Questo lavoro è stato sostenuto da NIH / NINDS di Grant R01NS070159 (a TMD, JDL e ATS).

Tutte le procedure sperimentali sono state condotte in stretta conformità con il National Institutes of Health Guide per la cura e l&#39;uso di animali da laboratorio e seguiti protocollo # A2011 09-003, che è stato esaminato, approvato e supervisionato dalla University of Georgia Institutional Animal Care ed uso Comitato. 1. Setup Equipaggiamento <ol><li> Sistema di perfusione per la craniotomia Immobilizzazione dell&#39;adulto richiede un sistema intubazione per fornire ossigeno disciolto ai pesci. Una varietà di sistemi può essere utilizzato, ma viene utilizzato un sistema a gravità semplice costituito da una siringa da 60 ml. Elevare la testa pressione ad un&#39;altezza che produce costantemente una portata di ~ 1 ml / min. Questa siringa può essere posto in serie con le siringhe che vengono poi utilizzati per il sistema di perfusione elettrofisiologico. <ol><li> Ottenere una singola 60 ml Luer Lock tubo siringa e rimuovere il pistone. </li><li> Sospendere la siringa circa 8 in &amp;# 160; sopra la base di un anello-supporto usando un morsetto. </li><li> Collegare un senso unico rubinetto alla fine della siringa. All&#39;estremità opposta del rubinetto, collegare un pezzo di tubo, 2 mm di diametro, che è abbastanza lungo per estendere alla base intubazione. </li></ol></li><li> Sistema di perfusione per elettrofisiologia Per gli esperimenti elettrofisiologici, è spesso necessario introdurre una varietà di composti nel corso di un esperimento. Una varietà di sistemi sono disponibili, ma un sistema di gravità composta di 60 ml siringhe in serie può essere utilizzata. Questa configurazione consente di semplice, l&#39;introduzione di serie di soluzioni che devono essere effettuati aprendo il rubinetto corrispondente. <ol><li> Ottenere due o più di 60 ml siringhe Luer lock e rimuovere gli stantuffi da ciascuno. Una siringa deve somministrare acqua habitat per i pesci mentre ciascuna provetta successiva può essere utilizzato per somministrare una varietà di composti farmacologici per il pesce. </li><li> Collegare ogni siringa per un 3 -modo rubinetto con una connessione Luer. </li><li> Utilizzare ⅛ di diametro esterno (OD) tubo per collegare le siringhe in serie con un blocco Luer maschio da un lato. </li><li> Fissare il dispositivo in modo tale che la testa di pressione è elevata ad una altezza di 27 sopra la base, o un&#39;altezza che produce costantemente una portata di ~ 1 ml / min. </li></ol></li><li> Cannula per intubazione La cannula facilita l&#39;introduzione del fluido ai pesci. Questa configurazione offre flessibilità e fermezza al meglio la posizione della cannula all&#39;interno della bocca dell&#39;animale. <ol><li> L&#39;utilizzo di qualsiasi paio di forbici generale (ad es. Fiskars) o una lama di rasoio, rimuovere una sezione di 1,5 centimetri dalla vasta fine di un puntale P-200. </li><li> Inserire un pezzo di tubo mm 6 cm x 1 in una valvola di riduzione con un cappuccio femmina Luer Lock e puntale silicone, cioè un adattatore Tuohy Borst, e inserire questo cannula nella punta della pipetta modificato. Tenere la punta della pipetta in posizione con il Luer lOCK con una breve porzione di ⅛ in tubo di diametro. <img alt="Figura 1" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51065/51065fig1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51065/51065fig1.jpg" /> Figura 1 </li></ol></li><li> Base di intubazione Questo piatto è utilizzato per contenere l&#39;animale immobilizzato in una posizione eretta stabile e per facilitare la rimozione del fluido che entra attraverso l&#39;animale intubazione. Se questo non viene stabilita correttamente, il pool può verificarsi, portando a segnali vibrazionali intrusive nella registrazione elettrofisiologica. <ol><li> Avere il piatto base di una piastra di Petri di 100 mm x 15 millimetri plastica. </li><li> Utilizzando un saldatore, fondere un foro, 6 mm di diametro e 7,5 mm sotto il bordo del cerchione, nel lato del piatto. Utilizzando lo stesso strumento, fondere un foro, 10 mm di diametro e 11 mm sotto il labbro del piatto ~ 74 ° in senso antiorario dalla<html> piccolo foro. Questo foro servirà come il foro di scarico. </li><li> Inserire un tubo, 1 cm di diametro, nel foro con la fine alzato in modo tale che alla fine non può essere bloccato. Quindi inserire una punta P-200 pipetteman nel piccolo foro, questo servirà come una cannula fittizio. </li><li> Con la piastra di Petri leggermente elevata sul lato del foro più grande, versare cera conserviera fusa nello stampo in modo che il foro cannula sia appena coperto. La regione fungerà da arresto, consentendo la cannula da inserire ~ 3 mm nella bocca del pesce. Questo set up dovrebbe essere permesso di solidificare. </li><li> Utilizzando un bordo metallico riscaldato fiamma, intagliare un canale per tenere il pesce in modo che il canale inizia dalla punta della cannula e si estende approssimativamente 1-2 trovi <ol><li> Occorre fare attenzione a garantire che un angolo verso il basso continua dalla zona cannula alla porta di scarico è formato.065fig2.jpg &quot;width =&quot; 400px &quot;/&gt; Figura 2 </li></ol></li></ol></li><li> Installazione di perfusione <ol><li> Prima di iniziare, lavare la perfusione set-up con acqua habitat, garantendo che tutte le bolle d&#39;aria vengono rimossi. </li><li> Aggiungere ~ 30 ml di 0,016% (630 mM) soluzione tricaine alla configurazione craniotomia perfusione e consentono ~ 2 ml di scorrere attraverso tubi per garantire che tricaine sarà trasportato all&#39;animale upon perfusione iniziazione. Vedere il punto 2.2 per la diluizione. </li><li> Per il setup perfusione principale, aggiungere ~ 50 ml di acqua habitat al primo tubo. Aggiungere eventuali composti sperimentali desiderati per ciascuno dei rimanenti tubi. </li><li> Posizionare il setup cannula nel piccolo foro della base intubazione. </li><li> Torcere un 1 nella striscia larga 42 cm Kimwipe in una spirale stretto e inserirlo nel tubo di scarico in modo che il Kimwipe estende su entrambe le estremità. Questo tessuto servirà come stoppino per rimuovere il liquido perfuso e per prevenire l&#39;accumulo di liquido all&#39;interno tegli intubazione base, che potrebbe interferire con la registrazione elettrofisiologica. </li><li> Inserire un&#39;estremità del tubo nel foro grande della scatola di Petri, consentendo l&#39;estremità inferiore di estendere in un piatto inerte che è abbastanza grande per raccogliere tutti i rifiuti perfusione. Questo piatto servirà come il serbatoio di deflusso per l&#39;installazione. Posizionare il tessuto in modo che una estremità si trovano vicino ventrale dell&#39;animale e l&#39;estensione inferiore può gocciolare nel piatto. </li><li> Collocare questa base intubazione completato nei pressi del microscopio da dissezione. Collegare il blocco Luer della cannula al tubo tricaine perfusione. </li></ol></li><li> Capillare aghi ed elettrodi <ol><li> Ottenere un elettrodo primario costituito da 2.5 in su 0.010 in filo d&#39;argento e un elettrodo secondario che dovrebbe essere composto da 15 dello stesso filo a terra l&#39;installazione. Per l&#39;elettrodo secondario, utilizzare un 15 nella sezione di 0.010 in filo d&#39;argento con una punta saldata, che gli consente di adattarsinel retro di una testa stadi. <ol><li> Placcano le punte di entrambi i fili d&#39;argento primari e secondari con ioni cloruro. </li><li> Utilizzando un estrattore micropipetta, tirare una, borosilicato capillare ago parete sottile con una resistenza di &lt;15 mW. <ol><li> Riempire l&#39;ago capillare con 2-3 ml di cloruro di 2 M di potassio, o abbastanza per coprire parzialmente la punta cloruro rivestita con del filo d&#39;argento. </li><li> Inserire l&#39;elettrodo primario nella testa capillare e montarlo nel supporto dell&#39;elettrodo. </li><li> Montare la testa palco in un micromanipolatore e poi montare l&#39;elettrodo secondario in un secondo micromanipolatore. Con la configurazione, prima posizione ogni elettrodo e quindi montare la punta saldato dell&#39;elettrodo