Este trabalho foi financiado pelo NIH / NINDS Grant R01NS070159 (a DTM, JDL e ATS).

Todos os procedimentos experimentais foram realizados em estrita conformidade com os Institutos Nacionais de Saúde Guia para o Cuidado e Uso de Animais de Laboratório e seguiu o protocolo n º A2011 09-003, que foi revista, aprovados e supervisionados pela Universidade da Geórgia Animal Care Institucional e Uso Comitê. 1. Configuração do equipamento <ol><li> Sistema de perfusão para craniotomia A imobilização do adulto exige um sistema de intubação para fornecer oxigénio dissolvido ao peixe. Uma variedade de sistemas podem ser utilizados, mas um sistema de gravidade simples, que consiste de uma seringa de 60 ml. Elevar a pressão da cabeça a uma altura que produz consistentemente uma taxa de fluxo de ~ 1 ml / min. Esta seringa pode ser colocado em série com as seringas que são então utilizados para o sistema de perfusão electrofisiológico. <ol><li> Obter um único de 60 ml de bloqueio Luer tubo de seringa e remover o êmbolo. </li><li> Suspender a seringa aproximadamente 8 in &amp;# 160; acima da base de um anel de pé, com uma braçadeira. </li><li> Conectar um Ida torneira para a extremidade da seringa. Para o lado oposto da torneira, ligar um pedaço de tubo, de 2 mm de diâmetro, o que é tempo suficiente para estender-se à base de intubação. </li></ol></li><li> Sistema de perfusão por eletrofisiologia Para as experiências electrofisiológicas, é frequentemente necessário introduzir uma variedade de compostos durante o decurso de uma experiência. Uma variedade de sistemas estão disponíveis, mas um sistema de gravidade, constituída por 60 ml de seringas em série pode ser utilizado. Esta configuração permite a introdução simples, em série de soluções a serem realizadas, abrindo a torneira correspondente. <ol><li> Obter duas ou mais 60 ml seringas Luer bloqueio e remover os êmbolos de cada um. Uma seringa é necessário para administrar a água do habitat para os peixes quando cada tubo subsequente pode ser utilizado para administrar uma variedade de compostos farmacêuticos para o peixe. </li><li> Ligar cada uma seringa a uma 3 -maneira torneira com uma conexão Luer. </li><li> Use ⅛ de diâmetro externo (OD) de tubo para ligar as seringas em série com um bloqueio Luer macho numa extremidade. </li><li> Fixar o dispositivo de tal modo que a cabeça de pressão é elevada a uma altura de 27 em cima da base, ou uma altura que produz consistentemente uma taxa de fluxo de ~ 1 ml / min. </li></ol></li><li> Intubação cânula A cânula de intubação facilita a introdução de fluido para o peixe. Esta configuração oferece flexibilidade e firmeza à melhor posição da cânula dentro da boca do animal. <ol><li> O uso de qualquer par de tesouras em geral (por exemplo,. Fiskars) ou uma lâmina de barbear, remover uma seção 1,5 cm do grande final de uma ponteira P-200. </li><li> Insira um mm pedaço de tubo de 6 centímetros x 1 em uma válvula redutora com uma tampa fêmea Luer bloqueio e ponteira de silicone, ou seja, um adaptador Tuohy Borst, e inserir esta cânula na ponta da pipeta modificado. Segure a ponta da pipeta na posição com o Luer lock usando uma pequena porção de ⅛ em tubulação de diâmetro. <img alt="Figura 1" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51065/51065fig1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51065/51065fig1.jpg" /> Figura 1 </li></ol></li><li> Base de intubação Esta placa é utilizada para segurar o animal imobilizado numa posição estável, na posição vertical e para facilitar a remoção do fluido que entra o animal através de intubação. Se isso não for estabelecida corretamente, pooling pode ocorrer, levando a sinais vibratórios intrusivas na gravação eletrofisiológico. <ol><li> Obter o prato de base de 100 milímetros x 15 mm de plástico placa de Petri. </li><li> Usando uma ferramenta para soldadura, derreter um buraco de 6 mm