JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Neutrophils are the most abundant type of white blood cells. The isolation of neutrophils from human blood by density gradient separation method and the differentiation of human promyelocytic (HL60) cells along the granulocytic pathway are described here; to test their role on sensitivity of lymphoma cells to anti-lymphoma agents.

Аннотация

Neutrophils are the most abundant (40% to 75%) type of white blood cells and among the first inflammatory cells to migrate towards the site of inflammation. They are key players in the innate immune system and play major roles in cancer biology. Neutrophils have been proposed as key mediators of malignant transformation, tumor progression, angiogenesis and in the modulation of the antitumor immunity; through their release of soluble factors or their interaction with tumor cells. To characterize the specific functions of neutrophils, a fast and reliable method is coveted for in vitro isolation of neutrophils from human blood. Here, a density gradient separation method is demonstrated to isolate neutrophils as well as mononuclear cells from the blood. The procedure consists of layering the density gradient solution such as Ficoll carefully above the diluted blood obtained from patients diagnosed with chronic lymphocytic leukemia (CLL), followed by centrifugation, isolation of mononuclear layer, separation of neutrophils from RBCsby dextran then lysis of residual erythrocytes. This method has been shown to isolate neutrophils ≥ 90 % pure. To mimic the tumor microenvironment, 3-dimensional (3D) experiments were performed using basement membrane matrix such as Matrigel. Given the short half-life of neutrophils in vitro, 3D experiments with fresh human neutrophils cannot be performed. For this reason promyelocytic HL60 cells are differentiated along the granulocytic pathway using the differentiation inducers dimethyl sulfoxide (DMSO) and retinoic acid (RA). The aim of our experiments is to study the role of neutrophils on the sensitivity of lymphoma cells to anti-lymphoma agents. However these methods can be generalized to study the interactions of neutrophils or neutrophil-like cells with a large range of cell types in different situations.

Введение

Врожденные иммунные клетки представляют собой существенную часть клеток внутри опухоли микроокружения и были связаны с злокачественности опухоли у пациентов , так и на животных моделях рака 1. В последнее время она стала более широкое признание , что хронические иммунные реакции играют важную роль в продвижении прогрессии опухоли, метастазирование и устойчивость к химиотерапиях 2. Макрофаги являются важными врожденные иммунные клетки , которые были показаны непосредственно регулируют реакцию опухолевых клеток к химиотерапии 3,4. Тем не менее, роль нейтрофилов, ключевых игроков врожденной иммунной системы, в регуляции ответа опухоли на лечение противораковым не известно. Цели этих протоколов использовать быстрый и надежного метода для разделения нейтрофилов из образцов крови ХЛЛ пациента и дифференцировать HL60 клетки вдоль гранулоцитарного пути для того, чтобы изучить их роль в регуляции чувствительности клеток лимфомы к анти-лимфомой агентов.

Нейтрофилы являются наиболее распространенными клеточный компонент врожденной иммунной системы в крови 5 и действовать в качестве первой линии обороны против вторжения микроорганизмов 6. Нейтрофилы играют существенную роль в повышении эффективной врожденной иммунной реакции в дополнение к переменной эффекторных функций в ряде патологических состояний 7. Таким образом, быстрый и надежным способом изолировать нейтрофилы от других клеток крови, таких как метод разделения градиента плотности, необходим для исследований в лабораторных условиях . При использовании этого метода для выделения нейтрофилов будет способствовать дальнейшим исследованиям по нейтрофильных опосредованной иммунологических функций в естественных условиях и бывших естественных условиях.

