Agradecemos a Ivan Laermans, Rosita Kinart, Ann Lissens (Centro de Tecnologias Cirúrgicas, KU Leuven, Leuven, Bélgica). Jo Verbinnen e Kristof Reyniers (Vesalius Institute of Anatomy, Faculdade de Medicina, KU Leuven, Leuven, Bélgica) forneceram suporte técnico durante o experimento. Agradecemos a Leen Mortier pela ajuda com gerenciamento de dados e manuscritos. Agradecemos à FEG Textiltechniken pela fabricação de malhas protótias, esterilizando-as e doando-as incondicionalmente para pesquisa.

A aprovação ética para este experimento foi obtida do Comitê de Ética em Experimentação Animal da KU Leuven (P065 / 2013). Os animais foram tratados de acordo com as diretrizes nacionais vigentes sobre o bem-estar dos animais. 1. Material e animal experimental <ol><li> Preparação cirúrgica <ol><li> No teatro cirúrgico, cubra uma mesa com uma capa esterilizada e prepare um trocar curvo estéril ( Figura 1 , painel A), instrumentos cirúrgicos estéreis, suturas e gaze estéril. Execute todo o procedimento cirúrgico em condições estéreis, se o experimento incluir acompanhamento. Coloque todos os instrumentos sobre a mesa para estar pronto para uso durante a cirurgia. </li><li> Remova um implante retangular estéril e / ou um implante com braços de ancoragem da embalagem estéril e coloque-os sobre a mesa coberta com uma camada estéril ( Figura 1B , C e D ). </li></ol></li></ol> Figura 1: Trocar e Implantes. ( A ) Desenho esquemático do trocarte. ( B ) Implante de fluoreto de polivinilideno em forma de H (PVDF), com um detalhe da parte central (painel C ). Sua forma foi inspirada nas malhas de quatro braços atualmente disponíveis para o reparo do prolapso transvaginal. O corpo retangular (30 x 40 mm 2 ) é prolongado lateralmente por quatro braços estendidos (150 x 10 mm 2 ). As dimensões dos braços são projetadas para serem suficientemente longas para perfurar as estruturas de suspensão relevantes, com base em estudos anatômicos anteriores 17 . ( D ) O implante retangular (30 x 40 mm 2 ). Ambos os implantes foram feitos de fluoreto de polivinilideno; As características e propriedades têxteis estão na Tabela 1 . <ol start="2"><li> Animal experimental (EwE, 45-60 kg) <ol><li> Administrar pré-medicação de 1 mL de 15 mg / mL de sulfato de atropina e 1 mL / 50 kg de xilazina HCl por via intramuscular (im) 30 min antes do procedimento cirúrgico. </li><li> Após 30 min, assegure-se de que a premedicação tenha tornado a ovelha letárgica e com sono. </li><li> Insira um cateter intravenoso na veia jugular e administre 0,075 mL / kg de cetamina 100 mg / mL de HCl. Confirme a anestesia profunda observando a falta de reação aos estímulos dolorosos. </li><li> Mova o animal para a mesa cirúrgica e assegure suas vias aéreas por intubação. Manter a anestesia com 2,5% de isoflurano em 5 L / min de oxigênio. </li><li> Mantenha a linha intravenosa inserida na veia jugular e forneça 500 mL de solução salina a uma taxa de fluxo de 150 mL / h. </li><li> Administrar antibióticos profiláticos im (clavulanato de amoxicilina, 7 mg / kg) e analgésicos pós-operatórios (buprenorfina e clorocresol, 1 mL) ou o equivalente de acordo com os protocolos locais. </li><li> Coloque o animal acesoPosição de hotomy no final da mesa cirúrgica e segure seus membros, com os quadris em hiper-flexão, usando cordas ( Figura 2 , painel A). </li><li> Esvaziar manualmente a bexiga e o reto empurrando-os trans-vaginalmente. </li><li> Raspar o periné, a parte medial da coxa e a cauda se dobra e desinfectar com polividona de iodo 7,5% ( Figura 2 , painel B e C). </li></ol></li></ol><img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/55706/55706fig2.jpg" /> Figura 2: Cirurgia de animais. ( A ) Uma ovelha colocada na posição supina, com os quadris hiper-flexionados segurando os membros inferiores. ( B ) Os pontos de entrada externos para a inserção do trocar estão no lado ventral (seta vazia) e dorsalmente nas dobras laterais da cauda (flecha cheia). ( C ) Posição dos pontos de inserção ventral; A linha tracejada no meio representaO plano midsagital do animal. ( D ) septo rectovaginal dissecado. ( E ) Inserção do trocar ventral através dos músculos do lado medial da coxa, do forame obturador e do espaço paravaginal. A trajetória do trocar piercing é controlada com o dedo. ( F e G ) Uma vez que o trocarte está no lugar, a eslinga do fio (seta aberta) é avançada e carregada com o braço da malha vaginal. ( H ) Posição final dos braços ventral (flechas cheios) e dorsal (seta vazia). ( I ) A parte central é colocada livre de tensão entre a parede vaginal e a adventitia retal. <ol start="10" style="margin-left: 40px;"><li> Prepare pessoal para uma cirurgia em condições estéreis. Coloque uma tampa cirúrgica e máscara de boca, lave as mãos para a cirurgia e coloque um vestido cirúrgico e luvas estéreis. </li><li> Cubra o animal com uma camada estéril e faça uma abertura acima do genitalhiato. </li></ol> 2. Procedimento cirúrgico <ol><li> Preparação do septo rectovaginal <ol><li> Segure a parede vaginal dorsal 3 cm craniana ao anel de himeene usando pinça Allis. </li><li> Pegue uma seringa carregada com 10 mL de solução salina e esteja equipada com uma agulha 22 G. Insira-o através do epitélio vaginal (aproximadamente 3 a 4 mm de profundidade) e na linha média do septo rectovaginal, 1,5 cm craniano ao anel de himeene. </li><li> Execute &quot;aqua-dissection&quot; injetando solução salina no septo rectovaginal 11 . </li><li> Faça uma incisão da linha média de 3 cm de comprimento no epitélio vaginal, iniciando caudal para a pinça Allis (passo 2.1.1) e terminando no anel himeônico usando