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Method Article
Este protocolo apresenta um guia passo a passo para os pesquisadores realizarem o procedimento de oclusão da artéria cerebral média em camundongos usando o método modificado da artéria carótida externa Longa. As modificações apresentadas neste artigo visam aumentar a acurácia da oclusão da artéria cerebral média e garantir a reperfusão completa.
O modelo de oclusão da artéria cerebral média serve como modelo animal primário para o estudo do AVC isquêmico. Apesar de ser utilizado em pesquisas há mais de três décadas, sua padronização permanece inadequada. Predominantemente realizado em ratos e camundongos, o procedimento apresenta desafios devido à natureza menor e mais frágil dos camundongos. Ao contrário do método da artéria carótida comum de Koizumi, a artéria carótida externa Longa é o único modelo de AVC de filamento intraluminal que garante a reperfusão completa pós-isquemia. Esse aspecto tem importância crítica para estudos que investigam fenômenos de reperfusão. As modificações cirúrgicas demonstradas neste artigo garantem o fluxo sanguíneo contínuo da artéria carótida comum durante toda a fase isquêmica e após o início da reperfusão. O objetivo dessas modificações é ocluir seletivamente a artéria cerebral média, mantendo a perfusão ininterrupta em ramos proximais à artéria cerebral média durante o período de isquemia. Além disso, o início da reperfusão é súbito e pode ser controlado com precisão, modelando com mais precisão a trombectomia endovascular na medicina humana. Nosso objetivo ao apresentar este artigo em vídeo abrangente é facilitar o treinamento de novos cirurgiões e promover a padronização dos procedimentos cirúrgicos dentro da comunidade científica.
O acidente vascular cerebral é a segunda principal causa de morte e a terceira principal causa de morte e incapacidade combinadas1. Por sua causa, o AVC pode ser isquêmico ou hemorrágico, sendo o AVC isquêmico significativamente mais prevalente na prática clínica. O AVC isquêmico surge de um bloqueio em uma artéria que fornece sangue ao tecido cerebral, levando à isquemia, morte celular e inflamação. Desde o advento das terapias de reperfusão, como trombólise e trombectomia mecânica, um grande avanço foi feito no tratamento do AVC. No entanto, todas as terapias de reperfusão apresentam o risco de exacerbar a condição do paciente, causando o que é comumente referido como lesão de reperfusão2. O mecanismo exato da lesão de reperfusão permanece obscuro, cabendo aos estudos pré-clínicos identificar possíveis causas e medidas preventivas. Para isso, o desenvolvimento de um modelo animal pertinente para lesão de reperfusão após AVC isquêmico torna-se crucial.
A oclusão da artéria cerebral média (MCAO) é o modelo animal mais comumente usado para estudar o AVC isquêmico. É conduzido predominantemente em roedores e tem muitas variantes diferentes descritas na literatura científica até o momento 3,4. Os dois tipos principais, Koizumi e Longa, conhecidos como variantes da artéria carótida comum (ACC) e da artéria carótida externa (AEC), diferem tecnicamente pelo local da arteriotomia para inserção dofilamento5,6. Em nosso artigo recente, por meio do monitoramento in vivo da perfusão vascular, mostramos que apenas o método de Longa pode ser verdadeiramente considerado um modelo de isquemia/reperfusão cerebral7. O procedimento envolve a inserção do filamento no ECA, avançando-o através do ICA e prendendo-o no ponto de ramificação da artéria cerebral média (MCA) para induzir a isquemia do tecido cerebral. Após um período pré-determinado de isquemia, a retirada do filamento permite a reperfusão, simulando isquemia cerebral transitória. Após o início do AVC, a variável de desfecho primário usada na pesquisa é na maioria das vezes o volume da lesão infartada, que pode ser medido usando histologia ex vivo ou exames cerebrais in vivo. Os desafios nos modelos MCAO giram em torno da baixa reprodutibilidade atribuída a variâncias intervariantes, interoperadores e intersujeitos, com esta última apresentando uma limitação significativa na pesquisa pré-clínica de AVC4.