Возможность получения чистых популяций нейтрофилов является важным первым шагом для исследования пациентов с иммунологическими заболеваниями 8. Плотность градиентный метод разделения является идеальным метод, в котором получают высокий выход клеток. метоd включает добавление градиента плотности раствора в нижней части трубки, содержащей разбавленную кровь человека с последующим центрифугированием при 300 г в течение 35 мин без перерыва. Кольцо из мононуклеарных клеток появляется в интерфейсе и нейтрофилы располагаются ниже первого. Этот метод имеет существенные преимущества по сравнению с другими доступными методами , такими как нейтрофильные комплекты изоляции , которые значительно дороже 9. Кроме того, изолирующий нейтрофилы из крови человека с помощью коммерческих наборов с использованием антител, направленных к поверхностным маркером, специфичного для нейтрофилов человека, увеличивает риск активации или дифференциации клеток. Плотность градиентный метод разделения позволяет выделение нейтрофилами в течение короткого периода времени. В течение той же стадии, одноядерные клетки также отделяют и извлекают. Это фундаментальный метод, в котором высокий выход чистого клеток получается для достижения функциональной целостности.

Для того, чтобы имитировать microenv опухолиironment, были выполнены эксперименты 3D. Учитывая короткий период полураспада нейтрофилов в пробирке, 3D - эксперименты со свежими нейтрофилах человека не являются окончательными. По этой причине, промиелоцитарного (HL60) клетки дифференцироваться в нейтрофилами как клетки с использованием дифференциацией индукторов диметилсульфоксид (ДМСО) и ретиноевой кислоты (RA). Использование дифференцированных HL60 клеток (HL60 Diff) предотвратит имеющих различные реакции нейтрофилов из - за изоляции от различных доноров.

В пробирке 3D модели культуры представляют собой промежуточную стадию между ин витро 2D моделей и в естественных условиях модели. В 2D-культуре, клетки распространяются на пластиковой поверхности, образуя неестественные вложения клеток на депонированные белки, которые денатурируют на этой синтетической поверхности. И наоборот, клетки в форме 3D культуры вложений естественной межклеточных Поскольку клетки и внеклеточного матрикса, они синтезируют являются природным материалом, к которому они присоединены.По этой причине модели 3D совместно культуры, особенно между раковыми клетками и другими типами клеток, которые были очень полезны для индикации их вклад в рост опухоли, ангиогенез и метастазирование. В результате, 3D культуры делают культуру клеток имитировать физиологические условия , которые существуют в естественных условиях 10.

протокол

1. Выделение и Нейтрофильная Совместное культивирование с первичными лейкозных клеток

ПРИМЕЧАНИЕ: Процедуры проводились с одобрения комитета по этике больницы Lyon со всеми пациентами, подписывающих информированное согласие.