um bisturi. Insira o espaço recto-vaginal através desta incisão. </li><li> Coloque o retractor auto-retentor (veja a Tabela de Materiais ) sobre o periné e coloque quatro ganchos afiados na incisão vaginal para mantê-lo aberto. </Li&gt; <li> Com seu dedo, dissecar sem corte a fáscia recto-vaginal da parede vaginal lateralmente em direção às paredes laterais pélvicas e cranialmente até o aspecto caudal do beco sem saída. Crie espaço adequado para a parte central da malha de 30 x 40 mm 2 ( Figura 2 , painel D). </li><li> Realize hemostasia com pinça hemostática ou uma ligadura hemostática entrecruzada sempre que necessário. NOTA: Pequenos sangramentos podem ser apertados com a pinça hemostática. Isso esmaga o vaso e inicia a cascata de coagulação natural. Para um sangramento mais forte, segure o vaso sanador com fórceps e coloque uma ligadura entrecruzada, assegurando-o com um nó quadrado. Neste ponto, pode-se inserir o implante retangular (passo 2.2) ou continuar com a dissecção para inserir o implante com braços de ancoragem (passo 2.3). </li></ol></li><li> Inserção de malha plana <ol><li> Insira o retractor vaginal na incisão vaginal para permitir uma melhor visão deA parte craniana da área dissecada. </li><li> Suture o canto craniano esquerdo e direito do implante com uma simples sutura de polipropileno 3/0 interrompida nos lados esquerdo e direito do aspecto mais craniano do espaço recto-vaginal dissecado. Corte o material de sutura residual. Mantenha a sutura afastada do lúmen vaginal ( ou seja, não penetre na parede vaginal). NOTA: O implante é sempre suturado para o tecido conjuntivo compreendendo o septo recto-vaginal. A parede vaginal não é penetrada se o material da sutura não puder ser visto na vagina. </li><li> Adicione uma sutura interrompida simples adicional a meio do caminho ao longo do aspecto craniano do implante. </li><li> Suture as bordas laterais do implante a meio caminho sobre o tecido conjuntivo circundante com um simples polipropileno 3/0 interrompido. Mantenha o implante o mais achatado possível e sem tensão. </li><li> Suture os cantos caudais esquerdo e direito com suturas de polipropileno 3/0 interrompidas simples à esquerda e à direitaLados do aspecto mais caudal do espaço rectovaginal. </li><li> Adicione uma sutura interrompida simples adicional no meio do lado caudal do implante. </li><li> Feche as incisões vaginais com uma sutura de poliglactina 3/0 correndo. </li></ol></li><li> Inserção e ancoragem do implante com os braços (técnica guiada por trocartes). <ol><li> Continue a dissecação do espaço recto-vaginal criado no passo 2.1 cranio-ventralmente para atingir o aspecto medial do forame obturador, que pode ser facilmente palpado. </li><li> Disseca o espaço caudo-lateralmente para alcançar o aspecto caudal do ligamento sacrotubero e do músculo coccygeus caudalmente localizado. </li><li> Com um número não. 24 lâminas, faça quatro incisões de 1 cm de largura no lado vulvar, cortando a pele e a fáscia muscular superficial ( Figura 2 , painel B e C). </li><li> Faça duas incisões &quot;ventrais&quot; no aspecto medial da coxa, aproximadamente 4 cm de crânio da borda caudal.O arco ciático ( ou seja , a borda inferior da sínfise) e 3 cm lateral da linha média ( Figura 2 , painel C). </li><li> Faça duas incisões &quot;dorsais&quot; ao nível da inserção das dobras da cauda, ​​2 cm medial ao ischiadicum do tubérculo, que pode ser facilmente palpado ( Figura 2 , painel B). </li><li> Coloque um trocar curvo através de uma das incisões ventrais ( Figura 2 , painel E). </li><li> Passe o trocar através do músculo adutor magnus, o obturador externo e o aspecto medial do forame obturador. </li><li> Controle a progressão do trocarte com um dedo inserido através da incisão vaginal. Guie sua ponta para o arco tendinoso do músculo elevador ani ( Figura 2 , painel E). </li><li> Exponha o fio guia na incisão da parede vaginal e carregue com o correspondente braço de malha cranial ipsilateral ( Figura 2 , painel F). </li><li> Puxe o trocarte carregado com o mEsh braço através das estruturas acima. Mantenha o braço livre de tensão. </li><li> Repita o processo com o segundo braço craniano através da incisão ventral do outro lado do animal. </li><li> Através de uma incisão dorsal, passe o trocar através do músculo coccygeus, apenas distal ao ligamento sacrotubero ( Figura 2 , painel G). </li><li> Exponha o fio guia através da incisão vaginal, segure o braço dorsal da malha e puxe-o para fora. Mantenha o braço livre de tensão e repita do outro lado. </li><li> Ajuste a posição da malha achatando-a e aplicando tensão nos braços, mas mantenha a malha livre de tensão ( Figura 2, painel I, Figura 3 ). </li><li> Corrija o corpo da malha com uma simples sutura de polipropileno 3/0 interrompida no meio da sua borda caudal, assegurando-a ao tecido conjuntivo circundante. </li><li> Corte os braços ao nível da pele e feche todas as incisões cutâneas com simples polígono 3/0 interrompidoSuturas de ecaprona ( Figura 2 , painel H). </li><li> Feche a incisão vaginal com uma sutura de poliglecaprona 3/0 em execução. </li></ol></li></ol><img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/55706/55706fig3.jpg" /> Figura 3: Ilustração esquemática da Pelve de Ovino, com os Braços Cranianos Passando pelo Forame do Obturador e os Braços Caudais Passando pelas Dobras da Cauda. O amplo tecido sacrotubero está em azul. O painel menor ilustra a posição dos braços em um animal em posição reclinada, antes de encurtar a quantidade excessiva de material. O painel principal mostra o mesmo, mas com a pele e os músculos removidos.

