Name: transvaginal mesh insertion in the ovine model
Uploaded: 2017-07-27T12:30:00.000+00:00
Duration: 10 min 32 s
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Wir danken Ivan Laermans, Rosita Kinart, Ann Lissens (Zentrum für Chirurgische Technologien, KU Leuven, Leuven, Belgien). Jo Verbinnen und Kristof Reyniers (Vesalius Institut für Anatomie, Medizinische Fakultät, KU Leuven, Leuven, Belgien) lieferten während des Experiments technische Unterstützung. Wir danken Leen Mortier für die Hilfe bei der Daten- und Manuskriptverwaltung. Wir danken FEG Textiltechniken für die Herstellung von Prototypenmasten, sterilisieren sie und spenden sie bedingungslos für die Forschung.

Ethische Zulassung für dieses Experiment wurde vom Ethikausschuss für Tierversuche der KU Leuven (P065 / 2013) erhalten. Die Tiere wurden gemäß den geltenden nationalen Richtlinien für den Tierschutz behandelt. 1. Material und das Experimentaltier <ol><li> Chirurgie Vorbereitung <ol><li> Im chirurgischen Theater decken Sie einen Tisch mit einem sterilen Tuch ab und bereiten einen sterilen gekrümmten Trokar vor ( Abb. 1 , Tafel A), sterile chirurgische Instrumente, Nähte und sterile Gaze. Führen Sie die gesamte chirurgische Prozedur in sterilen Bedingungen, wenn das Experiment umfasst Follow-up. Legen Sie alle Instrumente auf den Tisch, um für den Einsatz während der Operation bereit zu sein. </li><li> Entfernen Sie ein steriles, rechteckiges Implantat und / oder ein Implantat mit Verankerungsarmen aus der sterilen Verpackung und legen Sie sie auf den mit sterilen Abdeckung bedeckten Tisch ( Abbildung 1B , C und D ). </li></ol></li></ol> Abbildung 1: Trokar und Implantate. ( A ) Schematische Zeichnung des Trokars ( B ) H-förmiges Polyvinylidenfluorid (PVDF) Implantat mit einem Detail des zentralen Teils (Tafel C ). Seine Form wurde von den vierarmigen Maschen, die derzeit für die transvaginalen Prolapsreparatur zur Verfügung stehen, inspiriert. Der rechteckige Körper (30 x 40 mm 2 ) wird seitlich durch vier ausgestreckte Arme (150 x 10 mm 2 ) verlängert. Die Abmessungen der Arme sind so ausgelegt, dass sie lang genug sind, um die relevanten Aufhängungsstrukturen auf der Grundlage früherer anatomischer Studien zu durchstechen 17 . ( D ) Das rechteckige Implantat (30 x 40 mm 2 ). Beide Implantate wurden aus Polyvinylidenfluorid hergestellt; Textilmerkmale und Eigenschaften sind in Tabelle 1 aufgeführt . <ol start="2"><li> Experimentelles Tier (EwE, 45-60 kg) <ol><li> Die Prämedikation von 1 ml 15 mg / ml Atropinsulfat und 1 ml / 50 kg Xylazin HCl intramuskulär (im) 30 min vor dem chirurgischen Eingriff verabreichen. </li><li> Nach 30 min, stellen Sie sicher, dass die Prämedikation die Schafe lethargisch und schläfrig gemacht hat. </li><li> Setzen Sie einen intravenösen Katheter in die Vena jugularis ein und verabreichen Sie 0,075 ml / kg Ketamin 100 mg / ml HCl. Bestätigen Sie tiefe Anästhesie, indem Sie den Mangel an Reaktion auf schmerzhafte Reize beobachten. </li><li> Bewegen Sie das Tier auf den chirurgischen Tisch und sichern Sie seine Atemwege durch Intubation. Die Anästhesie mit 2,5% Isofluran in 5 l / min Sauerstoff aufbewahren. </li><li> Halten Sie die intravenöse Linie in die Vena jugularis eingelegt und liefern Sie 500 ml Salzlösung mit einer Durchflussrate von 150 ml / h. </li><li> Verabreichung von prophylaktischen Antibiotika im (Amoxicillinclavulanat, 7 mg / kg) und postoperativen Analgetika (Buprenorfin und Chlorkresol, 1 ml) oder dem Äquivalent nach lokalen Protokollen. </li><li> Lege das Tier in leuchtenHotomy Position am Ende des chirurgischen Tisches und sichern ihre Gliedmaßen, mit den Hüften in Hyper-Flexion, mit Seilen ( Abbildung 2 , Panel A). </li><li> Manuell leeren Sie die Blase und das Rektum, indem Sie sie trans-vaginal anstoßen. </li><li> Rasieren Sie den Damm, den medialen Teil des Oberschenkels und der Schwanz faltet und desinfiziert mit Polyvidon-Iodium 7,5% ( Abbildung 2 , Tafel B und C). </li></ol></li></ol><img alt="Figur 2" src="/files/ftp_upload/55706/55706fig2.jpg" /> Abbildung 2: Tierchirurgie. ( A ) Ein