Biologia financiamento Source / Número Molecular de choque hemorrágico GM053789

1. Instrumento e Preparação do campo cirúrgico: 1. Preparação instrumento. Todos os procedimentos cirúrgicos são realizados usando técnicas assépticas. Uma almofada cirúrgica azul e vestir campo estéril são utilizados. Todos os materiais e instrumentos são esterilizados antes do uso. 6-0, aplicadores com ponta de algodão, gazes, macho-macho de 3 vias torneiras, e os instrumentos são esterilizados em autoclave. Transdutores, PE-50 e PE-10 tubos são esterilizados por óxido de etileno. Todas as torneiras de 3 vias, seringas e agulhas estéreis são recebidos. 6-0 é cortado em pedaços de 1 polegada (6 peças / animal) e colocados em sacos de esterilização de pequeno porte. Cotonete aplicadores, praças gaze 4x4, e macho-macho de 3 vias torneiras são colocadas em qualquer pequeno ou médio porte e bolsas de esterilização autoclavado. Nossos instrumentos cirúrgicos são esterilizados em autoclave a cada noite. Eles são lavados após a cirurgia usando sabão antibacteriano e água da torneira. Eles são autorizados a seca em uma almofada cirúrgica limpa azul. Em seguida, são cuidadosamente colocadas em uma bolsa de esterilização e esterilizado para uso no dia seguinte. Desde os transdutores e tubos têm componentes de plástico, eles devem ser esterilizados com gás, ou seja, Óxido de Etileno. PE-10 tubo é cortado em pedaços de 5 polegadas e colocado em uma bolsa de esterilização de pequeno porte. PE-50 é cortado em tubos de 18 polegadas pedaços e colocados em uma bolsa de esterilização médio. 2. Campo cirúrgico. Para set-up do campo cirúrgico, primeiro, ligar o esterilizador quente talão para garantir que ele atinja a temperatura adequada-300-350 F ° antes de iniciar as cirurgias. Em seguida, avance para as próximas etapas, colocando cirúrgica almofadas azuis para baixo em um álcool limpou bancada. Um pad vai sob o microscópio eo outro vai para a almofada de aquecimento onde a circulação de analisadores BP estão localizados. Coloque um campo estéril de vestir mais dois blocos cirúrgicos azul. Encha uma bandeja de instrumentos de aço inoxidável 03/01 da maneira com álcool a 70%. Use o suficiente EtOH 70% para cobrir todos os instrumentos cirúrgicos. Use um curativo estéril campo separado e colocá-lo ao lado do microscópio. Coloque todos os instrumentos esterilizados, sutura, gaze, e cateteres neste campo estéril. Tenha cuidado ao abrir instrumentos esterilizados e sutura para não contaminá-los por tocá-los. O melhor é usar luvas estéreis quando se faz este procedimento de instalação. 2. Mecânica Set-up e Procedimentos: 1. Cateter Set-up. Para configurar o cateter perna direita murino utilizado para medir pressão arterial, primeiro, coloque luvas estéreis. Então pegue a PE-10 estéril tubo da bolsa autoclavado. Agarre o meio do tubo com o dedo indicador eo polegar deixando cerca de um centímetro entre eles. Estiramento desta seção do tubo um pouco para torná-lo mais fino de diâmetro para ajudar com a inserção do cateter. Após o alongamento do tubo cortado ao meio com uma tesoura esterilizada. O tubo de 5 polegadas deve agora ser dois pedaços de aproximadamente 2 ½ polegadas de comprimento. Certifique-se de bisel o fim esticada. * NÃO ângulo de borda chanfrada demais, pois isso pode aumentar as chances de sair do lúmen picando através da parte inferior da parede do vaso. Inserir uma agulha 30G na extremidade sem corte unstretched da tubulação. Obter uma seringa estéril 1cc e uma torneira de 3 vias. Use uma compressa com álcool para esterilizar a parte superior do frasco 10cc estéril contendo solução salina heparinizada (0,1 ml Heparin/9.9ml Saline). Encha a seringa com 0,6-0.7cc da solução de heparina. Coloque a agulha 30G e cateter para o final do 3-way que está diretamente em frente à final masculina. Preencha a torneira, agulha 30G, e PE-10 tubos com a solução de heparina. Certifique-se que para obter todas as bolhas de ar do sistema. A maneira mais eficaz para remover todas as bolhas de ar é usar a gravidade. Aponte a agulha em direção ao chão, deixando a tubulação para balançar a bancada. Dê o hub agulha um movimento dos dedos e as bolhas vão flutuar para o topo da solução de heparina. Remova a agulha 30G do 3-way e remover as bolhas. Retirar líquido na parte de trás de 3 vias com a seringa 1cc para remover quaisquer bolhas que estão presos no 3-way e recolocar o tubo para o 3-way. Cerca de 1cc da mistura deve permanecer dentro da seringa. O mouse irá receber cerca de 0.05cc desta mistura (como resultado da lavagem do cateter para manter a permeabilidade após a inserção) equivale a cerca de 1U heparina / mouse. Coloque este cateter preenchido no campo esterilizado vestir com os instrumentos cirúrgicos. Para configurar o cateter perna esquerda murino siga o mesmo procedimento como descrito acima, com exceção da torneira de 3 vias. A perna esquerda é usada para desenhar o sangue ea torneira de 3 vias não é necessária. Encha uma outra seringa estéril 1cc com 0,15 0.2cc da mistura salina heparinizada. Ligar a agulha 30G e PE-10 tubing diretamente para a seringa 1cc. Preencha este sistema de cateter perna esquerda com a solução. Remova as bolhas a partir deste sistema, também. Coloque o cateter preenchido no campo esterilizado vestir com os instrumentos esterilizados. 2. Transdutor de Set-up. Ligar um transdutor estéril para o digi-med BPA 400 analisador de acordo com as especificações micro-med. Adaptar uma torneira de 3 vias em ambos os lados do transdutor. Encher uma seringa 10cc com solução de Ringer Lactato (LR) e anexá-lo ao 3-way para o transdutor vai deitado na bancada. Inserir uma agulha 23G em ambas as extremidades do pedaço de precut esterilizado de 18 polegadas PE-50 tubos. Prenda uma extremidade do tubo PE-50 para o 3-way com a seringa de 10cc em anexo. Preencher o 3-way e PE-50 set-up com LR. Certifique-se que para obter todas as bolhas de ar do sistema como descrito na seção anterior. Recolocar o 3-way para o transdutor e encher o nd transdutor e 2 de 3 vias com LR. Por último, coloque o metal macho-macho torneira leur lock-à agulha 23G da tubagem PE-50 para fixação do cateter perna direita murino. * É fundamental que o fluido permanecer no transdutor, quando em operação. * Siga calibração e zero procedimentos de acordo com a Micro-med protocolo. 