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Este programa de pesquisa sobre o modelo ovino foi apoiado por uma concessão incondicional de Medri e Blasingame, Burch, Garrard e Ashley (Atlanta GA, EUA). Os acordos são tratados através do escritório de transferência de Leuven Research and Development. Os patrocinadores não interferiram no planejamento, execução ou relatório dessa experiência, nem possuem os resultados. NS e LH são beneficiários de uma subvenção da CE no quadro FP7 (projeto Bip-Upy, NMP3-LA-2012-310389). A AF foi apoiada por uma doação da CE no programa de parceria indústria-acadêmica (251356).

Aqui, descrevemos um procedimento experimental em ovelhas, com o objetivo de imitar a dissecção vaginal e inserção de malha transvaginal de um implante com ou sem braços de ancoragem. As etapas e instrumentos subsequentes foram inspirados por procedimentos cirúrgicos realizados para POP e incontinência urinária de estresse 15 , 16 , 19 , 20 . Após as dissecações anatômicas iniciais...

O prolapso do órgão pélvico é clinicamente diagnosticado na metade das mulheres que tiveram pelo menos um parto vaginal, mas subjetivamente, incomoda a metade das mulheres em geral 1 . O principal suporte da terapia é a reconstrução cirúrgica usando tecido nativo ou material de implante, mas cada um desses métodos tem suas limitações, incluindo recorrência ou complicações locais 2 , 3 , 4 . O implante ideal ainda não foi identificado; Portanto, existe uma demanda contínua de inovação de produtos e para o desenvolvimento de um oleoduto adequado para experimentação pré-clínica antes da introdução de novos produtos e técnicas para o mercado. Uma das etapas desta pista é a avaliação experimental em modelos animais adequados 5 , 6 . Idealmente, eles devem imitar os ambientes anatômicos, biomecânicos e biológicos. Quando se trata deE avaliação experimental de novos implantes, eles geralmente são testados primeiro em modelos menores, seja para biocompatibilidade ou para a reconstrução de defeitos da parede abdominal. Esse tipo de experimentos foi criticado, porque os implantes não estão inseridos na área de interesse ( ou seja, a vagina) 7 . Os modelos de cirurgia vaginal são mais escassos, certamente quando o objetivo do experimento é documentar as características biomecânicas dos explantes. Por esse motivo, houve um movimento de coelhos para ovelhas 8 . As ovelhas adultas são modelos de animais grandes com uma vagina de tamanho razoável e acessível. Eles podem ser usados ​​para a avaliação intercalar de novos implantes, e é possível reproduzir exposições vaginais com certos materiais 9 , 10 , 11 , 12 , 13 . Não só as dimensões e a anatomiaDa vagina ovina e do assoalho pélvico são comparáveis ​​aos humanos, mas também a ocorrência espontânea de prolapso, que ocorre em 15% das ovelhas. Os fatores de risco de prolapso são sobrepostos (por exemplo , multipartite, histórico prévio de POP, aumento da pressão intra-abdominal induzida por maior peso corporal ou quando pastoreia em colinas e efeitos comparáveis ​​de (fito) estrogênios) 6 , 14 . Na Europa, as ovelhas são a única alternativa razoável, já que a pesquisa sobre primatas não humanos foi quase completamente banida. Aqui, o modelo foi levado um passo adiante imitando a inserção transvaginal de implantes usando trocartes e guias para a colocação livre de tensão de malhas no septo recto-vaginal. Seguiu-se a fixação do implante usando ancoragem com os braços através dos ligamentos dos músculos, o que pode ser considerado equivalente à prática clínica 15 , 16 . Até agora, esta técnicaNão foi estudado, embora muitos acreditam que podem ocorrer complicações específicas devido ao uso dessas tiras mais longas e / ou ao piercing de estruturas anatômicas. Em um estudo anatômico detalhado anterior, o piso pélvico ovino foi comparado à pelve feminina 17 . Quando se trata de ancorar o implante, as ovelhas não possuem o ligamento sacrospinoso, mas possuem um ligamento sacrotubero bem desenvolvido e amplo. O nervo pudendo corre ventralmente sobre ele, tornando-o inseguro para usar esse marco como um ponto de suspensão. Por outro lado, o músculo coccygeus e sua fáscia, bem como a membrana obturadora, são acessíveis através do espaço rectovaginal. Aqui, propõe-se o acesso e a posição das estruturas anatômicas para a fixação dos braços de ancoragem. Os instrumentos que podem ser usados ​​para posicionar a malha são discutidos. Finalmente, a relação dos braços ou trocares com estruturas anatômicas adjacentes, como vasos e nervos, umaBem como possíveis complicações intra-operatórias, também são descritas.