Schaf platziert in der Rückenlage, mit den Hüften hyper-gebeugt durch die Sicherung der unteren Gliedmaßen. ( B ) Die äußeren Eintrittspunkte für die Trokareinführung befinden sich auf der ventralen Seite (leerer Pfeil) und dorsal an den seitlichen Schwanzfalten (Pfeil). ( C ) Position der ventralen Einführungspunkte; Die gestrichelte Linie in der Mitte repräsentiertDie midsagittale Ebene des Tieres. ( D ) Dissected rectovaginal septum ( E ) Insertion des ventralen Trokars durch die Muskeln auf der medialen Seite des Oberschenkels, des Foramen des Obturators und des paravaginalen Raumes. Die Trajektorie des Piercing-Trokars wird mit dem Finger gesteuert. ( F und G ) Sobald der Trokar vorhanden ist, wird die Drahtschlinge (offener Pfeil) vorgerückt und mit dem Arm des Vaginalgitters beladen. ( H ) Endposition der ventralen (Vollpfeile) und dorsalen (leeren Pfeil) Arme. ( I ) Der zentrale Teil ist spannungsfrei zwischen der Vaginalwand und der rektalen Adventitia platziert. <ol start="10" style="margin-left: 40px;"><li> Bereiten Sie das Personal für eine Operation in sterilen Bedingungen vor. Setzen Sie auf eine chirurgische Mütze und Mund Maske, waschen Hände für Chirurgie, und setzen Sie auf ein chirurgisches Kleid und sterile Handschuhe. </li><li> Decken Sie das Tier mit einem sterilen Tuch ab und machen Sie eine Öffnung über dem GenitalHiatus. </li></ol> 2. Chirurgisches Verfahren <ol><li> Vorbereitung des rectovaginalen Septums <ol><li> Fassen Sie die dorsale Vaginalwand 3 cm kranial an den hymenischen Ring mit Allis Pinzette. </li><li> Nehmen Sie eine Spritze mit 10 ml Salzlösung und mit einer 22 G-Nadel ausgestattet. Setzen Sie es durch das Vaginalepithel (ca. 3 - 4 mm tief) und in die Mittellinie des rectovaginalen Septums, 1,5 cm kranial zum hymenischen Ring. </li><li> Führen Sie &quot;Aqua-Dissektion&quot; durch Injektion von Salzlösung im rectovaginalen Septum 11 durch . </li><li> Machen Sie eine 3 cm lange Mittellinie auf das Vaginalepithel, beginnend kaudal zur Allis-Pinzette (Schritt 2.1.1) und enden am hymenischen Ring mit einem Skalpell. Geben Sie den Recto-Vaginalraum durch diesen Schnitt ein. </li><li> Legen Sie den selbsthaltenden Retraktor (siehe Tabelle der Materialien ) über den Damm und legen Sie vier scharfe Haken in den vaginalen Schnitt, um ihn offen zu halten. </Li&gt; <li> Mit dem Finger zerlegen Sie die Recto-Vaginal-Faszie aus der Scheidenwand seitlich in Richtung der Becken-Seitenwände und kranial bis zum kaudalen Aspekt der Sackgasse. Stellen Sie einen geeigneten Platz für den 30 x 40 mm 2 zentralen Teil des Gitters her ( Abbildung 2 , Tafel D). </li><li> Führen Sie die Hämostase mit hämostatischer Pinzette oder eine kreuzweise hämostatische Ligatur, wenn nötig. HINWEIS: Kleine Bluter können mit der hämostatischen Zange geklemmt werden. Das zerkleinert das Gefäß und leitet die natürliche Koagulationskaskade ein. Für stärkere Blutungen, fassen Sie den Blutgefäß mit Pinzette und legen Sie eine kreuz und quer ligatur, sichern sie mit einem quadratischen Knoten. An dieser Stelle kann man entweder das rechteckige Implantat einsetzen (Schritt 2.2) oder mit der Dissektion fortfahren, um das Implantat mit Verankerungsarmen einzusetzen (Schritt 2.3). </li></ol></li><li> Flachmascheneinführung <ol><li> Setzen Sie den vaginalen Retraktor in die vaginale Inzision ein, um eine bessere Sicht zu ermöglichenDer kraniale Teil des zerlegten Gebietes. </li><li> Naht die linke und rechte Schädel-Ecke des Implantats mit einer einfachen unterbrochenen 3/0 Polypropylen-Naht auf der linken und rechten Seite des kranialen Aspekts des zergliederten Rekto-Vaginalraumes. Schneiden Sie das restliche Nahtmaterial. Halten Sie die Naht weg vom Vaginallumen ( dh nicht in die Scheidenwand eindringen). HINWEIS: Das Implantat wird immer an das Bindegewebe, das das Recto-Vaginalseptum umfasst, vernäht. Die Vaginalwand wird nicht durchdrungen, wenn das Nahtmaterial nicht in der Vagina zu sehen ist. </li><li> Fügen Sie eine zusätzliche einfache unterbrochene Naht auf halbem Weg entlang der kranialen Aspekt des Implantats. </li><li> Naht