Wir danken Ivan Laermans, Rosita Kinart, Ann Lissens (Zentrum für Chirurgische Technologien, KU Leuven, Leuven, Belgien). Jo Verbinnen und Kristof Reyniers (Vesalius Institut für Anatomie, Medizinische Fakultät, KU Leuven, Leuven, Belgien) lieferten während des Experiments technische Unterstützung. Wir danken Leen Mortier für die Hilfe bei der Daten- und Manuskriptverwaltung. Wir danken FEG Textiltechniken für die Herstellung von Prototypenmasten, sterilisieren sie und spenden sie bedingungslos für die Forschung.

Ethische Zulassung für dieses Experiment wurde vom Ethikausschuss für Tierversuche der KU Leuven (P065 / 2013) erhalten. Die Tiere wurden gemäß den geltenden nationalen Richtlinien für den Tierschutz behandelt. 1. Material und das Experimentaltier <ol><li> Chirurgie Vorbereitung <ol><li> Im chirurgischen Theater decken Sie einen Tisch mit einem sterilen Tuch ab und bereiten einen sterilen gekrümmten Trokar vor ( Abb. 1 , Tafel A), sterile chirurgische Instrumente, Nähte und sterile Gaze. Führen Sie die gesamte chirurgische Prozedur in sterilen Bedingungen, wenn das Experiment umfasst Follow-up. Legen Sie alle Instrumente auf den Tisch, um für den Einsatz während der Operation bereit zu sein. </li><li> Entfernen Sie ein steriles, rechteckiges Implantat und / oder ein Implantat mit Verankerungsarmen aus der sterilen Verpackung und legen Sie sie auf den mit sterilen Abdeckung bedeckten Tisch ( Abbildung 1B , C und D ). </li></ol></li></ol> Abbildung 1: Trokar und Implantate. ( A ) Schematische Zeichnung des Trokars ( B ) H-förmiges Polyvinylidenfluorid (PVDF) Implantat mit einem Detail des zentralen Teils (Tafel C ). Seine Form wurde von den vierarmigen Maschen, die derzeit für die transvaginalen Prolapsreparatur zur Verfügung stehen, inspiriert. Der rechteckige Körper (30 x 40 mm 2 ) wird seitlich durch vier ausgestreckte Arme (150 x 10 mm 2 ) verlängert. Die Abmessungen der Arme sind so ausgelegt, dass sie lang genug sind, um die relevanten Aufhängungsstrukturen auf der Grundlage früherer anatomischer Studien zu durchstechen 17 . ( D ) Das rechteckige Implantat (30 x 40 mm 2 ). Beide Implantate wurden aus Polyvinylidenfluorid hergestellt; Textilmerkmale und Eigenschaften sind in Tabelle 1 aufgeführt . <ol start="2"><li> Experimentelles Tier (EwE, 45-60 kg) <ol><li> Die Prämedikation von 1 ml 15 mg / ml Atropinsulfat und 1 ml / 50 kg Xylazin HCl intramuskulär (im) 30 min vor dem chirurgischen Eingriff verabreichen. </li><li> Nach 30 min, stellen Sie sicher, dass die Prämedikation die Schafe lethargisch und schläfrig gemacht hat. </li><li> Setzen Sie einen intravenösen Katheter in die Vena jugularis ein und verabreichen Sie 0,075 ml / kg Ketamin 100 mg / ml HCl. Bestätigen Sie tiefe Anästhesie, indem Sie den Mangel an Reaktion auf schmerzhafte Reize beobachten. </li><li> Bewegen Sie das Tier auf den chirurgischen Tisch und sichern Sie seine Atemwege durch Intubation. Die Anästhesie mit 2,5% Isofluran in 5 l / min Sauerstoff aufbewahren. </li><li> Halten Sie die intravenöse Linie in die Vena jugularis eingelegt und liefern Sie 500 ml Salzlösung mit einer Durchflussrate von 150 ml / h. </li><li> Verabreichung von prophylaktischen Antibiotika im (Amoxicillinclavulanat, 7 mg / kg) und postoperativen Analgetika (Buprenorfin und Chlorkresol, 1 ml) oder dem Äquivalent nach lokalen Protokollen. </li><li> Lege das Tier in leuchtenHotomy Position am Ende des chirurgischen Tisches und sichern ihre Gliedmaßen, mit den Hüften in Hyper-Flexion, mit Seilen ( Abbildung 2 , Panel A). </li><li> Manuell leeren Sie die Blase und das Rektum, indem Sie sie trans-vaginal anstoßen. </li><li> Rasieren Sie den Damm, den medialen Teil des Oberschenkels und der Schwanz faltet und desinfiziert mit Polyvidon-Iodium 7,5% ( Abbildung 2 , Tafel B und C). </li></ol></li></ol><img alt="Figur 2" src="/files/ftp_upload/55706/55706fig2.jpg" /> Abbildung 2: Tierchirurgie. ( A ) Ein Schaf platziert in der Rückenlage, mit den Hüften hyper-gebeugt durch die Sicherung der unteren Gliedmaßen. ( B ) Die äußeren Eintrittspunkte für die Trokareinführung befinden sich auf der ventralen Seite (leerer Pfeil) und dorsal an den seitlichen Schwanzfalten (Pfeil). ( C ) Position der ventralen Einführungspunkte; Die gestrichelte Linie in der Mitte repräsentiertDie midsagittale Ebene des Tieres. ( D ) Dissected rectovaginal septum ( E ) Insertion des ventralen Trokars durch die Muskeln auf der medialen Seite des Oberschenkels, des Foramen des Obturators und des paravaginalen Raumes. Die Trajektorie des Piercing-Trokars wird mit dem Finger gesteuert. ( F und G ) Sobald der Trokar vorhanden ist, wird die Drahtschlinge (offener Pfeil) vorgerückt und mit dem Arm des Vaginalgitters beladen. ( H ) Endposition der ventralen (Vollpfeile) und dorsalen (leeren Pfeil) Arme. ( I ) Der zentrale Teil ist spannungsfrei zwischen der Vaginalwand und der rektalen Adventitia platziert. <ol start="10" style="margin-left: 40px;"><li> Bereiten Sie das Personal für eine Operation in sterilen Bedingungen vor. Setzen Sie auf eine chirurgische Mütze und Mund Maske, waschen Hände für Chirurgie, und setzen Sie auf ein chirurgisches Kleid und sterile Handschuhe. </li><li> Decken Sie das Tier mit einem sterilen Tuch ab und machen Sie eine Öffnung über dem GenitalHiatus. </li></ol> 2. Chirurgisches Verfahren <ol><li> Vorbereitung des rectovaginalen Septums <ol><li> Fassen Sie die dorsale Vaginalwand 3 cm kranial an den hymenischen Ring mit Allis Pinzette. </li><li> Nehmen Sie eine Spritze mit 10 ml Salzlösung und mit einer 22 G-Nadel ausgestattet. Setzen Sie es durch das Vaginalepithel (ca. 3 - 4 mm tief) und in die Mittellinie des rectovaginalen Septums, 1,5 cm kranial zum hymenischen Ring. </li><li> Führen Sie &quot;Aqua-Dissektion&quot; durch Injektion von Salzlösung im rectovaginalen Septum 11 durch . </li><li> Machen Sie eine 3 cm lange Mittellinie auf das Vaginalepithel, beginnend kaudal zur Allis-Pinzette (Schritt 2.1.1) und enden am hymenischen Ring mit einem Skalpell. Geben Sie den Recto-Vaginalraum durch diesen