<table><tbody><tr><td>Animals:&amp;nbsp;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>parous female sheep (45 - 65 kg)</td><td>Zo&amp;ouml;technical Institute of the KU Leuven</td><td>NA</td><td>experimetnal animal</td></tr><tr><td>Sterile clothing:&amp;nbsp;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>sterile drape 45 x 75 cm</td><td>Lohmann &amp;amp; Rauscher, Regensdorf, Germany</td><td>33002</td><td>other material</td></tr><tr><td>sterile OR drape 150 x 180 cm</td><td>Lohmann &amp;amp; Rauscher, Regensdorf, Germany</td><td>33009</td><td>other material</td></tr><tr><td>sterile glowes 2x</td><td>Lohmann &amp;amp; Rauscher, Regensdorf, Germany</td><td>16652</td><td>other material</td></tr><tr><td>sterile surgical gown 2x</td><td>Lohmann &amp;amp; Rauscher, Regensdorf, Germany</td><td>19342</td><td>other material</td></tr><tr><td>surgical head cap 2x</td><td>Lohmann &amp;amp; Rauscher, Regensdorf, Germany</td><td>17427</td><td>other material</td></tr><tr><td>surgical face mask 2x</td><td>Lohmann &amp;amp; Rauscher, Regensdorf, Germany</td><td>11983</td><td>other material</td></tr><tr><td>Other surgical material</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>implant</td><td>FEG Textiltechnik GmbH, Aachen, Germany</td><td>NA</td><td>purposely designed implant</td></tr><tr><td>3/0 polypropylene suture</td><td>Prolene, Ethicon, Diegem, Belgium</td><td>8762H</td><td>suture material</td></tr><tr><td>3/0 polygecaprone suture</td><td>Vicryl, Ethicon</td><td>J311H</td><td>suture material</td></tr><tr><td>gauze swabs 10 x 10 cm 10x, 12-ply</td><td>Lohmann &amp;amp; Rauscher, Regensdorf, Germany</td><td>11574</td><td>other material</td></tr><tr><td>syringe 10 mL</td><td>Becton Dickinsosn S.A., Madrid, Spain</td><td>300613</td><td>aqua-dissection</td></tr><tr><td>needle 16 gauge</td><td>Terumo, Leuven, Belgium</td><td>NN-2238R</td><td>aqua-dissection</td></tr><tr><td>Surgical equipment:</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>blade no.22</td><td>Fine science isntruments, Heidelberg, Germany</td><td>10022-00</td><td>surgical instruments</td></tr><tr><td>Allis tissue forceps 1x</td><td>Fine science isntruments, Heidelberg, Germany</td><td>11091-15</td><td>surgical instruments</td></tr><tr><td>Standart pattern forceps 1 x 2 theeth 1x</td><td>Fine science isntruments, Heidelberg, Germany</td><td>11023-14</td><td>surgical instruments</td></tr><tr><td>Standart pattern forceps straight serrated 1x</td><td>Fine science isntruments, Heidelberg, Germany</td><td>11000-14</td><td>surgical instruments</td></tr><tr><td>Scalpel handle 1x</td><td>Fine science isntruments, Heidelberg, Germany</td><td>10004-13</td><td>surgical instruments</td></tr><tr><td>Halstead-Mosquito forceps 2x</td><td>Fine science isntruments, Heidelberg, Germany</td><td>13008-12</td><td>surgical instruments</td></tr><tr><td>Standart pattern scissors 1x</td><td>Fine science isntruments, Heidelberg, Germany</td><td>14001-14</td><td>surgical instruments</td></tr><tr><td>Metzenbaum scissors 1x</td><td>Fine science isntruments, Heidelberg, Germany</td><td>14016-18</td><td>surgical instruments</td></tr><tr><td>Crile Wood needle holder 1x</td><td>Fine science isntruments, Heidelberg, Germany</td><td>12003-15</td><td>surgical instruments</td></tr><tr><td>Kell forceps 1x</td><td>Fine science isntruments, Heidelberg, Germany</td><td>13018-14</td><td>surgical instruments</td></tr><tr><td>Long Starr Self-Retaining Retractor with eight 5 mm sharp stay hooks</td><td>Cooper Surgical, Tumbull, USA</td><td>3704</td><td>surgical instruments</td></tr><tr><td>Heaney Simon Vaginal Retractor</td><td>Medical supplies &amp;amp; equipments co., Katy, Texas, USA</td><td>403-129FSI</td><td>surgical instruments</td></tr><tr><td>Trocar (Insnare)</td><td>Bard, West Sussex, United Kingdom</td><td>NA</td><td>any trocar on market for transvaginal mesh implantation</td></tr><tr><td>Medication:</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>amoxilicilline clavulanate 1000 mg / 300 mL (Ampiciline)</td><td>GSK, Wavre, Belgium</td><td>NA</td><td>antibiotics</td></tr><tr><td>buprenorfin 0.3 mg/mL + chlorocresol 1.35 mg/mL (Vetregesic)</td><td>Ecuphar, Oostkamp, Belgium</td><td>NA</td><td>analgesia</td></tr><tr><td>ketamin HCL 100 mg/mL (Ketamine 1000)</td><td>Ceva Sante Animale, Brussels, Belgium</td><td>NA</td><td>anesthesia</td></tr><tr><td>isoflurane (IsoFlo)</td><td>Abbott Laboratories Ltd, Maidenhead, Berkshire, UK</td><td>NA</td><td>anesthesia</td></tr><tr><td>polyvidone iodium 7.5% (Braunol)</td><td>B. Braun Medical, Machelen, Belgium</td><td>NA</td><td>local desinfection</td></tr><tr><td>saline solution 500 mL</td><td>B. Braun Medical, Machelen, Belgium</td><td>NA</td><td>aqua-dissection</td></tr><tr><td>Xxylazine HCl , 1 mL/50 kg&amp;nbsp;</td><td>Vexylan, Ceva Sante Animale, Belgium</td><td>NA</td><td>premedication</td></tr><tr><td>atropine Sulfate 15 mg/mL (),</td><td>Viatris, Belgium</td><td>NA</td><td>premedication</td></tr></tbody></table>

transvaginal mesh insertion in the ovine model

Este protocolo descreve a inserção de malha no septo rectovaginal em ovelhas usando uma única técnica de incisão vaginal, com e sem a inserção guiada por trocares de braços de ancoragem. As ovelhas parosas foram submetidas à dissecção do septo rectovaginal, seguido da inserção de um implante com ou sem quatro braços de ancoragem, ambos destinados a caber a anatomia ovina. Os braços de ancoragem foram colocados usando um trocar e uma técnica de &quot;fora-dentro&quot;. Os braços cranianos foram passados ​​através dos músculos obturador, gracilis e adutor magnus. Os braços caudais foram fixados perto do ligamento sacrotubero, através dos músculos coccygeus. Esta técnica permite a imitação de procedimentos cirúrgicos realizados em mulheres que sofrem de prolapso de órgão pélvico. Os espaços e elementos anatômicos são facilmente identificados. A parte mais crítica do procedimento é a inserção do trocar craniano, que pode penetrar facilmente na cavidade peritoneal ou nos órgãos pélvicos circundantes. ThiS pode ser evitado por uma dissecção retroperitoneal mais extensa e guiando o trocarte mais lateralmente. Esta abordagem é projetada apenas para testes experimentais de novos implantes em modelos de animais grandes, já que a inserção guiada por trocar é atualmente não utilizada clinicamente.

Gerenciamento em uma configuração de Observação mais longa Após o procedimento cirúrgico, a embalagem vaginal (uma embalagem de gaze em solução com solução salina inserida na vagina imediatamente após a cirurgia) pode ser inserida por 24 h para garantir a posição do implante. A ovelha deve ser colocada em uma gaiola de recuperação e sua função respiratória é seguida até a recuperação comp...

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Transvaginal Mesh Insertion in the Ovine Model

Este protocolo descreve a implantação de malha no septo rectovaginal ovino usando uma única técnica de incisão vaginal, com e sem a inserção guiada por trocares de braços de ancoragem.

Inserção Transvaginal Mesh no Modelo Ovino

This protocol describes mesh insertion into the rectovaginal septum in sheep using a single vaginal incision technique, with and without the trocar-guided ...

transvaginal-mesh-insertion-in-the-ovine-model

Research

JoVE Journal

Medicine

16.0K visualizações.  Clinical Specialties Research Groups, Faculty of Medicine, KU Leuven.  Este protocolo descreve a implantação de malha no septo rectovaginal ovino usando uma única técnica de incisão vaginal, com e sem a inserção guiada por trocares de braços de ancoragem. 

Vídeo: Transvaginal Mesh Insertion in the Ovine Model

An Orthotopic Endometrial Cancer Model with Retroperitoneal Lymphadenopathy Made From In Vivo Propagated and Cultured VX2 Cells

Endometrial cancer is the most common gynecologic malignancy in North America and the incidence is rising worldwide. Treatment consists of surgery with or without adjuvant therapy depending on lymph node involvement as determined by lymphadenectomy. Lymphadenectomy is a morbid procedure, which has not been shown to have a therapeutic benefit in many patients, and thus a new method to diagnose lymph node metastases is required. To test novel imaging agents, a reliable model of endometrial cancer with retroperitoneal lymph node metastases is needed. The VX2 endometrial cancer model has been described frequently in the literature; however, significant variation exists with respect to the method of model establishment. Furthermore, no studies have reported on the use of cultured VX2 cells to create this model as only cells propagated in vivo have been previously used. Herein, we present a standardized surgical method and post-operative monitoring method for the establishment of the VX2 endometrial cancer model and report on the first use of cultured VX2 cells to create this model.

This protocol presents a standardized method to grow VX2 cells in culture and to create an orthotopic VX2 model of endometrial cancer with retroperitoneal lymph node metastases in rabbits. Orthotopic endometrial cancer models are important for the pre-clinical study of novel imaging modalities for the diagnosis of lymph node metastases.

Um modelo de câncer endometrial ortotópico com linfadenopatia retroperitoneal feita a partir de in vivo propagadas e cultivadas VX2 células

Endometrial cancer is the most common gynecologic malignancy in North America and the incidence is rising worldwide. Treatment consists of surgery with or ...

Pesquisa do câncer

Anterior Cervical Discectomy and Fusion in the Ovine Model

Anterior cervical discectomy and fusion (ACDF) is the most common surgical operation for cervical radiculopathy and/or myelopathy in patients who have failed conservative treatment1,5. Since the operation was first described by Cloward2 and Smith and Robinson6 in 1958, a variety refinements in technique, graft material and implants have been made3. In particular, there is a need for safe osteoinductive agents that could benefit selected patients. The ovine model has been shown to have anatomical, biomechanical, bone density and radiological properties that are similar to the human counterpart, the most similar level being C3/44. It is therefore an ideal model in which preclinical studies can be performed. In particular this methodology may be useful to researchers interested in evaluating different devices and biologics, including stem cells, for potential application in human spinal surgery.

This video demonstrates the technique of anterior cervical discectomy and fusion in the ovine model.

Discectomia Cervical Anterior e Fusão no Modelo de Ovinos

Anterior cervical discectomy and fusion (ACDF) is the most common surgical operation for cervical radiculopathy and/or myelopathy in patients who have ...

Biologia

Methods for Studying Uterine Contributions to Pregnancy Establishment in an Ovariectomized Mouse Model

For pregnancy to be established, a viable blastocyst must successfully interact with a receptive uterine lining (endometrium) to facilitate implantation and placenta formation and enable ongoing pregnancy. The limitations to pregnancy success caused by embryonic defects are well known and have been largely overcome in recent decades with the rise of in vitro fertilization (IVF) and assisted reproductive technologies. As yet, however, the field has not overcome the limitations caused by an inadequately receptive endometrium, thus resulting in stagnating IVF success rates. Ovarian and endometrial functions are closely intertwined, as hormones produced by the ovary are responsible for the endometrium's menstrual cyclicity. As such, when using rodent models of pregnancy, it can be difficult to ascertain whether an observed result is due to an ovarian or uterine deficit. To overcome this, an ovariectomized mouse model was developed with embryo transfer or artificial decidualization to allow the study of uterine-specific contributions to pregnancy. This article will provide instructions on how to perform ovariectomy and offer insights into various techniques for supplying exogenous hormones to support successful artificial decidualization or pregnancy following embryo transfer from healthy donors. These techniques include subcutaneous injection, slow-release pellets, and osmotic mini pumps. The key advantages and disadvantages of each method will be discussed, enabling researchers to choose the best study design for their specific research question.

Pregnancy establishment is a dynamic process involving complex embryo and uterine crosstalk. The precise contributions of the maternal uterine environment to these processes remain an active area of investigation. Here, detailed protocols are provided to aid in designing in vivo animal models to address these research questions.

Métodos para o Estudo das Contribuições Uterinas para o Estabelecimento da Gestação em Modelo de Camundongo Ovariectomizado

For pregnancy to be established, a viable blastocyst must successfully interact with a receptive uterine lining (endometrium) to facilitate implantation ...

Biologia do Desenvolvimento

In Vivo Real-Time Study of Drug Effects on Carotid Blood Flow in the Ovine Fetus

The ability of an organism to maintain a constant blood flow to the brain in response to sudden surges in systemic blood pressure (BP) is known as cerebral autoregulation (CAR), which occurs in the carotid artery. In contrast to full-term neonates, preterm neonates are unable to reduce the cerebral blood flow (CBF) in response to increased systemic BP. In preterm neonates, this exposes the fragile cerebral vessels to high perfusion pressures, leading to their rupture and brain damage. Ex vivo studies using wire myography have demonstrated that carotid arteries from near-term fetuses constrict in response to the activation of adrenergic alpha1 receptors. This response is blunted in the preterm fetus. Thus, to examine the role of alpha1-AR in vivo, presented here is an innovative approach to determine the effects of drugs on a carotid arterial segment in vivo in an ovine fetus during the developmental progression of gestation. The presented data demonstrate the simultaneous measurement of fetal blood flow and blood pressure. The perivascular delivery system can be used to conduct a long-term study over several days. Additional applications for this method could include viral delivery systems to alter the expression of genes in a segment of the carotid artery. These methods could be applied to other blood vessels in the growing organism in utero as well as in adult organisms.

In Vivo Real-Time Study of Drug Effects on Carotid Blood Flow in the Ovine Fetus

The present protocol describes a method to deliver drugs and gene expression-modifying agents perivascularly in an in utero developing fetus. Importantly, the effect of drugs/agents on blood flow can be measured with the progression of pregnancy.

In vivo Estudo em Tempo Real dos Efeitos de Drogas no Fluxo Sanguíneo Carotídeo no Feto Ovino

The ability of an organism to maintain a constant blood flow to the brain in response to sudden surges in systemic blood pressure (BP) is known as ...

Ovine Lumbar Intervertebral Disc Degeneration Model Utilizing a Lateral Retroperitoneal Drill Bit Injury

Intervertebral disc degeneration is a significant contributor to the development of back pain and the leading cause of disability worldwide. Numerous animal models of intervertebral disc degeneration have been developed. The ideal animal model should closely mimic the human intervertebral disc with regard to morphology, biomechanical properties and the absence of notochordal cells. The sheep lumbar intervertebral disc model fulfils these criteria. We present an ovine model of intervertebral disc degeneration utilizing a drill bit injury through a lateral retroperitoneal approach. The lateral approach significantly reduces the incision and potential morbidity associated with the traditional anterior approach to the ovine spine. Utilization of a drill-bit method of injury affords the ability to produce a consistent and reproducible injury, of precise dimensions, that initiates a consistent degree of intervertebral disc degeneration. The focal nature of the annular and nucleus pulposus defect more closely mimics the clinical condition of focal intervertebral disc herniation. Sheep recover rapidly following this procedure and are typically mobile and eating within the hour. Intervertebral disc degeneration ensues and sheep undergo necropsy and subsequent analysis at periods from eight weeks. We believe that the drill bit injury model of intervertebral disc degeneration offers advantages over more conventional annular injury models.

Intervertebral disc degeneration is a significant contributor to back pain and a leading cause of disability worldwide. Numerous animal models of intervertebral disc degeneration exist. We demonstrate an ovine model of intervertebral disc degeneration, utilizing a drill bit, which achieves a consistent disc injury and reproducible level of disc degeneration.

Modelo de Degeneração de Disco Intervertebral Lumbar Ovino Utilizando uma lesão retroperitoneal lateral

Intervertebral disc degeneration is a significant contributor to the development of back pain and the leading cause of disability worldwide. Numerous ...

Medicina

Intravitreal Injections in the Ovine Eye

There are several methods for the delivery of therapeutic agents to the retina, including intravitreal (IVT), subretinal, suprachoroidal, periocular, or topical administration. IVT drug delivery involves an injection into the vitreous humor of the eye, a gelatinous substance that fills the posterior chamber of the eye and maintains the shape of the eye globe. Although the IVT route is less specifically targeted than subretinal delivery, it is much less invasive and is widely used in clinical settings for a range of ocular diseases. 
We previously demonstrated the efficacy of intravitreal delivery of an adeno-associated virus (AAV)-mediated gene therapy product (AAV9.CLN5) in sheep with a naturally occurring CLN5 form of neuronal ceroid lipofuscinosis (NCL). Affected sheep received IVT gene therapy in one eye, with the other untreated eye serving as an internal control. Retinal structure and function were maintained in the treated eye up to 15 months after treatment, while the untreated eye displayed progressively declining function and severe atrophy during postmortem examination. Based on the sheep studies, the CLN5 gene therapy product was cleared as a candidate investigational new drug (IND) by the United States Food and Drug Administration in September 2021. This paper details the surgical protocol for IVT delivery of a therapeutic viral vector to the ovine eye.

Intravitreal injections were performed in the sheep eye with the aim of delivering viral-mediated gene therapy to the retina.

Injeções intravítreas no olho ovino

There are several methods for the delivery of therapeutic agents to the retina, including intravitreal (IVT), subretinal, suprachoroidal, periocular, or ...

Development of a Uterosacral Ligament Suspension Rat Model

Pelvic organ prolapse (POP) is a common pelvic floor disorder (PFD) with the potential to significantly impact a woman's quality of life. Approximately 10%-20% of women undergo pelvic floor repair surgery to treat prolapse in the United States. PFD cases result in an overall $26.3 billion annual cost in the United States alone. This multifactorial condition has a negative impact on the quality of life and yet the treatment options have only dwindled in the recent past. One common surgical option is uterosacral ligament suspension (USLS), which is typically performed by affixing the vaginal vault to the uterosacral ligament in the pelvis. This repair has a lower incidence of complications compared to those with mesh augmentation, but is notable for a relatively high failure rate of up to 40%. Considering the lack of standard animal models to study pelvic floor dysfunction, there is an urgent clinical need for innovation in this field with a focus on developing cost-effective and accessible animal models. In this manuscript, we describe a rat model of USLS involving a complete hysterectomy followed by fixation of the remaining vaginal vault to the uterosacral ligament. The goal of this model is to mimic the procedure performed on women to be able to use the model to then investigate reparative strategies that improve the mechanical integrity of the ligament attachment. Importantly, we also describe the development of an in situ tensile testing procedure to characterize interface integrity at chosen time points following surgical intervention. Overall, this model will be a useful tool for future studies that investigate treatment options for POP repair via USLS.