  1. Выделение первичных лейкозных клеток и нейтрофилы
    1. Собирают тюбика периферической крови на ЭДТА (1,8 мг ЭДТА на миллилитр крови) от больных с диагнозом хронический лимфоцитарный лейкоз (ХЛЛ).
    2. Добавить каждые 15 мл крови в стерильный 50 мл пробирку и разбавляют 15 мл среды RPMI (разведение 1: 1), а затем осторожно и медленно добавляют 15 мл плотности раствора градиента к нижней части трубы без перемешивания фаз. Убедитесь, что раствор градиента плотности при комнатной температуре для подготовки.
    3. Центрифуга при 300 х г в течение 35 мин при комнатной температуре и без тормоза. Кровь следует разделить на четыре отдельные фазы , как показано на рисунке 1А, сверху вниз: тромбоциты и плазму, мононуклеаров (Wхите кольцо), раствор градиента плотности, гранулоциты и эритроциты.
    4. Собирают белое кольцо, которое представляет первичные лейкозных клеток с пластиковой пипетки Пастера и перехода на новую 50 мл трубки.
      1. Заполните трубку с PBS (содержит кальций и магний) до 50 мл, в целом и центрифуге при 300 г в течение 10 мин при комнатной температуре.
      2. Ресуспендируют осадок с 5 мл PBS, а затем добавить PBS до 50 мл в общей сложности и центрифуге при 300 г в течение 10 мин при комнатной температуре.
      3. Ресуспендируют осадок с полной средой RPMI (среды RPMI 1640 с добавлением 10% фетальной бычьей сыворотки (FBS), 2 мМ глутамина, 100 ед / мл пенициллина и 100 мг / мл стрептомицина) для подсчета с использованием счетчика жизнеспособности клеток.
    5. Отберите верхние фазы, выходящие из фазы гранулоцитов и эритроцитах и ​​добавляют PBS до 25 мл, затем добавляют 3% декстран в 0,9% NaClup до 50 мл в общей сложности. Смешайте труб 10 раз и держать их в течение 30 мин при комнатной температуре без перемешивания.
    6. Соберите верхний РБК-бедную нейтрофилы слоя А.d поместить их в чистую стерильную пробирку на 50 мл и центрифугируют пробирки при 300 г в течение 10 мин при комнатной температуре. Ресуспендируют каждый осадок с 5 мл PBS затем добавить красный буфера для лизиса клеток до 50 мл в общей сложности.
    7. Хранить пробирки в темноте в течение 15 мин при комнатной температуре, то центрифуге при 500 г в течение 10 мин при комнатной температуре. Промыть гранулы с PBS (PBS добавляют до 50 мл в целом), а затем центрифуге при 500 г в течение 10 мин при комнатной температуре.
    8. Ресуспендируют гранулы с полной средой RPMI для подсчета с использованием счетчика жизнеспособности клеток. Хранить 3 х 10 5 каждого типа клеток в 50 мкл PBS-FBS (4%) в 5 мл пластиковых труб для определения чистоты их выделения с использованием проточной цитометрии.
  2. Анализ Появления Морфологические изолированного клеточных популяций
    1. Для этого, ресуспендируют каждый 3 × 10 4 нейтрофилы и 3 х 10 4 мононуклеарных клеток в 150 мкл полной среды RPMI. Собрать стеклянные слайды, процеживают карты, а также образцы камер в цитоспина центрифуге, гарантируя, что тон центрифуге хорошо сбалансирована.
    2. Поместите каждый тип клеток в камеру для образца и цито-центрифуге при 750 мкг в течение 10 мин при комнатной температуре Удалить слайды, фильтровальные карты и камеры образцов из центрифуги. Разберите осторожно, чтобы не повредить клетки на слайде. Выбросите фильтр карты и образцы камер.
    3. Пятно клеток с использованием набора для окрашивания Giemsa и сохранить слайды в течение 1 часа, чтобы высохнуть. Осмотрите клетки под микроскопом с увеличением 100X.
  3. Проверка чистоты выделенных клеток с помощью FACS
    1. Этикетка изолированных первичных лейкозных клеток с CD19 антителом против человека , конъюгированного с APC (5 мкл / 10 6 клеток). Этикетка очищенные нейтрофилы с смесью анти-антител человека , перечисленных в таблице 1 (5 мкл / 10 6 клеток). Инкубируйте клетки в темноте в течение 30 мин при 4 о С.
    2. Промывают клетки с 500 мкл PBS-FBS (4%) в центрифуге трубках при 300 г в течение 5 мин при комнатной температуре.
    3. Ресуспендируют каждый осадок в 200 мкл PBS-FBS (4%).
    4. Анализ на проточном цитометре, используя следующую оптическую конфигурацию: 488 нм лазер: FSC-A (488 нм), SSC-A (488 / 10BP), FITC (530/30 ВР), PerCP-Cy5.5 (695/40 ВР ), ПЭ (575/26 ВР); 633 нм лазер: APC (660/20 ВР), APC-Cy7 (780/60 ВР). Убедитесь, что компенсация цвета.
  4. Совместное культивирование первичных лейкозных клеток с аутологичными нейтрофилы
    1. Затравочного монокристалла 2 х 10 5 клеток / мл в одиночку или с аутологичной нейтрофилами при соотношении 1:10 в полной среде RPMI первичных лейкозных клеток. Для этого отрегулировать количество клеток путем разбавления суспензии клеток и добавить 2 х 10 5 клеток / мл первичных лейкозных клеток до 2 × 10 6 клеток / мл нейтрофилы. Тщательно перемешать.
    2. Добавьте 25 мкМ тирозинкиназы (Btk) ингибитор Брутона (ибрутиниб) к клеткам. Инкубируют в течение 24 ч при 37 ° С с 5% CO 2.
  5. Cell Harvest и анализ FACS
    1. CollECT клетки в 5 мл пластиковые пробирки для анализа FACS и центрифугировать трубках при 300 г в течение 5 мин при комнатной температуре. Промыть гранулы с 1 мл PBS-FBS (4%), а затем центрифуге при 300 г в течение 5 мин при комнатной температуре.
    2. Ресуспендируют гранулы в аннексина V и PI с использованием коммерческого набора и инкубировать клетки в темноте в течение 10 мин при комнатной температуре. Анализ на проточном цитометре с использованием стратегии стробирования фиг.2А и следующей оптической конфигурации: 488 нм лазер: FSC-A (488 нМ), SSC-A (488 / 10BP), FITC (530/30 ВР), PI (610 / 20 ВР). Убедитесь, что компенсация цвета.