Schnitt ein. </li><li> Legen Sie den selbsthaltenden Retraktor (siehe Tabelle der Materialien ) über den Damm und legen Sie vier scharfe Haken in den vaginalen Schnitt, um ihn offen zu halten. </Li&gt; <li> Mit dem Finger zerlegen Sie die Recto-Vaginal-Faszie aus der Scheidenwand seitlich in Richtung der Becken-Seitenwände und kranial bis zum kaudalen Aspekt der Sackgasse. Stellen Sie einen geeigneten Platz für den 30 x 40 mm 2 zentralen Teil des Gitters her ( Abbildung 2 , Tafel D). </li><li> Führen Sie die Hämostase mit hämostatischer Pinzette oder eine kreuzweise hämostatische Ligatur, wenn nötig. HINWEIS: Kleine Bluter können mit der hämostatischen Zange geklemmt werden. Das zerkleinert das Gefäß und leitet die natürliche Koagulationskaskade ein. Für stärkere Blutungen, fassen Sie den Blutgefäß mit Pinzette und legen Sie eine kreuz und quer ligatur, sichern sie mit einem quadratischen Knoten. An dieser Stelle kann man entweder das rechteckige Implantat einsetzen (Schritt 2.2) oder mit der Dissektion fortfahren, um das Implantat mit Verankerungsarmen einzusetzen (Schritt 2.3). </li></ol></li><li> Flachmascheneinführung <ol><li> Setzen Sie den vaginalen Retraktor in die vaginale Inzision ein, um eine bessere Sicht zu ermöglichenDer kraniale Teil des zerlegten Gebietes. </li><li> Naht die linke und rechte Schädel-Ecke des Implantats mit einer einfachen unterbrochenen 3/0 Polypropylen-Naht auf der linken und rechten Seite des kranialen Aspekts des zergliederten Rekto-Vaginalraumes. Schneiden Sie das restliche Nahtmaterial. Halten Sie die Naht weg vom Vaginallumen ( dh nicht in die Scheidenwand eindringen). HINWEIS: Das Implantat wird immer an das Bindegewebe, das das Recto-Vaginalseptum umfasst, vernäht. Die Vaginalwand wird nicht durchdrungen, wenn das Nahtmaterial nicht in der Vagina zu sehen ist. </li><li> Fügen Sie eine zusätzliche einfache unterbrochene Naht auf halbem Weg entlang der kranialen Aspekt des Implantats. </li><li> Naht die Seitenkanten des Implantats auf halbem Weg auf das umgebende Bindegewebe mit einem einfachen unterbrochenen 3/0 Polypropylen. Halten Sie das Implantat so flach wie möglich und spannungsfrei. </li><li> Naht die linke und rechte kaudale Ecke mit einfach unterbrochenen 3/0 Polypropylennähten links und rechtsSeiten des kaudalen Aspekts des rectovaginalen Raumes. </li><li> Fügen Sie eine zusätzliche einfache unterbrochene Naht auf halbem Weg entlang der kaudalen Aspekt des Implantats. </li><li> Schließen Sie die vaginalen Einschnitte mit einer laufenden 3/0 Polyglactin Naht. </li></ol></li><li> Insertion und Verankerung von Implantaten mit Armen (Trokar-geführte Technik). <ol><li> Fortsetzen Sie die Zerlegung des Rekto-Vaginalraumes, der in Schritt 2.1 kreisförmig erzeugt wurde, um den medialen Aspekt des Obturator-Foramen zu erreichen, der leicht palpiert werden kann. </li><li> Zerlegen Sie den Raum caudo-lateral, um den kaudalen Aspekt des sakrotuberösen Ligaments und des kaudal gelegenen Coccygeus-Muskels zu erreichen. </li><li> Mit einem nein 24 Klinge, machen vier 1 cm breite Einschnitte auf der Vulvarseite, schneiden durch die Haut und oberflächliche muskuläre Faszie ( Abbildung 2 , Tafel B und C). </li><li> Machen Sie zwei &quot;ventrale&quot; Einschnitte auf den medialen Aspekt des Oberschenkels, in der Nähe von 4 cm Schädel von der kaudalen Grenze oF der Sciatic-Bogen ( dh der untere Rand der Symphyse) und 3 cm lateral von der Mittellinie ( Abbildung 2 , Panel C). </li><li> Machen Sie zwei &quot;dorsale&quot; Einschnitte auf der Ebene der Einfügung der Schwanzfalten, 2 cm medial zum Knollen ischiadicum, die leicht palpiert werden kann ( Abbildung 2 , Panel B). </li><li> Lege einen gebogenen Trokar durch einen der ventralen Einschnitte ( Abbildung 2 , Tafel E). </li><li> Führen Sie den Trokar durch den adductor magnus Muskel, den äußeren Obturator und den medialen Aspekt des Foramen des Obturators. </li><li> Kontrolliere das Fortschreiten des Trokars mit einem Finger, der durch den vaginalen Schnitt eingeführt wurde. Führen Sie seine Spitze zum Sehnenbogen des Levator-Ani-Muskels ( Abbildung 2 , Tafel E). </li><li> Setzen Sie den Führungsdraht in den Vaginalwandeinschnitt ein und laden Sie ihn mit dem entsprechenden ipsilateralen Schädelarm ( Abbildung 2 , Paneel F). </li><li> Ziehen Sie den mit dem m geladenen TrokarEsh Arm durch die oben genannten Strukturen. Halten Sie den Arm spannungsfrei. </li><li> Wiederholen Sie den Vorgang mit dem zweiten Schädelarm durch den ventralen Schnitt auf der anderen Seite des Tieres. </li><li> Durch einen der dorsalen Einschnitte, passieren Sie den Trokar durch den Steißbein Muskel, nur distal zum sakrotuberösen Band ( Abbildung 2 , Panel G). </li><li> Setzen Sie den Führungsdraht durch den vaginalen Einschnitt aus, fassen Sie den dorsalen Arm des Netzes an und ziehen Sie ihn heraus. Halten Sie den Arm spannungsfrei und wiederholen Sie auf der anderen Seite. </li><li> Passen Sie die Position des Gitters an, indem Sie sie abwälzen und die Arme anziehen, aber das Netz spannungsfrei halten ( Abbildung 2, Tafel I, Abbildung 3 ). </li><li> Fixieren Sie den Körper des Netzes mit einer einfachen unterbrochenen 3/0 Polypropylen Naht in der Mitte seiner kaudalen Grenze und sichern sie an das umgebende Bindegewebe. </li><li> Schneiden Sie die Arme auf der Ebene der Haut und schließen Sie alle Hautinzisionen mit einfach unterbrochenen 3/0 polyglEcaprone Nähte ( Abbildung 2 , Panel H). </li><li> Schließen Sie den vaginalen Schnitt mit einer laufenden 3/0 polyglecaprone Naht. </li></ol></li></ol><img alt="Abbildung 3" src="/files/ftp_upload/55706/55706fig3.jpg" /> Abbildung 3: Schematische Darstellung des Schafbeckens, wobei die Schädelwaffen durch das Obturator-Foramen und die Caudal-Arme durch die Schwanzfalten hindurchgehen. Das breite sakrotuberöse Band ist blau. Die kleinere Tafel zeigt die Position der Arme auf einem Tier in liegenden Position, kurz vor Verkürzung der übermäßigen Menge an Material. Das Hauptpanel zeigt das gleiche, aber mit der Haut und Muskeln entfernt.