3. Procedimentos cirúrgicos e Experimental: 1. Procedimentos Cirúrgicos. Começar pela administração de uma injeção intraperitoneal de sódio Pentobarbitol (Nembutol) (70mg/kg @ diluição de 1:10). Este procedimento é realizado, primeiramente, escolher o mouse para cima de sua jaula usando a base (extremidade mais proximal) de sua cauda. Em seguida, coloque o animal em cima da gaiola enquanto ainda segurando sua cauda. Agarrar a nuca do pescoço do mouse com o polegar eo dedo médio de cada lado do mouse logo atrás da patas dianteiras. O dedo indicador é usado para puxar a pele na região da cabeça / pescoço em direção à nuca para imobilizar a cabeça. Cauda do rato é então envolto e realizada entre o dedo mindinho e do dedo anelar enquanto o dedo anelar é pressionado para a região lombar da coluna vertebral do rato. O mouse deve estar dormindo dentro de 5 minutos. Depois o animal é anestesiado lugar-los para a placa de metal cirúrgica em posição supina. A técnica de fita solta loop é usado para imobilizar os animais gravando suas extremidades. A técnica de laço solto implica simplesmente cortar tiras finas de fita e envolver a fita frouxamente em torno de cada um dos membros dianteiros inferior à pata e em torno de cada um dos membros posteriores inferior à pata. A fita é então preso de volta para si e os que sobraram de fita está conectada à placa. Isto permite que as extremidades dos camundongos a assumir uma posição anatômica mais natural. Áreas abdominal e inguinal do animal são, então, raspada usando Oster A5 tamanho clippers 40 blade. A gaze 4x4 é adocicada com betadine e da área cirúrgica é, então, limpou para a esterilidade. Após imobilização e esterilização, um cone de nariz com 1cc de isoflurano é colocado sobre o nariz do mouse por alguns segundos antes de fazer a incisão inicial. O cone do nariz consiste de um tubo cônico 50cc preenchido com gaze. Metade do fundo do tubo é cortado criando um espaço para o nariz do rato para descansar dentro sem contato. A tampa (fundo de um recipiente de armazenamento de tecido) é colocado no final da cônica 50cc para garantir os vapores isoflurano não escapam. Uma vez que o animal respirações começam a diminuir, uma incisão de 4 5 milímetros pequeno é feito na pele paralelo ao músculo oblíquo interna esquerda do abdômen e do músculo abdominal transverso esquerdo. Dissecção da veia femoral e da artéria segue. Certifique-se de não danificar os músculos que rodeiam ou nervos toque. Para começar essa dissecação, separar o tecido adiposo dos músculos oblíquos e transverso abdominal, agarrando o tecido adiposo com o dumonts na conexão abdominal. Puxe o tecido de distância da parede muscular. Então, blunt dissecar ao longo dos músculos abdominal provocando longe fáscia e tecido adiposo com o outro par de dumonts. Logo abaixo deste tecido adiposo mentira a veia femoral e da artéria junto com o nervo femoral. * Cuidado para não danificar o vasto intermédio, medial e lateral do músculo do quadríceps femoral ou o reto femoral. Não há realmente nenhuma necessidade de pegar ou mesmo tocar esses músculos. * Não toque o nervo femoral Dissecar o nervo fora, agarrando o tecido adiposo que se encontra ao lado dele. Puxe este tecido lateralmente da veia e artéria eo nervo seguirá como está incorporado neste tecido. Como o nervo é puxado lateralmente, blunt dissecar o fascia, colocando o dumonts, apontam para baixo, contra a artéria e abertura e fechamento delas. Os vasos são muito superficiais para ter certeza de nãoescavar os músculos subjacentes. Após o nervo é separado, use o dumonts para separar a fáscia segurando os vasos para os músculos. Manter o dumonts fechada e desliza o dorsal dumonts aos vasos. Como a ponta do dumonts aparece do outro lado da veia, abri-los para blunt dissecar a fáscia. Manter o dorsal dumonts ao navio e pegue a primeira sutura. Coloque a sutura no dumonts e puxe o fio para trás através da abertura feita entre os vasos e os músculos subjacentes. Novamente, não há necessidade de qualquer dano muscular circundante. Coloque um total de 3, 6-0 ao redor da veia e artéria. Sutura 1 é o mais proximal para os músculos abdominais. Dê um nó, mas deixá-lo solto e hemostat-lo. A borda côncava da hemostat deve descansar na cavidade abdominal do animal. Sutura 2 é o mais distal no local. Esta sutura pode ser amarrado imediatamente ligadura dos vasos e hemostated, mais uma vez o lado côncavo para baixo. As suturas proximal e distal são usados ​​para puxar as embarcações taut (para evitar a perda de sangue) e levantá-los um pouco para ajudar na inserção do cateter. Sutura 3 é uma sutura de suporte do cateter. Coloque este sutura entre as suturas proximal e distal. Dê um nó frouxo que vai ser usado para proteger o cateter dentro do vaso após a inserção. Após as suturas são seguras, identificar a artéria da parede do vaso de espessura. É muito branco. Fazer uma pequena incisão na parte superior da artéria usando o microtesoura. Faça um buraco perto da sutura distal para que haja uma ampla quantidade de artéria para a inserção do cateter inicial. Use o dumonts para abrir o buraco, colocando um fim do dumonts no lúmen do vaso arterial e fechá-los sobre a parede do vaso. Certifique-se a sutura proximal do meio é para o buraco arterial para que possa ser usada para manter o cateter no lugar após a inserção inicial. Enquanto segura a parede arterial empurrar o cateter no lúmen enquanto puxa a embarcação durante o cateter. Levemente amarrar a sutura de suporte do meio para manter o cateter no