die Seitenkanten des Implantats auf halbem Weg auf das umgebende Bindegewebe mit einem einfachen unterbrochenen 3/0 Polypropylen. Halten Sie das Implantat so flach wie möglich und spannungsfrei. </li><li> Naht die linke und rechte kaudale Ecke mit einfach unterbrochenen 3/0 Polypropylennähten links und rechtsSeiten des kaudalen Aspekts des rectovaginalen Raumes. </li><li> Fügen Sie eine zusätzliche einfache unterbrochene Naht auf halbem Weg entlang der kaudalen Aspekt des Implantats. </li><li> Schließen Sie die vaginalen Einschnitte mit einer laufenden 3/0 Polyglactin Naht. </li></ol></li><li> Insertion und Verankerung von Implantaten mit Armen (Trokar-geführte Technik). <ol><li> Fortsetzen Sie die Zerlegung des Rekto-Vaginalraumes, der in Schritt 2.1 kreisförmig erzeugt wurde, um den medialen Aspekt des Obturator-Foramen zu erreichen, der leicht palpiert werden kann. </li><li> Zerlegen Sie den Raum caudo-lateral, um den kaudalen Aspekt des sakrotuberösen Ligaments und des kaudal gelegenen Coccygeus-Muskels zu erreichen. </li><li> Mit einem nein 24 Klinge, machen vier 1 cm breite Einschnitte auf der Vulvarseite, schneiden durch die Haut und oberflächliche muskuläre Faszie ( Abbildung 2 , Tafel B und C). </li><li> Machen Sie zwei &quot;ventrale&quot; Einschnitte auf den medialen Aspekt des Oberschenkels, in der Nähe von 4 cm Schädel von der kaudalen Grenze oF der Sciatic-Bogen ( dh der untere Rand der Symphyse) und 3 cm lateral von der Mittellinie ( Abbildung 2 , Panel C). </li><li> Machen Sie zwei &quot;dorsale&quot; Einschnitte auf der Ebene der Einfügung der Schwanzfalten, 2 cm medial zum Knollen ischiadicum, die leicht palpiert werden kann ( Abbildung 2 , Panel B). </li><li> Lege einen gebogenen Trokar durch einen der ventralen Einschnitte ( Abbildung 2 , Tafel E). </li><li> Führen Sie den Trokar durch den adductor magnus Muskel, den äußeren Obturator und den medialen Aspekt des Foramen des Obturators. </li><li> Kontrolliere das Fortschreiten des Trokars mit einem Finger, der durch den vaginalen Schnitt eingeführt wurde. Führen Sie seine Spitze zum Sehnenbogen des Levator-Ani-Muskels ( Abbildung 2 , Tafel E). </li><li> Setzen Sie den Führungsdraht in den Vaginalwandeinschnitt ein und laden Sie ihn mit dem entsprechenden ipsilateralen Schädelarm ( Abbildung 2 , Paneel F). </li><li> Ziehen Sie den mit dem m geladenen TrokarEsh Arm durch die oben genannten Strukturen. Halten Sie den Arm spannungsfrei. </li><li> Wiederholen Sie den Vorgang mit dem zweiten Schädelarm durch den ventralen Schnitt auf der anderen Seite des Tieres. </li><li> Durch einen der dorsalen Einschnitte, passieren Sie den Trokar durch den Steißbein Muskel, nur distal zum sakrotuberösen Band ( Abbildung 2 , Panel G). </li><li> Setzen Sie den Führungsdraht durch den vaginalen Einschnitt aus, fassen Sie den dorsalen Arm des Netzes an und ziehen Sie ihn heraus. Halten Sie den Arm spannungsfrei und wiederholen Sie auf der anderen Seite. </li><li> Passen Sie die Position des Gitters an, indem Sie sie abwälzen und die Arme anziehen, aber das Netz spannungsfrei halten ( Abbildung 2, Tafel I, Abbildung 3 ). </li><li> Fixieren Sie den Körper des Netzes mit einer einfachen unterbrochenen 3/0 Polypropylen Naht in der Mitte seiner kaudalen Grenze und sichern sie an das umgebende Bindegewebe. </li><li> Schneiden Sie die Arme auf der Ebene der Haut und schließen Sie alle Hautinzisionen mit einfach unterbrochenen 3/0 polyglEcaprone Nähte ( Abbildung 2 , Panel H). </li><li> Schließen Sie den vaginalen Schnitt mit einer laufenden 3/0 polyglecaprone Naht. </li></ol></li></ol><img alt="Abbildung 3" src="/files/ftp_upload/55706/55706fig3.jpg" /> Abbildung 3: Schematische Darstellung des Schafbeckens, wobei die Schädelwaffen durch das Obturator-Foramen und die Caudal-Arme durch die Schwanzfalten hindurchgehen. Das breite sakrotuberöse Band ist blau. Die kleinere Tafel zeigt die Position der Arme auf einem Tier in liegenden Position, kurz vor Verkürzung der übermäßigen Menge an Material. Das Hauptpanel zeigt das gleiche, aber mit der Haut und Muskeln entfernt.

