Fonte di finanziamento / Numero Biologia molecolare dello shock emorragico GM053789

1. Strumento e preparazione del campo chirurgico: 1. Strumento di preparazione. Tutte le procedure chirurgiche sono eseguite utilizzando tecniche asettiche. Un blocco chirurgico blu e spogliatoio campo sterile vengono utilizzati. Tutti i materiali e gli strumenti sono sterilizzati prima dell&#39;uso. 6-0 sutura, applicatori punta del cotone, garza, maschio-maschio 3-way rubinetti, e gli strumenti sono sterilizzati in autoclave. Trasduttori, PE-50, e tubi in PE-10 sono l&#39;ossido di etilene sterilizzati. Tutti i rubinetti a 3 vie, siringhe e aghi sterili vengono ricevuti. 6-0 sutura viene tagliato in pezzi da 1 pollice (6 pezzi / animale) e mettere in sacchetti di sterilizzazione di piccole dimensioni. Cotone punta applicatori, piazze garza 4x4, maschio-maschio e 3-way rubinetti sono messi in due sacchetti di piccole o medie dimensioni e la sterilizzazione in autoclave. I nostri strumenti chirurgici vengono sterilizzati in autoclave ogni sera. Vengono lavate dopo l&#39;intervento chirurgico con sapone antibatterico e acqua del rubinetto. Essi sono autorizzati ad asciugare su una superficie pulita tampone chirurgico blu. Sono poi accuratamente inseriti in un sacchetto di sterilizzazione e sterilizzato per il giorno successivo. Dal momento che i trasduttori e il tubo hanno componenti in plastica, devono essere sterilizzati con gas, ossido di etilene ad esempio. PE-10 tubo viene tagliato in pezzi da 5 pollici e inserito in un sacchetto di sterilizzazione di piccole dimensioni. PE-50 tubo viene tagliato in pezzi da 18 pollici e inserito in un sacchetto di sterilizzazione media. 2. Campo chirurgico. Per configurare il campo chirurgico, in primo luogo, accendere lo sterilizzatore a caldo tallone per assicurarsi che raggiunge la temperatura appropriata-300-350 ° F prima di interventi chirurgici. Poi procedere con i passi successivi mettendo chirurgica pastiglie blu giù su un alcool spazzato da banco. Un pad va sotto il microscopio e l&#39;altro prosegue il termoforo circolazione dove si trovano gli analizzatori di BP. Posizionare un campo sterile medicazione sopra entrambe le pastiglie blu chirurgico. Riempire un vassoio degli strumenti in acciaio inox 1 / 3 del modo con il 70% di alcol. Usare abbastanza 70% EtOH per coprire tutti gli strumenti chirurgici. Utilizzare una medicazione separato campo sterile e posizionarlo accanto al microscopio. Mettere tutti gli strumenti sterili, sutura, garze, cateteri e su questo campo sterile. Fare attenzione quando si aprono strumenti sterili e suturare Per non contaminarli toccandoli. E &#39;meglio usare guanti sterili quando si fa questa procedura di configurazione. 2. Set-up meccanico e procedure: 1. Catetere Set-up. Per configurare il catetere gamba destra murino utilizzato per misurare la pressione arteriosa, in primo luogo, mettere i guanti sterili. Quindi ottenere la sterile PE-10 tubi dal sacchetto in autoclave. Prendete la metà del tubo con dito indice e il pollice lasciando circa un centimetro tra di loro. Tratto questa sezione del tubo solo un po &#39;per renderlo più sottile di diametro per aiutare con l&#39;inserimento del catetere. Dopo lo stretching il tubo tagliato a metà con le forbici sterili. Il 5-pollici tubo dovrebbe ora essere due pezzi di circa 2 ½ pollici di lunghezza. Assicurati di smusso alla fine allungati. * NON angolo il bordo smussato troppo in quanto ciò potrebbe aumentare le possibilità di uscire dal lume colpendo con la parte inferiore della parete del vaso. Inserire un ago 30G nella distenderla fine smussata del tubo. Prendi una siringa sterile 1cc e un rubinetto a 3 vie. Utilizzare un batuffolo imbevuto d&#39;alcol per sterilizzare la parte superiore del flaconcino 10cc sterile contenente la soluzione salina eparinata (0,1 ml Heparin/9.9ml Saline). Riempire la siringa con 0.6-0.7cc della soluzione di eparina. Applicare l&#39;ago 30G e catetere fino alla fine del 3-way che si trova direttamente di fronte al terminale maschio. Riempire il rubinetto, ago 30G, e tubi in PE-10 con la soluzione di eparina. Assicurarsi di avere tutte le bolle d&#39;aria dal sistema. Il modo più efficace per rimuovere tutte le bolle d&#39;aria è quello di utilizzare la gravità. Punto l&#39;ago verso il suolo, mentre lasciando penzolare tubi al banco. Dare il mozzo dell&#39;ago un semplice movimento delle dita e le bolle che galleggiano alla parte superiore della soluzione di eparina. Rimuovere l&#39;ago 30G da 3-way e rimuovere le bolle. Ritirare fluido nel 3-way nella siringa 1cc per rimuovere eventuali bolle che sono intrappolati nel 3-way e riattaccare il tubo alla strada-3. Circa 1cc della miscela deve rimanere nella siringa. Il mouse riceverà circa 0.05cc di questa miscela (a causa del lavaggio del catetere per mantenere la pervietà dopo l&#39;inserimento), pari a circa 1U eparina / mouse. Posto questo catetere completato sul campo sterile vestirsi con gli strumenti chirurgici. Per configurare il catetere gamba sinistra murino seguire la stessa procedura come sopra descritto, con l&#39;eccezione del rubinetto a 3 vie. La gamba sinistra viene utilizzata per disegnare il sangue e il 3-way rubinetto non è necessaria. Riempire un&#39;altra siringa sterile 1cc con 0,15-0.2cc della miscela eparinizzato salina. Collegare l&#39;ago 30G e PE-10 tubing direttamente alla siringa 1cc. Compila questo sistema catetere gamba sinistra con la soluzione. Rimuovere le bolle da questo sistema, anche. Posizionare il catetere completato sul campo sterile vestirsi con gli strumenti sterili. 2. Trasduttore di Set-up. Collegare un trasduttore sterile al digi-med BPA 400 analizzatore secondo le micro-med specifiche. Collegare un rubinetto a 3 vie ad entrambe le estremità del trasduttore. Riempire una siringa da 10 cc con soluzione Ringer lattato (LR) e allegarlo al 3-way in modo che il trasduttore si sdraiarsi sul bancone. Inserire un ago 23G in entrambe le estremità del pezzo di pretagliate presterilizzati 18-pollici tubi PE-50. Collegare un&#39;estremità del tubo PE-50 per il 3-way con la siringa 10cc allegato. Riempire il 3-way e PE-50 set-up con LR. Assicurarsi di avere tutte le bolle d&#39;aria fuori dal sistema, come descritto nella sezione precedente. Ricollegare il 3-way al trasduttore e riempire il trasduttore e 2 ° a 3 vie con LR. Infine, collegare il maschio-maschio in metallo leur-lock rubinetto per l&#39;ago 23G del PE-50 tubi per il collegamento al catetere gamba destra murini. * E &#39;fondamentale che il liquido rimanere nel trasduttore durante il funzionamento. * Seguire la calibrazione e zero le procedure in base alle micro-med protocollo. 