Ottimizzazione del metodo di occlusione dell'arteria cerebrale media Longa per la riperfusione completa

Riepilogo

Questo protocollo presenta una guida passo passo per i ricercatori per eseguire la procedura di occlusione dell'arteria cerebrale media sui topi utilizzando il metodo dell'arteria carotide esterna Longa modificata. Le modifiche presentate in questo articolo mirano ad aumentare l'accuratezza dell'occlusione dell'arteria cerebrale media e a garantire la completa riperfusione.

Abstract

Il modello di occlusione dell'arteria cerebrale media funge da modello animale primario per lo studio dell'ictus ischemico. Nonostante sia utilizzato nella ricerca da oltre tre decenni, la sua standardizzazione rimane inadeguata. Condotta prevalentemente su ratti e topi, la procedura pone sfide a causa della natura più piccola e fragile dei topi. A differenza del metodo dell'arteria carotide comune di Koizumi, l'arteria carotide esterna Longa è l'unico modello di corsa del filamento intraluminale che garantisce la completa riperfusione post-ischemia. Questo aspetto ha un'importanza critica per gli studi che indagano i fenomeni di riperfusione. Le modifiche chirurgiche dimostrate in questo articolo assicurano un flusso sanguigno continuo dall'arteria carotide comune durante tutta la fase ischemica e dopo l'insorgenza della riperfusione. L'obiettivo di queste modifiche è quello di occludere selettivamente l'arteria cerebrale media mantenendo la perfusione ininterrotta nei rami prossimali all'arteria cerebrale media durante il periodo di ischemia. Inoltre, l'insorgenza della riperfusione è improvvisa e può essere controllata con precisione, modellando così la trombectomia endovascolare in medicina umana in modo più accurato. Il nostro obiettivo nel presentare questo articolo video completo è quello di facilitare la formazione di nuovi chirurghi e promuovere la standardizzazione delle procedure chirurgiche all'interno della comunità scientifica.

Introduzione

L'ictus è la seconda causa di morte e la terza causa di morte e disabilità combinate¹. Per sua causa, l'ictus può essere ischemico o emorragico, con l'ictus ischemico che è significativamente più diffuso nella pratica clinica. L'ictus ischemico deriva da un blocco in un'arteria che fornisce sangue al tessuto cerebrale, portando a ischemia, morte cellulare e infiammazione. Dall'avvento delle terapie di riperfusione come la trombolisi e la trombectomia meccanica, sono stati fatti grandi progressi nel trattamento dell'ictus. Tuttavia, tutte le terapie di riperfusione comportano il rischio di esacerbare le condizioni del paziente causando quello che viene comunemente definito danno da riperfusione². L'esatto meccanismo del danno da riperfusione rimane poco chiaro e spetta agli studi preclinici identificare le potenziali cause e le misure preventive. A tal fine, lo sviluppo di un modello animale pertinente per il danno da riperfusione che segue l'ictus ischemico diventa cruciale.

L'occlusione dell'arteria cerebrale media (MCAO) è il modello animale più comunemente usato per lo studio dell'ictus ischemico. È condotto prevalentemente nei roditori e finora ha molte varianti diverse descritte nella letteratura scientifica ^3,4. I due tipi principali, Koizumi e Longa, noti come varianti dell'arteria carotide comune (CCA) e dell'arteria carotide esterna (ECA), differiscono tecnicamente per il sito dell'arteriotomia per l'inserimento del filamento ^5,6. Nel nostro recente articolo, attraverso il monitoraggio in vivo della perfusione vascolare, abbiamo dimostrato che solo il metodo Longa può essere veramente considerato un modello di ischemia/riperfusione cerebrale⁷. La procedura prevede l'inserimento del filamento nell'ECA, l'avanzamento attraverso l'ICA e il fissaggio al punto di ramificazione dell'arteria cerebrale media (MCA) per indurre l'ischemia del tessuto cerebrale. Dopo un periodo predeterminato di ischemia, il ritiro del filamento consente la riperfusione, simulando un'ischemia cerebrale transitoria. Dopo l'insorgenza dell'ictus, la variabile di esito primaria utilizzata nella ricerca è il più delle volte il volume della lesione infartuata, che può essere misurato utilizzando l'istologia ex vivo o le scansioni cerebrali in vivo. Le sfide nei modelli MCAO ruotano attorno alla bassa riproducibilità attribuita a varianze intervarianti, interoperatori e intersoggetti, con quest'ultima che pone una limitazione significativa nella ricerca preclinica sull'ictus⁴.