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Dieses Forschungsprogramm auf dem Schafmodell wurde durch einen bedingungslosen Stipendium von Medri und Blasingame, Burch, Garrard und Ashley (Atlanta GA, USA) unterstützt. Vereinbarungen werden über das Leuven Research and Development Transferbüro abgewickelt. Die Sponsoren störten nicht die Planung, Durchführung oder Berichterstattung dieses Experiments, noch besitzen sie die Ergebnisse. NS und LH sind Empfänger eines Zuschusses aus der EG im Rahmen des RP7-Rahmens (Bip-Upy-Projekt, NMP3-LA-2012-310389). AF wurde durch einen Zuschuss aus der EG im branchenwissenschaftlichen Partnerschaftsprogramm (251356) unterstützt.

Hier beschreiben wir ein experimentelles Verfahren bei Schafen, das darauf abzielt, die vaginale Dissektion und die transvaginale Mascheneinführung eines Implantats mit oder ohne Verankerungsarme nachzuahmen. Die nachfolgenden Schritte und Instrumente wurden durch chirurgische Eingriffe für POP und Stress Harninkontinenz 15 , 16 , 19 , 20 inspiriert. Nach anfänglichen anatomischen Sektionen...

Pelvic Organ Prolaps ist klinisch diagnostiziert in der Hälfte der Frauen, die mindestens eine vaginale Lieferung hatte, aber subjektiv, es stört die Hälfte der Frauen insgesamt 1 . Die Hauptstütze der Therapie ist die chirurgische Rekonstruktion mit entweder nativem Gewebe oder Implantatmaterial, aber jede dieser Methoden hat ihre Grenzen, einschließlich Rezidiv oder lokale Komplikationen 2 , 3 , 4 . Das ideale Implantat ist noch nicht identifiziert worden; Daher gibt es eine kontinuierliche Nachfrage nach Produktinnovation und für die Entwicklung einer geeigneten Pipeline für präklinische Experimente vor der Einführung neuer Produkte und Techniken auf den Markt. Einer der Schritte in diesem Track ist die experimentelle Bewertung der geeigneten Tiermodelle 5 , 6 . Idealerweise sollten sie die anatomischen, biomechanischen und biologischen Umgebungen nachahmen. Wenn es darum geht,E experimentelle Auswertung von neuartigen Implantaten werden sie typischerweise zuerst in kleineren Modellen getestet, entweder für die Biokompatibilität oder für die Rekonstruktion von Bauchwanddefekten. Diese Art von Experimenten wurde kritisiert, weil die Implantate nicht in den interessanten Bereich ( dh die Vagina) eingefügt werden 7 . Vaginalchirurgie-Modelle sind knapper, sicherlich, wenn das Ziel des Experiments ist, die biomechanischen Eigenschaften von Explantaten zu dokumentieren. Aus diesem Grund gab es einen Umzug von Kaninchen zu Schafen 8 . Erwachsene Mutterschafe sind große Tiermodelle mit einer vernünftig großen und zugänglichen Vagina. Sie können für die Halbzeitbewertung von neuartigen Implantaten verwendet werden, und es ist möglich, mit bestimmten Materialien 9 , 10 , 11 , 12 , 13 vaginale Exposition zu reproduzieren. Nicht nur die Dimensionen und AnatomieDer Schafvagina und des Beckenbodens sind vergleichbar mit denen beim Menschen, aber auch das spontane Auftreten von Prolaps, der bei 15% der Schafe auftritt. Prolaps-Risikofaktoren überlappen ( dh Multiparität, Vorgeschichte von POP, erhöhter intra-abdominaler Druck, induziert durch ein höheres Körpergewicht oder beim Weiden auf Hügeln und vergleichbare Effekte von (Phyto) Östrogenen) 6 , 14 . In Europa sind Schafe die einzig vernünftige Alternative, da die Forschung an nichtmenschlichen Primaten fast vollständig verboten ist. Hier wurde das Modell noch einen Schritt weiter gemacht, indem man die transvaginale Insertion von Implantaten mit Trokaren und Führungen für die spannungsfreie Platzierung von Maschen in das Recto-Vaginalseptum nachahmte. Darauf folgte die Fixierung des Implantats mittels Verankerung mit Armen durch die Bänder der Muskeln, die als äquivalent zur klinischen Praxis 15 , 16 angesehen werden können . So weit, diese TechnikWurde nicht untersucht, obwohl viele glauben, dass spezifische Komplikationen aufgrund der Verwendung dieser längeren Streifen und / oder des Durchstechens anatomischer Strukturen auftreten können. In einer früheren detaillierten anatomischen Studie wurde der Beckenboden mit dem weiblichen Becken 17 verglichen. Wenn es darum geht, das Implantat zu verankern, haben Schafe nicht das sakrospinöse Ligament, aber sie haben ein sehr gut entwickeltes und breites sakrotuberöses Ligament. Der pudendale Nerv läuft ventral darüber, so dass es unsicher ist, dieses Wahrzeichen als Aufhängepunkt zu benutzen. Umgekehrt sind der Steißbeinmuskel und seine Faszie sowie die Obturatormembran durch den rektovaginalen Raum zugänglich. Hier wird der Zugang und die Lage der anatomischen Strukturen zur Fixierung von Verankerungsarmen vorgeschlagen. Die Instrumente, die verwendet werden können, um das Netz zu positionieren, werden diskutiert. Schließlich ist das Verhältnis der Arme oder Trokare zu angrenzenden anatomischen Strukturen, wie Schiffen und Nerven, aS sowie potenzielle intraoperative Komplikationen sind auch beschrieben.

