígido de computador para análise posterior off-line.
5. Use diferentes objectivos (2.5X, NA (abertura numérica) = 0,06 para vistas panorâmicas da câmara; 5X,NA = 0,16; 10X, NA = 0,32; 20X, NA = 0,50; 50X, NA = 0,55) para as gravações das regiões de interesse.
6. Virtualmente, pode dividir a superfície da aba que é visível através da janela da câmara em três áreas da mesma altura, ou seja, uma extremidade proximal, uma central e uma zona distal mais afastada do fluxo vascular (Fig. 3F). Para aquisição de imagem, proceda da seguinte maneira em cada momento de observação:
   1. Digitalize a imagem do tecido por imagem dentro da janela da câmara de proximal para distal com o objetivo de 5X.
   2. Em cada área do retalho, selecione arteríolas de segunda ou terceira ordem e seus acompanhantes vênulas com padrões de ramificação facilmente identificáveis. Usando o objectivo 5X, 10X, 20X ou, fazer impressões dos feixes arteriolovenular, a fim de re-localizar facilmente os pacotes ao longo de todo o período de observação.
   3. Com o objetivo de 20X e 50X o objetivo, mais registro 5-6 campos capilares e "apoptótica"campos por área do retalho, respectivamente. Todas as imagens gravadas com a 10X e 20X objetivos usar a luz azul (dextrano fluorescente) ea luz verde (rodamina) filtro, enquanto que as imagens gravadas com o 5X e 50X uso objetivo luz azul (dextran fluorescentes) e luz branca (Bisbenzamida) filtro, respectivamente .

3. Análise dos dados registrados

NOTA: Com a utilização de um sistema de análise de imagem assistida por computador quantificar todos os parâmetros gravados fora de linha ²⁹ como se segue.