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Dieses Forschungsprogramm auf dem Schafmodell wurde durch einen bedingungslosen Stipendium von Medri und Blasingame, Burch, Garrard und Ashley (Atlanta GA, USA) unterstützt. Vereinbarungen werden über das Leuven Research and Development Transferbüro abgewickelt. Die Sponsoren störten nicht die Planung, Durchführung oder Berichterstattung dieses Experiments, noch besitzen sie die Ergebnisse. NS und LH sind Empfänger eines Zuschusses aus der EG im Rahmen des RP7-Rahmens (Bip-Upy-Projekt, NMP3-LA-2012-310389). AF wurde durch einen Zuschuss aus der EG im branchenwissenschaftlichen Partnerschaftsprogramm (251356) unterstützt.

Hier beschreiben wir ein experimentelles Verfahren bei Schafen, das darauf abzielt, die vaginale Dissektion und die transvaginale Mascheneinführung eines Implantats mit oder ohne Verankerungsarme nachzuahmen. Die nachfolgenden Schritte und Instrumente wurden durch chirurgische Eingriffe für POP und Stress Harninkontinenz 15 , 16 , 19 , 20 inspiriert. Nach anfänglichen anatomischen Sektionen...

Pelvic Organ Prolaps ist klinisch diagnostiziert in der Hälfte der Frauen, die mindestens eine vaginale Lieferung hatte, aber subjektiv, es stört die Hälfte der Frauen insgesamt 1 . Die Hauptstütze der Therapie ist die chirurgische Rekonstruktion mit entweder nativem Gewebe oder Implantatmaterial, aber jede dieser Methoden hat ihre Grenzen, einschließlich Rezidiv oder lokale Komplikationen 2 , 3 , 4 . Das ideale Implantat ist noch nicht identifiziert worden; Daher gibt es eine kontinuierliche Nachfrage nach Produktinnovation und für die Entwicklung einer geeigneten Pipeline für präklinische Experimente vor der Einführung neuer Produkte und Techniken auf den Markt. Einer der Schritte in diesem Track ist die experimentelle Bewertung der geeigneten Tiermodelle 5 , 6 . Idealerweise sollten sie die anatomischen, biomechanischen und biologischen Umgebungen nachahmen. Wenn es darum geht,E experimentelle Auswertung von neuartigen Implantaten werden sie typischerweise zuerst in kleineren Modellen getestet, entweder für die Biokompatibilität oder für die Rekonstruktion von Bauchwanddefekten. Diese Art von Experimenten wurde kritisiert, weil die Implantate nicht in den interessanten Bereich ( dh die Vagina) eingefügt werden 7 . Vaginalchirurgie-Modelle sind knapper, sicherlich, wenn das Ziel des Experiments ist, die biomechanischen Eigenschaften von Explantaten zu dokumentieren. Aus diesem Grund gab es einen Umzug von Kaninchen zu Schafen 8 . Erwachsene Mutterschafe sind große Tiermodelle mit einer vernünftig großen und zugänglichen Vagina. Sie können für die Halbzeitbewertung von neuartigen Implantaten verwendet werden, und es ist möglich, mit bestimmten Materialien 9 , 10 , 11 , 12 , 13 vaginale Exposition zu reproduzieren. Nicht nur die Dimensionen und AnatomieDer Schafvagina und des Beckenbodens sind vergleichbar mit denen beim Menschen, aber auch das spontane Auftreten von Prolaps, der bei 15% der Schafe auftritt. Prolaps-Risikofaktoren überlappen ( dh Multiparität, Vorgeschichte von POP, erhöhter intra-abdominaler Druck, induziert durch ein höheres Körpergewicht oder beim Weiden auf Hügeln und vergleichbare Effekte von (Phyto) Östrogenen) 6 , 14 . In Europa sind Schafe die einzig vernünftige Alternative, da die Forschung an nichtmenschlichen Primaten fast vollständig verboten ist. Hier wurde das Modell noch einen Schritt weiter gemacht, indem man die transvaginale Insertion von Implantaten mit Trokaren und Führungen für die spannungsfreie Platzierung von Maschen in das Recto-Vaginalseptum nachahmte. Darauf folgte die Fixierung des Implantats mittels Verankerung mit Armen durch die Bänder der Muskeln, die als äquivalent zur klinischen Praxis 15 , 16 angesehen werden können . So weit, diese TechnikWurde nicht untersucht, obwohl viele glauben, dass spezifische Komplikationen aufgrund der Verwendung dieser längeren Streifen und / oder des Durchstechens anatomischer Strukturen auftreten können. In einer früheren detaillierten anatomischen Studie wurde der Beckenboden mit dem weiblichen Becken 17 verglichen. Wenn es darum geht, das Implantat zu verankern, haben Schafe nicht das sakrospinöse Ligament, aber sie haben ein sehr gut entwickeltes und breites sakrotuberöses Ligament. Der pudendale Nerv läuft ventral darüber, so dass es unsicher ist, dieses Wahrzeichen als Aufhängepunkt zu benutzen. Umgekehrt sind der Steißbeinmuskel und seine Faszie sowie die Obturatormembran durch den rektovaginalen Raum zugänglich. Hier wird der Zugang und die Lage der anatomischen Strukturen zur Fixierung von Verankerungsarmen vorgeschlagen. Die Instrumente, die verwendet werden können, um das Netz zu positionieren, werden diskutiert. Schließlich ist das Verhältnis der Arme oder Trokare zu angrenzenden anatomischen Strukturen, wie Schiffen und Nerven, aS sowie potenzielle intraoperative Komplikationen sind auch beschrieben.

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			<td>Animals:&#160;</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>parous female sheep (45 - 65 kg)</td>
			<td>Zo&#246;technical Institute of the KU Leuven</td>
			<td>NA</td>
			<td>experimetnal animal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile clothing:&#160;</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>sterile drape 45 x 75 cm</td>
			<td>Lohmann &#38; Rauscher, Regensdorf, Germany</td>
			<td>33002</td>
			<td>other material</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>sterile OR drape 150 x 180 cm</td>
			<td>Lohmann &#38; Rauscher, Regensdorf, Germany</td>
			<td>33009</td>
			<td>other material</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>sterile glowes 2x</td>
			<td>Lohmann &#38; Rauscher, Regensdorf, Germany</td>
			<td>16652</td>
			<td>other material</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>sterile surgical gown 2x</td>
			<td>Lohmann &#38; Rauscher, Regensdorf, Germany</td>
			<td>19342</td>
			<td>other material</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>surgical head cap 2x</td>
			<td>Lohmann &#38; Rauscher, Regensdorf, Germany</td>
			<td>17427</td>
			<td>other material</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>surgical face mask 2x</td>
			<td>Lohmann &#38; Rauscher, Regensdorf, Germany</td>
			<td>11983</td>
			<td>other material</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Other surgical material</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>implant</td>
			<td>FEG Textiltechnik GmbH, Aachen, Germany</td>
			<td>NA</td>
			<td>purposely designed implant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3/0 polypropylene suture</td>
			<td>Prolene, Ethicon, Diegem, Belgium</td>
			<td>8762H</td>
			<td>suture material</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3/0 polygecaprone suture</td>
			<td>Vicryl, Ethicon</td>
			<td>J311H</td>
			<td>suture material</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>gauze swabs 10 x 10 cm 10x, 12-ply</td>
			<td>Lohmann &#38; Rauscher, Regensdorf, Germany</td>
			<td>11574</td>
			<td>other material</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>syringe 20 mL</td>
			<td>Becton Dickinsosn S.A., Madrid, Spain</td>
			<td>300613</td>
			<td>aqua-dissection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>needle 16 gauge</td>
			<td>Terumo, Leuven, Belgium</td>
			<td>NN-2238R</td>
			<td>aqua-dissection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical equipment:</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>blade no.22</td>
			<td>Fine science isntruments, Heidelberg, Germany</td>
			<td>10022-00</td>
			<td>surgical instruments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Allis tissue forceps 1x</td>
			<td>Fine science isntruments, Heidelberg, Germany</td>
			<td>11091-15</td>
			<td>surgical instruments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Standart pattern forceps 1x2 theeth 1x</td>
			<td>Fine science isntruments, Heidelberg, Germany</td>
			<td>11023-14</td>
			<td>surgical instruments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Standart pattern forceps straight serrated 1x</td>
			<td>Fine science isntruments, Heidelberg, Germany</td>
			<td>11000-14</td>
			<td>surgical instruments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpel handle 1x</td>
			<td>Fine science isntruments, Heidelberg, Germany</td>
			<td>10004-13</td>
			<td>surgical instruments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Halstead-Mosquito forceps 2x</td>
			<td>Fine science isntruments, Heidelberg, Germany</td>
			<td>13008-12</td>
			<td>surgical instruments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Standart pattern scissors 1x</td>
			<td>Fine science isntruments, Heidelberg, Germany</td>
			<td>14001-14</td>
			<td>surgical instruments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Metzenbaum scissors 1x</td>
			<td>Fine science isntruments, Heidelberg, Germany</td>
			<td>14016-18</td>
			<td>surgical instruments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Crile Wood needle holder 1x</td>
			<td>Fine science isntruments, Heidelberg, Germany</td>
			<td>12003-15</td>
			<td>surgical instruments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Kell forceps 1x</td>
			<td>Fine science isntruments, Heidelberg, Germany</td>
			<td>13018-14</td>
			<td>surgical instruments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Long Starr Self-Retaining Retractor with eight 5mm sharp stay hooks</td>
			<td>Cooper Surgical, Tumbull, USA</td>
			<td>3704</td>
			<td>surgical instruments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heaney Simon Vaginal Retractor</td>
			<td>Medical supplies &#38; equipments co., Katy, Texas, USA</td>
			<td>403-129FSI</td>
			<td>surgical instruments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trocar (Insnare)</td>
			<td>Bard, West Sussex, United Kingdom</td>
			<td>NA</td>
			<td>any trocar on market for transvaginal mesh implantation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Medication:</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>amoxilicilline clavulanate 1000mg / 300 mL (Ampiciline)</td>
			<td>GSK, Wavre, Belgium</td>
			<td>NA</td>
			<td>antibiotics</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>buprenorfin 0.3 mg/mL + chlorocresol 1.35 mg/mL (Vetregesic)</td>
			<td>Ecuphar, Oostkamp, Belgium</td>
			<td>NA</td>
			<td>analgesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ketamin HCL 100mg/mL (Ketamine 1000)</td>
			<td>Ceva Sante Animale, Brussels, Belgium</td>
			<td>NA</td>
			<td>anesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>isoflurane (IsoFlo)</td>
			<td>Abbott Laboratories Ltd, Maidenhead, Berkshire, UK</td>
			<td>NA</td>
			<td>anesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>polyvidone iodium 7.5% (Braunol)</td>
			<td>B. Braun Medical, Machelen, Belgium</td>
			<td>NA</td>
			<td>local desinfection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>saline solution 500ml</td>
			<td>B. Braun Medical, Machelen, Belgium</td>
			<td>NA</td>
			<td>aqua-dissection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xxylazine HCl , 1 mL/50 kg&#160;</td>
			<td>Vexylan, Ceva Sante Animale, Belgium</td>
			<td>NA</td>
			<td>premedication</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>atropine Sulfate 15 mg/ml (),</td>
			<td>Viatris, Belgium</td>
			<td>NA</td>
			<td>premedication</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