<table><tbody><tr><td>Animals:&amp;nbsp;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>parous female sheep (45 - 65 kg)</td><td>Zo&amp;ouml;technical Institute of the KU Leuven</td><td>NA</td><td>experimetnal animal</td></tr><tr><td>Sterile clothing:&amp;nbsp;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>sterile drape 45 x 75 cm</td><td>Lohmann &amp;amp; Rauscher, Regensdorf, Germany</td><td>33002</td><td>other material</td></tr><tr><td>sterile OR drape 150 x 180 cm</td><td>Lohmann &amp;amp; Rauscher, Regensdorf, Germany</td><td>33009</td><td>other material</td></tr><tr><td>sterile glowes 2x</td><td>Lohmann &amp;amp; Rauscher, Regensdorf, Germany</td><td>16652</td><td>other material</td></tr><tr><td>sterile surgical gown 2x</td><td>Lohmann &amp;amp; Rauscher, Regensdorf, Germany</td><td>19342</td><td>other material</td></tr><tr><td>surgical head cap 2x</td><td>Lohmann &amp;amp; Rauscher, Regensdorf, Germany</td><td>17427</td><td>other material</td></tr><tr><td>surgical face mask 2x</td><td>Lohmann &amp;amp; Rauscher, Regensdorf, Germany</td><td>11983</td><td>other material</td></tr><tr><td>Other surgical material</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>implant</td><td>FEG Textiltechnik GmbH, Aachen, Germany</td><td>NA</td><td>purposely designed implant</td></tr><tr><td>3/0 polypropylene suture</td><td>Prolene, Ethicon, Diegem, Belgium</td><td>8762H</td><td>suture material</td></tr><tr><td>3/0 polygecaprone suture</td><td>Vicryl, Ethicon</td><td>J311H</td><td>suture material</td></tr><tr><td>gauze swabs 10 x 10 cm 10x, 12-ply</td><td>Lohmann &amp;amp; Rauscher, Regensdorf, Germany</td><td>11574</td><td>other material</td></tr><tr><td>syringe 10 mL</td><td>Becton Dickinsosn S.A., Madrid, Spain</td><td>300613</td><td>aqua-dissection</td></tr><tr><td>needle 16 gauge</td><td>Terumo, Leuven, Belgium</td><td>NN-2238R</td><td>aqua-dissection</td></tr><tr><td>Surgical equipment:</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>blade no.22</td><td>Fine science isntruments, Heidelberg, Germany</td><td>10022-00</td><td>surgical instruments</td></tr><tr><td>Allis tissue forceps 1x</td><td>Fine science isntruments, Heidelberg, Germany</td><td>11091-15</td><td>surgical instruments</td></tr><tr><td>Standart pattern forceps 1 x 2 theeth 1x</td><td>Fine science isntruments, Heidelberg, Germany</td><td>11023-14</td><td>surgical instruments</td></tr><tr><td>Standart pattern forceps straight serrated 1x</td><td>Fine science isntruments, Heidelberg, Germany</td><td>11000-14</td><td>surgical instruments</td></tr><tr><td>Scalpel handle 1x</td><td>Fine science isntruments, Heidelberg, Germany</td><td>10004-13</td><td>surgical instruments</td></tr><tr><td>Halstead-Mosquito forceps 2x</td><td>Fine science isntruments, Heidelberg, Germany</td><td>13008-12</td><td>surgical instruments</td></tr><tr><td>Standart pattern scissors 1x</td><td>Fine science isntruments, Heidelberg, Germany</td><td>14001-14</td><td>surgical instruments</td></tr><tr><td>Metzenbaum scissors 1x</td><td>Fine science isntruments, Heidelberg, Germany</td><td>14016-18</td><td>surgical instruments</td></tr><tr><td>Crile Wood needle holder 1x</td><td>Fine science isntruments, Heidelberg, Germany</td><td>12003-15</td><td>surgical instruments</td></tr><tr><td>Kell forceps 1x</td><td>Fine science isntruments, Heidelberg, Germany</td><td>13018-14</td><td>surgical instruments</td></tr><tr><td>Long Starr Self-Retaining Retractor with eight 5 mm sharp stay hooks</td><td>Cooper Surgical, Tumbull, USA</td><td>3704</td><td>surgical instruments</td></tr><tr><td>Heaney Simon Vaginal Retractor</td><td>Medical supplies &amp;amp; equipments co., Katy, Texas, USA</td><td>403-129FSI</td><td>surgical instruments</td></tr><tr><td>Trocar (Insnare)</td><td>Bard, West Sussex, United Kingdom</td><td>NA</td><td>any trocar on market for transvaginal mesh implantation</td></tr><tr><td>Medication:</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>amoxilicilline clavulanate 1000 mg / 300 mL (Ampiciline)</td><td>GSK, Wavre, Belgium</td><td>NA</td><td>antibiotics</td></tr><tr><td>buprenorfin 0.3 mg/mL + chlorocresol 1.35 mg/mL (Vetregesic)</td><td>Ecuphar, Oostkamp, Belgium</td><td>NA</td><td>analgesia</td></tr><tr><td>ketamin HCL 100 mg/mL (Ketamine 1000)</td><td>Ceva Sante Animale, Brussels, Belgium</td><td>NA</td><td>anesthesia</td></tr><tr><td>isoflurane (IsoFlo)</td><td>Abbott Laboratories Ltd, Maidenhead, Berkshire, UK</td><td>NA</td><td>anesthesia</td></tr><tr><td>polyvidone iodium 7.5% (Braunol)</td><td>B. Braun Medical, Machelen, Belgium</td><td>NA</td><td>local desinfection</td></tr><tr><td>saline solution 500 mL</td><td>B. Braun Medical, Machelen, Belgium</td><td>NA</td><td>aqua-dissection</td></tr><tr><td>Xxylazine HCl , 1 mL/50 kg&amp;nbsp;</td><td>Vexylan, Ceva Sante Animale, Belgium</td><td>NA</td><td>premedication</td></tr><tr><td>atropine Sulfate 15 mg/mL (),</td><td>Viatris, Belgium</td><td>NA</td><td>premedication</td></tr></tbody></table>

transvaginal mesh insertion in the ovine model

Dieses Protokoll beschreibt die Einfügung des Netzes in das rectovaginale Septum bei Schafen unter Verwendung einer einzigen vaginalen Inzisionstechnik mit und ohne das trokargeführte Einführen von Verankerungsarmen. Parus Schafe unterzog die Sektion des rectovaginalen Septums, gefolgt von der Einfügung eines Implantats mit oder ohne vier Verankerungsarme, die beide für die Schafanatomie geeignet waren. Die Verankerungsarme wurden mit einem Trokar und einer &quot;Außen-in&quot; Technik eingesetzt. Die kranialen Arme wurden durch den Obturator, Gracilis und Adductor magnus Muskeln geführt. Die Schwanzarme wurden in der Nähe des sakrotuberischen Bandes durch die Steißbeinmuskeln fixiert. Diese Technik ermöglicht die Nachahmung von chirurgischen Eingriffen bei Frauen, die an Beckenorganprolaps leiden. Die anatomischen Räume und Elemente sind leicht zu erkennen. Der wichtigste Teil des Verfahrens ist die Insertion des Schädel-Trokars, die leicht in die Peritonealhöhle oder die umliegenden Beckenorgane eindringen kann. ThiS kann durch eine umfangreichere retroperitoneale Dissektion vermieden werden und indem man den Trokar mehr seitlich führt. Dieser Ansatz ist nur für die experimentelle Prüfung von neuartigen Implantaten in großen Tiermodellen konzipiert, da die Trokar-geführte Insertion derzeit nicht klinisch genutzt wird.

Management in einer längeren Observation Setup Nach dem chirurgischen Eingriff kann eine vaginale Packung (ein in die Vagina unmittelbar nach der Operation eingefügtes salzlösungsgetrocknetes Gazepaket für 24 h eingefügt werden, um die Implantatposition zu sichern. Die Schafe sollten in einen Erholungskäfig gestellt werden und ihre Atemfunktion bis zur vollständigen Erholung folgen. Später ist es mögl...