secondario nella parte posteriore della testa stadi. </li></ol></li></ol></li></ol></li></ol> 2. Preparazione di soluzioni, sistema di perfusione, e elettrofisiologico Registrazione <ol><li> Ottenere 1 L di acqua habitatda acquario di pesci. </li><li> 0,016% T] tricaine methanesulfonate (tricaine) (50 ml di 630 mM) 24. <ol><li> Scongelare una aliquota dello 0,4% tricaine tamponata con Tris, pH 7,2. </li><li> Aggiungere 2.1 ml di 0,4% tricaine tamponata con Tris di 47.9 ml di acqua habitat e mescolare. </li></ol></li><li> Scongelare concentrazione scorta di solubile in acqua desiderata composto sperimentale (ad esempio pentylenetetrazol 300 mm, un chemoconvulsant comune). </li><li> Scongelare una aliquota di 1 mg / mL pancuronio bromuro in soluzione di Ringer. </li><li> Riempire entrambi i sistemi di intubazione sperimentali con acqua e habitat anestetizzante e svuotare almeno abbastanza per rimuovere tutte le bolle dai tubi. Questo deve essere fatto perché bolle ostruiscono il flusso del fluido, con conseguente asfissia dell&#39;animale. <ol><li> Completamente drenare i tubi di perfusione che conterrà i farmaci senza che l&#39;aria nel tubo di collegamento. </li><li> Riempire il tubo anestetizzante con il 0,016% (630 micron), soluzione tricaine e collocare compecomposto imental (s) in ulteriore tubo (s) sul sistema di perfusione sperimentale. <ol><li> Il primo tubo di perfusione sperimentale dovrebbe contenere solo acqua habitat. </li></ol></li></ol></li><li> Inumidire la piccola spugna pori con acqua habitat e collocare in un 60 millimetri x 15 mm piastra di Petri vuota. Questo piatto verrà utilizzato per tenere il pesce mentre l&#39;anestetico viene iniettato. </li></ol> 3. Craniotomy <ol><li> Aggiungere abbastanza della soluzione tricaine 630 micron per una capsula di Petri 15 x 60 mm per riempirlo circa tre quarti del percorso. Pesare il piatto pieno. Questo verrà utilizzato per immobilizzare l&#39;animale in modo che ulteriori anestesia possono essere iniettate per via intraperitoneale. </li><li> Immergere l&#39;animale nel piatto contenente tricaine e pesare di nuovo il piatto. <ol><li> Sottrarre la differenza tra i pesi da passaggi 1 e 2 per ottenere il peso del pesce. </li><li> Lasciare l&#39;animale a rimanere nella soluzione tricaine fino calmo e più movimento è cessato. </li></ol></li><li> Utilizzando un paio di larghe pinze, trasferire il pesce alla spugna impregnate e posizionare lateralmente. Trasferire il pesce per la coda funziona bene per questo processo. <ol><li> Posizionare la spugna e il pesce sotto il microscopio da dissezione. </li></ol></li><li> Con una siringa Nanofil contenente un ago G 34, dosare abbastanza bromuro di pancuronio tale che vi è 1 ug / g di peso pesce. </li><li> Usando un bastone ghiacciolo lungo il lato dorsale del pesce per tenerla ferma, amministrare il bromuro di pancuronio per via intraperitoneale con la siringa Nanofil. </li><li> Utilizzando le belle pinze, afferrare il pesce dalla mandibola e trasferire rapidamente l&#39;animale alla base intubazione. </li><li> Posizionare l&#39;animale in modo che sia dorsale-up della maschera cera e tale che la cannula 1 mm può essere inserita nella bocca. Utilizzare le belle pinze per manovrare il pesce e aprire la bocca intorno alla cannula. A causa della composizione del vassoio intubazione, un arresto è stato progettato nella base, consentendocannula da inserire 3 millimetri nella bocca del pesce. <ol><li> Una volta in posizione, accendere il tubo di perfusione per gravità contenenti tricaine. </li></ol></li><li> Tagliare una sezione di 3 centimetri 2 del tessuto Kimqipe e bagnarlo con acqua habitat. <ol><li> Posizionare il tessuto sopra l&#39;animale per prevenire l&#39;essiccamento. La sezione Kimwipe può essere posizionato anche per aiutare a tenere l&#39;animale dorsale-up. </li></ol></li><li> Sotto il microscopio dissezione, usare le forbici a molla vanna per rimuovere ~ 2 millimetri 2 sezione del cranio che copre il tetto ottico. Questa zona si presenta come una piastra ossea scuro che si trova dietro l&#39;occhio. <img alt="Figura 3" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51065/51065fig3highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51065/51065fig3.jpg" width="400px" /> Figura 3 <ol><li> Inserire una lama delle forbici vanna sul bordo del piatto e spingere con forza sufficiente a penetrazioneTe l&#39;osso, senza perforare il cervello. Chiudere le forbici per tagliare l&#39;osso. </li><li> Rimuovere il pezzo di osso. </li><li> Se è presente del sangue, rimuovere utilizzando il bordo di un Kimwipe. Bleeding generalmente si arresta poco dopo l&#39;esecuzione del craniotomia. </li></ol></li></ol> 4. Elettrofisiologia <ol><li> Spegnere l&#39;intubazione rubinetto e rapidamente scollegare il blocco Luer collegamento della base intubazione per la flebo tricaine. <ol><li> Spostare il setup intubazione intatta al microscopio elettrofisiologia e connettersi al sistema di perfusione. </li><li> Accendere l&#39;acqua habitat e perfusione ad una velocità di 1 ml / min per ~ 1 ora, per lavare la tricaine. </li></ol></li><li> Utilizzando un micromanipolatore sotto controllo visivo, posizionare l&#39;elettrodo secondario in modo che la punta dell&#39;elettrodo può essere inserito nella narice dell&#39;animale o nel tuffo dietro la mascella superiore. </li><li> Inserire l&#39;ago elettrodo primario nell&#39;apertura craniotomia. Inserire ilago nel tessuto, in modo che la punta è posizionata abbastanza superficiale nel tetto ottico. <ol><li> Se l&#39;elettrodo è troppo profonda, il segnale elettrico può essere piccola. </li></ol></li><li> Raccogliere e analizzare la differenza elettrica registrata tra gli elettrodi di riferimento primari e secondari. Questo processo consentirà di registrazioni extracellulari essere ottenuti. <ol><li> Raccogliere i dati in modalità free-Gap a una frequenza di campionamento 5 kHz, con un filtro passa-basso di 0,1 kHz e un filtro passa alto di 1 Hz. </li><li> Non iniziare a registrare l&#39;attività elettrofisiologica finché l&#39;acqua habitat è perfuso per un minimo di 45 min. </li><li> Registrare una linea di base dell&#39;attività nativo per almeno 15 minuti prima dell&#39;aggiunta di farmaci sperimentali. Inizia perfusione con farmaci sperimentali di scelta e record per la quantità di tempo desiderato. Nelle preparazioni sani, è possibile registrare l&#39;attività neurologica per 2-3 ore. </li></ol></li></ol> 5. Clean Up </p&gt; <ol><li> Alla fine dell&#39;esperimento, rimuovere gli elettrodi dal cranio e narice e rimuovere la configurazione intubazione. <ol><li> Euthanize l&#39;animale da overdose utilizzando tricaine in conformità con le pratiche accettate, come indicato dalla American Veterinary Medical Association (AVMA) Linee guida per l&#39;eutanasia degli animali (2013). </li><li> Zebrafish essere eutanasia deve essere posto in una soluzione tricaine a 200-500 mg / L. Pesci devono essere lasciati nella soluzione per almeno 10 min dopo la cessazione dell&#39;attività dell&#39;opercolo ritmica, dopo di che vengono sottoposti a un mezzo fisico di eutanasia (recisione cervicale) per assicurare la morte. </li></ol></li><li> Scollegare il blocco Luer collegamento della base intubazione al setup perfusione. Raccogliere il liquido residuo del sistema di perfusione per lo smaltimento. <ol><li> Esegui DI acqua attraverso tutti i tubi e raccogliere per lo smaltimento, se pericolosi. </li></ol></li><li> Per disinfettare il sistema di perfusione, rONU il 70% di etanolo attraverso tutti i tubi e raccogliere per lo smaltimento. <ol><li> Lasciare i rubinetti per ogni provetta in posizione aperta per facilitare l&#39;asciugatura all&#39;aria. </li><li> Immergere gli elettrodi nel 70% di etanolo e lasciare asciugare all&#39;aria. </li></ol></li><li> Eliminare l&#39;ago capillare utilizzato per l&#39;elettrodo primario in un apposito contenitore. </li><li> Smontare il setup intubazione e sciacquare tutti i pezzi con acqua. <ol><li> Pulire ogni pezzo con il 70% di etanolo e lasciare asciugare all&#39;aria. </li></ol></li></ol>