1. Medição da área de não-perfundido, respectivamente tecido necrótico (mm ^2).
   1. Use a imagem completa câmara digitalizados janela gravado com o objetivo de 5X (de 2.6.1) eo dextrano fluorescente para medir o tecido não-perfundidos respectivamente necrosado. Use a função "AreaBo" para medir a área não-perfundidos escuro: Beira da área não-perfusão e calcular a área em mm ² por meio da área de algoritmos de medição do software.
2. A medição do diâmetro microvascular em arteríolas, capilares e vénulas (um).
   1. Carga de vídeo ou fotos dos AV-feixes gravadas ou os campos capilares para o software. Para melhores resultados, use as fotos ou vídeos com a maior ampliação onde as fronteiras definitivas do navio são claramente visíveis.
   2. Use a função "DiamPe" do software para certificar-se as medições são realizadas perpendicular à parede do vaso. Para fazê-lo marcar dois pontos sobre a parede do vaso e com o terceiro marca clique o diâmetro perpendicular do navio. O software irá executar a medição im.
   3. Repita as medições sobre as mesmas para todas as gravações de vasos no mesmo local. Medir múltiplos capilares para acumular diâmetro médio.
3. Análise de células do sangue (RBC) velocidade vermelho nas arteríolas, capilares umand vénulas (mm / seg).
   1. Para arteriolar células do sangue (RBC) velocidade vermelho (mm / s) medições de usar a função "VeloLSD" do software e escolher os mesmos vasos na janela dextrano fluorescente para que os diâmetros foram medidos.
   2. Analise-o com o sistema de análise de imagem assistida por computador, utilizando o método do deslocamento de linha, que está na base da medição do deslocamento (mm) de um padrão individual intravascular nível de cinza ao longo do tempo (seg).
4. Quantificação do fluxo volumétrico em vasos (pl / seg).
   1. Calcular o fluxo volumétrico do sangue (pl / seg) em arteríolas, vénulas e capilares a partir da área de corte transversal do navio e da velocidade de RBC (π * r ²⁾ de acordo com a equação de Gross e Aroesty, isto é, Q = V * r * ² π , assumindo uma forma cilíndrica vaso ^30.
5. A medição da densidade capilar funcional de capilares RBC-perfundidos (perfusão nutritivo: cm / cm 2).
   1. Coloque um campo capilar fluorescente gravado com ampliação de 20x objetivo para o software. Use a função "DensLA" para medir a densidade capilar funcional de microvasos RBC-perfundidos.
   2. Trace os capilares perfundidos com o cursor e marcar os vasos perfundidos. Não marcar não-perfundidos capilares arteríolas ou vênulas. O software irá medir a densidade capilar funcional dos capilares perfundidos em cm / cm ^2. Repita os passos para os outros campos capilares gravados.
6. A medição da tortuosidade dos microvasos (remodelamento microvascular), os primeiros sinais de angiogênese, como raiz e broto-formação e microvasos recém-formados.
   1. Carregar vídeos gravados ou quadros de campos capilares fluorescentes no software. Identificar vasos gyrose e usar a função "TorqIx" do software. Trace o fluxo do vaso definitivo com o curso e terminam com um clique direito. O software irádesenhar uma linha reta para a forma direta e vai colocá-lo em relação com o caminho traçado.
      NOTA: Esteja atento aos sinais da angiogênese, como brotos, brotos e capilares recém-formados, que normalmente emanam perpendicularmente dos capilares pré-existentes. Medir a densidade destes vasos recém-formados, tal como descrito na etapa 3.5.
7. Identificação das características de morte celular por apoptose, tais como a condensação nuclear, fragmentação e / ou marginalização (células / mm ^2).
   1. Coloque vídeos Bisbenzamida-gravados (objetiva 50X) para o software. Use a função "DenseNA". Marque células em apoptose de acordo com as características mencionadas, tais como a condensação nuclear, fragmentação e marginalização com um clique esquerdo.
   2. Depois de marcar todas as células característicos de todo o vídeo, clique em "N / A" no software, que contará automaticamente todas as células marcadas e dividi-lo em toda a área. O resultado será apoptóticacélulas / mm ^2.
8. Análise de aderência de leucócitos ao endotélio vascular representando a inflamação. Adesão intermitente de leucócitos (leucócitos rolando; adesão <30 sec: número de rolos mm superfície endotelial / ²⁾ e firme adesão de leucócitos (leucócitos degola; adesão> 30 seg: número de etiquetas / mm ² de superfície endotelial).
   1. Analisar a resposta inflamatória através da contagem do número de leucócitos Rodamina que aderiram ao revestimento endotelial das vénulas pós-capilares por um período de tempo de ≥30 seg ("adesivos") e os leucócitos que aderem de forma intermitente marcado (<30 seg, "rolos") . Venular a adesão de leucócitos é expresso em células por ^mm2 da superfície endotelial.
9. A medição dos níveis de cinza intravasculares e intersticiais, como parâmetro de vazamento microvascular (macromolecular extravasamento E = E1 / E2).
   1. Avaliar macromolecular leakage como um parâmetro de permeabilidade microvascular após uma injecção intravenosa de um dextrano fluorescente. Densitometricamente determinar vários níveis de cinzento do tecido directamente adjacente à parede do vaso capilar (E1), bem como no plasma isento de células marginal do recipiente (E2). Em seguida, calcular o extravasamento macromolecular (E) é a relação de E1 / E2 ^31.

4. Cuidados Pós-Operatórios

1. Retorne o animal em uma gaiola separada para evitar a companhia de outros animais até que esteja totalmente recuperado. Não deixe um animal sem supervisão até que tenha recuperado a consciência suficiente para manter decúbito esternal. Monitorar os animais diariamente para o sangramento, local e sinais sistêmicos de infecção ea posição da câmara.
2. Avaliar o estado geral do animal, observando a atividade motora, o peso corporal, os sinais de dor, tolerância ao vestir e auto-mutilação.
3. Manter a ratinhos um por gaiola para evitar mutuai manipulação da câmara. A qualquer sinal de dor, aplicar buprenorfina numa dose de 0,05-0,1 mg / kg de peso corporal, por via subcutânea, em intervalos de 8 h.

5. Eutanásia e explantes da Câmara Skinfold

1. No dia 10, sacrificar os animais utilizando uma dose letal de uma droga anestésica (150 mg / kg de pentobarbital).
2. Retire a câmara e provar o tecido aba para ensaios de proteína de imunohistoquímica e molecular. Tecidos de amostra para histologia convencional (formol) e ensaios de proteína quantificáveis ​​(nitrogênio líquido ou gelo seco).