de diâmetro e 7,5 mm abaixo do rebordo do aro, para o lado do prato. Usando a mesma ferramenta, derreter um buraco de 10 mm de diâmetro e 11 mm abaixo da borda do prato ~ 74 ° no sentido horário a partir da<html> buraco menor. Este buraco servirá como o buraco de drenagem. </li><li> Insira uma sonda, com 1 cm de diâmetro, para o furo com a extremidade levantada de tal modo que no final, não pode ser bloqueado. Em seguida, insira uma ponta P-200 pipetteman no pequeno orifício, o que servirá como uma cânula manequim. </li><li> Com a placa de Petri ligeiramente elevada no lado do orifício maior, deitar cera derretida de conservas para o prato de modo a que o furo da cânula for apenas coberto. A região irá servir como um batente, que permite a cânula para ser inserida a 3 mm para o interior da boca do peixe. Esta configuração deve ser autorizado a solidificar. </li><li> Utilizando uma ponta aquecida à chama de metal, esculpir um canal para reter o peixe de modo que o canal começa a partir da ponta da cânula e estende-se aproximadamente 1-2 polegadas <ol><li> Deve ser tomado cuidado para assegurar que um ângulo descendente contínua da área de uma cânula, à porta de drenagem é formado.&quot;Width =&quot; 065fig2.jpg 400px &quot;/&gt; Figura 2 </li></ol></li></ol></li><li> Instalação de Perfusão <ol><li> Antes de começar, lave-os de perfusão set-ups com água habitat, garantindo que todas as bolhas de ar são removidas. </li><li> Adicionar ~ 30 mL de 0,016% (630 ^ M) tricaina solução para a instalação e permitir a craniotomia perfusão ~ 2 ml de correr através de tubos para assegurar que tricaina será entregue ao animal após o início da perfusão. Veja o passo 2.2 para diluição. </li><li> Para a configuração de perfusão principal, adicione ~ 50 ml de água habitat para o primeiro tubo. Adicionar quaisquer compostos experimentais desejados para cada um dos restantes tubos. </li><li> Coloque a configuração cânula no pequeno orifício da base de intubação. </li><li> Torça a 1 em larga faixa de 42 centímetros Kimwipe em uma espiral apertada e inseri-lo no tubo de drenagem de modo que o Kimwipe estende em ambas as extremidades. Este tecido irá servir como uma mecha para remover o líquido de perfusão e para evitar a acumulação de fluido dentro de tele intubação base, o que poderia interferir com a gravação eletrofisiológico. </li><li> Insira uma extremidade do tubo no orifício grande da placa de Petri, permitindo que a extremidade inferior de estender em um prato inerte que é grande o suficiente para coletar todos os resíduos de perfusão. Este prato vai servir como reservatório de saída para a configuração. Colocar o tecido de modo que uma extremidade se encontram perto da região do abdómen dos animais e a extensão inferior pode escorrer para o prato. </li><li> Coloque esta base de intubação terminada perto do microscópio de dissecação. Ligue o fecho Luer da cânula para a tubagem tricaina perfusão. </li></ol></li><li> Agulha capilar e eletrodos <ol><li> Obter um eletrodo primário consistindo de 2,5 em de 0.010 em fio de prata e um eletrodo secundário que deve ser feito de 15 em do mesmo fio para aterrar a configuração. Para o eléctrodo secundário, usar a 15 na secção de 0,010 em fio de prata com uma ponta soldada, que lhe permite encaixarem volta de um palco cabeça. <ol><li> Galvaniza as pontas de ambos os fios de prata primárias e secundárias com íons cloreto. </li><li> Utilizando um extrator micropipeta, puxar um, borosilicato capilar agulha de parede fina com uma resistência de &lt;15 mohms. <ol><li> Encher a agulha capilar com 2-3 mL de 2 M de cloreto de potássio, ou o suficiente para cobrir parcialmente a ponta revestida de cloreto de o arame de prata. </li><li> Insira o eletrodo primário na cabeça capilar e montá-lo no porta-eletrodo. </li><li> Monte o estágio cabeça em um micromanipulador e depois montar o eletrodo secundário