2. Дифференциация HL60 клеток вдоль гранулоцитарного Pathway и их сокультивирования с RL лимфома В-клеток в 3D модели

  1. Дифференциация человеческого промиелоцитарного (HL60) клеток в нейтрофилами как клетки
    1. Отрегулируйте количество HL60 клеток до 3 × 10 5 клеток / мл затем добавьте 1 мкМ ретиноевой кислоты (RA) и 1,25% ДМСО , чтобы побудить их дифференциацию. Семенной каждый 3 х 10 5 HL60 клеток на лунку в 48-луночный планшет , а затем инкубируют в течение 48 ч при температуре 37 ° С с 5% CO 2.
    2. Позже, сбора клеток и центрифугируют при 300 г в течение 5 мин при комнатной температуре. Ресуспендируют клеток с полной средой RPMI для подсчета с использованием счетчика жизнеспособности клеток.
    3. Затем разбавленные суспензии клеток в полной среде RPMI , чтобы регулировать количество HL60 клеток до 3 х 10 5 клеток / мл и индуцируют снова их дифференцировку путем добавления 1 мкМ ретиноевой кислоты (RA) и 1,25% ДМСО. Семенной 3 × 10 5 клеток HL60 каждый на лунку в 48-луночный планшет и инкубируют в течение еще ​​48 ч при температуре 37 ° С с 5% CO 2.
  2. Анализ дифференциации HL60 (HL60 Diff)
    1. Сбора клеток и центрифугировать пробирки при 300 г в течение 5 мин при комнатной температуре. Ресуспендируют осадок с полной средой RPMI для подсчета с использованием счетчика жизнеспособности клеток.
    2. Для анализа изменений в экспрессии маркеров клеточной поверхности с помощью проточной цитометрии. Поместите каждый 3 х 10 5 недифференцированные клетки HL60 (из клеточной культуры) и 3 × 10 5 HL60 Diff клеток в 5 мл пластиковые пробирки для анализа FACS и центрифугировать трубках при 300 г в течение 5 мин при комнатной температуре.
    3. Ресуспендируют гранул в 50 мкл PBS-FBS (4%). Этикетка клетки с античеловеческой CD11b , конъюгированных с AF700 или CD38 античеловеческой , конъюгированного с APC (5 мкл / 10 6 клеток). Инкубируйте клетки в темноте в течение 30 мин при 4 о С.
    4. Промыть 500 мкл PBS-FBS (4%), а затем центрифуге при 300 г в течение 5 мин при комнатной температуре. Ресуспендируют гранул в 200 мкл PBS-FBS (4%).
    5. Анализ на проточном цитометре с использованием стратегии стробирования фиг.3А и следующую оптическую конфигурацию: 488 нм лазер: FSC-A (488 нм), SSC-A (488 / 10BP); 633 нм лазер: APC (660/20 ВР), Alexa Fluor 700 (730/45 ВР).
    6. Чтобы проверить морфологические изменения в HL60 Diff, иммобилизации клеток на стеклах для микроскопического исследования.
      1. Для этого, ресуспендируют каждый 3 × 10 4 недифференцированные клетки HL60 (из клеточной культуры) и 3 х 10 4 HL60 дифференциал в 150 мкл полной среды RPMI. Собирают стеклянные слайды, фильтровальные карты и камеры образцов в цитоспина центрифуге, гарантируя, что центрифуга сбалансирован.