Além disso, as regiões infartadas após MCAO em roedores são maciças em relação ao tamanho do cérebro do roedor. Além disso, as regiões posteriores do hipocampo do cérebro geralmente são recrutadas para o volume do infarto, apesar de essas regiões serem dependentes principalmente do fluxo sanguíneo da artéria cerebral posterior (PCA), e não da ACM8. Como nos métodos de Koizumi e Longa descritos na literatura, a ACC é mantida ligada durante o período de isquemia devido à permeabilidade incompleta do círculo de Willis em camundongos, levando à indução de isquemia em uma região muito mais ampla do que o pretendido 5,6,9. Mesmo em métodos em que a ACC é reaberta ou reparada após o período de isquemia, os habituais 30-60 min de isquemia resultam em lesão tecidual irreversível em regiões não MCA10. Além disso, ao contrário do esperado, pesquisas anteriores mostraram que o comprimento do revestimento de silicone de um filamento não tem impacto no tamanho da lesão11. No entanto, a escolha do comprimento do revestimento de silicone do filamento foi abordada apenas em modelos com CCA ligado durante o período de oclusão.
O objetivo deste método foi modificar o método Longa MCAO em camundongos para permitir o fluxo sanguíneo ininterrupto da ACC durante o período de isquemia, aumentando assim a seletividade da MCAO, bem como garantindo a reperfusão completa da região infartada após o procedimento. Essas modificações beneficiariam muito os estudos longitudinais que pesquisam a lesão de isquemia-reperfusão em camundongos, diminuindo a taxa de mortalidade e reduzindo a variância entre os sujeitos.
Todo o manejo e procedimentos dos animais foram aprovados pelo Comitê de Licenciamento de Ética da Faculdade de Medicina da Universidade de Zagreb e pelo Comitê de Ética para a proteção de animais usados para fins científicos do Ministério da Agricultura da República da Croácia. Os procedimentos experimentais foram conduzidos de acordo com a Lei Croata de Proteção Animal (NN 102/17, 32/19), Emendas à Lei de Proteção Animal (NN 37/13) e as Diretrizes sobre a Proteção de Animais Usados para Fins Científicos (NN 55/13) que estão de acordo com o Guia Europeu para o Cuidado e Uso de Animais de Laboratório (Diretiva 2010/63/UE).
1. Preparação do animal e do sítio cirúrgico
2. Cirurgia de indução de isquemia
Figura 1: Uma ilustração do avanço do filamento de oclusão da artéria cerebral média além do ponto de ramificação da artéria pterigopalatina. O avanço adequado do filamento (à esquerda) é obtido orientando o filamento MCAO de tal forma que ele se apoie na parede lateral do ICA e se curve para longe do ponto de ramificação do PPA. Não fazer isso (à direita) pode resultar na entrada do filamento no PPA e não causar acidente vascular cerebral. Neste último caso, o filamento não será capaz de avançar tanto quanto deveria e o cirurgião deve retirar o filamento até que sua extremidade se torne visível no ponto de ramificação da ACI e começar a avançar o filamento novamente. As artérias de cor verde representam artérias comunicantes posteriores (PcomA), principalmente não patentes em camundongos. Criado com BioRender.com. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
3. Período de isquemia
4. Cirurgia de retirada de filamento
5. Cuidados pós-cirúrgicos
Exames de ressonância magnética intraoperatórios ou pós-operatórios, especificamente exames de imagem ponderada em perfusão (PWI) e/ou imagem ponderada por difusão (DWI) (Figura 2) podem oferecer prova definitiva de um procedimento bem-sucedido. A PWI intraoperatória mostra isquemia crítica na região da ACM ipsilateral, confirmando que a colocação do filamento resultou em oclusão completa. A PWI pós-operatória de um procedimento bem-sucedido e...