3. Procedure chirurgiche e sperimentali: 1. Procedure chirurgiche. Iniziare con la somministrazione di un&#39;iniezione intraperitoneale di sodio Pentobarbitol (Nembutol) (70mg/kg @ diluizione 1:10). Questa procedura è compiuta, in primo luogo, raccogliendo il mouse verso l&#39;alto dalla sua gabbia con la base (alla fine la maggior parte prossimale) della sua coda. Quindi, posto che l&#39;animale in cima alla gabbia, mentre ancora in mano la coda. Afferra la collottola collo del mouse con il pollice e il medio su entrambi i lati del mouse appena dietro le zampe anteriori. Il dito indice è utilizzato per tirare la pelle sulla testa / collo regione indietro verso la collottola per immobilizzare la testa. La coda del topo viene poi avvolto e tenuto tra il mignolo e l&#39;anulare, mentre l&#39;anulare è premuto nella regione lombare della colonna vertebrale del mouse. Il mouse deve essere addormentato entro 5 minuti. Dopo che l&#39;animale è anestetizzato loro posto sulla piastra di metallo chirurgico in posizione supina. Piede libero tecnica nastro ciclo viene usato per immobilizzare gli animali da nastro adesivo loro estremità. La tecnica comporta ciclo perdere semplicemente tagliando sottili strisce di nastro e avvolgere il nastro liberamente attorno a ciascuna delle arti anteriori inferiori alla zampa e attorno a ciascuna delle arti posteriori inferiori alla zampa. Il nastro viene poi bloccato a se stessa e la sinistra su nastro è attaccato alla tavola. Questo consente alle estremità dei topi di assumere una posizione anatomica più naturale. Aree addominale e inguinale dell&#39;animale sono poi rasata con Oster formato A5 tagliatori 40 lama. Una garza 4x4 è cosparso con Betadine e l&#39;area chirurgica viene poi cancellato per la sterilità. Dopo l&#39;immobilizzazione e la sterilizzazione, un cono con 1cc di isofluorano è posta sopra il naso del mouse per alcuni secondi prima di effettuare l&#39;incisione iniziale. Il cono è costituito da un tubo 50cc conica riempita con una garza. La metà della parte inferiore del tubo è tagliato fuori creare uno spazio per il naso del mouse per riposare dentro senza contatto. Un berretto (fondo di un contenitore di stoccaggio dei tessuti) è collocato sull&#39;estremità del cono 50cc a garantire i vapori isoflurano non sfuggono. Una volta respirazione degli animali cominciano a rallentare, un piccolo di 4-5mm incisione è realizzata in pelle parallelo a sinistra muscolo obliquo interno dell&#39;addome sinistro e il muscolo addominale trasversale. La dissezione della vena e dell&#39;arteria femorale segue. Assicurarsi di non danneggiare i muscoli che circondano i nervi o toccare. Per iniziare questa dissezione, separare il tessuto adiposo dai muscoli addominali obliqui e trasversali afferrando il tessuto adiposo con l&#39;Dumonts alla connessione addominale. Tirare questo tessuto dalla parete muscolare. Poi, smussato lungo sezionare i muscoli addominali prendere in giro fuori fascia e del tessuto adiposo mediante l&#39;altra coppia di Dumonts. Proprio sotto questo tessuto adiposo si trovano la vena femorale e l&#39;arteria con il nervo femorale. * Assicurarsi di non danneggiare l&#39;vasto intermedio, mediale e laterale del muscolo quadricipite femorale o il retto femorale. Non c&#39;è davvero bisogno di afferrare o anche toccare questi muscoli. * Non toccare il nervo femorale Sezionare il nervo via afferrando il tessuto adiposo che si trova accanto ad esso. Tirare questo tessuto lateralmente dalla vena e arteria e il nervo seguirà in quanto è integrato in questo tessuto. Poiché il nervo è tirato lateralmente, smussato sezionare la fascia mettendo il Dumonts, il punto verso il basso, contro l&#39;arteria e la loro apertura e chiusura. I vasi sono molto superficiali in modo da essere sicuri di nonscavare nei muscoli sottostanti. Dopo che il nervo è separato, utilizzare il Dumonts per separare la fascia tenendo i vasi per i muscoli. Tenere il Dumonts chiuso e scivola il dorsale Dumonts ai vasi. Come la punta del Dumonts appare sul lato opposto della vena, aprirli per smussare sezionare la fascia. Mantenere la dorsale Dumonts alla nave e prendete la prima sutura. Mettere la sutura nel Dumonts e tirare la sutura posteriore attraverso l&#39;apertura tra i vasi ed i muscoli sottostanti. Anche in questo caso, non c&#39;è bisogno di alcun danno muscolare circostante. Mettere un totale di 3, 6-0 punti di sutura intorno alla vena e arteria. Sutura 1 è il più prossimale ai muscoli addominali. Un nodo, ma lasciarlo libero e hemostat fuori. Il bordo concavo del hemostat deve poggiare sulla cavità addominale dell&#39;animale. Sutura 2 è il più distale in posizione. Questa sutura può essere legato immediatamente legatura dei vasi e hemostated, sempre lato concavo verso il basso. Le suture distali e prossimali sono usati per estrarre i vasi teso (per prevenire la perdita di sangue) e sollevarli un po &#39;di aiuto in inserzione del catetere. Sutura 3 è una sutura supporto catetere. Inserire questo sutura tra le suture distali e prossimali. Un nodo allentato che verrà utilizzato per fissare il catetere all&#39;interno della nave dopo l&#39;inserimento. Dopo le suture sono sicure, identificare l&#39;arteria dalla parete del vaso di spessore. E &#39;molto bianca. Fai una piccola incisione sulla parte superiore dell&#39;arteria con il microscissors. Rendono questo foro vicino alla sutura distale per cui vi è una grande quantità di arteria per l&#39;inserimento del catetere iniziale. Utilizzare il Dumonts per aprire il buco inserendo un&#39;estremità del Dumonts nel lume del vaso arterioso e la chiusura oltre le pareti dei vasi. Assicurarsi che la sutura medio è in prossimità del buco arteriosa in modo che possa essere usato per tenere il catetere in posizione dopo l&#39;inserimento iniziale. Mantenendo la parete arteriosa spingere il catetere nel lume del vaso mentre si tira su il catetere. Leggermente vincolare la sutura mezzo di supporto per tenere il catetere in posizione. Rilasciare il hemostat prossimale. Questa versione avrà un allentamento della sutura prossimale e riaprire la sutura intorno ai vasi. A questo punto, la pressione arteriosa dovrebbe spingere il sangue indietro nel catetere. Il sangue pulsa dovrebbe essere visibile nel catetere. Tenere i vasi intorno al catetere con una Dumont e utilizzare l&#39;altro per spingere il catetere nel vaso circa 4-5mm. Tenendo la nave intorno al catetere aiuta a prevenire la lacerazione dell&#39;arteria. La punta del catetere dovrebbe trovarsi appena sotto i muscoli interni addominale obliquo e trasversale. Per la prevenzione coagulo di sangue nella linea arteriosa, prelevare il sangue nel catetere e spingerlo nuovamente dentro il mouse più volte per infondere liquidi eparinizzato. Ripetere la procedura per l&#39;altra gamba per incannulazione bilaterale dell&#39;arteria femorale. Agganciare l&#39;animale fino al monitoraggio dei parametri fisiologici, cioè il BPA-400 analizzatore e lavare le linee arteriosa. Mettere 1 o 2 gocce di soluzione salina sterile nell&#39;apertura chirurgica per mantenere umido il tessuto circostante. Essere sicuri di mantenere questa area satura tutta la procedura. Posizionare un campo sterile medicazione sopra l&#39;animale durante tutta la procedura per aiutare a mantenere la sterilità. Luogo strumenti chirurgici in 70% di alcol e pulire con garza sterile. Metterli nel tallone per la sterilizzazione a caldo circa 20 secondi per la sterilizzazione tra gli animali. Rimuovere gli strumenti chirurgici e spruzzare con alcool al 70% per aiutarli a rinfrescarsi. Metterli sul tampone sterile. Assicurarsi che non vi è alcuna alcol lasciato sugli strumenti che goccia di nuovo nel prossimo animali. 2. Shock emorragico. Più di un 15min. periodo di tempo, circa 1 / 2 del volume di sangue del mouse viene ritirata assicurare una pressione arteriosa media di 28-32mm Hg. * Per un 25-27g del mouse il volume iniziale di sangue prelevato per ottenere la pressione desiderata è di circa 0.6cc Questa procedura è un metodo di pressione fisse, in alternativa ad un volume fisso. Queste procedure possono tuttavia essere seguito sia per la pressione fissi ed emorragia volume fisso. Pur essendo costantemente monitorati, l&#39;animale rimane in stato di shock emorragico per 1,5-tre ore. Come l&#39;animale cerca di compensare e la pressione arteriosa media comincia a salire di nuovo leggermente (visibile attraverso il BP / AR analizzatore) prelevare più del sangue per ottenere la pressione desiderata. Anche se gli integratori (0.05cc IP Nembutol) sono raramente necessarie durante la procedura di HS, la respirazione animale, il movimento dei baffi, test riflessi, e la BP / AR digitale lettura aiuterà a determinare quando un animale ha bisogno di un supplemento di anestesia. Gli animali vengono tenuti sotto lampada e su una piastra elettrica circolante per aiutare a mantenere una temperatura di 36-37 ° C attraverso la procedura di shock emorragico. La temperatura è controllato tramite una sonda rettale. 3. Rianimazione. Dopo il tempo d&#39;urto Elapses, l&#39;animale è resuscitato (R) con Ringer lattato (LR) la soluzione ad un volume fisso di 3 volte il volume sparso il sangue di ogni animale. Il volume LR viene somministrato tramite una pompa siringa impostata per erogare, a velocità costante, il volume su un 15min. intervallo. Rimuovere il catetere e legare i vasi con i 3 punti di sutura. Tirare il catetere appena oltre la sutura prossimale e cravatta questa sutura completamente spento. Che impediscono qualsiasi perdita di sangue. Flusso collaterale impedisce agli arti posteriori di diventare ischemici. 4. Messaggio Rescitation. Dopo R entrambe le aperture degli arti posteriori sono cuciti usando sterile sutura 4-0 PDSII. Il nastro allentato ciclo viene rimosso e gli animali siano posti in una gabbia pulita, che è tenuta su una piastra elettrica in circolazione per diverse ore dopo il recupero. Analgesico deve essere somministrato come gli animali cominciano a svegliarsi dall&#39;anestesia a gestire correttamente il dolore. Buprenorfina (0.1mg/kg) viene iniettato per via sottocutanea come gli animali iniziano l&#39;attività fisica, ma non prima, in modo da non compromettere la funzione respiratoria. Utilizzo del monitoraggio post-operatorio aggressivo quanto garantito dal protocollo IACUC approvato, i comportamenti singolo animale, e le attuali condizioni mediche è raccomandato. 4. Segreti per il successo: <ol><li> Quando la dissezione dei vasi, assicuratevi di non toccare il nervo femorale </li><li> Essere sicuri di non danneggiare il retto femorale, retto laterale e muscoli vasto mediale. Non c&#39;è davvero bisogno di afferrare o anche toccare questi muscoli. </li><li> Non fare l&#39;angolo dello smusso del catetere troppo forte come questo porterà al catetere esce dal lume e sanguinamento incontrollato </li><li> Assicurati di prendere la massima attenzione per rimanere sterile possibile. </li><li> Assicurarsi che non vi siano bolle d&#39;aria in uno qualsiasi dei sistemi di catetere o trasduttore. </li><li> Assicurarsi di avere fluido LR trasduttore mentre è in funzione. Un funzionamento a secco potrebbe danneggiare il sistema BP. </li><li> Effettuare il foro arterioso piccolo. </li><li> Effettuare il foro arterioso vicino alla sutura distale. </li><li> Spingere catetere e contemporaneamente tirando nave su di esso per inserire un catetere in modo da evitare lo strappo l&#39;arteria. </li><li> Assicurarsi di mantenere le aperture chirurgico alle gambe saturi con soluzione salina sterile per evitare danni incontrollata dei tessuti o perdita di liquidi. </li><li> La pazienza e finezza sono critici. </li><li> Prestate molta attenzione alla fisiologia dell&#39;animale tutto l&#39;esperimento. </li></ol> 5. Messaggio Preoccupazioni operativo: <ol><li> Verificare la presenza di ischemia in gamba. Anche se il flusso collaterale dovrebbe impedire questo. </li><li> Animale possa essere problemi con l&#39;uso degli arti posteriori a causa della manipolazione chirurgica e l&#39;infiammazione associati. Gestire il dolore in modo appropriato. </li><li> Toccando e, successivamente, danneggiando il nervo potrebbe portare all&#39;incapacità degli animali di mobilitare. </li></ol>

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L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hemorrhagic+Shock.">Hemorrhagic Shock.</a> Curr Probl Surg. 32, 925-1002 (1995).</li><li>Angele, M. K., Knoferl, M. W., Schwacha, M. G., Ayala, A., Cioffi, W. G., Bland, K. I., Chaudry, I. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sex+steriods+regulate+pro-+and+anti-+inflammatory+cytokine+release+by+macrophages+after+trauma-hemorrhage.">Sex steriods regulate pro- and anti- inflammatory cytokine release by macrophages after trauma-hemorrhage.</a> Am. J. Physiol. 277, C35-C42 (1999).</li><li>Takashi, K., Hubbard, W. J., Choudhry, M. A., Schwacha, M. G., Bland, K. I., Chaudry, I. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Trauam-+Hemorrhage+induces+depressed+splenic+dendritic+cell+function+in+mice.">Trauam- Hemorrhage induces depressed splenic dendritic cell function in mice.</a> J of Immunology. 177, 4514-4520 (2006).</li><li>Lenz, A., Franklin, G. A., Cheadle, W. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Systemic+inflammation+after+trauma.">Systemic inflammation after trauma.</a> Injury, Int. J. Care Injured. 38, 1336-1345 (2007).</li><li>Frei, R., Steinle, J., Birchler, T., Loeliger, S., Roduit, C., Steinhoff, D., Seibl, R., Buchner, K., Seger, R., Reith, W., Lauener, R. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=MHC+class+II+molecules+enhance+Toll-like+receptor+mediated+innate+immune+responses.">MHC class II molecules enhance Toll-like receptor mediated innate immune responses.</a> PloS One. 5, 8808-8808 (2010).</li><li>Matsutani, T., Anantha Samy, T. S., Kang, S. C., Bland, K. I., Chaudry, I. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+genetic+background+influences+severity+of+immune+responses+following+trauma-hemorrhage.">Mouse genetic background influences severity of immune responses following trauma-hemorrhage.</a> Cytokine. 30, 168-176 (2004).</li><li>Prince, J. M., Levy, R. M., Bartels, J., Baratt, A., Kane, J. M., Lagoa, C., Rubin, J., Day, J., Wei, J., Fink, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+silico+and+in+vivo+approach+to+elucidate+the+inflammatory+complexity+of+CD14-deficient+mice.">In silico and in vivo approach to elucidate the inflammatory complexity of CD14-deficient mice.</a> Mol Med. 12, 88-96 (2006).</li><li>Kobbe, P., Stoffels, B., Schmidt, J., Tsukamoto, T., Gutkin, D. W., Bauer, A. J., Pape, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=IL-10+deficiency+augments+acute+lung+but+not+liver+injury+in+hemorrhagic+shock.">IL-10 deficiency augments acute lung but not liver injury in hemorrhagic shock.</a> Cytokine. 45, 26-31 (2009).</li><li>Prince, J. M., Ming, M. J., Levy, R. M., Liu, S., Pinsky, D. J., Vodovotz, Y., Billiar, T. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Early+Growth+Response+1+mediates+the+systemic+and+hepatic+inflammatory+response+initiated+by+hemorrhagic+shock.">Early Growth Response 1 mediates the systemic and hepatic inflammatory response initiated by hemorrhagic shock.</a> Shock. 27, 157-164 (2007).</li><li>Matsutani, T., Samy, A. n. a. n. t. h. a., Kang, T. S., Bland, S. -. C., Chaudry, K. I., H, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+genetic+background+influences+severity+of+immune+responses+following+trauma-hemorrhage.">Mouse genetic background influences severity of immune responses following trauma-hemorrhage.</a> Cytokine. 30, 168-176 (2005).</li><li>Rushing, G. D., Britt, L. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reperfusion+injury+after+hemorrhage:+a+collective+review.">Reperfusion injury after hemorrhage: a collective review.</a> Ann Surg. 247, 929-937 (2008).</li><li>Makley, A. T., Goodman, M. D., Friend, L. W., Bailey, S. R., Lentsch, A. B., Pritts, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Damage+control+resuscitation+with+fresh+blood+products+attenuates+the+systemic+inflammatory+response+following+hemorrhagic+shock.">Damage control resuscitation with fresh blood products attenuates the systemic inflammatory response following hemorrhagic shock.</a> J Surg Res. 158, 423-423 (2010).</li><li>Stansbury, L. G., Dutton, R. P., Stein, D. M., Bochicchio, G. V., Scalea, T. M., Hess, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Controversy+in+trauma+resuscitation:+do+ratios+of+plasma+to+red+blood+cells+matter?.">Controversy in trauma resuscitation: do ratios of plasma to red blood cells matter?.</a> Transfus Med Rev. 23, 255-265 (2009).</li><li>Gao, J., Zhao, W. X., Xue, F. S., Zhou, L. J., Yu, Y. H., Zhou, H. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+different+resuscitation+fluids+on+acute+lung+injury+in+a+rat+model+of+uncontrolled+hemorrhagic+shock+and+infection.">Effects of different resuscitation fluids on acute lung injury in a rat model of uncontrolled hemorrhagic shock and infection.</a> J Trauma. 6, 1213-1219 (2009).</li><li>Maier, S., Holz-Holzl, C., Pajk, W., Ulmer, H., Hengl, C., Dunser, M., Haas, T., Velik-Salchner, C., Fries, D., Greiner, A., Hasibeder, W., Knotzer, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microcirculatory+parameters+after+isotonic+and+hypertonic+colloidal+fluid+resuscitation+in+acute+hemorrhagic+shock.">Microcirculatory parameters after isotonic and hypertonic colloidal fluid resuscitation in acute hemorrhagic shock.</a> J Trauma. 66, 33-45 (2009).</li><li>Stahel, P. F., Smith, W. R., Moore, E. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Current+trends+in+resuscitation+strategy+for+the+multiply+injured+patient.">Current trends in resuscitation strategy for the multiply injured patient.</a> Injury. 40, 27-35 (2009).</li><li>Dar, D. E., Soustiel, J. F., Zaaroor, M., Em, B., L, A., Shapira, Y., Semenikhina, L., Solopov, A., Krausz, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Moderate+lactated+ringer's+resuscitation+yields+best+neurological+outcome+in+controlled+hemorrhagic+shock+combined+with+brain+injury+in+rats.">Moderate lactated ringer's resuscitation yields best neurological outcome in controlled hemorrhagic shock combined with brain injury in rats.</a> Shock. , (2009).</li><li>Moon, P. F., Hollyfield-Gilbert, M. A., Myers, T. L., Uchida, T., Kramer, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fluid+compartment+in+hemorrhaged+rats+after+hyperosmotic+crystalloid+and+hyperoncotic+crystalloid+resuscitation.">Fluid compartment in hemorrhaged rats after hyperosmotic crystalloid and hyperoncotic crystalloid resuscitation.</a> Am J Physiol. 270, F1-F8 (1996).</li><li>Perel, P., Roberts, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Colloids+vs+crystalloids+for+fluid+resuscitation+in+critically+ill+patients.">Colloids vs crystalloids for fluid resuscitation in critically ill patients.</a> Cochrane Database System Rev. 4, CD000567-CD000567 (2007).</li></ol>

Gli esperimenti sugli animali sono stati curati ed eseguiti secondo le linee guida e regolamenti stabiliti dalla cura degli animali e del Comitato Istituzionale Usa e il comportamento di ricerca e Compliance Office dell&#39;Università di Pittsburgh, un AALAS pienamente accreditati / istituzione AALAC. Origine animale comprendono Jackson Laboratori e Charles Rivers Laboratories. Tutti gli animali sottoposti a garanzia estesa salute attraverso ogni fornitore così come l&#39;Università di Pittsburgh programmi interni di polizia sanitaria di monitoraggio. Questa ricerca è condotta in conformità con i principi del governo degli Stati Uniti per l&#39;utilizzo di animali vertebrati. Il programma viene registrato presso l&#39;USDA, e ha una lettera di garanzia con l&#39;Ufficio Public Health Service del benessere degli animali da laboratorio.

<table border="1"><tbody><tr><th> Strumento </th><th> Fabbricante </th><th> Numero di catalogo </th></tr><tr><td> Dumonts (SS/45 ° angolo 0.2x0.12mm punta, lunghezza 13,5 centimetri) </td><td> Strumenti Scienza multa </td><td> 11203-25 </td></tr><tr><td> Forbici chirurgiche (straight-12cm) </td><td> Strumenti Scienza multa </td><td> 14068-12 </td></tr><tr><td> Hemostats (curva-12,5 cm) </td><td> Strumenti Scienza multa </td><td> 13009-12 </td></tr><tr><td> Microscissors (primavera forbici-straight-8 cm) </td><td> Strumenti Scienza multa </td><td> 15000-00 </td></tr><tr><td> Pinza (0,8 mm-punta, curva-10cm) </td><td> Strumenti Scienza multa </td><td> 11050-10 </td></tr><tr><td> sutura bobina 6-0 </td><td> Strumenti Scienza multa </td><td> 18020-60 </td></tr><tr><td> sutura PDSII 4-0 </td><td> Penn Vet </td><td> ETHZ304H </td></tr><tr><td> garza 4x4 </td><td> possono essere acquistati attraverso qualsiasi fornitore globale </td><td></td></tr><tr><td> cotone punta dell&#39;applicatore </td><td> possono essere acquistati attraverso qualsiasi fornitore globale </td><td></td></tr><tr><td> 30G ago </td><td> possono essere acquistati attraverso qualsiasi fornitore globale </td><td></td></tr><tr><td> 23G ago </td><td> possono essere acquistati attraverso qualsiasi fornitore globale </td><td></td></tr><tr><td> 3 cc siringa </td><td> possono essere acquistati attraverso qualsiasi fornitore globale </td><td></td></tr><tr><td> 5 cc siringa </td><td> possono essere acquistati attraverso qualsiasi fornitore globale </td><td></td></tr><tr><td> 10cc siringa </td><td> possono essere acquistati attraverso qualsiasi fornitore globale </td><td></td></tr><tr><td> 50cc tubo conico </td><td> possono essere acquistati attraverso qualsiasi fornitore globale </td><td></td></tr><tr><td> 1cc siringa w / ago 25G </td><td> Fisher Scientific </td><td> 14-826-88 </td></tr><tr><td> 10 tubi in polietilene 100 `(PE-10) </td><td> Fisher Scientific </td><td> 14-170-12P </td></tr><tr><td> 50 tubi in polietilene 100 `(PE-50) </td><td> Fisher Scientific </td><td> 14-170-12B </td></tr><tr><td> 3-way rubinetto </td><td> Fisher Scientific </td><td> NC9779127 </td></tr><tr><td> chirurgico pad blu </td><td> Fisher Scientific </td><td> 50-7105 </td></tr><tr><td> Medicazione sterile sul campo </td><td> Fisher Scientific </td><td> NC9517505 </td></tr><tr><td> rotoli di nastro da 1 &quot; </td><td> Corporate Express </td><td> MMM26001 </td></tr><tr><td> rettilineo lato vasetti bocca larga (usato come tappo per cono) </td><td> VWR </td><td> 159000-058 </td></tr><tr><td> vaschetta in acciaio inox da 8 &quot;x 11&quot; </td><td> VWR </td><td> 62687-049 </td></tr><tr><td> maschio-maschio leur lock 3-way </td><td> VWR </td><td> 20068-909 </td></tr><tr><td> sterilizzazione sacchetto 3 &quot;x8&quot; </td><td> VWR </td><td> 24008 </td></tr><tr><td> sterilizzazione sacchetto 5 &quot;x10&quot; </td><td> VWR </td><td> 24010 </td></tr><tr><td> Selvatico M650 microscopio w / braccio stare </td><td> Leica </td><td></td></tr><tr><td> Leica IC D fotocamera digitale / immagini live </td><td> Leica </td><td></td></tr><tr><td> Numero di Digi-Med BPA-400 analizzatore e integratore di sistemi </td><td> Micro-Med </td><td> SYS-400 </td></tr><tr><td> TXD-310 (Digi-Med trasduttore) </td><td> Micro-Med </td><td> TXD-300 </td></tr><tr><td> Computer </td><td> Conca </td><td></td></tr><tr><td> Hot tallone strumento sterilizzatore </td><td> VWR </td><td> 18000-45 </td></tr><tr><td> Oster A5 Clippers w. lama taglia 40 </td><td> VWR </td><td> 10749-020 </td></tr><tr><td> circolanti riscaldamentg pad 18x26 </td><td> Harvard </td><td> py872-5272 </td></tr><tr><td> termometro rettale </td><td> Kent scientifico </td><td> RET-3 </td></tr></tbody></table><table border="1"><tbody><tr><th> Reagente </th><th> Concentrazione </th><th> Fabbricante </th><th> Numero di catalogo </th></tr><tr><td> Di sodio pentobarbital (soluzione di sodio Nembutol) </td><td> 70mg/kg </td><td> Ovazione </td><td></td></tr><tr><td> La buprenorfina cloridrato </td><td> 0.1mg/kg </td><td> Laboratori di Bedford </td><td></td></tr><tr><td> Ringer lattato iniezione 250cc IV borsa </td><td> Baxter </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Aerrane (isoflurano) </td><td> 99,9% </td><td> NLS Animal Health </td><td> 105996 </td></tr><tr><td> Eparina sodica </td><td> 1000U </td><td> Abraxis </td><td></td></tr><tr><td> Cloruro di sodio batteriostatico </td><td> 0,9% </td><td> Hospira </td><td></td></tr><tr><td> L&#39;alcol etilico </td><td> 70% </td><td> Farmaco-AAPER </td><td></td></tr><tr><td> Triadine Povidone iodio (Betadine) </td><td></td><td> Triade monouso </td><td></td></tr></tbody></table>

fixed volume or fixed pressure: a murine model of hemorrhagic shock

E &#39;risaputo che la perdita di sangue gravi e lesioni traumatiche può portare ad una cascata di eventi dannosi di segnalazione spesso danno luogo a mortalità. 1, 2, 3, 4, 5 Questi eventi di segnalazione può anche portare a sepsi e / o disfunzione d&#39;organo multipla (MOD ). 6, 7, 8, 9 E &#39;fondamentale poi per indagare sulle cause di soppressione della funzione immunitaria e dannoso cascate di segnalazione al fine di sviluppare modi più efficaci per aiutare i pazienti che soffrono di lesioni traumatiche. 10 Questo fisso shock emorragico pressione (HS) procedura, anche se tecnicamente impegnativo, è una risorsa eccellente per lo studio di queste condizioni fisiopatologiche. 11, 12, 13 I progressi nella valutazione dei sistemi biologici, cioè Systems Biology hanno permesso alla comunità scientifica per comprendere ulteriormente complesse reti fisiologico e modelli di comunicazione cellulare. 14 shock emorragico ha dimostrato di essere uno strumento fondamentale per svelare i modelli di comunicazione cellulare come si riferiscono alla funzione immunitaria. 15, 16, 17, 18 Questa procedura può essere masterizzato! Questa procedura può essere utilizzata come un volume fisso o approccio pressione fissa. Abbiamo adattato questa tecnica nel modello murino per potenziare la ricerca nel innata e adattativa funzione immunitaria. 19, 20, SA Grazie alla loro piccola dimensione nei topi 21 rappresenta una sfida unica. Tuttavia a causa di numerosi ceppi del mouse a disposizione, questa specie rappresenta una risorsa ineguagliabile per lo studio delle risposte biologiche. Il modello HS è un modello importante per lo studio di modelli di comunicazione cellulare e le risposte di sistemi come i sistemi ormonali e mediatori infiammatori, e segnali di pericolo, cioè umido e upregulation PAMP quanto suscita reazioni diverse che si differenziano dalle altre forme di shock. 22, 23 , 24, 25 Lo sviluppo di ceppi murini transgenici e l&#39;induzione di agenti biologici specifici per inibire la segnalazione hanno presentato preziose opportunità di chiarire ulteriormente la nostra comprensione del su e giù per regolazione della trasduzione del segnale dopo la grave perdita di sangue, cioè SA e traumi 26, 27 , 28, 29, 30. Ci sono numerosi metodi di rianimazione (R) in associazione con HS e traumi. 31, 32, 33, 34 Un metodo fisso rianimazione volume di soluzione ringer lattato esclusivamente (LR), pari a tre volte il volume del sangue versato, è utilizzato in questo modello per lo studio dei meccanismi endogeni come una lesione di organi a distanza e l&#39;infiammazione sistemica. metodo di 35, 36, 38 di rianimazione Questo è dimostrato di essere efficace nella valutazione degli effetti del trauma HS e 38, 39.

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Fixed Volume or Fixed Pressure: A Murine Model of Hemorrhagic Shock

Il modello di shock emorragico è una risorsa affidabile e riproducibile agevolare l&#39;individuazione e la comprensione delle cascate di segnalazione associata ad infiammazione e danno d&#39;organo dopo un trauma. Questo articolo fornisce un passo-passo la descrizione degli aspetti chirurgici e meccanici associati alla procedura shock emorragico sperimentale nei topi.

Volume fisso o fisso di pressione: un modello murino di shock emorragico

It is common knowledge that severe blood loss and traumatic injury can lead to a cascade of detrimental signaling events often resulting in mortality. 1, ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

24.6K Views.  University of Pittsburgh. Il modello di shock emorragico è una risorsa affidabile e riproducibile agevolare l'individuazione e la comprensione delle cascate di segnalazione associata ad infiammazione e danno d'organo dopo un trauma. Questo articolo fornisce un passo-passo la descrizione degli aspetti chirurgici e meccanici associati alla procedura shock emorragico sperimentale nei topi.

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Measurement of the Pressure-volume Curve in Mouse Lungs

In recent decades the mouse has become the primary animal model of a variety of lung diseases. In models of emphysema or fibrosis, the essential phenotypic changes are best assessed by measurement of the changes in lung elasticity. To best understand specific mechanisms underlying such pathologies in mice, it is essential to make functional measurements that can reflect the developing pathology. Although there are many ways to measure elasticity, the classical method is that of the total lung pressure-volume (PV) curve done over the whole range of lung volumes. This measurement has been made on adult lungs from nearly all mammalian species dating back almost 100 years, and such PV curves also played a major role in the discovery and understanding of the function of pulmonary surfactant in fetal lung development. Unfortunately, such total PV curves have not been widely reported in the mouse, despite the fact that they can provide useful information on the macroscopic effects of structural changes in the lung. Although partial PV curves measuring just the changes in lung volume are sometimes reported, without a measure of absolute volume, the nonlinear nature of the total PV curve makes these partial ones very difficult to interpret. In the present study, we describe a standardized way to measure the total PV curve. We have then tested the ability of these curves to detect changes in mouse lung structure in two common lung pathologies, emphysema and fibrosis. Results showed significant changes in several variables consistent with expected structural changes with these pathologies. This measurement of the lung PV curve in mice thus provides a straightforward means to monitor the progression of the pathophysiologic changes over time and the potential effect of therapeutic procedures.

Here we present a protocol to simply and reliably measure the lung pressure-volume curve in mice, showing that it is sufficiently sensitive to detect phenotypic parenchymal changes in two common lung pathologies, pulmonary fibrosis and emphysema. This metric provides a means to quantify the lung&#8217;s structural changes with developing pathology.

Misura della curva di pressione-volume in mouse polmoni

In recent decades the mouse has become the primary animal model of a variety of lung diseases. In models of emphysema or fibrosis, the essential ...

Ricerca

Medicina

Uncontrolled Hemorrhagic Shock Modeled via Liver Laceration in Mice with Real Time Hemodynamic Monitoring

Uncontrolled hemorrhage is an important cause of preventable deaths among trauma patients. We have developed a murine model of uncontrolled hemorrhage via a liver laceration that results in consistent blood loss, hemodynamic alterations, and survival.
Mice undergo a standardized resection of the left-middle lobe of the liver. They are allowed to bleed without mechanical intervention. Hemostatic agents can be administered as pre-treatment or rescue therapy depending on the interest of the investigator. During the time of hemorrhage, real-time hemodynamic monitoring via a left femoral arterial line is performed. Mice are then sacrificed, blood loss is quantified, blood is collected for further analysis, and organs are harvested for analysis of injury. Experimental design is described to allow for simultaneous testing of multiple animals.
Liver hemorrhage as a model of uncontrolled hemorrhage exists in the literature, primarily in rat and porcine models. Some of these models utilize hemodynamic monitoring or quantify blood loss but lack consistency. The present model incorporates quantification of blood loss, real-time hemodynamic monitoring in a murine model that offers the advantage of using transgenic lines and a high-throughput mechanism to further investigate the pathophysiologic mechanisms in uncontrolled hemorrhage.

Uncontrolled hemorrhage, an important cause of mortality among trauma patients, can be modeled using a standard liver laceration in a murine model. This model results in consistent blood loss, survival, and allows for testing hemostatic agents. This article provides the step-by-step process to perform this valuable model.

Scossa emorragica non controllata modellata mediante Lacerazione del fegato nei topi con monitoraggio emodinamico in tempo reale

Uncontrolled hemorrhage is an important cause of preventable deaths among trauma patients. We have developed a murine model of uncontrolled hemorrhage via ...

Surgical Training for the Implantation of Neocortical Microelectrode Arrays Using a Formaldehyde-fixed Human Cadaver Model

This protocol describes a procedure to assist surgeons in training for the implantation of microelectrode arrays into the neocortex of the human brain. Recent technological progress has enabled the fabrication of microelectrode arrays that allow recording the activity of multiple individual neurons in the neocortex of the human brain. These arrays have the potential to bring unique insight onto the neuronal correlates of cerebral function in health and disease. Furthermore, the identification and decoding of volitional neuronal activity opens the possibility to establish brain-computer interfaces, and thus might help restore lost neurological functions. The implantation of neocortical microelectrode arrays is an invasive procedure requiring a supra-centimetric craniotomy and the exposure of the cortical surface; thus, the procedure must be performed by an adequately trained neurosurgeon. In order to provide an opportunity for surgical training, we designed a procedure based on a human cadaver model. The use of a formaldehyde-fixed human cadaver bypasses the practical, ethical and financial difficulties of surgical practice on animals (especially non-human primates) while preserving the macroscopic structure of the head, skull, meninges and cerebral surface and allowing realistic, operating room-like positioning and instrumentation. Furthermore, the use of a human cadaver is closer to clinical daily practice than any non-human model. The major drawbacks of the cadaveric simulation are the absence of cerebral pulsation and of blood and cerebrospinal fluid circulation. We suggest that a formaldehyde-fixed human cadaver model is an adequate, practical and cost-effective approach to ensure proper surgical training before implanting microelectrode arrays in the living human neocortex.

We designed a procedure in which a formaldehyde-fixed human cadaver is used to assist neurosurgeons in training for the implantation of microelectrode arrays into the neocortex of the human brain.

Training chirurgico per l'impianto di microelettrodi Neocortical utilizzando un modello di cadavere umano formaldeide-fisso

This protocol describes a procedure to assist surgeons in training for the implantation of microelectrode arrays into the neocortex of the human brain. ...

Complete and Partial Aortic Occlusion for the Treatment of Hemorrhagic Shock in Swine

Hemorrhage remains the leading cause of preventable deaths in trauma. Endovascular management of non-compressible torso hemorrhage has been at the forefront of trauma care in recent years. Since complete aortic occlusion presents serious concerns, the concept of partial aortic occlusion has gained a growing attention. Here, we present a large animal model of hemorrhagic shock to investigate the effects of a novel partial aortic balloon occlusion catheter and compare it with a catheter that works on the principles of complete aortic occlusion. Swine are anesthetized and instrumented in order to conduct controlled fixed-volume hemorrhage, and hemodynamic and physiological parameters are monitored. Following hemorrhage, aortic balloon occlusion catheters are inserted and inflated in the supraceliac aorta for 60 min, during which the animals receive whole-blood resuscitation as 20% of the total blood volume (TBV). Following balloon deflation, the animals are monitored in a critical care setting for 4 h, during which they receive fluid resuscitation and vasopressors as needed. The partial aortic balloon occlusion demonstrated improved distal mean arterial pressures (MAPs) during the balloon inflation, decreased markers of ischemia, and decreased fluid resuscitation and vasopressor use. As swine physiology and homeostatic responses following hemorrhage have been well-documented and are like those in humans, a swine hemorrhagic shock model can be used to test various treatment strategies. In addition to treating hemorrhage, aortic balloon occlusion catheters have become popular for their role in cardiac arrest, cardiac and vascular surgery, and other high-risk elective surgical procedures.

Here, we present a protocol demonstrating a hemorrhagic shock model in swine that uses aortic occlusion as a bridge to definitive care in trauma. This model has application in testing a wide range of surgical and pharmacological therapeutic strategies.

Completa e parziale occlusione aortica per il trattamento dello Shock emorragico nei suini

Hemorrhage remains the leading cause of preventable deaths in trauma. Endovascular management of non-compressible torso hemorrhage has been at the ...

Standardized Hemorrhagic Shock Induction Guided by Cerebral Oximetry and Extended Hemodynamic Monitoring in Pigs

Hemorrhagic shock ranks among the main reasons for severe injury-related death. The loss of circulatory volume and oxygen carriers can lead to an insufficient oxygen supply and irreversible organ failure. The brain exerts only limited compensation capacities and is particularly at high risk of severe hypoxic damage.This article demonstrates the reproducible induction of life-threatening hemorrhagic shock in a porcine model by means of calculated blood withdrawal. We titrate shock induction guided by near-infrared spectroscopy&#160;and extended hemodynamic monitoring to display systemic circulatory failure, as well as cerebral microcirculatory oxygen depletion. In comparison to similar models that primarily focus on predefined removal volumes for shock induction, this approach highlights a titration by means of the resulting failure of macro- and microcirculation.

Hemorrhagic shock is a severe complication in seriously injured patients, which leads to life-threatening oxygen undersupply. We present a standardized method to induce hemorrhagic shock via blood withdrawal in pigs that is guided by hemodynamics and microcirculatory cerebral oxygenation.

Induzione da shock emorragico standardizzato guidato da ossimetria cerebrale e monitoraggio emodinamico esteso esteso nei suini

Hemorrhagic shock ranks among the main reasons for severe injury-related death. The loss of circulatory volume and oxygen carriers can lead to an ...

Closed Chest Biventricular Pressure-Volume Loop Recordings with Admittance Catheters in a Porcine Model

Pressure-volume (PV) loop recording enables the state-of-the-art investigation of load-independent variables of ventricular performance. Uni-ventricular evaluation is often performed in preclinical research. However, the right and left ventricles exert functional interdependence due to their parallel and serial connections, encouraging simultaneous evaluation of both ventricles. Furthermore, various pharmacological interventions may affect the ventricles and their preloads and afterloads differently. 
We describe our closed chest approach to admittance-based bi-ventricular PV loop recordings in a porcine model of acute right ventricular (RV) overload. We utilize minimally invasive techniques with all vascular accesses guided by ultrasound. PV catheters are positioned, under fluoroscopic guidance, to avoid thoracotomy in animals, as the closed chest approach maintains the relevant cardiopulmonary physiology. The admittance technology provides real-time PV loop recordings without the need for post-hoc processing. Furthermore, we explain some essential troubleshooting steps during critical timepoints of the presented procedure. 
The presented protocol is a reproducible and physiologically relevant approach to obtain a bi-ventricular cardiac PV loop recording in a large animal model. This can be applied to a large variety of cardiovascular animal research.

Here we present a closed chest approach to admittance-based bi-ventricular pressure-volume loop recordings in pigs with acute right ventricular dysfunction.

Registrazioni biventricolari a ciclo pressione-volume a torace chiuso con cateteri di ammissione in un modello suino

Pressure-volume (PV) loop recording enables the state-of-the-art investigation of load-independent variables of ventricular performance. Uni-ventricular ...

Complete and Partial Resuscitative Endovascular Balloon Occlusion of the Aorta for Hemorrhagic Shock

Resuscitative endovascular balloon occlusion of the aorta (REBOA) devices grew out of a military-civilian partnership to develop new capabilities for hemorrhage control. With the advent of purpose-built devices, REBOA has become increasingly common in civilian trauma and acute care settings. Currently available REBOA catheters were designed as complete aortic occlusion devices. However, the therapeutic window for complete aortic occlusion is time-limited due to ischemia-reperfusion injury. The partial procedure allows blood flow past the level of occlusion while maintaining targeted proximal pressure, which has been shown to reduce distal ischemia and adjunctive resuscitation requirements in preclinical studies with prolonged occlusion times as compared to traditional complete occlusion.
pREBOA-PRO is the first catheter designed to enable partial and complete aortic occlusion and is currently in limited market release at seven Level I trauma centers in North America. This paper will focus on procedural considerations for REBOA, including patient selection criteria and a comparison of complete and partial aortic occlusion in a simulator, along with highlighting critical steps to improve clinical outcomes. Additionally, this paper reviews a contrast-enhanced CT scan from a trauma patient that shows distal perfusion after 2 h of partial aortic occlusion using this newly designed catheter and discusses representative results from the limited market release to highlight the profound effect of technological innovation on outcomes in vascular emergencies.

A commercial catheter was designed to facilitate true partial resuscitative endovascular balloon occlusion of the aorta (REBOA) and address the complications associated with complete aortic occlusion. Initial clinical reports indicate that partial REBOA improves transition to reperfusion, reduction of distal ischemia, and extension of safe occlusion time compared to complete occlusion.

Occlusione completa e parziale del palloncino endovascolare rianimatorio dell'aorta per shock emorragico

Resuscitative endovascular balloon occlusion of the aorta (REBOA) devices grew out of a military-civilian partnership to develop new capabilities for ...

Description of a Swine Infant Model of Volume-Controlled Hemorrhagic Shock

Hemorrhagic shock is a leading cause of morbidity and mortality in pediatric patients. Interpretation of the clinical indicators validated in adults to guide resuscitation and comparison between different therapies is difficult in children due to the inherent heterogeneity of this population. As a result, compared to adults, appropriate management of pediatric hemorrhagic shock is still not well established. In addition, the scarcity of pediatric patients with hemorrhagic shock precludes the development of clinically relevant studies. For this reason, an experimental pediatric animal model is necessary to study the effects of hemorrhage in children as well as their response to different therapies. We present an infant animal model of volume-controlled hemorrhagic shock in anesthetized young pigs. Hemorrhage is induced by withdrawing a previously calculated blood volume, and the pig is subsequently monitored and resuscitated with different therapies. Here, we describe a precise and highly reproducible model of hemorrhagic shock in immature swine. The model yields hemodynamic data that characterizes compensatory mechanisms that are activated in response to severe hemorrhage.

This article aims to provide researchers with a detailed and accessible guide to set up an infant porcine model of hemorrhagic shock.

Descrizione di un modello neonato suino di shock emorragico a volume controllato

Hemorrhagic shock is a leading cause of morbidity and mortality in pediatric patients. Interpretation of the clinical indicators validated in adults to ...

Induzione dose-dipendente dell'endotossiemia nei suini tramite infusione di LPS

Lipopolysaccharide Infusion as a Porcine Endotoxemic Shock Model

Sepsis and septic shock are frequently encountered in patients treated in intensive care units (ICUs) and are among the leading causes of death in these patients. It is caused by a dysregulated immune response to an infection. Even with optimized treatment, mortality rates remain high, which makes further insights into the pathophysiology and new treatment options necessary. Lipopolysaccharide (LPS) is a component of the cell membrane of gram-negative bacteria, which are often responsible for infections causing sepsis and septic shock. 
The severity and high mortality of sepsis and septic shock make standardized experimental studies in humans impossible. Thus, an animal model is needed for further studies. The pig is especially well suited for this purpose as it closely resembles humans in anatomy, physiology, and size. 
This protocol provides an experimental model for endotoxemic shock in pigs by LPS infusion. We were able to reliably induce changes frequently observed in septic shock patients, including hemodynamic instability, respiratory failure, and acidosis. This will allow researchers to gain valuable insight into this highly relevant condition and evaluate new therapeutic approaches in an experimental setting.

Autore in primo piano: Induzione di shock endotossicomico sperimentale nei suini per lo studio dell'insufficienza emodinamica e respiratoria

We provide a protocol for an experimental endotoxemic shock model in pigs by infusion of lipopolysaccharide.

Infusione di lipopolisaccaridi come modello di shock endotossiemico suino

Sepsis and septic shock are frequently encountered in patients treated in intensive care units (ICUs) and are among the leading causes of death in these ...