transvaginal mesh insertion in the ovine model

Dieses Protokoll beschreibt die Einfügung des Netzes in das rectovaginale Septum bei Schafen unter Verwendung einer einzigen vaginalen Inzisionstechnik mit und ohne das trokargeführte Einführen von Verankerungsarmen. Parus Schafe unterzog die Sektion des rectovaginalen Septums, gefolgt von der Einfügung eines Implantats mit oder ohne vier Verankerungsarme, die beide für die Schafanatomie geeignet waren. Die Verankerungsarme wurden mit einem Trokar und einer &quot;Außen-in&quot; Technik eingesetzt. Die kranialen Arme wurden durch den Obturator, Gracilis und Adductor magnus Muskeln geführt. Die Schwanzarme wurden in der Nähe des sakrotuberischen Bandes durch die Steißbeinmuskeln fixiert. Diese Technik ermöglicht die Nachahmung von chirurgischen Eingriffen bei Frauen, die an Beckenorganprolaps leiden. Die anatomischen Räume und Elemente sind leicht zu erkennen. Der wichtigste Teil des Verfahrens ist die Insertion des Schädel-Trokars, die leicht in die Peritonealhöhle oder die umliegenden Beckenorgane eindringen kann. ThiS kann durch eine umfangreichere retroperitoneale Dissektion vermieden werden und indem man den Trokar mehr seitlich führt. Dieser Ansatz ist nur für die experimentelle Prüfung von neuartigen Implantaten in großen Tiermodellen konzipiert, da die Trokar-geführte Insertion derzeit nicht klinisch genutzt wird.

Management in einer längeren Observation Setup Nach dem chirurgischen Eingriff kann eine vaginale Packung (ein in die Vagina unmittelbar nach der Operation eingefügtes salzlösungsgetrocknetes Gazepaket für 24 h eingefügt werden, um die Implantatposition zu sichern. Die Schafe sollten in einen Erholungskäfig gestellt werden und ihre Atemfunktion bis zur vollständigen Erholung folgen. Später ist es mögl...

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Transvaginal Mesh Insertion in the Ovine Model

Dieses Protokoll beschreibt die Mesh-Implantation im Schaf-Rektovaginal-Septum unter Verwendung einer einzigen vaginalen Inzisionstechnik mit und ohne das trokargeführte Einführen von Verankerungsarmen.

Transvaginal Mesh Insertion im Schaf-Modell

This protocol describes mesh insertion into the rectovaginal septum in sheep using a single vaginal incision technique, with and without the trocar-guided ...

transvaginal-mesh-insertion-in-the-ovine-model

Research

JoVE Journal

Medicine

15.9K Aufrufe.  Clinical Specialties Research Groups, Faculty of Medicine, KU Leuven.  Dieses Protokoll beschreibt die Mesh-Implantation im Schaf-Rektovaginal-Septum unter Verwendung einer einzigen vaginalen Inzisionstechnik mit und ohne das trokargeführte Einführen von Verankerungsarmen. 