local. Solte o hemostat proximal. Esta versão vai soltar a sutura proximal e reabrir a sutura ao redor dos vasos. Neste ponto, a pressão arterial deve empurrar o sangue de volta para o cateter. Sangue pulsando deve ser visível no cateter. Manter os vasos ao redor do cateter com um dumont e usar as outras para empurrar o cateter dentro do vaso cerca de 4-5mm. Segurando o navio ao redor do cateter ajuda a prevenir a ruptura da artéria. A ponta do cateter deve descansar logo abaixo da musculatura abdominal oblíquo interno e transverso. Para a prevenção de coágulos sanguíneos na linha arterial, retirada de sangue no cateter e empurrá-lo de volta para o mouse várias vezes para infundir líquidos heparinizado. Repita este procedimento para a outra perna para canulação da artéria femoral bilateral. Gancho do animal até o monitor de parâmetros fisiológicos, ou seja, o analisador de BPA-400 e lave as linhas arterial. Coloque 1 ou 2 gotas de solução salina estéril para a abertura cirúrgica para manter a umidade do tecido circundante. Certifique-se de manter esta área saturada durante todo o procedimento. Coloque um campo estéril curativo sobre o animal durante todo o procedimento para ajudar a manter a esterilidade. Coloque instrumentos cirúrgicos em álcool 70% e limpe-os com gaze estéril. Colocá-los para dentro do esterilizador quente talão de ~ 20 segundos para esterilização entre os animais. Remover os instrumentos cirúrgicos e pulverizá-los com álcool 70% para ajudá-los a se refrescar. Coloque-os sobre o bloco estéril. Certifique-se que não há álcool deixou sobre os instrumentos que vai pingar de volta para os animais que vem. 2. Choque hemorrágico. Mais de um 15min. prazo, cerca de 1 / 2 do volume do rato o sangue é retirado atingir uma pressão arterial média de 28-32mm Hg. * Para um mouse de 25 27g o volume inicial de sangue retirado para alcançar a pressão desejada é de aproximadamente 0.6cc Este procedimento é um método de pressão fixos em oposição a um volume fixo. Esses procedimentos podem, no entanto, ser seguido tanto para pressão fixa e hemorragia volume fixo. Apesar de ser constantemente monitorado, o animal irá permanecer em estado de choque hemorrágico de 1,5 3 horas. Como o animal tenta compensar e da pressão arterial média começa a subir novamente ligeiramente (visível através do analisador de BP / HR) retirar mais sangue para alcançar a pressão desejada. Embora os suplementos (0.05cc IP Nembutol) são raramente necessárias durante o processo de HS, da respiração animal, movimento bigode, testes de reflexo, e os de leitura digital, BP / HR irá ajudar a determinar quando um animal precisa de um suplemento da anestesia. Animais são mantidos sob a lâmpada e uma almofada de aquecimento circulando para ajudar a manter uma temperatura de 36-37 ° C através do procedimento de choque hemorrágico. Temperatura é verificado através de uma sonda retal. 3. Ressuscitação. Após o tempo de choque Elapses, o animal é ressuscitado (R) com Lactato de Ringer (LR) solução a um volume fixo de 3x o volume de sangue de cada animal derramado. O volume LR é administrado através de um conjunto de bomba de seringa para dispensar, a uma taxa constante, o volume de mais de um 15min. intervalo. Remover o cateter e ligadura dos vasos usando os 3 suturas. Puxe o cateter apenas após a sutura proximal e gravata desta sutura completamente desligado. Isso vai evitar qualquer perda de sangue. Fluxo colateral impede a membros posteriores de se tornar isquêmico. 4. Pós Rescitation. Após R ambas as aberturas dos membros posteriores são costurados até usando sutura estéril PDSII 4-0. A fita de laço solto é removido e os animais são colocados em uma gaiola limpa, que é mantido em uma almofada de aquecimento circulando para recuperação de várias horas após. Analgésico deve ser administrado como os animais começam a acordar da anestesia para gerir adequadamente a dor. Buprenorfina (0.1mg/Kg) é injetado por via subcutânea, os animais começam a atividade física, mas não antes, de modo a não comprometer a função respiratória. Utilização da monitorização agressiva pós-operatório conforme garantido pelo IACUC protocolo aprovado, os comportamentos individuais dos animais, e as actuais condições médica é recomendada. 4. Segredos para o sucesso: <ol><li> Ao dissecar os vasos, não se esqueça de tocar o Nervo Femoral </li><li> Cuidado para não danificar o reto femoral, reto lateral, e os músculos vasto medial. Não há realmente nenhuma necessidade de pegar ou mesmo tocar esses músculos. </li><li> Não faça o ângulo do chanfro do cateter muito afiada como isso vai levar ao cateter sair do lúmen e hemorragia descontrolada </li><li> Certifique-se de fazer o esforço extra para permanecer tão estéril quanto possível. </li><li> Certifique-se que não há bolhas de ar em qualquer um dos sistemas de cateter ou transdutor. </li><li> Certifique-se de ter fluido LR em transdutor enquanto ele estiver em operação. A funcionar a seco pode danificar o seu sistema de PA. </li><li> Fazer o buraco arterial de pequeno porte. </li><li> Fazer o buraco arterial ao nível da sutura distal. </li><li> Empurre cateter, ao mesmo tempo puxando navio sobre ele para inserção de cateter para evitar que rasga a artéria. </li><li> Certifique-se de manter as aberturas cirúrgicas nas pernas saturada com solução salina estéril para evitar dano tecidual descontrolado ou perda de líquido. </li><li> Paciência e delicadeza são críticos. </li><li> Preste muita atenção para a fisiologia do animal durante o experimento. </li></ol> 5. Preocupações pós operativo: <ol><li> Verificar se há isquemia na perna. Embora o fluxo colateral deve evitar isso. </li><li> Animal pode ter problemas ao usar membros posteriores como resultado da manipulação cirúrgica e inflamação associadas. Controlar a dor de forma adequada. </li><li> Tocar e, posteriormente, danificando o nervo pode levar à incapacidade do animal de mobilização. </li></ol>