Inoltre, le regioni infartuate che seguono MCAO nei roditori sono massicce rispetto alle dimensioni del cervello del roditore. Inoltre, le regioni posteriori del cervello dell'ippocampo vengono spesso reclutate nel volume dell'infarto, nonostante tali regioni dipendano principalmente dal flusso sanguigno dall'arteria cerebrale posteriore (PCA) e non dall'MCA⁸. Come in entrambi i metodi di Koizumi e Longa descritti in letteratura, il CCA viene mantenuto legato durante il periodo di ischemia a causa dell'incompleta pervietà del circolo di Willis nei topi, portando all'induzione dell'ischemia in una regione molto più ampia del previsto ^5,6,9. Anche nei metodi in cui il CCA viene riaperto o riparato dopo il periodo di ischemia, i consueti 30-60 minuti di ischemia provocano un danno tissutale irreversibile nelle regioni non MCA¹⁰. Inoltre, contrariamente alle aspettative, ricerche precedenti hanno dimostrato che la lunghezza del rivestimento di silicone di un filamento non ha alcun impatto sulla dimensione della lesione¹¹. Tuttavia, la scelta della lunghezza del rivestimento in silicone del filamento è stata affrontata esclusivamente nei modelli con CCA legato durante il periodo di occlusione.

L'obiettivo di questo metodo era quello di modificare il metodo Longa MCAO nei topi per consentire il flusso sanguigno ininterrotto dal CCA durante il periodo di ischemia, aumentando così la selettività di MCAO, oltre a garantire la completa riperfusione della regione infartuata dopo la procedura. Queste modifiche sarebbero di grande beneficio per gli studi longitudinali che ricercano il danno da ischemia-riperfusione nei topi, abbassando il tasso di mortalità e riducendo la varianza intersoggetto.

Protocollo

Tutte le procedure e le procedure di gestione degli animali sono state approvate dal Comitato etico per le licenze della Scuola di medicina dell'Università di Zagabria e dal Comitato etico per la protezione degli animali utilizzati per scopi scientifici del Ministero dell'Agricoltura della Repubblica di Croazia. Le procedure sperimentali sono state condotte secondo la legge croata sulla protezione degli animali (NN 102/17, 32/19), le modifiche alla legge sulla protezione degli animali (NN 37/13) e le linee guida sulla protezione degli animali utilizzati a fini scientifici (NN 55/13) che sono in linea con la Guida europea per la cura e l'uso degli animali da laboratorio (direttiva 2010/63/UE).