Serie: Transvaginal Mesh Insertion in the Ovine Model

The Monoiodoacetate Model of Osteoarthritis Pain in the Mouse

A major symptom of patients with osteoarthritis (OA) is pain that&#160;is triggered by peripheral as well as central changes within the pain pathways. The current treatments for OA pain such as NSAIDS or opiates are neither sufficiently effective nor devoid of detrimental side effects. Animal models of OA are being developed to improve our understanding of OA-related pain mechanisms and define novel pharmacological targets for therapy. Currently available models of OA in rodents include surgical and chemical interventions into one knee joint. The monoiodoacetate (MIA) model has become a standard for modelling joint disruption in OA in both rats and mice. The model, which is easier to perform in the rat, involves injection of MIA into a knee joint that induces rapid pain-like responses in the ipsilateral limb, the level of which can be controlled by injection of different doses. Intra-articular injection of MIA disrupts chondrocyte glycolysis by inhibiting glyceraldehyde-3-phosphatase dehydrogenase and results in chondrocyte death, neovascularization, subchondral bone necrosis and collapse, as well as inflammation. The morphological changes of the articular cartilage and bone disruption are reflective of some aspects of patient pathology. Along with joint damage, MIA injection induces referred mechanical sensitivity in the ipsilateral hind paw and weight bearing deficits that are measurable and quantifiable. These behavioral changes resemble some of the symptoms reported by the patient population, thereby validating the MIA injection in the knee as a useful and relevant pre-clinical model of OA pain.
The aim of this article is to describe the methodology of intra-articular injections of MIA and the behavioral recordings of the associated development of hypersensitivity with a mind to highlight the necessary steps to give consistent and reliable recordings.

Osteoarthritis (OA), or degenerative joint disease, is a debilitating condition associated with pain that remains only partially controlled by available analgesics. Animal models are being developed to improve our understanding of OA-related pain mechanisms. Here we describe the methodology for the monoiodoacetate model of OA pain in the mouse.

Das Monoiodoacetate Modell von Osteoarthritis Schmerzen in der Maus

A major symptom of patients with osteoarthritis (OA) is pain that&#160;is triggered by peripheral as well as central changes within the pain pathways. The ...

Forschung

Medizin

Ovine Lumbar Intervertebral Disc Degeneration Model Utilizing a Lateral Retroperitoneal Drill Bit Injury

Intervertebral disc degeneration is a significant contributor to the development of back pain and the leading cause of disability worldwide. Numerous animal models of intervertebral disc degeneration have been developed. The ideal animal model should closely mimic the human intervertebral disc with regard to morphology, biomechanical properties and the absence of notochordal cells. The sheep lumbar intervertebral disc model fulfils these criteria. We present an ovine model of intervertebral disc degeneration utilizing a drill bit injury through a lateral retroperitoneal approach. The lateral approach significantly reduces the incision and potential morbidity associated with the traditional anterior approach to the ovine spine. Utilization of a drill-bit method of injury affords the ability to produce a consistent and reproducible injury, of precise dimensions, that initiates a consistent degree of intervertebral disc degeneration. The focal nature of the annular and nucleus pulposus defect more closely mimics the clinical condition of focal intervertebral disc herniation. Sheep recover rapidly following this procedure and are typically mobile and eating within the hour. Intervertebral disc degeneration ensues and sheep undergo necropsy and subsequent analysis at periods from eight weeks. We believe that the drill bit injury model of intervertebral disc degeneration offers advantages over more conventional annular injury models.

Intervertebral disc degeneration is a significant contributor to back pain and a leading cause of disability worldwide. Numerous animal models of intervertebral disc degeneration exist. We demonstrate an ovine model of intervertebral disc degeneration, utilizing a drill bit, which achieves a consistent disc injury and reproducible level of disc degeneration.

Schaf-Lendenwirbelsäulen-Degenerationsmodell mit einer lateralen Retroperitoneal-Bohrer-Verletzung

Intervertebral disc degeneration is a significant contributor to the development of back pain and the leading cause of disability worldwide. Numerous ...

In Vitro Assays to Assess Blood-brain Barrier Mesh-like Vessel Formation and Disruption

Blood-brain barrier (BBB) coverage plays a central role in the homeostasis of the central nervous system (CNS). The BBB is dynamically maintained by astrocytes, pericytes and brain endothelial cells (BECs). Here, we detail methods to assess BBB coverage using single cultures of immortalized human BECs, single cultures of primary mouse BECs, and a humanized triple culture model (BECs, astrocytes and pericytes) of the BBB. To highlight the applicability of the assays to disease states, we describe the effect of oligomeric amyloid-&#946; (oA&#946;), which is an important contributor to Alzheimer&#39;s disease (AD) progression, on BBB coverage. Further, we utilize the epidermal growth factor (EGF) to illuminate the drug screening potential of the techniques. Our results show that single and triple cultured BECs form meshwork-like structures under basal conditions, and that oA&#946; disrupts this cell meshwork formation and degenerates the preformed mesh structures, but EGF blocks this disruption. Thus, the techniques described are important for dissecting fundamental and disease-relevant processes that modulate BBB coverage.

In Vitro Assays to Assess Blood-brain Barrier Mesh-like Vessel Formation and Disruption

Maintaining blood-brain barrier coverage is key for the homeostasis of the central nervous system. This protocol describes in vitro techniques to delineate the fundamental and pathological processes that modulate blood-brain barrier coverage.

In-Vitro- Assays zur Beurteilung der Blut-Hirn-Schranke Mesh-artigen Gefäßbildung und -störung

Blood-brain barrier (BBB) coverage plays a central role in the homeostasis of the central nervous system (CNS). The BBB is dynamically maintained by ...