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H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Trauam-+Hemorrhage+induces+depressed+splenic+dendritic+cell+function+in+mice.">Trauam- Hemorrhage induces depressed splenic dendritic cell function in mice.</a> J of Immunology. 177, 4514-4520 (2006).</li><li>Lenz, A., Franklin, G. A., Cheadle, W. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Systemic+inflammation+after+trauma.">Systemic inflammation after trauma.</a> Injury, Int. J. Care Injured. 38, 1336-1345 (2007).</li><li>Frei, R., Steinle, J., Birchler, T., Loeliger, S., Roduit, C., Steinhoff, D., Seibl, R., Buchner, K., Seger, R., Reith, W., Lauener, R. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=MHC+class+II+molecules+enhance+Toll-like+receptor+mediated+innate+immune+responses.">MHC class II molecules enhance Toll-like receptor mediated innate immune responses.</a> PloS One. 5, 8808-8808 (2010).</li><li>Matsutani, T., Anantha Samy, T. S., Kang, S. C., Bland, K. I., Chaudry, I. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+genetic+background+influences+severity+of+immune+responses+following+trauma-hemorrhage.">Mouse genetic background influences severity of immune responses following trauma-hemorrhage.</a> Cytokine. 30, 168-176 (2004).</li><li>Prince, J. M., Levy, R. M., Bartels, J., Baratt, A., Kane, J. M., Lagoa, C., Rubin, J., Day, J., Wei, J., Fink, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+silico+and+in+vivo+approach+to+elucidate+the+inflammatory+complexity+of+CD14-deficient+mice.">In silico and in vivo approach to elucidate the inflammatory complexity of CD14-deficient mice.</a> Mol Med. 12, 88-96 (2006).</li><li>Kobbe, P., Stoffels, B., Schmidt, J., Tsukamoto, T., Gutkin, D. W., Bauer, A. J., Pape, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=IL-10+deficiency+augments+acute+lung+but+not+liver+injury+in+hemorrhagic+shock.">IL-10 deficiency augments acute lung but not liver injury in hemorrhagic shock.</a> Cytokine. 45, 26-31 (2009).</li><li>Prince, J. M., Ming, M. J., Levy, R. M., Liu, S., Pinsky, D. J., Vodovotz, Y., Billiar, T. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Early+Growth+Response+1+mediates+the+systemic+and+hepatic+inflammatory+response+initiated+by+hemorrhagic+shock.">Early Growth Response 1 mediates the systemic and hepatic inflammatory response initiated by hemorrhagic shock.</a> Shock. 27, 157-164 (2007).</li><li>Matsutani, T., Samy, A. n. a. n. t. h. a., Kang, T. S., Bland, S. -. C., Chaudry, K. I., H, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+genetic+background+influences+severity+of+immune+responses+following+trauma-hemorrhage.">Mouse genetic background influences severity of immune responses following trauma-hemorrhage.</a> Cytokine. 30, 168-176 (2005).</li><li>Rushing, G. D., Britt, L. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reperfusion+injury+after+hemorrhage:+a+collective+review.">Reperfusion injury after hemorrhage: a collective review.</a> Ann Surg. 247, 929-937 (2008).</li><li>Makley, A. T., Goodman, M. D., Friend, L. W., Bailey, S. R., Lentsch, A. B., Pritts, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Damage+control+resuscitation+with+fresh+blood+products+attenuates+the+systemic+inflammatory+response+following+hemorrhagic+shock.">Damage control resuscitation with fresh blood products attenuates the systemic inflammatory response following hemorrhagic shock.</a> J Surg Res. 158, 423-423 (2010).</li><li>Stansbury, L. G., Dutton, R. P., Stein, D. M., Bochicchio, G. V., Scalea, T. M., Hess, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Controversy+in+trauma+resuscitation:+do+ratios+of+plasma+to+red+blood+cells+matter?.">Controversy in trauma resuscitation: do ratios of plasma to red blood cells matter?.</a> Transfus Med Rev. 23, 255-265 (2009).</li><li>Gao, J., Zhao, W. X., Xue, F. S., Zhou, L. J., Yu, Y. H., Zhou, H. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+different+resuscitation+fluids+on+acute+lung+injury+in+a+rat+model+of+uncontrolled+hemorrhagic+shock+and+infection.">Effects of different resuscitation fluids on acute lung injury in a rat model of uncontrolled hemorrhagic shock and infection.</a> J Trauma. 6, 1213-1219 (2009).</li><li>Maier, S., Holz-Holzl, C., Pajk, W., Ulmer, H., Hengl, C., Dunser, M., Haas, T., Velik-Salchner, C., Fries, D., Greiner, A., Hasibeder, W., Knotzer, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microcirculatory+parameters+after+isotonic+and+hypertonic+colloidal+fluid+resuscitation+in+acute+hemorrhagic+shock.">Microcirculatory parameters after isotonic and hypertonic colloidal fluid resuscitation in acute hemorrhagic shock.</a> J Trauma. 66, 33-45 (2009).</li><li>Stahel, P. F., Smith, W. R., Moore, E. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Current+trends+in+resuscitation+strategy+for+the+multiply+injured+patient.">Current trends in resuscitation strategy for the multiply injured patient.</a> Injury. 40, 27-35 (2009).</li><li>Dar, D. E., Soustiel, J. F., Zaaroor, M., Em, B., L, A., Shapira, Y., Semenikhina, L., Solopov, A., Krausz, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Moderate+lactated+ringer's+resuscitation+yields+best+neurological+outcome+in+controlled+hemorrhagic+shock+combined+with+brain+injury+in+rats.">Moderate lactated ringer's resuscitation yields best neurological outcome in controlled hemorrhagic shock combined with brain injury in rats.</a> Shock. , (2009).</li><li>Moon, P. F., Hollyfield-Gilbert, M. A., Myers, T. L., Uchida, T., Kramer, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fluid+compartment+in+hemorrhaged+rats+after+hyperosmotic+crystalloid+and+hyperoncotic+crystalloid+resuscitation.">Fluid compartment in hemorrhaged rats after hyperosmotic crystalloid and hyperoncotic crystalloid resuscitation.</a> Am J Physiol. 270, F1-F8 (1996).</li><li>Perel, P., Roberts, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Colloids+vs+crystalloids+for+fluid+resuscitation+in+critically+ill+patients.">Colloids vs crystalloids for fluid resuscitation in critically ill patients.</a> Cochrane Database System Rev. 4, CD000567-CD000567 (2007).</li></ol>