O MCAO é um procedimento altamente exigente para o operador e debilitante para o animal. Por esse motivo, é de extrema importância que os pesquisadores tenham um procedimento operacional padrão que minimize a gravidade do AVC, reduza a falha do procedimento e melhore o bem-estar do animal após o procedimento. Este protocolo MCAO destaca alguns dos principais aspectos a serem considerados ao realizar este procedimento em um mouse.
A escolha do filamento M...
Os autores não têm conflitos de interesse a divulgar. Os autores não têm afiliação com nomes comerciais e marcas registradas mencionadas neste trabalho.
Este trabalho foi financiado pelo projeto BRADISCHEMIA da Fundação Croata para a Ciência (UIP-2017-05-8082); GA KK01.1.1.01.0007 financiado pela União Europeia através do Fundo Europeu de Desenvolvimento Regional e pela União Europeia através do Fundo Europeu de Desenvolvimento Regional ao abrigo do Acordo de Subvenção nº. KK.01.1.1.07.0071, projeto "SineMozak. O trabalho dos doutorandos Rok Ister e Marta Pongrac tem sido totalmente apoiado pelo "Projeto de desenvolvimento de carreira de jovens investigadores - formação de doutorandos" da Fundação Croata para a Ciência, financiado pela União Europeia pelo Fundo Social Europeu. O procedimento foi filmado usando um smartphone Android montado em um microscópio cirúrgico usando um suporte de câmera genérico. Os materiais de vídeo foram editados e a narração foi gravada usando o editor de vídeo Wondershare Filmora.
Name | Company | Catalog Number | Comments |
Betadine cutaneous solution 10g/100ml | Alkaloid Skopje | N/A | |
Braided silk suture | Fine Science Tools | 18020-60 | |
Dafilon suture 5/0 DS16 | B. Braun | C0936154 | |
Dolokain 20 mg/g gel | Jadran-Galenski Laboratorij | N/A | |
Dumont #5 forceps | Fine Science Tools | 11251-20 | 2 pieces |
Dumont #7 forceps | Fine Science Tools | 11271-30 | |
Dumont N0 self-closing forceps | Fine Science Tools | 11480-11 | |
Durapore Surgical Tape 1,25cm x 9,1m | 3M | 7100057169 | |
Durapore Surgical Tape 2,5cm x 9,1m | 3M | 7100057168 | |
External thermostat | Petnap | 1012536 | |
Halsey needle holders | Fine Science Tools | 12500-12 | |
Hot bead sterilizer | Fine Science Tools | 18000-50 | |
Iris scissors | Fine Science Tools | 14060-10 | |
Isoflurane USP | Piramal critical care | N/A | |
Laser Doppler Monitor | Moor | MOORVMS-LDF2 | |
Metal Pet Heat Pad | Petnap | 1012525 | |
Micro Vannas spring scissors | Fine Science Tools | 15000-00 | |
Mini-colibri retractor | Fine Science Tools | 17000-01 | |
Recugel eye ointment | Bausch&Lomb | N/A | |
S&T B-1 vessel micro clamp | Fine Science Tools | 00396-01 | 2 pieces |
S&T micro clamp applying forceps | Fine Science Tools | 00071-14 | |
Schwartz micro serrefines | Fine Science Tools | 18052-01 | |
Stemi DV4 Spot stereo microscope | Zeiss | 000000-1018-453 | |
Steri-Strip Reinforced Adhesive Skin Closures 3 mm x 75 mm | 3M | 7100236545 | |
Straight tissue forceps | Fine Science Tools | 11023-10 | |
SZX Stand Arm | Olympus | SZ2-STS | |
Tec III 300 series calibrated vaporizer | Vaporizer Sales and Service inc. | N/A | |
Universal Stand Type 2 | Olympus | SZ2-STU2 | |
VetFlo Six Channel Anesthesia Stand | Kent Scientific | VetFlo-1225 | Modified for O2/N2 mixing |
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