Isometric Contractility Measurement of the Mouse Mesenteric Artery Using Wire Myography

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and drugs. It is widely used in many studies on the physiological functions of vascular smooth muscle, the pathogenesis of vascular diseases such as hypertension, and the development of smooth muscle relaxant drugs. The mouse is a widely used model animal with a large pool of disease models and genetically modified strains. We introduced this method to measure the isometric contraction of mouse mesenteric artery in detail. A 1.4-mm segment of mouse mesenteric resistance artery was isolated and mounted on a myograph chamber by passing two steel wires through its lumen. After equilibration and normalization steps, the vessel segment was potentiated by a high-K+ solution twice prior to the contraction assay. As an example of the application of this method in drug development, we measured the relaxant effect of a novel natural substance, neoliensinine, isolated from a Chinese herb, embryos of the lotus seed (Nelumbo nucifera Gaertn.) on mouse mesenteric arteries. The vessel segments mounted on the myograph chamber were stimulated with a high-K+ solution. When the force tension reached a stable sustained phase, cumulative doses of neoliensinine were added to the chamber. We found that neoliensinine had a dose-dependent relaxant effect on smooth muscle contraction, thus suggesting that it bears potential activity against hypertension. In addition, as the vessel segment can survive at least 4 hours after mounting and maintain contractility induced by the high-K+ solution for many times, we suggest that the wire myograph system may be used for the time-consuming process of drug screening.

The wire myograph technique is used to investigate vascular smooth muscle functions and screen new drugs. We report a detailed protocol for measuring the isometric contractility of the mouse mesenteric artery and for screening new relaxants of vascular smooth muscle.

Messung der isometrischen Kontraktilität der Maus mesenterialen Arterie mit Draht Myographie

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and ...

Laparoscopic Repair of Para-Esophageal Hernia Using Absorbable Biosynthetic Mesh

Para-esophageal hernia repairs are challenging procedures and there is no consensus on the optimal approach to repair. Mesh reinforcement has been associated with lesser hernia recurrence when compared to the primary suture repair. The type of mesh that is most appropriate is still debatable. Synthetic and biosynthetic materials have been studied in the literature. It is well documented that a synthetic mesh is associated with esophageal erosion and migration into the stomach. Though there are limited long-term data on biosynthetic mesh, the short-term results are excellent and promising.
This paper illustrates how a biosynthetic prosthesis can be safely used with fibrin glue fixation and anterior Dor fundoplication to repair any para-esophageal defect. The absorbable biosynthetic mesh has been shown to produce good long-term patient satisfaction outcomes and low recurrence rates compared to conventional methods including repair with synthetic mesh. This technique also avoids the risk of esophageal erosion whilst strengthening the repair. Tacks that are still widely used to secure the mesh can be abandoned due to the associated risk of developing cardiac tamponade, or other disastrous consequences. This repair method, also, highlights how the prosthesis can be fashioned into a V-shape and easily placed in an onlay fashion behind the esophagus. The protocol demonstrates an alternative and safer method for mesh fixation using fibrin glue.

Presented here is a protocol of para-esophageal hernia repair. Use of absorbable biosynthetic mesh avoids the risk of erosion through the esophagus whilst reinforcing the repair. Glue fixation is preferred to avoid the risk of trauma such as bleeding or cardiac tamponade, which are associated with stitches or tacks.

Laparoskopische Reparatur von paraösophagealen Hernien mit resorbierbarem biosynthetischem Netz

Para-esophageal hernia repairs are challenging procedures and there is no consensus on the optimal approach to repair. Mesh reinforcement has been ...

The Lower Body Positive Pressure Treadmill for Knee Osteoarthritis Rehabilitation

Here, based on a clinician&rsquo;s point-of-view, we propose a two-model lower body positive pressure (LBPP) protocol (walking and squatting models) in addition to a clinical, functional assessment methodology, including details for further encouragement of the development of non-drug surgical intervention strategies in knee osteoarthritis patients. However, we only present the effect of LBPP training in improvement of pain and knee function in one patient through three-dimensional gait analysis. The exact, long-term effects of this approach should be explored in future studies.

Here, based on a clinician&#8217;s point-of-view, we propose a two-model lower body positive pressure (LBPP) protocol (walking and squatting models) in addition to a clinical, functional assessment methodology, including details for further encouragement of the development of non-drug surgical intervention strategies in knee osteoarthritis patients. However, we only present the effect of LBPP training in improvement of pain and knee function in one patient through three-dimensional gait analysis. The exact, long-term effects of this approach should be explored in future studies.

Das Unterkörper-Positivdruck-Laufband für die Knie-Osteoarthritis-Rehabilitation

Here, based on a clinician&rsquo;s point-of-view, we propose a two-model lower body positive pressure (LBPP) protocol (walking and squatting models) in ...

Intravitreal Injections in the Ovine Eye

There are several methods for the delivery of therapeutic agents to the retina, including intravitreal (IVT), subretinal, suprachoroidal, periocular, or topical administration. IVT drug delivery involves an injection into the vitreous humor of the eye, a gelatinous substance that fills the posterior chamber of the eye and maintains the shape of the eye globe. Although the IVT route is less specifically targeted than subretinal delivery, it is much less invasive and is widely used in clinical settings for a range of ocular diseases. 
We previously demonstrated the efficacy of intravitreal delivery of an adeno-associated virus (AAV)-mediated gene therapy product (AAV9.CLN5) in sheep with a naturally occurring CLN5 form of neuronal ceroid lipofuscinosis (NCL). Affected sheep received IVT gene therapy in one eye, with the other untreated eye serving as an internal control. Retinal structure and function were maintained in the treated eye up to 15 months after treatment, while the untreated eye displayed progressively declining function and severe atrophy during postmortem examination. Based on the sheep studies, the CLN5 gene therapy product was cleared as a candidate investigational new drug (IND) by the United States Food and Drug Administration in September 2021. This paper details the surgical protocol for IVT delivery of a therapeutic viral vector to the ovine eye.

Intravitreal injections were performed in the sheep eye with the aim of delivering viral-mediated gene therapy to the retina.

Intravitreale Injektionen in das Schafauge

There are several methods for the delivery of therapeutic agents to the retina, including intravitreal (IVT), subretinal, suprachoroidal, periocular, or ...