Experimentos em animais foram supervisionados e realizados em conformidade com as diretrizes e regulamentos estabelecidos pela Institutional Animal Care e do Comitê Use e realizar pesquisas e Compliance Office, da Universidade de Pittsburgh, um AALAS plenamente credenciado / instituição AALAC. Fontes animais incluem o Jackson Laboratories e Charles Rivers Laboratories. Todos os animais submetidos a garantia de saúde extensivo através de cada fornecedor, bem como a Universidade de Pittsburgh interna do animal programas de monitoramento de saúde. Esta pesquisa é conduzida em conformidade com os princípios do governo dos EUA para o uso de animais vertebrados. O programa está registrado com o USDA, e tem uma carta de garantia com o Gabinete de Serviço de Saúde Pública do Laboratório de Bem-Estar Animal.

<table border="1"><tbody><tr><th> Instrumento </th><th> Fabricante </th><th> Número Catálogo </th></tr><tr><td> Dumonts (SS/45 ° de ângulo de 0.2x0.12mm-ponta, comprimento 13,5 centímetros) </td><td> Multa Ferramentas Ciência </td><td> 11203-25 </td></tr><tr><td> Tesoura cirúrgica (straight-12cm) </td><td> Multa Ferramentas Ciência </td><td> 14068-12 </td></tr><tr><td> Hemostats (curvo-12,5 centímetros) </td><td> Multa Ferramentas Ciência </td><td> 13009-12 </td></tr><tr><td> Microtesoura (primavera oito centímetros tesoura reta) </td><td> Multa Ferramentas Ciência </td><td> 15000-00 </td></tr><tr><td> Fórceps (0,8 milímetros de ponta, 10cm curva) </td><td> Multa Ferramentas Ciência </td><td> 11050-10 </td></tr><tr><td> sutura 6-0 reel </td><td> Multa Ferramentas Ciência </td><td> 18020-60 </td></tr><tr><td> sutura PDSII 4-0 </td><td> Vet Penn </td><td> ETHZ304H </td></tr><tr><td> gaze 4x4 </td><td> podem ser adquiridos por meio de qualquer fornecedor mundial </td><td></td></tr><tr><td> cotonete aplicador </td><td> podem ser adquiridos por meio de qualquer fornecedor mundial </td><td></td></tr><tr><td> Agulha de 30G </td><td> podem ser adquiridos por meio de qualquer fornecedor mundial </td><td></td></tr><tr><td> Agulha de 23G </td><td> podem ser adquiridos por meio de qualquer fornecedor mundial </td><td></td></tr><tr><td> Seringa de 3cc </td><td> podem ser adquiridos por meio de qualquer fornecedor mundial </td><td></td></tr><tr><td> Seringa 5cc </td><td> podem ser adquiridos por meio de qualquer fornecedor mundial </td><td></td></tr><tr><td> Seringa de 10cc </td><td> podem ser adquiridos por meio de qualquer fornecedor mundial </td><td></td></tr><tr><td> Tubo cônico 50cc </td><td> podem ser adquiridos por meio de qualquer fornecedor mundial </td><td></td></tr><tr><td> 1cc agulha da seringa w / 25G </td><td> Fisher Scientific </td><td> 14-826-88 </td></tr><tr><td> Tubo de polietileno de 10 100 `(PE-10) </td><td> Fisher Scientific </td><td> 14-170-12P </td></tr><tr><td> Tubo de polietileno de 50 100 `(PE-50) </td><td> Fisher Scientific </td><td> 14-170-12B </td></tr><tr><td> Torneira de 3 vias </td><td> Fisher Scientific </td><td> NC9779127 </td></tr><tr><td> almofada azul cirúrgica </td><td> Fisher Scientific </td><td> 50-7105 </td></tr><tr><td> Estéril curativos Campo </td><td> Fisher Scientific </td><td> NC9517505 </td></tr><tr><td> rolos de fita 1 &quot; </td><td> Corporate Express </td><td> MMM26001 </td></tr><tr><td> reta lado largo potes boca (usado como tampão para o nariz cone) </td><td> VWR </td><td> 159000-058 </td></tr><tr><td> bandeja de aço inox 8 &quot;x 11&quot; </td><td> VWR </td><td> 62687-049 </td></tr><tr><td> macho-macho bloqueio leur 3 vias </td><td> VWR </td><td> 20068-909 </td></tr><tr><td> esterilização bolsa de 3 &quot;x8&quot; </td><td> VWR </td><td> 24008 </td></tr><tr><td> esterilização bolsa 5 &quot;x10&quot; </td><td> VWR </td><td> 24010 </td></tr><tr><td> Selvagens microscópio M650 ficar w / explosão </td><td> Leica </td><td></td></tr><tr><td> Leica D IC câmera digital / imagem ao vivo </td><td> Leica </td><td></td></tr><tr><td> Digi-Med BPA-400 analisador e integrador de sistemas </td><td> Micro-Med </td><td> SYS-400 </td></tr><tr><td> TXD-310 (Digi-Med Transducer) </td><td> Micro-Med </td><td> TXD-300 </td></tr><tr><td> Computador </td><td> Dell </td><td></td></tr><tr><td> Esterilizador instrumento Hot talão </td><td> VWR </td><td> 18000-45 </td></tr><tr><td> Oster A5 clippers w. lâmina de tamanho 40 </td><td> VWR </td><td> 10749-020 </td></tr><tr><td> circulando heating pad 18x26 </td><td> Harvard </td><td> py872-5272 </td></tr><tr><td> rectal termômetro </td><td> Kent Scientific </td><td> RET-3 </td></tr></tbody></table><table border="1"><tbody><tr><th> Reagente </th><th> Concentração </th><th> Fabricante </th><th> Número Catálogo </th></tr><tr><td> Pentobarbital sódico (Solução de sódio Nembutol) </td><td> 70mg/kg </td><td> Ovação </td><td></td></tr><tr><td> Buprenorfina HCl </td><td> 0.1mg/Kg </td><td> Bedford Laboratories </td><td></td></tr><tr><td> Lactato de Ringer Injection 250cc saco IV </td><td> Baxter </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Aerrane (isoflurano) </td><td> 99,9% </td><td> NLS da Saúde Animal </td><td> 105996 </td></tr><tr><td> Heparina sódica </td><td> 1000U </td><td> Abraxis </td><td></td></tr><tr><td> Cloreto de sódio bacteriostático </td><td> 0,9% </td><td> Hospira </td><td></td></tr><tr><td> Álcool etílico </td><td> 70% </td><td> Fármaco-AAPER </td><td></td></tr><tr><td> Triadine iodopovidona (Betadine) </td><td></td><td> Descartáveis ​​tríade </td><td></td></tr></tbody></table>