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Transvaginal Mesh Insertion in the Ovine Model

Dieses Protokoll beschreibt die Mesh-Implantation im Schaf-Rektovaginal-Septum unter Verwendung einer einzigen vaginalen Inzisionstechnik mit und ohne das trokargeführte Einführen von Verankerungsarmen.

Transvaginal Mesh Insertion im Schaf-Modell

This protocol describes mesh insertion into the rectovaginal septum in sheep using a single vaginal incision technique, with and without the trocar-guided ...

transvaginal-mesh-insertion-in-the-ovine-model

Research

JoVE Journal

Medicine

15.9K Aufrufe.  Clinical Specialties Research Groups, Faculty of Medicine, KU Leuven.  Dieses Protokoll beschreibt die Mesh-Implantation im Schaf-Rektovaginal-Septum unter Verwendung einer einzigen vaginalen Inzisionstechnik mit und ohne das trokargeführte Einführen von Verankerungsarmen. 

Serie: Transvaginal Mesh Insertion in the Ovine Model

An Orthotopic Endometrial Cancer Model with Retroperitoneal Lymphadenopathy Made From In Vivo Propagated and Cultured VX2 Cells

Endometrial cancer is the most common gynecologic malignancy in North America and the incidence is rising worldwide. Treatment consists of surgery with or without adjuvant therapy depending on lymph node involvement as determined by lymphadenectomy. Lymphadenectomy is a morbid procedure, which has not been shown to have a therapeutic benefit in many patients, and thus a new method to diagnose lymph node metastases is required. To test novel imaging agents, a reliable model of endometrial cancer with retroperitoneal lymph node metastases is needed. The VX2 endometrial cancer model has been described frequently in the literature; however, significant variation exists with respect to the method of model establishment. Furthermore, no studies have reported on the use of cultured VX2 cells to create this model as only cells propagated in vivo have been previously used. Herein, we present a standardized surgical method and post-operative monitoring method for the establishment of the VX2 endometrial cancer model and report on the first use of cultured VX2 cells to create this model.

This protocol presents a standardized method to grow VX2 cells in culture and to create an orthotopic VX2 model of endometrial cancer with retroperitoneal lymph node metastases in rabbits. Orthotopic endometrial cancer models are important for the pre-clinical study of novel imaging modalities for the diagnosis of lymph node metastases.

Ein orthotopisches Endometriumkrebs-Modell mit retroperitonealer Lymphadenopathie made From In Vivo Propagated and Cultured VX2 Cells

Endometrial cancer is the most common gynecologic malignancy in North America and the incidence is rising worldwide. Treatment consists of surgery with or ...

Forschung

Krebsforschung

Anterior Cervical Discectomy and Fusion in the Ovine Model

Anterior cervical discectomy and fusion (ACDF) is the most common surgical operation for cervical radiculopathy and/or myelopathy in patients who have failed conservative treatment1,5. Since the operation was first described by Cloward2 and Smith and Robinson6 in 1958, a variety refinements in technique, graft material and implants have been made3. In particular, there is a need for safe osteoinductive agents that could benefit selected patients. The ovine model has been shown to have anatomical, biomechanical, bone density and radiological properties that are similar to the human counterpart, the most similar level being C3/44. It is therefore an ideal model in which preclinical studies can be performed. In particular this methodology may be useful to researchers interested in evaluating different devices and biologics, including stem cells, for potential application in human spinal surgery.

This video demonstrates the technique of anterior cervical discectomy and fusion in the ovine model.

Anterior zervikale Diskektomie und Fusion in der Schaf-Modell

Anterior cervical discectomy and fusion (ACDF) is the most common surgical operation for cervical radiculopathy and/or myelopathy in patients who have ...

Biologie

Methods for Studying Uterine Contributions to Pregnancy Establishment in an Ovariectomized Mouse Model

For pregnancy to be established, a viable blastocyst must successfully interact with a receptive uterine lining (endometrium) to facilitate implantation and placenta formation and enable ongoing pregnancy. The limitations to pregnancy success caused by embryonic defects are well known and have been largely overcome in recent decades with the rise of in vitro fertilization (IVF) and assisted reproductive technologies. As yet, however, the field has not overcome the limitations caused by an inadequately receptive endometrium, thus resulting in stagnating IVF success rates. Ovarian and endometrial functions are closely intertwined, as hormones produced by the ovary are responsible for the endometrium's menstrual cyclicity. As such, when using rodent models of pregnancy, it can be difficult to ascertain whether an observed result is due to an ovarian or uterine deficit. To overcome this, an ovariectomized mouse model was developed with embryo transfer or artificial decidualization to allow the study of uterine-specific contributions to pregnancy. This article will provide instructions on how to perform ovariectomy and offer insights into various techniques for supplying exogenous hormones to support successful artificial decidualization or pregnancy following embryo transfer from healthy donors. These techniques include subcutaneous injection, slow-release pellets, and osmotic mini pumps. The key advantages and disadvantages of each method will be discussed, enabling researchers to choose the best study design for their specific research question.

Pregnancy establishment is a dynamic process involving complex embryo and uterine crosstalk. The precise contributions of the maternal uterine environment to these processes remain an active area of investigation. Here, detailed protocols are provided to aid in designing in vivo animal models to address these research questions.

Methoden zur Untersuchung des Beitrags der Gebärmutter zur Schwangerschaftsbegründung in einem ovariektomierten Mausmodell

For pregnancy to be established, a viable blastocyst must successfully interact with a receptive uterine lining (endometrium) to facilitate implantation ...