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P., Nolting, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+role+of+technical,+biological+and+pharmacological+factors+in+the+laboratory+evaluation+of+anticonvulsant+drugs.+III.+Pentylenetetrazole+seizure+models.">The role of technical, biological and pharmacological factors in the laboratory evaluation of anticonvulsant drugs. III. Pentylenetetrazole seizure models.</a> Epilepsy res. 8, 171-189 (1991).</li><li>DeMicco, A., Cooper, K. R., Richardson, J. R., White, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Developmental+neurotoxicity+of+pyrethroid+insecticides+in+zebrafish+embryos.">Developmental neurotoxicity of pyrethroid insecticides in zebrafish embryos.</a> Toxicol Sci. 113, 177-186 (2010).</li><li>Arnolds, D. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Physiological+effects+of+tricaine+on+the+supramedullary/dorsal+neurons+of+the+cunner,+Tautogolabrus+adspersus.">Physiological effects of tricaine on the supramedullary/dorsal neurons of the cunner, Tautogolabrus adspersus.</a> Biol. Bull. 203, 188-189 (2002).</li></ol>

Gli autori dichiarano di non avere interessi finanziari in competizione.

Questo protocollo è stato utilizzato per misurare l&#39;attività neurale di zebrafish adulti in vivo. Con la pratica, l&#39;attività neurale può essere osservato in modo coerente, anche se le caratteristiche (ampiezza e forma degli eventi) dell&#39;attività registrata possono variare tra individui. L&#39;utilizzo della tecnica di registrazione extracellulare può spiegare questa osservazione. Il metodo fornisce il monitoraggio simultaneo di un numero elevato di celle all&#39;interno di una regione 1,<...

In questo articolo, un protocollo è descritto per ottenere le registrazioni in vivo di attività neurale in zebrafish adulto. Metodi di registrazione extracellulari sono utilizzati, fornendo misure di tensione di attività elettrica all&#39;interno di una piccola regione del tessuto neurale. Questo metodo di indagine comporta monitorare un gran numero di cellule in un animale comportarsi 1. In precedenza, le registrazioni fetta sono stati effettuati sia negli adulti e larve, come hanno fatto i preparativi oculare e registrazioni elettroretinogramma. Questi esperimenti sono stati eseguiti in gran parte al dettaglio risposte fisiologiche dei vari sistemi sensoriali 2-5. Fino a poco tempo, preparazioni cerebrali intatti sono stati disponibili per eseguire elettrofisiologia con zebrafish 3,6,7 larva, dove la respirazione e ossigeno diffusione può avvenire attraverso la pelle solo. La nostra preparazione consente l&#39;attività neurologica nativo di zebrafish adulto da misurare, mentre l&#39;animale rimane pienamente cosciente e consapevole of dintorni. Zebrafish (Danio rerio) attualmente gioca un ruolo fondamentale come modello per studi genetici, tossicologici, farmacologici e fisiopatologici 3. Zebrafish hanno guadagnato visibilità all&#39;interno del campo delle neuroscienze perché condividono ampia omologia con i mammiferi a livello genetico, nervosi ed endocrini livelli 8. Negli ultimi dieci anni, sono state utilizzate tecniche di neuroanatomici e immunoistochimica standard per determinare l&#39;organizzazione caratteristici dettagliata del sistema nervoso zebrafish 9-12 e della distribuzione di diversi neurotrasmettitori 3,8,13. Più di recente, i ricercatori hanno spostato la loro attenzione per studi funzionali 14,15, molti dei quali si incentrano sui processi comportamentali 16-19 e le caratteristiche elettrofisiologiche dei sistemi sensoriali 2,13,20. Un piccolo numero di questi studi si sono concentrati sull&#39;attività elettrica di specifiche aree del adult cervello zebrafish 21-23, ma non sono stati eseguiti utilizzando un approccio in vivo. Questo protocollo può essere adattato per studi elettrofisiologici sia attività spontanea ed evocata all&#39;interno del sistema nervoso zebrafish per descrivere i modelli di attività in specifiche regioni cerebrali. L&#39;uso di questa tecnica permette di effettuare confronti tra l&#39;attività neurologica dei giovani stadi larvali e adulti. Inoltre, il nostro protocollo consente confronti tra alterazioni genetiche o farmacologici. Insieme ad altri approcci, come l&#39;ingegneria genetica o prove farmacologiche, questo metodo offre una nuova possibilità per l&#39;analisi funzionale di comunicazione neuronale e la plasticità nel intatta animali adulti, nonché per potenziali applicazioni, come studiare epilessia insorgenza tardiva o processi neurodegenerativi.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="539">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:207px;">70% Ethanol</td>
			<td style="width:91px;">Decon Laboratories</td>
			<td style="width:111px;">2750HC</td>
			<td style="width:132px;">Dilute 100% to 70% with DI water</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:207px;">2 M Potassium Chloride</td>
			<td style="width:91px;">J.T. Baker</td>
			<td style="width:111px;"></td>
			<td style="width:132px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:207px;">2 M Sodium Chloride</td>
			<td style="width:91px;">J.T. Baker</td>
			<td style="width:111px;">3624-05</td>
			<td style="width:132px;"></td>
		</tr>
		<tr height="47">
			<td height="47" style="height:47px;width:207px;">0.4% Tris-Buffered Tricaine</td>
			<td style="width:91px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:111px;">E10521</td>
			<td style="width:132px;">pH 7.2-7.4; stored at -20 oC</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:207px;">Pancuronium Bromide</td>
			<td style="width:91px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:111px;">P1918</td>
			<td style="width:132px;">Diluted to 1 &#956;g/&#956;l in 1x phosphate buffered saline</td>
		</tr>
		<tr height="127">
			<td height="127" style="height:127px;width:207px;">Habitat water</td>
			<td style="width:91px;"></td>
			<td style="width:111px;"></td>
			<td style="width:132px;">pH 7.0-7.4, conductivity of 400-450 &#956;S; maintained by Instant Ocean and Sodium Bicarbonate</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:207px;">Pentylenetetrazol</td>
			<td style="width:91px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:111px;">P6500</td>
			<td style="width:132px;">Diluted to 300 mM in 1x phosphate buffered saline</td>
		</tr>
		<tr height="85">
			<td height="85" style="height:85px;width:207px;">Nanofil syringe</td>
			<td style="width:91px;">World Precision Instruments, Inc.</td>
			<td style="width:111px;">06A</td>
			<td style="width:132px;"></td>
		</tr>
		<tr height="85">
			<td height="85" style="height:85px;width:207px;">34 G Beveled needle</td>
			<td style="width:91px;">World Precision Instruments, Inc.</td>
			<td style="width:111px;">NF34BV</td>
			<td style="width:132px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:207px;">Sponge</td>
			<td style="width:91px;"></td>
			<td style="width:111px;"></td>
			<td style="width:132px;">Small pore and chemical-free</td>
		</tr>
		<tr height="47">
			<td height="47" style="height:47px;width:207px;">Foam-backed fine sand paper</td>
			<td style="width:91px;"></td>
			<td style="width:111px;"></td>
			<td style="width:132px;">5 x 5 cm2 is large enough</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:207px;">9 V Battery</td>
			<td style="width:91px;"></td>
			<td style="width:111px;"></td>
			<td style="width:132px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:207px;">Wires with alligator clips</td>
			<td style="width:91px;"></td>
			<td style="width:111px;"></td>
			<td style="width:132px;">Need 2</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:207px;">37 cm x 42 cm Kimwipe</td>
			<td style="width:91px;">Kimberly-Clark Professional</td>
			<td style="width:111px;">TW31KEM</td>
			<td style="width:132px;"></td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:207px;">11 cm x 21 cm Kimwipe</td>
			<td style="width:91px;">Kimberly-Clark Professional</td>
			<td style="width:111px;">TW31KWP</td>
			<td style="width:132px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:207px;">1/8 in diameter tube</td>
			<td style="width:91px;"></td>
			<td style="width:111px;"></td>
			<td style="width:132px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:207px;">1 cm diameter tube</td>
			<td style="width:91px;"></td>
			<td style="width:111px;"></td>
			<td style="width:132px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:207px;">1 mm diameter tube</td>
			<td style="width:91px;"></td>
			<td style="width:111px;"></td>
			<td style="width:132px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:207px;">Reducing valve with female Luer lock cap and silicone ferrule</td>
			<td style="width:91px;">Qosina</td>
			<td style="width:111px;">51505</td>
			<td style="width:132px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:207px;">Microscope (Leica MZ APO)</td>
			<td style="width:91px;"></td>
			<td style="width:111px;"></td>
			<td style="width:132px;">Another microscope can be used</td>
		</tr>
		<tr height="85">
			<td height="85" style="height:85px;width:207px;">Vanna scissors</td>
			<td style="width:91px;">Roboz Surgical Instruments Co., Inc.</td>
			<td style="width:111px;">15018-10</td>
			<td style="width:132px;"></td>
		</tr>
		<tr height="85">
			<td height="85" style="height:85px;width:207px;">60 ml Luer lock syringe tubes</td>
			<td style="width:91px;">Becton, Dickinson and Company</td>
			<td style="width:111px;">309653</td>
			<td style="width:132px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:207px;">3-way Stopcocks with Luer connections</td>
			<td style="width:91px;"></td>
			<td style="width:111px;"></td>
			<td style="width:132px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:207px;">1-way Stopcock with Luer connection</td>
			<td style="width:91px;"></td>
			<td style="width:111px;"></td>
			<td style="width:132px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:207px;">Fisherbrand 100 mm x 15 mm Petri dish</td>
			<td style="width:91px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:111px;">NC9299146</td>
			<td style="width:132px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:207px;">Fisherbrand 60 mm x 15 mm Petri dish</td>
			<td style="width:91px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:111px;">S67961</td>
			<td style="width:132px;"></td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:207px;">4 in Borosilicate capillary tube</td>
			<td style="width:91px;">World Precision Instruments</td>
			<td style="width:111px;">TW100F-4</td>
			<td style="width:132px;">Can contain a filament to aid in filling with solution</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:207px;">P-97 Flaming/Brown Micropipette Puller</td>
			<td style="width:91px;">Sutter Instrument Co.</td>
			<td style="width:111px;"></td>
			<td style="width:132px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:207px;">Digidata 1440</td>
			<td style="width:91px;">Molecular Devices</td>
			<td style="width:111px;"></td>
			<td style="width:132px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:207px;">Axon Aloclamp 900A</td>
			<td style="width:91px;">Molecular Devices</td>
			<td style="width:111px;"></td>
			<td style="width:132px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:207px;">Axoclamp software</td>
			<td style="width:91px;">Molecular Devices</td>
			<td style="width:111px;"></td>
			<td style="width:132px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:207px;">HS-9Ax 1U headstage</td>
			<td style="width:91px;">Molecular Devices</td>
			<td style="width:111px;"></td>
			<td style="width:132px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:207px;">0.010 in Silver wire</td>
			<td style="width:91px;">A-M Systems, Inc.</td>
			<td style="width:111px;"></td>
			<td style="width:132px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:207px;">Q-series electrode holder</td>
			<td style="width:91px;">Warner Instruments</td>
			<td style="width:111px;">QSW-A10P</td>
			<td style="width:132px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:207px;">10 ml Luer lock syringe</td>
			<td style="width:91px;"></td>
			<td style="width:111px;"></td>
			<td style="width:132px;"></td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:207px;">1 mm x 15 in Tubing</td>
			<td style="width:91px;"></td>
			<td style="width:111px;"></td>
			<td style="width:132px;">Connect Luer lock syringe to Q-series electrode holder</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:207px;">Micromanipulator</td>
			<td style="width:91px;">Warner Instruments</td>
			<td style="width:111px;"></td>
			<td style="width:132px;">Need 2</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:207px;">Microsoft-based PC</td>
			<td style="width:91px;">Dell</td>
			<td style="width:111px;"></td>
			<td style="width:132px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:207px;">Faraday Cage</td>
			<td style="width:91px;"></td>
			<td style="width:111px;"></td>
			<td style="width:132px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:207px;">Air Table</td>
			<td style="width:91px;"></td>
			<td style="width:111px;"></td>
			<td style="width:132px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:207px;">Dissecting Microscope</td>
			<td style="width:91px;"></td>
			<td style="width:111px;"></td>
			<td style="width:132px;"></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

electrophysiological recording in the brain of intact adult zebrafish

In precedenza, studi elettrofisiologici in zebrafish adulto si sono limitati a tagliare i preparativi o alle preparazioni oculare e registrazioni electrorentinogram. Questo documento descrive come un zebrafish adulto può essere immobilizzata, intubato, e utilizzati per esperimenti di elettrofisiologia in vivo, che permette la registrazione di attività neurale. Immobilizzazione dell&#39;adulto richiede un meccanismo per fornire ossigeno disciolto alle branchie al posto di movimento buccale e opercolare. Con la nostra tecnica, gli animali vengono immobilizzati e perfusi con acqua habitat per soddisfare questo requisito. Una craniotomia viene eseguita sotto tricaine methanesulfonate (MS-222; tricaine) anestesia per fornire l&#39;accesso al cervello. L&#39;elettrodo primario viene quindi posizionato all&#39;interno della finestra craniotomia per registrare l&#39;attività cerebrale extracellulare. Attraverso l&#39;uso di un sistema di perfusione multitube, una varietà di composti farmacologici può essere somministrato ai pesci adulti e eventuali alterazioni nell&#39;attività neuralepuò essere osservato. La metodologia permette non solo per le osservazioni devono essere fatte per quanto riguarda i cambiamenti di attività neurologica, ma permette anche di effettuare confronti tra larvale e zebrafish adulto. Questo dà ricercatori la capacità di identificare le alterazioni dell&#39;attività neurologica dovuta all&#39;introduzione di vari composti a differenti stadi di vita.

Questo protocollo è stato utilizzato per misurare l&#39;attività neurale di zebrafish adulti in vivo. Queste registrazioni elettrofisiologiche sono costantemente e riproducibile ottenuti. Figura 5 mostra un esempio rappresentativo di alterazioni nativi e indotti dell&#39;attività neurale di zebrafish adulto quando pentylenetetrazol (PTZ), una chemoconvulsant comune 6,7,25,26, è stato introdotto in intubazione setup. L&#39;attività neurologica nativo ...

Watch this Scientific Journal Video about Electrophysiological Recording in the Brain of Intact Adult Zebrafish at JoVE.com

Electrophysiological Recording in the Brain of Intact Adult Zebrafish

Questo documento descrive come un zebrafish adulto può essere immobilizzata, intubato, e utilizzati per esperimenti di elettrofisiologia in vivo per permettere registrazioni e manipolazione di attività neurale in un animale intatto.

Registrazione elettrofisiologica nel cervello di intatto Zebrafish adulti

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram ...

electrophysiological-recording-in-the-brain-of-intact-adult-zebrafish

Research

JoVE Journal

Neuroscience

21.3K Views.  University of Georgia.  Questo documento descrive come un zebrafish adulto può essere immobilizzata, intubato, e utilizzati per esperimenti di elettrofisiologia in vivo per permettere registrazioni e manipolazione di attività neurale in un animale intatto. 

Video: Electrophysiological Recording in the Brain of Intact Adult Zebrafish

Electrophysiological Characterization of GFP-Expressing Cell Populations in the Intact Retina

Studying the physiological properties and synaptic connections of specific neurons in the intact tissue is a challenge for those cells that lack conspicuous morphological features or show a low population density. This applies particularly to retinal amacrine cells, an exceptionally multiform class of interneurons that comprise roughly 30 subtypes in mammals1. Though being a crucial part of the visual processing by shaping the retinal output2, most of these subtypes have not been studied up to now in a functional context because encountering these cells with a recording electrode is a rare event.
Recently, a multitude of transgenic mouse lines is available that express fluorescent markers like green fluorescent protein (GFP) under the control of promoters for membrane receptors or enzymes that are specific to only a subset of neurons in a given tissue3,4. These pre-labeled cells are therefore accessible to directed microelectrode targeting under microscopic control, permitting the systematic study of their physiological properties in situ. However, excitation of fluorescent markers is accompanied by the risk of phototoxicity for the living tissue. In the retina, this approach is additionally hampered by the problem that excitation light causes appropriate stimulation of the photoreceptors, thus inflicting photopigment bleaching and transferring the retinal circuits into a light-adapted condition. These drawbacks are overcome by using infrared excitation delivered by a mode-locked laser in short pulses of the femtosecond range. Two-photon excitation provides energy sufficient for fluorophore excitation and at the same time restricts the excitation to a small tissue volume minimizing the hazards of photodamage5. Also, it leaves the retina responsive to visual stimuli since infrared light (&gt;850 nm) is only poorly absorbed by photopigments6.
In this article we demonstrate the use of a transgenic mouse retina to attain electrophysiological in situ recordings from GFP-expressing cells that are visually targeted by two-photon excitation. The retina is prepared and maintained in darkness and can be subjected to optical stimuli which are projected through the condenser of the microscope (Figure 1). Patch-clamp recording of light responses can be combined with dye filling to reveal the morphology and to check for gap junction-mediated dye coupling to neighboring cells, so that the target cell can by studied on different experimental levels.

This article depicts the recording of individual cells from fluorescently tagged neuronal populations in the intact mouse retina. By using two-photon infrared excitation transgenetically labeled cells were targeted for patch-clamp recording to study their light responses, receptive field properties, and morphology.

Caratterizzazione elettrofisiologica di GFP-Esprimendo popolazioni di cellule nella retina intatto

Studying the physiological properties and synaptic connections of specific neurons in the intact tissue is a challenge for those cells that lack ...

Ricerca

Neuroscienze

Forebrain Electrophysiological Recording in Larval Zebrafish

Epilepsy affects nearly 3 million people in the United States and up to 50 million people worldwide. Defined as the occurrence of spontaneous unprovoked seizures, epilepsy can be acquired as a result of an insult to the brain or a genetic mutation. Efforts to model seizures in animals have primarily utilized acquired insults (convulsant drugs, stimulation or brain injury) and genetic manipulations (antisense knockdown, homologous recombination or transgenesis) in rodents. Zebrafish are a vertebrate model system1-3 that could provide a valuable alternative to rodent-based epilepsy research. Zebrafish are used extensively in the study of vertebrate genetics or development, exhibit a high degree of genetic similarity to mammals and express homologs for ~85% of known human single-gene epilepsy mutations. Because of their small size (4-6 mm in length), zebrafish larvae can be maintained in fluid volumes as low as 100 &mu;l during early development and arrayed in multi-well plates. Reagents can be added directly to the solution in which embryos develop, simplifying drug administration and enabling rapid in vivo screening of test compounds4. Synthetic oligonucleotides (morpholinos), mutagenesis, zinc finger nuclease and transgenic approaches can be used to rapidly generate gene knockdown or mutation in zebrafish5-7. These properties afford zebrafish studies an unprecedented statistical power analysis advantage over rodents in the study of neurological disorders such as epilepsy. Because the "gold standard" for epilepsy research is to monitor and analyze the abnormal electrical discharges that originate in a central brain structure (i.e., seizures), a method to efficiently record brain activity in larval zebrafish is described here. This method is an adaptation of conventional extracellular recording techniques and allows for stable long-term monitoring of brain activity in intact zebrafish larvae. Sample recordings are shown for acute seizures induced by bath application of convulsant drugs and spontaneous seizures recorded in a genetically modified fish.

A simple method to record extracellular field potentials in the larval zebrafish forebrain is described. The method provides a robust in vivo read-out of seizure-like activity. This technique can be used with genetically modified zebrafish larvae carrying epilepsy-related genes or seizures evoked by administration of convulsant drugs.

Proencefalo registrazione elettrofisiologica in larvale Zebrafish

Epilepsy affects nearly 3 million people in the United States and up to 50 million people worldwide. Defined as the occurrence of spontaneous unprovoked ...