em um segundo micromanipulador. Com a instalação, a primeira posição cada eletrodo e, em seguida, encaixar a ponta soldada do eletrodo secundário na parte de trás do palco cabeça. </li></ol></li></ol></li></ol></li></ol> 2. Preparação de Soluções, Perfusão Sistema e eletrofisiológica Equipamento de gravação <ol><li> Obter 1 L de água habitatdo aquário de peixes. </li><li> 0,016% T] metanossulfonato tricaína (tricaina) (50 ml de 630 mM) 24. <ol><li> Descongelar uma alíquota de 0,4% tricaina com Tris, pH 7,2. </li><li> Adicionar 2,1 ml de 0,4% tricaina Tris para 47,9 ml de água habitat e misturar. </li></ol></li><li> Descongele concentração estoque de composto experimental solúvel em água desejada (por exemplo mM pentilenotetrazol 300, um chemoconvulsant comum). </li><li> Descongelar uma aliquota de 1 mg / mL de brometo de pancurónio em solução de Ringer. </li><li> Preencha tanto anestesiante e sistemas de intubação experimentais com água habitat e drenar pelo menos o suficiente para remover todas as bolhas de tubos. Isto deve ser feito porque bolhas de obstruir o fluxo de fluido, levando a asfixia do animal. <ol><li> Completamente drenar os tubos de perfusão que irá realizar as drogas, sem permitir que o ar para dentro do tubo de ligação. </li><li> Encha o tubo de anestesia com 0,016% (630 M) solução tricaina e colocar qualquer experimental composto (s) de tubo (s) adicional no sistema de perfusão experimental. <ol><li> O primeiro tubo de perfusão experimental deve conter apenas água habitat. </li></ol></li></ol></li><li> Umedeça a pequena esponja de poros com água habitat e colocar em um vazio 60 mm x 15 milímetros placa de Petri. Este prato vai ser utilizado para manter o peixe, enquanto que o anestésico é injectado. </li></ol> 3. Craniotomia <ol><li> Adicione o suficiente da solução tricaina 630 mM a um 15 x 60 mm placa de Petri para preenchê-lo cerca de três quartos do caminho. Pesa-se o prato cheio. Isto irá ser utilizado para imobilizar o animal de forma que mais anestesia pode ser injectado por via intraperitoneal. </li><li> Mergulhe o animal no prato contendo tricaina e pesar o prato novamente. <ol><li> Subtrair a diferença entre os pesos dos passos 1 e 2 para obter o peso do peixe. </li><li> Permitir que o animal permaneça na solução tricaina até calma e mais movimento cessou. </li></ol></li><li> Usando um par de fórceps gerais, transferir o peixe para a esponja pré-humedecida e posicioná-la lateralmente. Transferir o peixe pela cauda funciona bem para este processo. <ol><li> Coloque a esponja e peixe sob o microscópio de dissecação. </li></ol></li><li> Com uma seringa Nanofil contendo uma agulha G 34, para medir o brometo de pancurónio suficiente de tal forma que existe uma ug / g de peso do peixe. </li><li> Usando um palito de picolé ao lado dorsal do peixe para mantê-lo estável, administrar o brometo de pancurônio intraperitoneal utilizando a seringa Nanofil. </li><li> Usando a pinça fina, pegue o peixe pela mandíbula e rapidamente transferir o animal para a base de intubação. </li><li> Posicionar o animal de modo que é dorsal-se sobre a forma de cera e de tal modo que a cula 1 mm, podem ser inseridos na boca. Use a pinça fina para manobrar o peixe e abra a boca em torno da cânula. Devido à composição da bandeja de intubação, uma paragem foi projetada para dentro da base, permitindo acânula para ser inserida 3 milímetros para dentro da boca do peixe. <ol><li> Uma vez em posição, ligue o tubo de perfusão gravidade alimentada contendo tricaina. </li></ol></li><li> Corte uma secção 3 cm 2 de tecido Kimqipe e molhe-o com água habitat. <ol><li> Colocar o tecido sobre o animal para evitar a dessecação. A secção Kimwipe também podem ser posicionadas para ajudar a segurar a animais dorsal-se. </li></ol></li><li> Sob o microscópio de dissecação, use uma tesoura primavera vanna para remover ~ 2 milímetros 2 seção do crânio que cobre o tecto óptico. Esta área se parece com uma placa escura, ósseo que fica por trás do olho. <img alt="Figura 3" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51065/51065fig3highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51065/51065fig3.jpg" width="400px" /> Figura 3 <ol><li> Insira uma lâmina da tesoura vanna na borda da placa e empurrar com a força suficiente para penetraçãote ao osso, sem perfurar o cérebro. Feche a tesoura para cortar o osso. </li><li> Remover o pedaço de osso. </li><li> Se houver sangue, retire usando a borda de uma Kimwipe. Sangramento geralmente pára logo após a realização da craniotomia. </li></ol></li></ol> 4. Eletrofisiologia <ol><li> Desligue a intubação stop-pau e rapidamente desconectar o bloqueio Luer conectar a base de intubação para o gotejamento tricaina. <ol><li> Mova a configuração intubação intacto ao microscópio eletrofisiologia e conectar-se ao sistema de perfusão. </li><li> Ligue a água habitat e aspergir com um caudal de 1 ml / min durante ~ 1 hora, a fim de lavar o tricaina. </li></ol></li><li> Utilizando um micromanipulador sob controle visual, posicionar o eléctrodo secundário, de modo que a ponta do eléctrodo pode ser inserido na narina do animal ou para o mergulho por trás da maxila superior. </li><li> Insira a agulha eletrodo principal na abertura craniotomia. Insira oagulha para dentro do tecido, de tal modo que a ponta está posicionada bastante superficial dentro do tecto óptico. <ol><li> Se o eletrodo é muito profundo, o sinal elétrico pode ser pequena. </li></ol></li><li> Coletar e analisar a diferença elétrica registrada entre os eletrodos de referência primários e secundários. Este processo vai permitir a gravação extracelulares ser obtidos. <ol><li> Coletar os dados em modo free-Gap em uma taxa de amostragem de 5 kHz, com um filtro passa-baixa de 0,1 kHz e um filtro passa alta de 1 Hz. </li><li> Não começar a gravar a atividade eletrofisiológica até que a água habitat tem perfusão para um mínimo de 45 min. </li><li> Gravar uma linha de base da actividade nativa em, pelo menos, 15 min antes da adição de drogas experimentais. Comece a perfusão com drogas experimentais de escolha e recorde para o período de tempo desejado. Em preparações saudáveis, é possível registrar a atividade neurológica para 2-3 horas. </li></ol></li></ol> 5. Clean Up </p&gt; <ol><li> No fim do experimento, remover os eléctrodos do crânio e narina e remover a configuração de intubação. <ol><li> Eutanásia do animal por overdose de drogas usando tricaina de acordo com as práticas aceitas, conforme descrito pela American Veterinary Medical Association (AVMA) Diretrizes para a eutanásia de animais (2013). </li><li> Peixe-zebra que ser sacrificados deve ser colocado numa solução tricaina a 200-500 mg / L. Os peixes são para ser deixadas na solução durante um mínimo de 10 minutos após a cessação da actividade do opérculo rítmico, após o que são submetidos a um meio físico de eutanásia (transecção do colo do útero) para garantir a morte. </li></ol></li><li> Desligue o bloqueio Luer ligando a base intubação para a instalação de perfusão. Recolher o líquido restante no sistema de perfusão para descarte apropriado. <ol><li> Correr água DI por todos os tubos e recolher para o descarte adequado, se perigosa. </li></ol></li><li> Para higienizar o sistema de perfusão, run 70% de etanol por meio de todos os tubos e recolher para descarte apropriado. <ol><li> Deixar as torneiras para cada tubo na posição aberta a fim de facilitar a secagem ao ar. </li><li> Mergulhe os eletrodos em etanol 70% e deixar secar ao ar. </li></ol></li><li> Descarte a agulha capilar utilizado para o eletrodo primário em um recipiente apropriado. </li><li> Desmonte a configuração intubação e lave todas as peças com água. <ol><li> Limpe cada peça com álcool 70% e deixar secar ao ar. </li></ol></li></ol>

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P., Nolting, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+role+of+technical,+biological+and+pharmacological+factors+in+the+laboratory+evaluation+of+anticonvulsant+drugs.+III.+Pentylenetetrazole+seizure+models.">The role of technical, biological and pharmacological factors in the laboratory evaluation of anticonvulsant drugs. III. Pentylenetetrazole seizure models.</a> Epilepsy res. 8, 171-189 (1991).</li><li>DeMicco, A., Cooper, K. R., Richardson, J. R., White, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Developmental+neurotoxicity+of+pyrethroid+insecticides+in+zebrafish+embryos.">Developmental neurotoxicity of pyrethroid insecticides in zebrafish embryos.</a> Toxicol Sci. 113, 177-186 (2010).</li><li>Arnolds, D. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Physiological+effects+of+tricaine+on+the+supramedullary/dorsal+neurons+of+the+cunner,+Tautogolabrus+adspersus.">Physiological effects of tricaine on the supramedullary/dorsal neurons of the cunner, Tautogolabrus adspersus.</a> Biol. Bull. 203, 188-189 (2002).</li></ol>

Os autores declaram que não têm interesses financeiros concorrentes.

Este protocolo foi utilizado para medir a actividade neuronal do peixe-zebra adulto in vivo. Com a prática, a atividade neural pode ser observado de forma consistente, embora as características (amplitude e forma de eventos) da atividade registrada pode variar entre indivíduos. Utilização da técnica de gravação extracelular pode explicar esta observação. O método proporciona a monitorização simultânea de um grande número de células dentro de uma região de 1, assim variações no posi...

Neste artigo, é descrito um protocolo para a obtenção de gravações in vivo de atividade neural no peixe-zebra adulto. Métodos de gravação extracelulares são utilizados, proporcionando as medições de tensão de actividade eléctrica dentro de uma pequena região de tecido neural. Este método de investigação envolve monitorizar um grande número de células de um animal comportando 1. Anteriormente, as gravações fatia foram realizados em adultos e larvas, assim como os preparativos da Copa do olho e gravações eletrorretinograma. Estas experiências foram realizadas em grande parte ao pormenor as respostas fisiológicas de vários sistemas sensoriais 2-5. Até recentemente, as preparações cerebrais intactas foram apenas disponível para a realização de eletrofisiologia com 3,6,7 larva peixe-zebra, onde a respiração e oxigênio difusão pode ocorrer através da pele. Nossa preparação permite que a atividade neurológica nativo de um peixe-zebra adulto a ser medido, enquanto o animal permanece totalmente consciente e ciente of seus arredores. Zebrafish (Danio rerio) desempenham actualmente um papel fundamental como um modelo para estudos genéticos, toxicológicos, farmacológicos e fisiopatológicos 3. Zebrafish ganharam visibilidade no campo da neurociência porque eles compartilham uma extensa homologia com os mamíferos nos genético, neural e endócrino níveis 8. Ao longo da última década, técnicas de imuno-histoquímica e neuroanatomic padrão foram utilizados para determinar a organização detalhada característica do sistema nervoso zebrafish 9-12 e da distribuição dos diferentes neurotransmissores 3,8,13. Mais recentemente, os pesquisadores mudaram seu foco de estudos funcionais 14,15, muitos dos quais se concentram em processos comportamentais 16-19 e características eletrofisiológicas de sistemas sensoriais 2,13,20. Um pequeno número desses estudos têm se concentrado na atividade elétrica de áreas específicas do adult cérebro zebrafish 21-23, mas não foram realizados utilizando uma abordagem em vivo. Este protocolo pode ser adaptado para estudos eletrofisiológicos de ambos atividade espontânea e evocada no sistema nervoso do peixe-zebra para descrever os padrões de atividade em regiões específicas do cérebro. A utilização desta técnica permite que sejam feitas comparações entre a actividade neurológica dos jovens larvas e adultos. Além disso, o nosso protocolo permite comparações entre as alterações genéticas ou farmacológicas. Juntamente com outras abordagens, tais como engenharia genética, ou ensaios farmacológicos, este método oferece uma nova possibilidade para a análise funcional de comunicação e plasticidade neuronal no animal adulto intactos, bem como para aplicações potenciais, como o estudo da epilepsia de início tardio ou processos neurodegenerativos.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="539">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:207px;">70% Ethanol</td>
			<td style="width:91px;">Decon Laboratories</td>
			<td style="width:111px;">2750HC</td>
			<td style="width:132px;">Dilute 100% to 70% with DI water</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:207px;">2 M Potassium Chloride</td>
			<td style="width:91px;">J.T. Baker</td>
			<td style="width:111px;"></td>
			<td style="width:132px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:207px;">2 M Sodium Chloride</td>
			<td style="width:91px;">J.T. Baker</td>
			<td style="width:111px;">3624-05</td>
			<td style="width:132px;"></td>
		</tr>
		<tr height="47">
			<td height="47" style="height:47px;width:207px;">0.4% Tris-Buffered Tricaine</td>
			<td style="width:91px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:111px;">E10521</td>
			<td style="width:132px;">pH 7.2-7.4; stored at -20 oC</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:207px;">Pancuronium Bromide</td>
			<td style="width:91px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:111px;">P1918</td>
			<td style="width:132px;">Diluted to 1 &#956;g/&#956;l in 1x phosphate buffered saline</td>
		</tr>
		<tr height="127">
			<td height="127" style="height:127px;width:207px;">Habitat water</td>
			<td style="width:91px;"></td>
			<td style="width:111px;"></td>
			<td style="width:132px;">pH 7.0-7.4, conductivity of 400-450 &#956;S; maintained by Instant Ocean and Sodium Bicarbonate</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:207px;">Pentylenetetrazol</td>
			<td style="width:91px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:111px;">P6500</td>
			<td style="width:132px;">Diluted to 300 mM in 1x phosphate buffered saline</td>
		</tr>
		<tr height="85">
			<td height="85" style="height:85px;width:207px;">Nanofil syringe</td>
			<td style="width:91px;">World Precision Instruments, Inc.</td>
			<td style="width:111px;">06A</td>
			<td style="width:132px;"></td>
		</tr>
		<tr height="85">
			<td height="85" style="height:85px;width:207px;">34 G Beveled needle</td>
			<td style="width:91px;">World Precision Instruments, Inc.</td>
			<td style="width:111px;">NF34BV</td>
			<td style="width:132px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:207px;">Sponge</td>
			<td style="width:91px;"></td>
			<td style="width:111px;"></td>
			<td style="width:132px;">Small pore and chemical-free</td>
		</tr>
		<tr height="47">
			<td height="47" style="height:47px;width:207px;">Foam-backed fine sand paper</td>
			<td style="width:91px;"></td>
			<td style="width:111px;"></td>
			<td style="width:132px;">5 x 5 cm2 is large enough</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:207px;">9 V Battery</td>
			<td style="width:91px;"></td>
			<td style="width:111px;"></td>
			<td style="width:132px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:207px;">Wires with alligator clips</td>
			<td style="width:91px;"></td>
			<td style="width:111px;"></td>
			<td style="width:132px;">Need 2</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:207px;">37 cm x 42 cm Kimwipe</td>
			<td style="width:91px;">Kimberly-Clark Professional</td>
			<td style="width:111px;">TW31KEM</td>
			<td style="width:132px;"></td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:207px;">11 cm x 21 cm Kimwipe</td>
			<td style="width:91px;">Kimberly-Clark Professional</td>
			<td style="width:111px;">TW31KWP</td>
			<td style="width:132px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:207px;">1/8 in diameter tube</td>
			<td style="width:91px;"></td>
			<td style="width:111px;"></td>
			<td style="width:132px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:207px;">1 cm diameter tube</td>
			<td style="width:91px;"></td>
			<td style="width:111px;"></td>
			<td style="width:132px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:207px;">1 mm diameter tube</td>
			<td style="width:91px;"></td>
			<td style="width:111px;"></td>
			<td style="width:132px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:207px;">Reducing valve with female Luer lock cap and silicone ferrule</td>
			<td style="width:91px;">Qosina</td>
			<td style="width:111px;">51505</td>
			<td style="width:132px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:207px;">Microscope (Leica MZ APO)</td>
			<td style="width:91px;"></td>
			<td style="width:111px;"></td>
			<td style="width:132px;">Another microscope can be used</td>
		</tr>
		<tr height="85">
			<td height="85" style="height:85px;width:207px;">Vanna scissors</td>
			<td style="width:91px;">Roboz Surgical Instruments Co., Inc.</td>
			<td style="width:111px;">15018-10</td>
			<td style="width:132px;"></td>
		</tr>
		<tr height="85">
			<td height="85" style="height:85px;width:207px;">60 ml Luer lock syringe tubes</td>
			<td style="width:91px;">Becton, Dickinson and Company</td>
			<td style="width:111px;">309653</td>
			<td style="width:132px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:207px;">3-way Stopcocks with Luer connections</td>
			<td style="width:91px;"></td>
			<td style="width:111px;"></td>
			<td style="width:132px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:207px;">1-way Stopcock with Luer connection</td>
			<td style="width:91px;"></td>
			<td style="width:111px;"></td>
			<td style="width:132px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:207px;">Fisherbrand 100 mm x 15 mm Petri dish</td>
			<td style="width:91px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:111px;">NC9299146</td>
			<td style="width:132px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:207px;">Fisherbrand 60 mm x 15 mm Petri dish</td>
			<td style="width:91px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:111px;">S67961</td>
			<td style="width:132px;"></td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:207px;">4 in Borosilicate capillary tube</td>
			<td style="width:91px;">World Precision Instruments</td>
			<td style="width:111px;">TW100F-4</td>
			<td style="width:132px;">Can contain a filament to aid in filling with solution</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:207px;">P-97 Flaming/Brown Micropipette Puller</td>
			<td style="width:91px;">Sutter Instrument Co.</td>
			<td style="width:111px;"></td>
			<td style="width:132px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:207px;">Digidata 1440</td>
			<td style="width:91px;">Molecular Devices</td>
			<td style="width:111px;"></td>
			<td style="width:132px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:207px;">Axon Aloclamp 900A</td>
			<td style="width:91px;">Molecular Devices</td>
			<td style="width:111px;"></td>
			<td style="width:132px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:207px;">Axoclamp software</td>
			<td style="width:91px;">Molecular Devices</td>
			<td style="width:111px;"></td>
			<td style="width:132px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:207px;">HS-9Ax 1U headstage</td>
			<td style="width:91px;">Molecular Devices</td>
			<td style="width:111px;"></td>
			<td style="width:132px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:207px;">0.010 in Silver wire</td>
			<td style="width:91px;">A-M Systems, Inc.</td>
			<td style="width:111px;"></td>
			<td style="width:132px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:207px;">Q-series electrode holder</td>
			<td style="width:91px;">Warner Instruments</td>
			<td style="width:111px;">QSW-A10P</td>
			<td style="width:132px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:207px;">10 ml Luer lock syringe</td>
			<td style="width:91px;"></td>
			<td style="width:111px;"></td>
			<td style="width:132px;"></td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:207px;">1 mm x 15 in Tubing</td>
			<td style="width:91px;"></td>
			<td style="width:111px;"></td>
			<td style="width:132px;">Connect Luer lock syringe to Q-series electrode holder</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:207px;">Micromanipulator</td>
			<td style="width:91px;">Warner Instruments</td>
			<td style="width:111px;"></td>
			<td style="width:132px;">Need 2</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:207px;">Microsoft-based PC</td>
			<td style="width:91px;">Dell</td>
			<td style="width:111px;"></td>
			<td style="width:132px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:207px;">Faraday Cage</td>
			<td style="width:91px;"></td>
			<td style="width:111px;"></td>
			<td style="width:132px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:207px;">Air Table</td>
			<td style="width:91px;"></td>
			<td style="width:111px;"></td>
			<td style="width:132px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:207px;">Dissecting Microscope</td>
			<td style="width:91px;"></td>
			<td style="width:111px;"></td>
			<td style="width:132px;"></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