1. Preparazione dell'animale e del sito chirurgico

1. Posizionare l'animale in una scatola knock-out e indurre l'anestesia utilizzando il 5% in volume di isoflurano in una miscela di ossigeno/azoto (rapporto 1:2).
2. Dopo aver ispezionato visivamente lo stato di coscienza e la frequenza respiratoria dell'animale, portarlo su una bilancia da laboratorio e pesarlo.
3. Controllare il riflesso pizzicando la pelle interdigitale di un arto inferiore per garantire una corretta profondità dell'anestesia.
4. Posizionare l'animale sul tavolo operatorio riscaldato e portare il naso nella maschera per anestesia. Impostare la temperatura iniziale del tavolo operatorio a 36 °C e regolarla per mantenere la temperatura corporea dell'animale a 37 °C (misurata tramite una sonda rettale introdotta nei passaggi successivi). Durante tutte le fasi successive, regolare la frazione di volume dell'isoflurano per mantenere la frequenza respiratoria dell'animale a 100 respiri/min.
   NOTA: Tutte le superfici e i materiali a diretto contatto con l'animale devono essere disinfettati accuratamente prima della procedura.
5. Applicare un unguento per gli occhi sugli occhi dell'animale per proteggerli dalla disidratazione e dal gas isoflurano.
6. Gira l'animale sulla schiena e allunga il collo posizionando sotto di esso un piccolo cuscino fatto di nastro chirurgico.
7. Fissare gli arti dell'animale in posizione utilizzando del nastro chirurgico. Fare attenzione a non estendere troppo gli arti anteriori per non causare inavvertitamente la lussazione dell'articolazione della spalla.
8. Lubrificare la sonda rettale con vaselina e inserirla nel retto per la misurazione continua della temperatura corporea. Fissare la sonda in posizione insieme alla coda utilizzando del nastro chirurgico.
9. Applicare un'iniezione preoperatoria di soluzione fisiologica e buprenorfina (0,5 mg/kg) per via intraperitoneale per mantenere l'animale ben idratato e sotto analgesia durante la procedura.
10. Radere il pelo dell'animale nella regione del collo utilizzando un tosatrice per animali senza fili. Raccogli tutta la pelliccia rasata usando pezzi di nastro chirurgico. Inoltre, radere la regione con un rasoio per renderla completamente priva di pelo.
11. Scegli un filamento MCAO in base al peso e/o all'età dell'animale misurato. Tiratelo fuori dal suo contenitore e mettetelo in una capsula di Petri in un luogo visibile. Metti una goccia di soluzione salina sulla parte in silicone del filamento per mantenerlo pulito e privo di polvere.
    NOTA: Lo spessore del rivestimento in silicone del filamento deve essere scelto in base alle raccomandazioni ufficiali del produttore nel caso di un topo di 12-16 settimane. Inoltre, la lunghezza del rivestimento in silicone deve essere attentamente pianificata in anticipo, a seconda delle dimensioni dell'area di irrigazione che deve essere occlusa (vedi Discussione).
12. Posizionare un telo chirurgico pulito sul tavolo operatorio.
13. Applicare una goccia di Betadine sulla pelle rasata dell'animale. Usa un batuffolo di cotone per strofinare il disinfettante sulla pelle in modo circolare dall'interno verso l'esterno. Successivamente, fai lo stesso con un batuffolo di cotone imbevuto di etanolo. Ripeti questo passaggio 3 volte con un paio di batuffoli di cotone sterili freschi per ogni ripetizione.
14. Applicare una piccola quantità di gel di lidocaina sulla regione disinfettata del futuro sito di incisione per l'analgesia locale della ferita.

2. Chirurgia di induzione dell'ischemia

1. Praticare una prima incisione sulla pelle disinfettata utilizzando un bisturi. Mantenere al minimo il numero di colpi di incisione cutanea per facilitare la guarigione della ferita chirurgica.
   NOTA: Tutti gli strumenti devono essere stati precedentemente sterilizzati. Il lettore dovrebbe fare riferimento alle loro linee guida istituzionali per l'uso di guanti sterili o chirurgici.
2. Utilizzando una pinza di tipo 7 e 5, strappare la fascia superficiale e staccare le ghiandole salivari dal tessuto sottostante.
   NOTA: Avanzare sempre con la pinza chiusa ed estenderla mentre ci si allontana per spingere via il tessuto. In questo modo, gli spazi anatomici possono essere attraversati con un trauma tissutale minimo.
3. Posizionare l'avvolgicavo nella sua posizione iniziale assicurandosi che le pressacavi salivari non interferiscano con i passaggi successivi.
4. Rimuovere la fascia profonda del collo utilizzando una pinza di tipo 7 e staccare i muscoli sternocleidomastoideo dalla regione carotide per riposizionare il divaricatore.
5. Riposizionare il divaricatore in modo che raggiunga i muscoli sternocleidomastoidei per consentire l'accesso alla regione carotidea.
6. Resecare il muscolo omoioideo per consentire una visione chiara e un approccio più facile alla regione carotidea.
7. Libera l'arteria carotide e i suoi rami dalla vena carotide e dal nervo vago, che sono tenuti insieme nella fascia carotidea.
   NOTA: Questa fascia deve essere rimossa con cura per evitare di ferire il nervo vago o causare sanguinamenti significativi.
   1. Pizzica la fascia carotidea sul lato laterale della triade carotidea e tirala delicatamente lateralmente per identificare visivamente l'arteria, il nervo, la vena e tutti i rami dei vasi sanguigni circostanti.
   2. Mentre si tira lateralmente la fascia, utilizzando una pinza di tipo 5, separare il CCA dal nervo e dalla vena adiacenti fino al punto di ramificazione e alla vena tiroidea superiore, che attraversa il CCA.
   3. Staccare completamente la parte inferiore del CCA dal tessuto sottostante e dalla fascia, utilizzando una pinza curva di tipo 7, assicurandosi che sia pronta per il serraggio nei passaggi successivi.
   4. Procedendo cranialmente nella regione al di sopra del punto di ramificazione CCA, strappare la fascia carotide usando due pinze.
   5. Allo stesso modo, tirare l'estremità libera della fascia carotidea medialmente e lateralmente per staccare con precisione l'ECA e l'arteria carotide interna (ICA) rispettivamente dalla fascia e dal tessuto circostante.
   6. Liberare l'ECA e l'ICA dal tessuto sottostante utilizzando una pinza curva di tipo 7.
8. Con il CCA accuratamente preparato con i suoi due rispettivi rami, sollevare l'ECA utilizzando una pinza curva di tipo 7 e bloccarla con una pinza a chiusura automatica di tipo N0.
9. Abbassare con cautela la pinza a chiusura automatica di tipo N0 sul tavolo operatorio.
   NOTA: Per riposizionare il punto di serraggio dell'ECA, a volte è necessario rilasciare leggermente l'impugnatura e spingere caudalmente il punto di diramazione dell'ECA. A questo punto, è importante assicurarsi che rimanga più di 1 mm di ECA tra il bloccaggio ECA e il punto di diramazione.
10. Con l'ECA bloccato e tenuto saldamente con una pinzetta di tipo N0, introdurre due fili di seta intrecciati dietro l'ECA.
    NOTA: Il filo cranico costituirà il nodo di legatura e deve essere posizionato cranialmente dal sito di serraggio.
11. Lega completamente il filo cranico, poiché è permanente, e taglia via il filo in eccesso usando le forbici.
12. Legare il filo caudale in un nodo di sicurezza allentato.
    NOTA: Deve essere posizionato vicino al punto di diramazione ECA e tenuto libero per il passaggio del filamento MCAO.
13. Utilizzando microclip vascolari, bloccare il CCA e l'ICA per evitare sanguinamenti dopo l'arteriotomia.
    NOTA: È fondamentale assicurarsi che la microclip applicata al CCA abbia una presa sufficientemente forte poiché il CCA è un'arteria pulsante ad alto rendimento e la mancata osservanza di questa precauzione può provocare un'abbondante emorragia e la morte dell'animale nelle fasi successive.
14. Usando le forbici a micro-molla, esegui una piccola arteriotomia proprio sotto il sito di clampaggio dell'ECA.
    NOTA: L'arteriotomia deve essere abbastanza grande da consentire l'ingresso della parte in silicone del filamento, ma non più grande della metà della circonferenza ECA per non compromettere la tensione mantenuta dalla pinza di tipo N0.
15. Con un angolo corrispondente a quello dell'ECA, inserire il filamento nel sito dell'arteriotomia in direzione prossimale al CCA, passando attraverso il nodo di sicurezza allentato nel sito di ramificazione dell'ECA e infilandosi nel lume del CCA con il filamento.
16. Stringere il nodo di sicurezza attorno alla parte in silicone del filamento.
    NOTA: A questo punto è necessaria molta attenzione poiché il filamento tende a scivolare fuori dall'ECA a metà dell'ultima manovra e rimetterlo in quel punto è molto difficile.
17. Aprire con cautela la micro clip ICA e rimuoverla.
18. Con il filamento parzialmente inserito nell'ECA e fissato, eseguire un'arteriotomia completa liberando così il moncone ECA con il filamento MCAO all'interno. A questo punto sganciare la pinza a chiusura automatica di tipo N0 e rimuoverla.
19. Con un set di pinzette di tipo 5, pizzicare con decisione il moncone ECA e sollevarlo leggermente. Tenendo il filamento parzialmente inserito con un'altra pinza, abbassare e tirare delicatamente il moncone ECA per orientare l'estremità interna del filamento verso l'ICA. Non pizzicare mai la parte in silicone del filamento.
20. Con la pinza che tiene il filamento, fai avanzare lentamente il filamento attraverso l'ICA verso il cerchio di Wills.
    NOTA: Il primo punto di diramazione dell'ICA è anche l'unico in cui l'operatore può perdere il punto di diramazione MCA desiderato. Pertanto, è necessario un leggero angolo laterale di avanzamento per guidare il filamento verso il punto di ramificazione MCA. Con il leggero angolo laterale di avanzamento, il filamento si curva lontano dall'arteria pterigopalatina (PPA) e rende più probabile che l'estremità che avanza entri nel cerchio di Willis (Figura 1).

Figura 1: Un'illustrazione dell'avanzamento del filamento di occlusione dell'arteria cerebrale media oltre il punto di ramificazione dell'arteria pterigopalatina. Il corretto avanzamento del filamento (a sinistra) si ottiene orientando il filamento MCAO in modo tale che si arretra contro la parete laterale dell'ICA e si curva lontano dal punto di ramificazione del PPA. In caso contrario (a destra) il filamento può entrare nel PPA e non causare ictus. In quest'ultimo caso, il filamento non sarà in grado di avanzare quanto dovrebbe e il chirurgo dovrebbe ritirare il filamento fino a quando la sua estremità non diventa visibile nel punto di ramificazione ICA e ricominciare ad avanzare il filamento. Le arterie di colore verde rappresentano le arterie comunicanti posteriori (PcomA), per lo più non pervie nei topi. Creato con BioRender.com. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

21. Far avanzare lentamente il filamento MCAO attraverso il cerchio di Willis fino a quando non si avverte un improvviso aumento della resistenza.
    NOTA: A questo punto, è importante osservare la lunghezza residua del filamento. Il filamento dovrebbe procedere senza sforzo ad almeno 7 mm dal punto di ramificazione ICA in un topo adulto.
22. Stringere il nodo di sicurezza per assicurarsi che il filamento non venga spostato durante l'ischemia.
23. Rimuovere la clip CCA e prendere nota dell'ora.
    NOTA: Questo segna l'inizio dell'insorgenza dell'ischemia.
24. Impacchetta l'estremità libera del filamento MCAO nella scanalatura tra il triangolo carotideo e il muscolo sternocleidomastoideo omolaterale in modo che non sporga dalla ferita chirurgica.
25. Rimuovere il divaricatore e avvicinare i bordi della ferita chirurgica l'uno all'altro. Lasciare che il sito chirurgico si stabilizzi per alcuni secondi affinché il tessuto torni nella sua posizione anatomica.
26. Chiudere la ferita chirurgica utilizzando chiusure a nastro adesivo per facilitare una riapertura più rapida della ferita dopo il periodo di ischemia.
    NOTA: Se un ricercatore desidera lasciare che l'animale si svegli durante il periodo di ischemia, si consiglia di suturare la ferita per evitare la riapertura prematura della ferita.

3. Periodo di ischemia

1. Convalidare il successo dell'intervento chirurgico utilizzando la risonanza magnetica o un altro metodo di misurazione quantitativa della perfusione.
   NOTA: In caso di esecuzione di una risonanza magnetica, l'imaging pesato in perfusione (PWI) dovrebbe mostrare un'ischemia critica nell'ampia regione MCA e l'imaging pesato in diffusione (DWI) dovrebbe delineare il sito di riduzione del coefficiente di diffusione apparente (ADC) a causa dell'edema cellulare.
2. Metti l'animale in una gabbia pulita fino al termine del periodo di ischemia.

4. Intervento chirurgico di ritiro del filamento

1. Circa 5 minuti prima della scadenza del tempo di ischemia assegnato, posizionare l'animale e fissarlo nuovamente sul tavolo operatorio.
2. Rimuovere le chiusure della ferita del nastro e riaprire la ferita chirurgica con il divaricatore a filo.
3. Liberare l'estremità libera del filamento MCAO dal tessuto circostante e dalle estremità del filo del nodo di fissaggio.
4. Con la pinza di tipo N0, pizzicare e tirare ventralmente il bordo del moncone ECA per metterlo in tensione. Abbassare con cautela la pinza di pizzicamento verso il basso, in modo simile alla prima procedura chirurgica.
   NOTA: L'operatore deve evitare di pizzicare il nodo di sicurezza, in quanto ciò impedirebbe lo scioglimento del nodo.
5. Clamp nuovamente il CCA con una clip microvascolare.
6. Utilizzando una pinza di tipo 5, allentare il nodo di sicurezza per consentire il ritiro del filamento.
   NOTA: Il modo migliore per iniziare ad allentare il nodo è continuare a pizzicarlo fino a quando non si separa in singole parti e quindi spingere le estremità del filo verso il nodo.
7. Ritirare lentamente il filamento MCAO fino a quando la parte in silicone inizia a sporgere dal moncone ECA. Stringere leggermente il nodo di sicurezza per prepararsi al completo ritiro del filamento.
8. Quando si è vicini all'estremità in silicone del filamento, stringere il nodo di sicurezza in modo che spinga fuori il filamento MCAO e chiuda il moncone ECA con un'unica manovra. Stringere completamente il nodo dopo che il filamento è scivolato fuori.
9. Aprire e rimuovere la pinza di pizzicamento insieme alla clip CCA.
   NOTA: Questo segna la fine del periodo di ischemia e l'inizio del processo di riperfusione.
10. Rimuovere il divaricatore e riunire nuovamente i bordi della ferita chirurgica.
11. Sutura la ferita chirurgica partendo dalla periferia, chiudendo completamente la ferita senza che sia visibile alcun tessuto sottostante.
    NOTA: Il numero di suture necessarie dipende dalle dimensioni della ferita chirurgica.
12. Pulire e disinfettare il sito chirurgico utilizzando salviettine imbevute di alcol.

5. Cure post-chirurgiche

1. Metti l'animale in una gabbia pulita e lascialo svegliare spontaneamente dall'anestesia.
2. Posizionare il cibo pellettato sul fondo della gabbia per facilitarne l'accesso. Ammorbidire i pellet di cibo con acqua potabile. Riempi una piccola capsula di Petri con acqua potabile e portala anche sul pavimento della gabbia.
3. Nelle successive 48 ore, iniettare 0,25 mL di soluzione fisiologica con buprenorfina (0,5 mg/kg) ogni 24 ore per via intraperitoneale.

Risultati

Le scansioni MRI intraoperatorie o postoperatorie, in particolare le scansioni di imaging pesato in perfusione (PWI) e/o di imaging pesato in diffusione (DWI) (Figura 2) possono offrire la prova definitiva di una procedura di successo. La PWI intraoperatoria mostra un'ischemia critica nella regione omolaterale dell'MCA, confermando così che il posizionamento del filamento ha portato alla completa occlusione. La PWI postoperatoria di una procedura riuscita m...

Discussione

La MCAO è una procedura molto impegnativa per l'operatore e debilitante per l'animale. Per questo motivo, è della massima importanza per i ricercatori disporre di una procedura operativa standard che riduca al minimo la gravità dell'ictus, riduca il fallimento procedurale e migliori il benessere dell'animale dopo la procedura. Questo protocollo MCAO evidenzia alcuni degli aspetti chiave da considerare quando si esegue questa procedura su un mouse.

La scelt...

Materiali

Name	Company	Catalog Number	Comments
Betadine cutaneous solution 10g/100ml	Alkaloid Skopje	N/A
Braided silk suture	Fine Science Tools	18020-60
Dafilon suture 5/0 DS16	B. Braun	C0936154
Dolokain 20 mg/g gel	Jadran-Galenski Laboratorij	N/A
Dumont #5 forceps	Fine Science Tools	11251-20	2 pieces
Dumont #7 forceps	Fine Science Tools	11271-30
Dumont N0 self-closing forceps	Fine Science Tools	11480-11
Durapore Surgical Tape 1,25cm x 9,1m	3M	7100057169
Durapore Surgical Tape 2,5cm x 9,1m	3M	7100057168
External thermostat	Petnap	1012536
Halsey needle holders	Fine Science Tools	12500-12
Hot bead sterilizer	Fine Science Tools	18000-50
Iris scissors	Fine Science Tools	14060-10
Isoflurane USP	Piramal critical care	N/A
Laser Doppler Monitor	Moor	MOORVMS-LDF2
Metal Pet Heat Pad	Petnap	1012525
Micro Vannas spring scissors	Fine Science Tools	15000-00
Mini-colibri retractor	Fine Science Tools	17000-01
Recugel eye ointment	Bausch&Lomb	N/A
S&T B-1 vessel micro clamp	Fine Science Tools	00396-01	2 pieces
S&T micro clamp applying forceps	Fine Science Tools	00071-14
Schwartz micro serrefines	Fine Science Tools	18052-01
Stemi DV4 Spot stereo microscope	Zeiss	000000-1018-453
Steri-Strip Reinforced Adhesive Skin Closures 3 mm x 75 mm	3M	7100236545
Straight tissue forceps	Fine Science Tools	11023-10
SZX Stand Arm	Olympus	SZ2-STS
Tec III 300 series calibrated vaporizer	Vaporizer Sales and Service inc.	N/A
Universal Stand Type 2	Olympus	SZ2-STU2
VetFlo Six Channel Anesthesia Stand	Kent Scientific	VetFlo-1225	Modified for O2/N2 mixing