      2. Поместите каждый тип клеток в камеру для образца и цито-центрифуге при 1500 оборотах в минуту в течение 10 мин при комнатной температуре. Удалить слайды, процеживают карты и камеры образцов из центрифуги. Разберите осторожно, чтобы не повредить клетки на слайде. Выбросите фильтр карты и образцы камер.
      3. Пятно клеток с использованием набора для окрашивания Giemsa и сохранить слайды в течение 1 часа, чтобы высохнуть. Осмотрите клетки под микроскопом с увеличением 100X.
  3. 3-мерные (3D) Культура
    Примечание: Убедитесь, что материалы, используемые в этом эксперименте, холодный и эксперимент проходит на льду.
    1. Ресуспендируют каждые 5 х 10 4 клеток RL, либо по отдельности , либо в смеси с HL60 Diff В соотношении RL: HL60 Diff 1:10, с 300 мкл матрицы базальной мембраны с использованием 1 мл пипетки разрезать стерильным ножницами, чтобы расширить отверстие до приблизительно 2 до 3 мм. Избегайте пузырьков во время этого шага.
    2. Семенной каждые 300 мкл суспензии клеток / лунку в 24-луночный планшет. Избегайте пузырьков во время этого шага. Инкубируйте планшет в течение 30 мин при 37 ° С с 5% CO 2 , затем добавляют 1 мл полной RPMI среду для каждой лунки и инкубируют в течение 7 дней при температуре 37 ° С с 5% CO 2. Изменение среды каждые два дня. Добавьте 10 нМ винкристина в 5-й день.
  4. Анализ FACS
    1. Через 7 дней культивирования, аспирация средних и мыть каждую лунку с 1 мл охлажденного льдом PBS дважды. Добавьте 3 мл / лунку охлажденного льдом PBS-ЭДТА (5 мМ). Отделить гель из нижней части скважины путем соскоба с помощью нижней части 200 мкл кончика пипетки. Встряхните пластину осторожно на льду в течение 30 мин.
    2. Передача клеточной суспензии в стерильной 15 мл пробирку и встряхните пробирки осторожно ICе в течение еще 30 мин. Проверьте для появления однородной клеточной суспензии. (Если это не так, то трясти клетки в течение длительного времени или добавить больше PBS-EDTA).
    3. Центрифуга трубки при 300 х г в течение 10 мин при комнатной температуре. Промыть гранулы с PBS затем центрифуги при 300 мкг в течение 10 мин при комнатной температуре.
    4. Ресуспендируют с PBS-FBS (4%) и маркируют с CD19 антителом против человеческого , конъюгированное с РЕ-Cy7 и СD38 - антитело , анти-человеческий , конъюгированного с APC (5 мкл / 10 6 клеток). Инкубируют в темноте в течение 30 мин при 4 ° С ,
    5. Промыть 500 мкл PBS-FBS (4%), а затем центрифужные пробирки при 300 г в течение 5 мин при комнатной температуре. Ресуспендируют клетки с аннексина V и PI с использованием коммерческого набора.
    6. Анализ на проточном цитометре с использованием стратегии стробирования фиг.4А и следующая оптическая конфигурация: 488 нм лазер: FSC-A (488 нМ), SSC-A (488 / 10BP), FITC (530/30 ВР), PI (610 / 20 ВР), PE-Cy7 (780/60 ВР); 633 нм лазер: APC (660/20 ВР). Убедитесь, что компенсация цвета.