Entwicklungsbiologie

In Vivo Real-Time Study of Drug Effects on Carotid Blood Flow in the Ovine Fetus

The ability of an organism to maintain a constant blood flow to the brain in response to sudden surges in systemic blood pressure (BP) is known as cerebral autoregulation (CAR), which occurs in the carotid artery. In contrast to full-term neonates, preterm neonates are unable to reduce the cerebral blood flow (CBF) in response to increased systemic BP. In preterm neonates, this exposes the fragile cerebral vessels to high perfusion pressures, leading to their rupture and brain damage. Ex vivo studies using wire myography have demonstrated that carotid arteries from near-term fetuses constrict in response to the activation of adrenergic alpha1 receptors. This response is blunted in the preterm fetus. Thus, to examine the role of alpha1-AR in vivo, presented here is an innovative approach to determine the effects of drugs on a carotid arterial segment in vivo in an ovine fetus during the developmental progression of gestation. The presented data demonstrate the simultaneous measurement of fetal blood flow and blood pressure. The perivascular delivery system can be used to conduct a long-term study over several days. Additional applications for this method could include viral delivery systems to alter the expression of genes in a segment of the carotid artery. These methods could be applied to other blood vessels in the growing organism in utero as well as in adult organisms.

In Vivo Real-Time Study of Drug Effects on Carotid Blood Flow in the Ovine Fetus

The present protocol describes a method to deliver drugs and gene expression-modifying agents perivascularly in an in utero developing fetus. Importantly, the effect of drugs/agents on blood flow can be measured with the progression of pregnancy.

Im lebenden Organismus Echtzeitstudie zu Arzneimittelwirkungen auf den Karotisblutfluss beim Schaffötus

The ability of an organism to maintain a constant blood flow to the brain in response to sudden surges in systemic blood pressure (BP) is known as ...

Ovine Lumbar Intervertebral Disc Degeneration Model Utilizing a Lateral Retroperitoneal Drill Bit Injury

Intervertebral disc degeneration is a significant contributor to the development of back pain and the leading cause of disability worldwide. Numerous animal models of intervertebral disc degeneration have been developed. The ideal animal model should closely mimic the human intervertebral disc with regard to morphology, biomechanical properties and the absence of notochordal cells. The sheep lumbar intervertebral disc model fulfils these criteria. We present an ovine model of intervertebral disc degeneration utilizing a drill bit injury through a lateral retroperitoneal approach. The lateral approach significantly reduces the incision and potential morbidity associated with the traditional anterior approach to the ovine spine. Utilization of a drill-bit method of injury affords the ability to produce a consistent and reproducible injury, of precise dimensions, that initiates a consistent degree of intervertebral disc degeneration. The focal nature of the annular and nucleus pulposus defect more closely mimics the clinical condition of focal intervertebral disc herniation. Sheep recover rapidly following this procedure and are typically mobile and eating within the hour. Intervertebral disc degeneration ensues and sheep undergo necropsy and subsequent analysis at periods from eight weeks. We believe that the drill bit injury model of intervertebral disc degeneration offers advantages over more conventional annular injury models.

Intervertebral disc degeneration is a significant contributor to back pain and a leading cause of disability worldwide. Numerous animal models of intervertebral disc degeneration exist. We demonstrate an ovine model of intervertebral disc degeneration, utilizing a drill bit, which achieves a consistent disc injury and reproducible level of disc degeneration.

Schaf-Lendenwirbelsäulen-Degenerationsmodell mit einer lateralen Retroperitoneal-Bohrer-Verletzung

Intervertebral disc degeneration is a significant contributor to the development of back pain and the leading cause of disability worldwide. Numerous ...

Medizin

Intravitreal Injections in the Ovine Eye

There are several methods for the delivery of therapeutic agents to the retina, including intravitreal (IVT), subretinal, suprachoroidal, periocular, or topical administration. IVT drug delivery involves an injection into the vitreous humor of the eye, a gelatinous substance that fills the posterior chamber of the eye and maintains the shape of the eye globe. Although the IVT route is less specifically targeted than subretinal delivery, it is much less invasive and is widely used in clinical settings for a range of ocular diseases. 
We previously demonstrated the efficacy of intravitreal delivery of an adeno-associated virus (AAV)-mediated gene therapy product (AAV9.CLN5) in sheep with a naturally occurring CLN5 form of neuronal ceroid lipofuscinosis (NCL). Affected sheep received IVT gene therapy in one eye, with the other untreated eye serving as an internal control. Retinal structure and function were maintained in the treated eye up to 15 months after treatment, while the untreated eye displayed progressively declining function and severe atrophy during postmortem examination. Based on the sheep studies, the CLN5 gene therapy product was cleared as a candidate investigational new drug (IND) by the United States Food and Drug Administration in September 2021. This paper details the surgical protocol for IVT delivery of a therapeutic viral vector to the ovine eye.

Intravitreal injections were performed in the sheep eye with the aim of delivering viral-mediated gene therapy to the retina.

Intravitreale Injektionen in das Schafauge

There are several methods for the delivery of therapeutic agents to the retina, including intravitreal (IVT), subretinal, suprachoroidal, periocular, or ...

Development of a Uterosacral Ligament Suspension Rat Model

Pelvic organ prolapse (POP) is a common pelvic floor disorder (PFD) with the potential to significantly impact a woman's quality of life. Approximately 10%-20% of women undergo pelvic floor repair surgery to treat prolapse in the United States. PFD cases result in an overall $26.3 billion annual cost in the United States alone. This multifactorial condition has a negative impact on the quality of life and yet the treatment options have only dwindled in the recent past. One common surgical option is uterosacral ligament suspension (USLS), which is typically performed by affixing the vaginal vault to the uterosacral ligament in the pelvis. This repair has a lower incidence of complications compared to those with mesh augmentation, but is notable for a relatively high failure rate of up to 40%. Considering the lack of standard animal models to study pelvic floor dysfunction, there is an urgent clinical need for innovation in this field with a focus on developing cost-effective and accessible animal models. In this manuscript, we describe a rat model of USLS involving a complete hysterectomy followed by fixation of the remaining vaginal vault to the uterosacral ligament. The goal of this model is to mimic the procedure performed on women to be able to use the model to then investigate reparative strategies that improve the mechanical integrity of the ligament attachment. Importantly, we also describe the development of an in situ tensile testing procedure to characterize interface integrity at chosen time points following surgical intervention. Overall, this model will be a useful tool for future studies that investigate treatment options for POP repair via USLS.