Recording Electrical Activity from Identified Neurons in the Intact Brain of Transgenic Fish

Understanding the cell physiology of neural circuits that regulate complex behaviors is greatly enhanced by using model systems in which this work can be performed in an intact brain preparation where the neural circuitry of the CNS remains intact. We use transgenic fish in which gonadotropin-releasing hormone (GnRH) neurons are genetically tagged with green fluorescent protein for identification in the intact brain. Fish have multiple populations of GnRH neurons, and their functions are dependent on their location in the brain and the GnRH gene that they express1 . We have focused our demonstration on GnRH3 neurons located in the terminal nerves (TN) associated with the olfactory bulbs using the intact brain of transgenic medaka fish (Figure 1B and C). Studies suggest that medaka TN-GnRH3 neurons are neuromodulatory, acting as a transmitter of information from the external environment to the central nervous system; they do not play a direct role in regulating pituitary-gonadal functions, as do the well-known hypothalamic GnRH1 neurons2, 3 .The tonic pattern of spontaneous action potential firing of TN-GnRH3 neurons is an intrinsic property4-6, the frequency of which is modulated by visual cues from conspecifics2 and the neuropeptide kisspeptin 15. In this video, we use a stable line of transgenic medaka in which TN-GnRH3 neurons express a transgene containing the promoter region of Gnrh3 linked to enhanced green fluorescent protein7 to show you how to identify neurons and monitor their electrical activity in the whole brain preparation6.

In this video, we will demonstrate how to record electrical activity from identified single neurons in a whole brain preparation, which preserves complex neural circuits. We use transgenic fish in which gonadotropin-releasing hormone (GnRH) neurons are genetically tagged with a fluorescent protein for identification in the intact brain preparation.

La registrazione dell&#39;attività elettrica dai neuroni identificati nel cervello intatto di pesci transgenici

Understanding the cell physiology of neural circuits that regulate complex behaviors is greatly enhanced by using model systems in which this work can be ...

Micromanipulation of Gene Expression in the Adult Zebrafish Brain Using Cerebroventricular Microinjection of Morpholino Oligonucleotides

Manipulation of gene expression in tissues is required to perform functional studies. In this paper, we demonstrate the cerebroventricular microinjection (CVMI) technique as a means to modulate gene expression in the adult zebrafish brain. By using CVMI, substances can be administered into the cerebroventricular fluid and be thoroughly distributed along the rostrocaudal axis of the brain. We particularly focus on the use of antisense morpholino oligonucleotides, which are potent tools for knocking down gene expression in vivo. In our method, when applied, morpholino molecules are taken up by the cells lining the ventricular surface. These cells include the radial glial cells, which act as neurogenic progenitors. Therefore, knocking down gene expression in the radial glial cells is of utmost importance to analyze the widespread neurogenesis response in zebrafish, and also would provide insight into how vertebrates could sustain adult neurogenesis response. Such an understanding would also help the efforts for clinical applications in human neurodegenerative disorders and central nervous system regeneration. Thus, we present the cerebroventricular microinjection method as a quick and efficient way to alter gene expression and neurogenesis response in the adult zebrafish forebrain. We also provide troubleshooting tips and other useful information on how to carry out the CVMI procedure.

In this article, we demonstrate a method for manipulation of gene expression in the ventricular cells of the adult zebrafish telencephalon using antisense morpholino oligonucleotides. We present this method as an efficient and quick protocol that can be used for functional studies in the adult vertebrate brain.

Micromanipolazione di espressione genica in Zebrafish adulti cervello con microiniezione Cerebroventricular di Morpholino oligonucleotidi

Manipulation of gene expression in tissues is  required to perform functional studies. In this paper, we demonstrate the  cerebroventricular ...

Simultaneous Electrophysiological Recording and Micro-injections of Inhibitory Agents in the Rodent Brain

Here we describe a method for the construction of a single-use &#8220;injectrode&#8221; using commercially accessible and affordable parts. A probing system was developed that allows for the injection of a drug while recording electrophysiological signals from the affected neuronal population. This method provides a simple and economical alternative to commercial solutions. A glass pipette was modified by combining it with a hypodermic needle and a silver filament. The injectrode is attached to commercial microsyringe pump for drug delivery. This results in a technique that provides real-time pharmacodynamics feedback through multi-unit extracellular signals originating from the site of drug delivery. As a proof of concept, we recorded neuronal activity from the superior colliculus elicited by flashes of light in rats, concomitantly with delivery of drugs through the injectrode. The injectrode recording capacity permits the functional characterization of the injection site favoring precise control over the localization of drug delivery. Application of this method also extends far beyond what is demonstrated here, as the choice of chemical substance loaded into the injectrode is vast, including tracing markers for anatomic experiments.

Here, we craft a glass pipette with dual functions: inhibition of deep brain structures by microinjections of drugs and real-time monitoring of their effects through simultaneous electrophysiological recordings.

Registrazione simultanea elettrofisiologici e micro-iniezioni di agenti inibitori nel cervello del roditore

Here we describe a method for the construction of a single-use &#8220;injectrode&#8221; using commercially accessible and affordable parts. A probing ...

Recording Synaptic Plasticity in Acute Hippocampal Slices Maintained in a Small-volume Recycling-, Perfusion-, and Submersion-type Chamber System

Even though experiments on brain slices have been in use since 1951, problems remain that reduce the probability of achieving a stable and successful analysis of synaptic transmission modulation when performing field potential or intracellular recordings. This manuscript describes methodological aspects that might be helpful in improving experimental conditions for the maintenance of acute brain slices and for recording field excitatory postsynaptic potentials in a commercially available submersion chamber with an outflow-carbogenation unit. The outflow-carbogenation helps to stabilize the oxygen level in experiments that rely on the recycling of a small buffer reservoir to enhance the cost-efficiency of drug experiments. In addition, the manuscript presents representative experiments that examine the effects of different carbogenation modes and stimulation paradigms on the activity-dependent synaptic plasticity of synaptic transmission.

This protocol describes the stabilization of the oxygen level in a small volume of recycled buffer and methodological aspects of recording activity-dependent synaptic plasticity in submerged acute hippocampal slices.

Registrazione di plasticità sinaptica in fettine ippocampali Acute mantenuti in un piccolo volume riciclaggio - aspersione- e sistema di immersione-tipo camera

Even though experiments on brain slices have been in use since 1951, problems remain that reduce the probability of achieving a stable and successful ...

Modeling Amyloid-&#946;42 Toxicity and Neurodegeneration in Adult Zebrafish Brain

Alzheimer's disease (AD) is a debilitating neurodegenerative disease in which accumulation of toxic amyloid-&#946;42 (A&#946;42) peptides leads to synaptic degeneration, inflammation, neuronal death, and learning deficits. Humans cannot regenerate lost neurons in the case of AD in part due to impaired proliferative capacity of the neural stem/progenitor cells (NSPCs) and reduced neurogenesis. Therefore, efficient regenerative therapies should also enhance the proliferation and neurogenic capacity of NSPCs. Zebrafish (Danio rerio) is a regenerative organism, and we can learn the basic molecular programs with which we could design therapeutic approaches to tackle AD. For this reason, the generation of an AD-like model in zebrafish was necessary. Using our methodology, we can introduce synthetic derivatives of A&#946;42 peptide with tissue penetrating capability into the adult zebrafish brain, and analyze the disease pathology and the regenerative response. The advantage over the existing methods or animal models is that zebrafish can teach us how a vertebrate brain can naturally regenerate, and thus help us to treat human neurodegenerative diseases better by targeting endogenous NSPCs. Therefore, the amyloid-toxicity model established in the adult zebrafish brain may open new avenues for research in the field of neuroscience and clinical medicine. Additionally, the simple execution of this method allows for cost-effective and efficient experimental assessment. This manuscript describes the synthesis and injection of A&#946;42 peptides into zebrafish brain.

Modeling Amyloid-&amp;#946;42 Toxicity and Neurodegeneration in Adult Zebrafish Brain

This protocol describes the synthesis, characterization, and injection of monomeric amyloid-&#946;42 peptides for generating amyloid toxicity in adult zebrafish to establish an Alzheimer&#39;s disease model, followed by histological analyses and detection of aggregations.

Modellazione dell'amiloide-β42 tossicità e neurodegenerazione nel cervello adulto di Zebrafish

Alzheimer's disease (AD) is a debilitating neurodegenerative disease in which accumulation of toxic amyloid-&#946;42 (A&#946;42) peptides leads to ...

Wireless Electrophysiological Recording of Neurons by Movable Tetrodes in Freely Swimming Fish

The neural mechanisms governing fish behavior remain mostly unknown, although fish constitute the majority of all vertebrates. The ability to record brain activity from freely moving fish would advance research on the neural basis of fish behavior considerably. Moreover, precise control of the recording location in the brain is critical to studying coordinated neural activity across regions in fish brain. Here, we present a technique that records wirelessly from the brain of freely swimming fish while controlling for the depth of the recording location. The system is based on a neural logger associated with a novel water-compatible implant that can adjust the recording location by microdrive-controlled tetrodes. The capabilities of the system are illustrated through recordings from the telencephalon of goldfish.

A novel wireless technique for recording extracellular neural signals from the brain of freely swimming goldfish is presented. The recording device is composed of two tetrodes, a microdrive, a neural data logger, and a waterproof case. All parts are custom-made except for the data logger and its connector.

Registrazione elettrofisiologica wireless dei neuroni da tetrodi mobili in pesci che nuotano liberamente

The neural mechanisms governing fish behavior remain mostly unknown, although fish constitute the majority of all vertebrates. The ability to record brain ...

A Scalable Model to Study the Effects of Blunt-Force Injury in Adult Zebrafish

Blunt-force traumatic brain injuries (TBI) are the most common form of head trauma, which spans a range of severities and results in complex and heterogenous secondary effects. While there is no mechanism to replace or regenerate the lost neurons following a TBI in humans, zebrafish possess the ability to regenerate neurons throughout their body, including the brain. To examine the breadth of pathologies exhibited in zebrafish following a blunt-force TBI and to study the mechanisms underlying the subsequent neuronal regenerative response, we modified the commonly used rodent Marmarou weight drop for the use in adult zebrafish. Our simple blunt-force TBI model is scalable, inducing a mild, moderate, or severe TBI, and recapitulates many of the phenotypes observed following human TBI, such as contact- and post-traumatic seizures, edema, subdural and intracerebral hematomas, and cognitive impairments, each displayed in an injury severity-dependent manner. TBI sequelae, which begin to appear within minutes of the injury, subside and return to near undamaged control levels within 7 days post-injury. The regenerative process begins as early as 48 hours post-injury (hpi), with the peak cell proliferation observed by 60 hpi. Thus, our zebrafish blunt-force TBI model produces characteristic primary and secondary injury TBI pathologies similar to human TBI, which allows for investigating disease onset and progression, along with the mechanisms of neuronal regeneration that is unique to zebrafish.

We modified the Marmarou weight drop model for adult zebrafish to examine a breadth of pathologies following blunt-force traumatic brain injury (TBI) and the mechanisms underlying subsequent neuronal regeneration. This blunt-force TBI model is scalable, induces a mild, moderate, or severe TBI, and recapitulates injury heterogeneity observed in human TBI.

Un modello scalabile per studiare gli effetti della lesione da forza smussata nel pesce zebra adulto

Blunt-force traumatic brain injuries (TBI) are the most common form of head trauma, which spans a range of severities and results in complex and ...

Deep-Tissue Three-Photon Fluorescence Microscopy in Intact Mouse and Zebrafish Brain

Multiphoton microscopy techniques, such as two-photon microscopy (2PM) and three-photon microscopy (3PM), are powerful tools for deep-tissue in vivo imaging with subcellular resolution. 3PM has two major advantages for deep-tissue imaging over 2PM that has been widely used in biology laboratories: (i) longer attenuation length in scattering tissues by employing ~1,300 nm or ~1,700 nm excitation laser; (ii) less background fluorescence generation due to higher-order nonlinear excitation. As a result, 3PM allows high-contrast structural and functional imaging deep within scattering tissues such as intact mouse brain from the cortical layers to the hippocampus and the entire forebrain of adult zebrafish.
Today, laser sources suitable for 3PM are commercially available, enabling the conversion of an existing two-photon (2P) imaging system to a three-photon (3P) system. Additionally, multiple commercial 3P microscopes are available, which makes this technique readily available to biology research laboratories. This paper shows the optimization of a typical 3PM setup, particularly targeting biology groups that already have a 2P setup, and demonstrates intravital 3D imaging in intact mouse and adult zebrafish brains. This protocol covers the full experimental procedure of 3P imaging, including microscope alignment, prechirping of ~1,300 and ~1,700 nm laser pulses, animal preparation, and intravital 3P fluorescence imaging deep in adult zebrafish and mouse brains.

Three-photon microscopy enables high-contrast fluorescence imaging deep in living biological tissues, such as mouse and zebrafish brains, with high spatiotemporal resolution.

Microscopia a fluorescenza a tre fotoni nei tessuti profondi nel cervello intatto di topo e zebrafish

Multiphoton microscopy techniques, such as two-photon microscopy (2PM) and three-photon microscopy (3PM), are powerful tools for deep-tissue in vivo ...