Pelvic organ prolapse affects millions of women worldwide and yet some common surgical interventions have failure rates as high as 40%. The lack of standard animal models to investigate this condition impedes progress. We propose the following protocol as a model for uterosacral ligament suspension and in vivo tensile testing.

Desenvolvimento de um modelo de rato de suspensão do ligamento uterossacro

Pelvic organ prolapse (POP) is a common pelvic floor disorder (PFD) with the potential to significantly impact a woman's quality of life. Approximately ...

Chronic Ovine Model of Right Ventricular Failure and Functional Tricuspid Regurgitation

The pathophysiology of severe functional tricuspid regurgitation (FTR) associated with right ventricular dysfunction is poorly understood, leading to suboptimal clinical results. We set out to establish a chronic ovine model of FTR and right heart failure to investigate the mechanisms of FTR. Twenty adult male sheep (6-12 months old, 62 &#177; 7 kg) underwent a left thoracotomy and baseline echocardiography. A pulmonary artery band (PAB) was placed and cinched around the main pulmonary artery (PA) to at least double the systolic pulmonary artery pressure (SPAP), inducing right ventricular (RV) pressure overload and signs of RV dilatation. PAB acutely increased the SPAP from 21 &#177; 2 mmHg to 62 &#177; 2 mmHg. The animals were followed for 8 weeks, symptoms of heart failure were treated with diuretics, and surveillance echocardiography was used to assess for pleural and abdominal fluid collection. Three animals died during the follow-up period due to stroke, hemorrhage, and acute heart failure. After 2 months, a median sternotomy and epicardial echocardiography were performed. Of the surviving 17 animals, 3 developed mild tricuspid regurgitation, 3 developed moderate tricuspid regurgitation, and 11 developed severe tricuspid regurgitation. Eight weeks of pulmonary artery banding resulted in a stable chronic ovine model of right ventricular dysfunction and significant FTR. This large animal platform can be used to further investigate the structural and molecular basis of RV failure and functional tricuspid regurgitation.

Right ventricular failure and functional tricuspid regurgitation are associated with left-sided heart disease and pulmonary hypertension, which contribute significantly to morbidity and mortality in patients. Establishing a chronic ovine model to study right ventricular failure and functional tricuspid regurgitation will help in understanding their mechanisms, progression, and possible treatments.

Modelo Ovino Crônico de Insuficiência Ventricular Direita e Regurgitação Tricúspide Funcional

The pathophysiology of severe functional tricuspid regurgitation (FTR) associated with right ventricular dysfunction is poorly understood, leading to ...

<meta charset="utf8"></head><body>Otimizando a transferência de embriões ovidutais em porcos clonados

Embryo Transfer Surgery via Laparotomy in Gilts

This protocol aims to demonstrate the surgical technique for transferring cloned pig embryos to the oviduct, a method widely used in the production of genetically modified pigs for biomedical research. Nine gilts underwent hormonal synchronization and laparotomy for the transfer of cloned embryos produced by somatic cell nuclear transfer (SCNT) at stages of up to 4 cells on day 2 to the oviduct. Gestational diagnosis was conducted via ultrasound examination 30 days post-transfer surgery. Six out of the nine operated gilts exhibited signs of pregnancy on ultrasound examination. However, as there was no progression in fetal development as assessed by echography, the gilts underwent necropsy at 60 days for the collection of biological material and assessment of the reproductive system. Adhesions were observed in the uterine horns, ovaries, and oviducts. From the uterine lumen of two of the euthanized gilts, one and four embryonic structures with gestational ages ranging between 12 to 20 days were obtained. Despite the absence of live piglets, likely attributed to the low-efficiency rate of transferring cloned pig embryos, which is influenced by various factors, including the number and quality of transferred embryos, the presented surgical technique proved to be rapid and safe.

<meta charset="utf8"></head><body>Autor em destaque: Métodos cirúrgicos e resultados em transferências de embriões de porco clonados ovidutais

This protocol describes the application of the surgical technique used to transfer cloned pig embryos via laparotomy in gilts.

Cirurgia de transferência de embriões por laparotomia em leitoas

This protocol aims to demonstrate the surgical technique for transferring cloned pig embryos to the oviduct, a method widely used in the production of ...

Inserção Transvaginal Mesh no Modelo Ovino

Resumo

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Injeções intravítreas no olho ovino

Desenvolvimento de um modelo de rato de suspensão do ligamento uterossacro

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Cirurgia de transferência de embriões por laparotomia em leitoas

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