Pelvic organ prolapse affects millions of women worldwide and yet some common surgical interventions have failure rates as high as 40%. The lack of standard animal models to investigate this condition impedes progress. We propose the following protocol as a model for uterosacral ligament suspension and in vivo tensile testing.

Entwicklung eines uterosakralen Ligament-Suspensionsrattenmodells

Pelvic organ prolapse (POP) is a common pelvic floor disorder (PFD) with the potential to significantly impact a woman's quality of life. Approximately ...

Chronic Ovine Model of Right Ventricular Failure and Functional Tricuspid Regurgitation

The pathophysiology of severe functional tricuspid regurgitation (FTR) associated with right ventricular dysfunction is poorly understood, leading to suboptimal clinical results. We set out to establish a chronic ovine model of FTR and right heart failure to investigate the mechanisms of FTR. Twenty adult male sheep (6-12 months old, 62 &#177; 7 kg) underwent a left thoracotomy and baseline echocardiography. A pulmonary artery band (PAB) was placed and cinched around the main pulmonary artery (PA) to at least double the systolic pulmonary artery pressure (SPAP), inducing right ventricular (RV) pressure overload and signs of RV dilatation. PAB acutely increased the SPAP from 21 &#177; 2 mmHg to 62 &#177; 2 mmHg. The animals were followed for 8 weeks, symptoms of heart failure were treated with diuretics, and surveillance echocardiography was used to assess for pleural and abdominal fluid collection. Three animals died during the follow-up period due to stroke, hemorrhage, and acute heart failure. After 2 months, a median sternotomy and epicardial echocardiography were performed. Of the surviving 17 animals, 3 developed mild tricuspid regurgitation, 3 developed moderate tricuspid regurgitation, and 11 developed severe tricuspid regurgitation. Eight weeks of pulmonary artery banding resulted in a stable chronic ovine model of right ventricular dysfunction and significant FTR. This large animal platform can be used to further investigate the structural and molecular basis of RV failure and functional tricuspid regurgitation.

Right ventricular failure and functional tricuspid regurgitation are associated with left-sided heart disease and pulmonary hypertension, which contribute significantly to morbidity and mortality in patients. Establishing a chronic ovine model to study right ventricular failure and functional tricuspid regurgitation will help in understanding their mechanisms, progression, and possible treatments.

Chronisches Schafmodell der rechtsventrikulären Insuffizienz und funktioneller Trikuspidalinsuffizienz

The pathophysiology of severe functional tricuspid regurgitation (FTR) associated with right ventricular dysfunction is poorly understood, leading to ...

<meta charset="utf8"></head><body>Optimierung des Eileiterembryotransfers bei geklonten Schweinen

Embryo Transfer Surgery via Laparotomy in Gilts

This protocol aims to demonstrate the surgical technique for transferring cloned pig embryos to the oviduct, a method widely used in the production of genetically modified pigs for biomedical research. Nine gilts underwent hormonal synchronization and laparotomy for the transfer of cloned embryos produced by somatic cell nuclear transfer (SCNT) at stages of up to 4 cells on day 2 to the oviduct. Gestational diagnosis was conducted via ultrasound examination 30 days post-transfer surgery. Six out of the nine operated gilts exhibited signs of pregnancy on ultrasound examination. However, as there was no progression in fetal development as assessed by echography, the gilts underwent necropsy at 60 days for the collection of biological material and assessment of the reproductive system. Adhesions were observed in the uterine horns, ovaries, and oviducts. From the uterine lumen of two of the euthanized gilts, one and four embryonic structures with gestational ages ranging between 12 to 20 days were obtained. Despite the absence of live piglets, likely attributed to the low-efficiency rate of transferring cloned pig embryos, which is influenced by various factors, including the number and quality of transferred embryos, the presented surgical technique proved to be rapid and safe.

<meta charset="utf8"></head><body>Autor im Rampenlicht: Chirurgische Methoden und Ergebnisse beim Transfer von eiduktal geklonten Schweineembryonen

This protocol describes the application of the surgical technique used to transfer cloned pig embryos via laparotomy in gilts.

Embryotransfer-Operation mittels Laparotomie bei Jungsauen

This protocol aims to demonstrate the surgical technique for transferring cloned pig embryos to the oviduct, a method widely used in the production of ...

Transvaginal Mesh Insertion im Schaf-Modell

Zusammenfassung

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Kapitel in diesem Video

Ein orthotopisches Endometriumkrebs-Modell mit retroperitonealer Lymphadenopathie made From In Vivo Propagated and Cultured VX2 Cells

Anterior zervikale Diskektomie und Fusion in der Schaf-Modell

Methoden zur Untersuchung des Beitrags der Gebärmutter zur Schwangerschaftsbegründung in einem ovariektomierten Mausmodell

Im lebenden Organismus Echtzeitstudie zu Arzneimittelwirkungen auf den Karotisblutfluss beim Schaffötus

Schaf-Lendenwirbelsäulen-Degenerationsmodell mit einer lateralen Retroperitoneal-Bohrer-Verletzung

Intravitreale Injektionen in das Schafauge

Entwicklung eines uterosakralen Ligament-Suspensionsrattenmodells

Chronisches Schafmodell der rechtsventrikulären Insuffizienz und funktioneller Trikuspidalinsuffizienz

Embryotransfer-Operation mittels Laparotomie bei Jungsauen

Embryotransfer-Operation mittels Laparotomie bei Jungsauen