Resultados

Necrose

O principal desfecho deste modelo - a necrose do tecido seguinte elevação do retalho (ou seja, a indução de isquemia aguda persistente) - é repetidamente medido e ilustrado macroscopicamente como mostrado na Figura 3 ao longo de um período de 10 dias. Demarcação final de área de necrose geralmente ocorre entre os dias 5 e 7 após a cirurgia e é caracterizada por uma franja vermelho, isto é, zona de vasodilatação e remod...

Discussão

A fim de diminuir complicações isquêmicas e, assim, melhorar o resultado clínico, é necessário um conhecimento mais detalhado dos processos fisiopatológicos em tecido aba criticamente perfundido. O desenvolvimento de novos modelos animais que imitam isquemia aguda persistente, por conseguinte, é obrigatória. Consequentemente, fomos capazes de desenvolver um modelo facilmente reprodutível e fiável que permita a avaliação morfológica em tempo real, dinâmica e funcional repetitiva de vários parâmetros do m...

Materiais

Name	Company	Catalog Number	Comments
Name of Reagent/ Equipment	Company	Catalog Number	Comments/Description
C57Bl/6 mice 6-8w 20-22g	Charles River
depilation cream	Veet		any depilation cream
titanium chamber	Irola	160001	Halteblech M
slotted cheese head screw	Screws and More	842210	DIN84 M2x10
hexagon full nut	Screws and More	93422	DIN934 M2
snap ring	Schaefer-Peters	472212	DIN472 J12x1,0
cover glass	Volab		custom-made cover glass 11,8mm in diameter
fixing foam	tesamoll	05559-100	tesamoll Standard I-Profile
ketamine hydrochloride	Parke Davis		Ketavet®
dihydroxylidinothiazine hydrochloride	Bayer		Rompun®
Buprenorphin	Essex Pharma		Temgesic®
Saline 0,9%
desinfection alcohol
Vicryl 5-0	Ethicon	V 490 H
Ethilon 5-0	Ethicon	EH 7823 H
1ml syringes
surgical skin marker with flexible ruler	Purple surgical	PS3151	any surgical skin marker and flexible ruler
pointed scissors
Micro-Scissors
normal scissors
2 clamps
fine anatomic forceps
micro-forceps
hex nuter driver	wiha	1018
screwdriver	wiha	685
snap ring plier	Knipex	4411J1	12-25mm
wire cutter	Knipex	70 02 160	Wire cutter is used to cut screws short; 160mm
trans-illumination light	IKEA	501.632.02	LED light Jansjö; any light
magnification glasses
intravital microscope	Zeiss	490035-0001-000	Scope.A1.Axiotech
LED system	Zeiss	423052-9501-000	Colibri.2
LED module 365nm	Zeiss	423052-9011-000
LED module 470nm	Zeiss	423052-9052-000
LED module 540-580nm	Zeiss	423052-9121-000
Filter set 62 62 HE BFP + GFP + HcRed	Zeiss	489062-9901-000	range 1: 350-390nm excitation wavelength split 395 / 402-448nm; range 2: 460-488nm, split 495nm / 500-557nm; range 3: 567-602nm, split 610nm / 615-infinite
Filter set 20 Rhodamine	Zeiss	485020-0000-000	540-552nm, split 560, emission 575-640nm
2,5x objective NA=0,06	Zeiss	421020-9900-000	A-Plan 2,5x/0.06
5x objective NA=0,16	Zeiss	420330-9901-000	EC Plan-Neofluar 5x/0.16 M27
10x objetive NA=0,30	Zeiss	420340-9901-000	EC Plan-Neofluar 10x/0.30 M27
20x objective NA=0.50	Zeiss	420350-9900-000	EC Plan-Neofluar 20x/0.50 M27
50x objective NA=0,55	Zeiss	422472-9960-000	LD Epiplan-Neofluar 50x/0.55 DIC 27
ZEN imaging software	Zeiss		ZenPro 2012
CapImage	Dr. Zeintl
Fluorescein isothiocyanate-dextran	Sigma-Aldrich	45946
bisBenzimide H 33342 trihydrochloride	Sigma-Aldrich	B2261	harmful if swallowed; causes severe skin burns and eye damage, may cause repiratory irritat
Rhodamine 6G chloride	Invitrogen	R634	harmful if swallowed; may cause genetic defects; may cause cancer; may damage fertility or the unborn child
Pentobarbital	Merial		Narcoren®