electrophysiological recording in the brain of intact adult zebrafish

Anteriormente, estudos eletrofisiológicos em peixe-zebra adulto têm sido limitados a fatia preparações ou para preparativos da Copa do olho e gravações electrorentinogram. Este artigo descreve como um peixe-zebra adulto podem ser imobilizados, entubado, e usado para experimentos in vivo eletrofisiológicos, permitindo a gravação da atividade neural. A imobilização do adulto requer um mecanismo para fornecer oxigênio dissolvido para as brânquias em vez de movimento bucal e opercular. Com a nossa técnica, os animais são imobilizados e perfundidos com água habitat para cumprir este requisito. Uma craniotomia é realizada sob tricaina metanossulfonato (MS-222; tricaina) anestesia para fornecer acesso ao cérebro. O eletrodo primário é então posicionado dentro da janela de craniotomia para gravar a atividade cerebral extracelular. Através da utilização de um sistema de perfusão multitubular, uma variedade de compostos farmacológicos podem ser administrados para os peixes adultos e quaisquer alterações na actividade neuronalpode ser observada. A metodologia permite não só para as observações a serem feitas em relação a mudanças na atividade neurológica, mas também permite que sejam feitas comparações entre larva e adulto zebrafish. Isto dá os investigadores a capacidade para identificar as alterações na actividade neurológica devido à introdução de vários compostos em diferentes etapas da vida.

Este protocolo foi utilizado para medir a actividade neuronal do peixe-zebra adulto in vivo. Estes registros eletrofisiológicos são consistentemente e reproduzível obtida. Figura 5 mostra um exemplo representativo de alterações nativas e induzidos da atividade neural de um peixe-zebra adulto quando pentilenotetrazol (PTZ), um chemoconvulsant comum 6,7,25,26, é introduzido no intubação setup. A actividade neurológica nativa do peixe-zebra adultos ...

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Electrophysiological Recording in the Brain of Intact Adult Zebrafish

Este artigo descreve como um peixe-zebra adulto podem ser imobilizados, entubado, e usado para experimentos in vivo eletrofisiológicos para permitir gravações e manipulação da atividade neural em um animal intacto.

Gravação eletrofisiológica no cérebro de Intacta Zebrafish Adulto

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram ...

electrophysiological-recording-in-the-brain-of-intact-adult-zebrafish

Research

JoVE Journal

Neuroscience

21.3K visualizações.  University of Georgia.  Este artigo descreve como um peixe-zebra adulto podem ser imobilizados, entubado, e usado para experimentos in vivo eletrofisiológicos para permitir gravações e manipulação da atividade neural em um animal intacto. 