fixed volume or fixed pressure: a murine model of hemorrhagic shock

É de conhecimento comum que a perda de sangue severa e lesões traumáticas podem levar a uma cascata de eventos prejudiciais sinalização, muitas vezes resultando em mortalidade. 1, 2, 3, 4, 5 Estes eventos de sinalização também pode levar a sepse e / ou disfunção de múltiplos órgãos (MOD ). 6, 7, 8, 9 É fundamental então, para investigar as causas da supressão das funções imunológicas e prejudicial cascatas de sinalização a fim de desenvolver formas mais eficazes para ajudar os pacientes que sofrem de lesões traumáticas. 10 Este choque hemorrágico pressão fixa (HS) procedimento, embora tecnicamente difícil, é um excelente recurso para a investigação destas condições fisiopatológicas. 11, 12, 13 Avanços na avaliação de sistemas biológicos, ou seja, Biologia de Sistemas permitiram que a comunidade científica para entender melhor as complexas redes fisiológicas e padrões de comunicação celular. 14 choque hemorrágico tem provado ser uma ferramenta vital para desvendar esses padrões de comunicação celular como eles se relacionam com a função imunológica. 15, 16, 17, 18 Este procedimento pode ser dominado! Este procedimento também pode ser usado tanto como um volume fixo ou abordagem pressão fixa. Nós adaptamos esta técnica no modelo murino para reforçar a investigação em inata e adaptativa a função imunológica. 19, 20, 21 Devido ao seu pequeno tamanho HS em camundongos apresenta desafios únicos. No entanto, devido às muitas linhagens de camundongos disponíveis, esta espécie representa um recurso sem precedentes para o estudo das respostas biológicas. O modelo HS é um importante modelo para o estudo de padrões de comunicação celular e as respostas dos sistemas tais como sistemas de mediador hormonais e inflamatórias, e os sinais de perigo, ou seja, DAMP e upregulation PAMP, uma vez que provoca reações distintas que diferem de outras formas de choque. 22, 23 , 24, 25 O desenvolvimento de transgênicos cepas murino ea indução de agentes biológicos para inibir a sinalização específica apresentaram oportunidades valiosas para elucidar a nossa compreensão da cima e para baixo regulação da transdução de sinal depois de severa perda de sangue, ou seja, HS e trauma 26, 27 , 28, 29, 30. Existem métodos de reanimação numerosos (R) em associação com HS e trauma. 31, 32, 33, 34 Um método de ressuscitação fixo volume de solução de ringer com lactato apenas (LR), igual a três vezes o volume o sangue derramado, é utilizado neste modelo para estudar mecanismos endógenos, tais como lesões de órgãos remoto e inflamação sistêmica. 35, 36, 38 Este método de ressuscitação é provado ser eficaz na avaliação dos efeitos do trauma e HS 38, 39.

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Fixed Volume or Fixed Pressure: A Murine Model of Hemorrhagic Shock

O modelo de choque hemorrágico tem sido um recurso confiável e reprodutível facilitar a identificação e compreensão de cascatas de sinalização associadas com inflamação e lesão de órgãos-final após o trauma. Este artigo fornece uma descrição passo-a-passo de aspectos cirúrgicos e mecânicas associadas com o procedimento de choque hemorrágico experimental em camundongos.

Volume fixo ou de pressão fixa: um modelo murino de choque hemorrágico

It is common knowledge that severe blood loss and traumatic injury can lead to a cascade of detrimental signaling events often resulting in mortality. 1, ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

24.6K visualizações.  University of Pittsburgh. O modelo de choque hemorrágico tem sido um recurso confiável e reprodutível facilitar a identificação e compreensão de cascatas de sinalização associadas com inflamação e lesão de órgãos-final após o trauma. Este artigo fornece uma descrição passo-a-passo de aspectos cirúrgicos e mecânicas associadas com o procedimento de choque hemorrágico experimental em camundongos.

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Measurement of the Pressure-volume Curve in Mouse Lungs

In recent decades the mouse has become the primary animal model of a variety of lung diseases. In models of emphysema or fibrosis, the essential phenotypic changes are best assessed by measurement of the changes in lung elasticity. To best understand specific mechanisms underlying such pathologies in mice, it is essential to make functional measurements that can reflect the developing pathology. Although there are many ways to measure elasticity, the classical method is that of the total lung pressure-volume (PV) curve done over the whole range of lung volumes. This measurement has been made on adult lungs from nearly all mammalian species dating back almost 100 years, and such PV curves also played a major role in the discovery and understanding of the function of pulmonary surfactant in fetal lung development. Unfortunately, such total PV curves have not been widely reported in the mouse, despite the fact that they can provide useful information on the macroscopic effects of structural changes in the lung. Although partial PV curves measuring just the changes in lung volume are sometimes reported, without a measure of absolute volume, the nonlinear nature of the total PV curve makes these partial ones very difficult to interpret. In the present study, we describe a standardized way to measure the total PV curve. We have then tested the ability of these curves to detect changes in mouse lung structure in two common lung pathologies, emphysema and fibrosis. Results showed significant changes in several variables consistent with expected structural changes with these pathologies. This measurement of the lung PV curve in mice thus provides a straightforward means to monitor the progression of the pathophysiologic changes over time and the potential effect of therapeutic procedures.

Here we present a protocol to simply and reliably measure the lung pressure-volume curve in mice, showing that it is sufficiently sensitive to detect phenotypic parenchymal changes in two common lung pathologies, pulmonary fibrosis and emphysema. This metric provides a means to quantify the lung&#8217;s structural changes with developing pathology.

Medição da curva pressão-volume no mouse Lungs

In recent decades the mouse has become the primary animal model of a variety of lung diseases. In models of emphysema or fibrosis, the essential ...

Medicina

Uncontrolled Hemorrhagic Shock Modeled via Liver Laceration in Mice with Real Time Hemodynamic Monitoring

Uncontrolled hemorrhage is an important cause of preventable deaths among trauma patients. We have developed a murine model of uncontrolled hemorrhage via a liver laceration that results in consistent blood loss, hemodynamic alterations, and survival.
Mice undergo a standardized resection of the left-middle lobe of the liver. They are allowed to bleed without mechanical intervention. Hemostatic agents can be administered as pre-treatment or rescue therapy depending on the interest of the investigator. During the time of hemorrhage, real-time hemodynamic monitoring via a left femoral arterial line is performed. Mice are then sacrificed, blood loss is quantified, blood is collected for further analysis, and organs are harvested for analysis of injury. Experimental design is described to allow for simultaneous testing of multiple animals.
Liver hemorrhage as a model of uncontrolled hemorrhage exists in the literature, primarily in rat and porcine models. Some of these models utilize hemodynamic monitoring or quantify blood loss but lack consistency. The present model incorporates quantification of blood loss, real-time hemodynamic monitoring in a murine model that offers the advantage of using transgenic lines and a high-throughput mechanism to further investigate the pathophysiologic mechanisms in uncontrolled hemorrhage.