Результаты

Плотность градиентный метод разделения , описанный здесь обеспечивает первичные лейкозных клеток и нестимулированных нейтрофилы , выделенные из крови пациентов с ХЛЛ Фигура 1А представляет различные слои крови , полученные после центрифугирования в градие?...

Обсуждение

Описанная здесь, эффективный, простой, быстрый и недорогой протокол для выделения нейтрофилов из крови человека с высокой степенью чистоты с использованием центрифугирование в градиенте плотности подход и в пределах той же стадии мононуклеарных клеток также отделяют и извлекают. Поп...

Раскрытие информации

The authors have nothing to disclose.

Благодарности

This work was supported by the Institute National du Cancer (INCa-DGOS-4664).

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
RPMI 1640 Gibco Invitrogen21875-034
Fetal bovine serum (FBS)Gibco Invitrogen10270-106
Phosphate-buffered saline (PBS contains calcium and magnesium)Gibco Invitrogen14040-091
N-acetyl-L-alanyl-L-glutamine (L-Glutamine)Life technologies25030-024
Penicillin streptomycin (Pen Strep)Life technologies15140-122
Bruton's tyrosine kinase (Btk) inhibitor (Ibrutinib) CliniSciencesA3001
Vincristine EG labo
BD Matrigel basement membrane matrix BD Biosciences354234Put at 4 oC overnight (O/N) before the day of the experiment
Red cell lysis buffer BD Biosciences555899
Ficoll (Pancoll)PAN BiotechP04-60500
Dextran Sigma-AldrichD8906
Dimethyl sulfoxide (DMSO)Sigma-AldrichD8418
Retinoic acidSigma-AldrichR2625
Bovine serum albumin (BSA)Sigma-AldrichA7906
Ethylenediaminetetraacetic acid (EDTA)Sigma-AldrichE5134
Sodium chloride (NaCl)EuromedexS3014
Annexing V-FLOUS staining kit Roche11 988 549 001
Kit RAL 555 Modified Giemsa staining kitCosmos BiomedicalCB361550-0000
LSRII flow cytometryBD Biosciences
CytocentrifugeThermo Scientific
Leica DMR-XA microscopeLeica Microsystems
Cellometer Auto T4 Cell Viability CounterNexcelom  Bioscience