Laparoscopic Non-Mesh Cerclage Pectopexy for Pelvic Organ Prolapse

Pelvic organ prolapse (POP) is widespread among the female population and significantly impairs the patient's quality of life. It is important to restore apical support for treating POP. Sacrocolpopexy and pectopexy are indicated for apical prolapse. Using a synthetic mesh in these techniques increases success by enhancing apical support. However, the implantation of synthetic mesh is associated with mesh-related complications. In addition, the exorbitant cost of synthetic mesh and lack of universal access limit the popularity of these procedures. The current study develops a unique technique known as laparoscopic non-mesh cerclage pectopexy (LNMCP), in which permanent cervical cerclage sutures are embedded in the round ligament until the iliopectineal ligament. The iliopectineal ligament was sutured, resulting in a firm cervical suspension. The procedure was successfully performed in 16 cases in the hospital. The surgical duration was 67.8 min &plusmn; 15.5 min, and the blood loss was 73.1 mL &plusmn; 51.1 mL. No procedural complications were seen. LNMCP is associated with an objective success rate of 100% and a subjective success rate of 93.8%. LNMCP for patients with apical prolapse obviates the need for a mesh, thereby avoiding complications associated with mesh erosion and reducing medical costs. In addition, it is easy to perform even in resource-poor areas without access to synthetic mesh.

The present pilot study describes the development of laparoscopic non-mesh cerclage pectopexy to treat pelvic organ prolapse. The procedure can be used to prevent any complications associated with the use of mesh.

Laparoskopische Non-Mesh-Cerclage-Pektopaxie bei Beckenorganprolaps

Pelvic organ prolapse (POP) is widespread among the female population and significantly impairs the patient's quality of life. It is important to restore ...

Neuronavigation and Laparoscopy Guided Ventriculoperitoneal Shunt Insertion for the Treatment of Hydrocephalus

Hydrocephalus is a common adult neurosurgical condition typically requiring treatment with a cerebrospinal fluid (CSF) shunt, of which the ventriculoperitoneal (VP) shunt is the most common type. Unfortunately, the failure rates of VP shunts are alarmingly high, with up to 50% of patients requiring revision surgery within 2 years. VP shunt failure may occur due to infection, or catheter mispositioning, migration, and occlusion. We undertook a joint neurosurgery and general surgery collaboration in a 7-year prospective non-randomized consecutive quality improvement cohort study to reduce the rates of ventriculoperitoneal (VP) shunt failures in 224 adult patients at a tertiary care institution. The initiative combined the use of electromagnetic stereotactic neuronavigation to guide the placement of the proximal catheter and laparoscopy to place the distal catheter under direct visualization. With laparoscopic assistance, the distal catheter was anchored through a small hole created in the falciform ligament and placed into the right retrohepatic space, free from the omentum, adhesions, or bowel that might obstruct the catheter tip. The surgeries were performed using a shunt infection prevention protocol to reduce the risk of shunt infections. Here, we present an intraoperative video of the surgical procedure. Compliance with shunt infection reduction strategies and the combined utilization of neuronavigation and laparoscopy techniques in adult VP shunt surgery resulted in a 44% reduction in the risk of overall shunt failure. The significant positive impact with regard to shunt-failure-free patient outcomes among patients who underwent VP shunt surgery using this strategy underscores the value associated with the use of these modern intraoperative techniques and cross-specialty collaboration during VP shunt surgery.

Patient outcomes of ventriculoperitoneal (VP) shunt surgery, the mainstay treatment for hydrocephalus in adults, are poor due to high shunt failure rates. We present intraoperative footage of VP shunt insertion using neuronavigation and laparoscopy guidance, with the goal to reduce the risks of proximal and distal shunt catheter failures, respectively.

Neuronavigation und Laparoskopie Geführte ventrikuloperitoneale Shuntinsertion zur Behandlung des Hydrocephalus

Hydrocephalus is a common adult neurosurgical condition typically requiring treatment with a cerebrospinal fluid (CSF) shunt, of which the ...

Application of a New Mesh Fixation Method in Laparoscopic Incisional Hernia Repair

Laparoscopic incisional hernia repair using intraperitoneal onlay mesh (IPOM) is one of the most widely used minimally invasive methods for repairing incisional hernias. The laparoscopic IPOM involves implanting the mesh into the abdominal cavity through laparoscopy to repair an abdominal wall hernia. In the IPOM surgery, after the closure of the hernia ring, an anti-adhesion mesh is placed laparoscopically. The correct placement of this mesh is critical to the success of the method, and surgical skills are required to achieve perfect placement. If the mesh placement is not mastered properly, the operation and anesthesia time will be prolonged. In addition, improper placement of the mesh can lead to serious consequences, such as intestinal obstruction and mesh infection. A "contraposition and alignment" mesh fixation method is described in this study, which involves pre-marking the fixation position of the mesh to reduce the difficulty of mesh placement. A properly placed mesh is completely flat on the peritoneum, the edges are not curled or wrapped, and the mesh is adhered firmly such that there is no displacement after removing the pneumoperitoneum pressure. The "contraposition and alignment" mesh fixation technique offers the advantages of reliable placement of the mesh and fewer complications than other techniques, and it is easy to learn and master. It also allows for positioning the nail gun in advance based on the anatomy of the incisional hernia. This enables the use of the minimum number of nails possible while still ensuring good fixation, which can reduce the occurrence of complications and reduce the cost of surgery. Thus, the mesh fixation method described here is highly suitable for clinical applications based on the aforementioned advantages.

Presented here is a method for improving the mesh placement in laparoscopic incisional hernia repair, which can shorten the time required for mesh fixation and reduce the occurrence of postoperative chronic pain.

Anwendung einer neuen Netzfixierungsmethode bei der laparoskopischen Inzisionshernienreparatur

Laparoscopic incisional hernia repair using intraperitoneal onlay mesh (IPOM) is one of the most widely used minimally invasive methods for repairing ...