Uncontrolled hemorrhage, an important cause of mortality among trauma patients, can be modeled using a standard liver laceration in a murine model. This model results in consistent blood loss, survival, and allows for testing hemostatic agents. This article provides the step-by-step process to perform this valuable model.

Choque hemorrágico não controlado modelado via laceração hepática em ratos com monitorização hemodinâmica em tempo real

Uncontrolled hemorrhage is an important cause of preventable deaths among trauma patients. We have developed a murine model of uncontrolled hemorrhage via ...

Surgical Training for the Implantation of Neocortical Microelectrode Arrays Using a Formaldehyde-fixed Human Cadaver Model

This protocol describes a procedure to assist surgeons in training for the implantation of microelectrode arrays into the neocortex of the human brain. Recent technological progress has enabled the fabrication of microelectrode arrays that allow recording the activity of multiple individual neurons in the neocortex of the human brain. These arrays have the potential to bring unique insight onto the neuronal correlates of cerebral function in health and disease. Furthermore, the identification and decoding of volitional neuronal activity opens the possibility to establish brain-computer interfaces, and thus might help restore lost neurological functions. The implantation of neocortical microelectrode arrays is an invasive procedure requiring a supra-centimetric craniotomy and the exposure of the cortical surface; thus, the procedure must be performed by an adequately trained neurosurgeon. In order to provide an opportunity for surgical training, we designed a procedure based on a human cadaver model. The use of a formaldehyde-fixed human cadaver bypasses the practical, ethical and financial difficulties of surgical practice on animals (especially non-human primates) while preserving the macroscopic structure of the head, skull, meninges and cerebral surface and allowing realistic, operating room-like positioning and instrumentation. Furthermore, the use of a human cadaver is closer to clinical daily practice than any non-human model. The major drawbacks of the cadaveric simulation are the absence of cerebral pulsation and of blood and cerebrospinal fluid circulation. We suggest that a formaldehyde-fixed human cadaver model is an adequate, practical and cost-effective approach to ensure proper surgical training before implanting microelectrode arrays in the living human neocortex.

We designed a procedure in which a formaldehyde-fixed human cadaver is used to assist neurosurgeons in training for the implantation of microelectrode arrays into the neocortex of the human brain.

Treinamento cirúrgico para implantação de microeletrodos Neocortical matrizes usando um modelo de cadáver humano formaldeído-fixo

This protocol describes a procedure to assist surgeons in training for the implantation of microelectrode arrays into the neocortex of the human brain. ...

Complete and Partial Aortic Occlusion for the Treatment of Hemorrhagic Shock in Swine

Hemorrhage remains the leading cause of preventable deaths in trauma. Endovascular management of non-compressible torso hemorrhage has been at the forefront of trauma care in recent years. Since complete aortic occlusion presents serious concerns, the concept of partial aortic occlusion has gained a growing attention. Here, we present a large animal model of hemorrhagic shock to investigate the effects of a novel partial aortic balloon occlusion catheter and compare it with a catheter that works on the principles of complete aortic occlusion. Swine are anesthetized and instrumented in order to conduct controlled fixed-volume hemorrhage, and hemodynamic and physiological parameters are monitored. Following hemorrhage, aortic balloon occlusion catheters are inserted and inflated in the supraceliac aorta for 60 min, during which the animals receive whole-blood resuscitation as 20% of the total blood volume (TBV). Following balloon deflation, the animals are monitored in a critical care setting for 4 h, during which they receive fluid resuscitation and vasopressors as needed. The partial aortic balloon occlusion demonstrated improved distal mean arterial pressures (MAPs) during the balloon inflation, decreased markers of ischemia, and decreased fluid resuscitation and vasopressor use. As swine physiology and homeostatic responses following hemorrhage have been well-documented and are like those in humans, a swine hemorrhagic shock model can be used to test various treatment strategies. In addition to treating hemorrhage, aortic balloon occlusion catheters have become popular for their role in cardiac arrest, cardiac and vascular surgery, and other high-risk elective surgical procedures.

Here, we present a protocol demonstrating a hemorrhagic shock model in swine that uses aortic occlusion as a bridge to definitive care in trauma. This model has application in testing a wide range of surgical and pharmacological therapeutic strategies.

Oclusão da aorta total e parcial para o tratamento do choque hemorrágico em suínos

Hemorrhage remains the leading cause of preventable deaths in trauma. Endovascular management of non-compressible torso hemorrhage has been at the ...

Standardized Hemorrhagic Shock Induction Guided by Cerebral Oximetry and Extended Hemodynamic Monitoring in Pigs

Hemorrhagic shock ranks among the main reasons for severe injury-related death. The loss of circulatory volume and oxygen carriers can lead to an insufficient oxygen supply and irreversible organ failure. The brain exerts only limited compensation capacities and is particularly at high risk of severe hypoxic damage.This article demonstrates the reproducible induction of life-threatening hemorrhagic shock in a porcine model by means of calculated blood withdrawal. We titrate shock induction guided by near-infrared spectroscopy&#160;and extended hemodynamic monitoring to display systemic circulatory failure, as well as cerebral microcirculatory oxygen depletion. In comparison to similar models that primarily focus on predefined removal volumes for shock induction, this approach highlights a titration by means of the resulting failure of macro- and microcirculation.

Hemorrhagic shock is a severe complication in seriously injured patients, which leads to life-threatening oxygen undersupply. We present a standardized method to induce hemorrhagic shock via blood withdrawal in pigs that is guided by hemodynamics and microcirculatory cerebral oxygenation.

Indução de choque hemorrágico padronizado guiada por oximetria cerebral e Monitorização hemodinâmica estendida em suínos

Hemorrhagic shock ranks among the main reasons for severe injury-related death. The loss of circulatory volume and oxygen carriers can lead to an ...

Closed Chest Biventricular Pressure-Volume Loop Recordings with Admittance Catheters in a Porcine Model

Pressure-volume (PV) loop recording enables the state-of-the-art investigation of load-independent variables of ventricular performance. Uni-ventricular evaluation is often performed in preclinical research. However, the right and left ventricles exert functional interdependence due to their parallel and serial connections, encouraging simultaneous evaluation of both ventricles. Furthermore, various pharmacological interventions may affect the ventricles and their preloads and afterloads differently. 
We describe our closed chest approach to admittance-based bi-ventricular PV loop recordings in a porcine model of acute right ventricular (RV) overload. We utilize minimally invasive techniques with all vascular accesses guided by ultrasound. PV catheters are positioned, under fluoroscopic guidance, to avoid thoracotomy in animals, as the closed chest approach maintains the relevant cardiopulmonary physiology. The admittance technology provides real-time PV loop recordings without the need for post-hoc processing. Furthermore, we explain some essential troubleshooting steps during critical timepoints of the presented procedure. 
The presented protocol is a reproducible and physiologically relevant approach to obtain a bi-ventricular cardiac PV loop recording in a large animal model. This can be applied to a large variety of cardiovascular animal research.

Here we present a closed chest approach to admittance-based bi-ventricular pressure-volume loop recordings in pigs with acute right ventricular dysfunction.

Gravações de loop de volume de pressão biventricular fechadas com cateteres de admissão em um modelo suíno

Pressure-volume (PV) loop recording enables the state-of-the-art investigation of load-independent variables of ventricular performance. Uni-ventricular ...

Complete and Partial Resuscitative Endovascular Balloon Occlusion of the Aorta for Hemorrhagic Shock

Resuscitative endovascular balloon occlusion of the aorta (REBOA) devices grew out of a military-civilian partnership to develop new capabilities for hemorrhage control. With the advent of purpose-built devices, REBOA has become increasingly common in civilian trauma and acute care settings. Currently available REBOA catheters were designed as complete aortic occlusion devices. However, the therapeutic window for complete aortic occlusion is time-limited due to ischemia-reperfusion injury. The partial procedure allows blood flow past the level of occlusion while maintaining targeted proximal pressure, which has been shown to reduce distal ischemia and adjunctive resuscitation requirements in preclinical studies with prolonged occlusion times as compared to traditional complete occlusion.
pREBOA-PRO is the first catheter designed to enable partial and complete aortic occlusion and is currently in limited market release at seven Level I trauma centers in North America. This paper will focus on procedural considerations for REBOA, including patient selection criteria and a comparison of complete and partial aortic occlusion in a simulator, along with highlighting critical steps to improve clinical outcomes. Additionally, this paper reviews a contrast-enhanced CT scan from a trauma patient that shows distal perfusion after 2 h of partial aortic occlusion using this newly designed catheter and discusses representative results from the limited market release to highlight the profound effect of technological innovation on outcomes in vascular emergencies.

A commercial catheter was designed to facilitate true partial resuscitative endovascular balloon occlusion of the aorta (REBOA) and address the complications associated with complete aortic occlusion. Initial clinical reports indicate that partial REBOA improves transition to reperfusion, reduction of distal ischemia, and extension of safe occlusion time compared to complete occlusion.

Balão Endovascular Completo e Parcial Ressuscitante Oclusão da Aorta para Choque Hemorrágico

Resuscitative endovascular balloon occlusion of the aorta (REBOA) devices grew out of a military-civilian partnership to develop new capabilities for ...

Description of a Swine Infant Model of Volume-Controlled Hemorrhagic Shock

Hemorrhagic shock is a leading cause of morbidity and mortality in pediatric patients. Interpretation of the clinical indicators validated in adults to guide resuscitation and comparison between different therapies is difficult in children due to the inherent heterogeneity of this population. As a result, compared to adults, appropriate management of pediatric hemorrhagic shock is still not well established. In addition, the scarcity of pediatric patients with hemorrhagic shock precludes the development of clinically relevant studies. For this reason, an experimental pediatric animal model is necessary to study the effects of hemorrhage in children as well as their response to different therapies. We present an infant animal model of volume-controlled hemorrhagic shock in anesthetized young pigs. Hemorrhage is induced by withdrawing a previously calculated blood volume, and the pig is subsequently monitored and resuscitated with different therapies. Here, we describe a precise and highly reproducible model of hemorrhagic shock in immature swine. The model yields hemodynamic data that characterizes compensatory mechanisms that are activated in response to severe hemorrhage.

This article aims to provide researchers with a detailed and accessible guide to set up an infant porcine model of hemorrhagic shock.

Descrição de um modelo de choque hemorrágico controlado por volume em suínos

Hemorrhagic shock is a leading cause of morbidity and mortality in pediatric patients. Interpretation of the clinical indicators validated in adults to ...

Indução de endotoxemia dependente da dose em suínos por infusão de LPS

Lipopolysaccharide Infusion as a Porcine Endotoxemic Shock Model

Sepsis and septic shock are frequently encountered in patients treated in intensive care units (ICUs) and are among the leading causes of death in these patients. It is caused by a dysregulated immune response to an infection. Even with optimized treatment, mortality rates remain high, which makes further insights into the pathophysiology and new treatment options necessary. Lipopolysaccharide (LPS) is a component of the cell membrane of gram-negative bacteria, which are often responsible for infections causing sepsis and septic shock. 
The severity and high mortality of sepsis and septic shock make standardized experimental studies in humans impossible. Thus, an animal model is needed for further studies. The pig is especially well suited for this purpose as it closely resembles humans in anatomy, physiology, and size. 
This protocol provides an experimental model for endotoxemic shock in pigs by LPS infusion. We were able to reliably induce changes frequently observed in septic shock patients, including hemodynamic instability, respiratory failure, and acidosis. This will allow researchers to gain valuable insight into this highly relevant condition and evaluate new therapeutic approaches in an experimental setting.

Autor em destaque: Indução de choque endotoxêmico experimental em suínos para estudo de insuficiência hemodinâmica e respiratória

We provide a protocol for an experimental endotoxemic shock model in pigs by infusion of lipopolysaccharide.

Infusão de lipopolissacarídeo como modelo de choque endotoxêmico suíno

Sepsis and septic shock are frequently encountered in patients treated in intensive care units (ICUs) and are among the leading causes of death in these ...