Ссылки

  1. Gocheva, V., et al. IL-4 induces cathepsin protease activity in tumor-associated macrophages to promote cancer growth and invasion. Genes Dev. 24, 241-255 (2010).
  2. Grivennikov, S. I., Greten, F. R., Karin, M. Immunity, Inflammation, and Cancer. Cell. 140, 883-899 (2010).
  3. Mitchem, J. B., et al. Targeting tumor-infiltrating macrophages decreases tumor-initiating cells, relieves immunosuppression, and improves chemotherapeutic responses. Cancer Res. 73, 1128-1141 (2013).
  4. DeNardo, D. G., et al. Leukocyte Complexity Predicts Breast Cancer Survival and Functionally Regulates Response to Chemotherapy. Cancer Discov. 1, 54-67 (2011).
  5. Di Carlo, E., et al. The intriguing role of polymorphonuclear neutrophils in antitumor reactions. Blood. 97, 339-345 (2001).
  6. Kumar, V., Sharma, A. Neutrophils: Cinderella of innate immune system. Int. Immunopharmacol. 10, 1325-1334 (2010).
  7. Mantovani, A., Cassatella, M. A., Costantini, C., Jaillon, S. Neutrophils in the activation and regulation of innate and adaptive immunity. Nat. Rev. Immunol. 11, 519-531 (2011).
  8. Kelbaek, H. Sterile isolation of polymorphonuclear leukocytes from large blood volumes. J. Clin. Chem. Clin. Biochem. Z. FürKlin. Chem. Klin. Biochem. 23, 17-20 (1985).
  9. Aynaud, M. -. M., et al. Human Tribbles 3 protects nuclear DNA from cytidine deamination by APOBEC3A. J. Biol. Chem. 287, 39182-39192 (2012).
  10. Ziòłkowska, K., et al. Long-term three-dimensional cell culture and anticancer drug activity evaluation in a microfluidic chip. Biosens.Bioelectron. 40, 68-74 (2013).
  11. Eggleton, P., Gargan, R., Fisher, D. Rapid method for the isolation of neutrophils in high yield without the use of dextran or density gradient polymers. J. Immunol. Methods. 121, 105-113 (1989).
  12. Behnen, M., et al. Immobilized immune complexes induce neutrophil extracellular trap release by human neutrophil granulocytes via FcγRIIIB and Mac-1. J. Immunol. Baltim.Md 1950. 193, 1954-1965 (2014).
  13. Hirsch, G., Lavoie-Lamoureux, A., Beauchamp, G., Lavoie, J. -. P. Neutrophils are not less sensitive than other blood leukocytes to the genomic effects of glucocorticoids. PloS One. 7, 44606 (2012).
  14. Dorward, D. A., et al. Technical advance: autofluorescence-based sorting: rapid and nonperturbing isolation of ultrapure neutrophils to determine cytokine production. J. Leukoc. Biol. 94, 193-202 (2013).
  15. Swamydas, M., Lionakis, M. S. Isolation, Purification and Labeling of Mouse Bone Marrow Neutrophils for Functional Studies and Adoptive Transfer Experiments. J Vis Exp. , e50586 (2013).
  16. Scaife, H., Woldehiwet, Z., Hart, C. A., Edwards, S. W. Anaplasmaphagocytophilum reduces neutrophil apoptosis in vivo. Infect. Immun. 71, 1995-2001 (2003).
  17. Maianski, N. A., Maianski, A. N., Kuijpers, T. W., Roos, D. Apoptosis of neutrophils. ActaHaematol. 111, 56-66 (2004).
  18. Dalton, W. T., et al. HL-60 cell line was derived from a patient with FAB-M2 and not FAB-M3. Blood. 71, 242-247 (1988).
  19. Hogan, C., Kajita, M., Lawrenson, K., Fujita, Y. Interactions between normal and transformed epithelial cells: Their contributions to tumourigenesis. Int. J. Biochem. Cell Biol. 43, 496-503 (2011).
  20. Page, H., Flood, P., Reynaud, E. G. Three-dimensional tissue cultures: current trends and beyond. Cell Tissue Res. 352, 123-131 (2013).
  21. Mantovani, A. Macrophages, Neutrophils, and Cancer: A Double Edged Sword. New J. Sci. , 271940 (2014).
  22. Hanahan, D., Coussens, L. M. Accessories to the crime: functions of cells recruited to the tumor microenvironment. Cancer Cell. 3, 309-322 (2012).
  23. Shojaei, F., Ferrara, N. Refractoriness to antivascular endothelial growth factor treatment: role of myeloid cells. Cancer Res. 68, 5501-5504 (2008).
  24. Liang, J., et al. Neutrophils promote the malignant glioma phenotype through S100A4. Clin Cancer Res Off J Am Assoc Cancer Res. 20, 187-198 (2014).
  25. Teramukai, S., et al. Pretreatment neutrophil count as an independent prognostic factor in advanced non-small-cell lung cancer: an analysis of Japan Multinational Trial Organisation LC00-03. Eur. J. Cancer Oxf.Engl 1990. 45, 1950-1958 (2009).
  26. Zhu, Q., et al. The IL-6-STAT3 axis mediates a reciprocal crosstalk between cancer-derived mesenchymal stem cells and neutrophils to synergistically prompt gastric cancer progression. Cell Death Dis. 5, 1295 (2014).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

Immunology109HL60 Diff3D

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены