JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Агент Trypanosoma cruzi болезни Шагаса производит долговечные бессимптомные инфекции, которые резко развиться в клинически признанных патологии. Следующий протокол исследования описывает на базе семьи эпидемиологическое исследование краткосрочных разгадать т. cruzi инфекция передается половым путем от родителей к потомству.

Аннотация

Американским трипаносомозом передается людям triatomine ошибок через пищу загрязненных продуктов питания, переливание крови или случайно в больницах и исследовательских лабораторий. Кроме того инфекции Trypanosoma cruzi врожденно передается от матери chagasic ее потомство, но мужчины-партнера вклад внутриутробное заражение неизвестным. Гнезда и clumps из amastigotes и trypomastigotes в клетках theca завязи, в goniablasts и в просвете семенных канальцев пришли к выводам, что т. cruzi инфекций передающихся половым путем. Протокол исследования здесь представлены результаты семейного обучения населения, показывая паразита ядерной ДНК в мононуклеарных клетках диплоидных крови и в haploid гамет человека предметов. Таким образом три независимых биологических образцов, собранных отдельно один год подтвердил, что т. cruzi инфекции половым потомкам. Интересно, что конкретные т. cruzi антитела отсутствовал в большинстве семьи потомства, что родила Иммунологическая толерантность к антигену паразита. Иммунологическая толерантность был продемонстрирован в курица огнеупорных т. cruzi после первой недели эмбрионального роста, и вылупившихся из яиц бичевать привитых цыплят смогли произвести специфическое антитело. Кроме того инстилляции человеческой спермы эякуляции внутрибрюшинно или во влагалище наивно мышей, принесли amastigotes т. cruzi в придатка яичка, семенных канальцах, семяпроводов и маточных труб при отсутствии воспалительного реакции в иммунной привилегированных органов размножения. Разведение т. cruzi-инфицированных мужчин и женщин мышей с наивными товарищей привели к приобретению инфекции, которые впоследствии были препровождены потомства. Таким образом программу надежные образования, информации и коммуникации, которая предполагает населения и общественных организаций является необходимым для предотвращения болезни Шагаса.

Введение

Простейших паразитов Trypanosoma cruzi , принадлежащий к семейству Trypanosomatidae подвергается trypomastigote и amastigote этапов жизненного цикла в млекопитающих хостов и существует как epimastigotes в насекомое вектора (поцелуйными: Триатомовые клопы) кишки и в стерильных культуры. В последние десятилетия некоторые исследования показали наличие болезни Шагаса в странах на четырех континентах считается triatomine ошибка бесплатно1,2,3,4,5, 6 , 7 , 8 , 9 , 10 , 11 , 12 , 13; дисперсия американских трипаносом был первоначально приписывается латиноамериканских иммигрантов в северном полушарии, но возможность, что некоторые из них автохтонные случаев болезни Шагаса, больше не может быть отказано3,4 , 5 , 6 , 7 , 8 , 9 , 10 , 11 , 12 , 13 , 14. только узнаваемый эндогенного источник заражения т. cruzi были приписывают chagasic мать передачи паразита потомство в приблизительно 10% беременностей15; мужчины-партнера вклад в утробе инфекции через спермы эякуляции остается непризнанной.

Более века назад, следователи16,17 наблюдается внутриклеточных cruzi т. amastigotes в клетках theca завязи и в зародыше линия клетки яичек острых случаев болезни Шагаса. Гнезда и clumps т. cruzi trypomastigotes и amastigotes в теки клеток яичника, в goniablasts и в просвете семенных канальцев (рис. 1) смертельных случаев острой болезни Шагаса развивать иммунные привилегии в органах воспроизводства в условиях отсутствия воспалительные инфильтраты18,19. В последние десятилетия несколько экспериментальных исследований показали гнезда форм круглые amastigote т. cruzi в семенных канальцах, придатка и семяпроводов также как и матки, труб и яичников клеток теки остро зараженных мышей 1,20,21,22. Кроме того, в ходе исследования семьи к документу передачи простейших митохондриальной ДНК от родителей пациентов Шагаса их потомкам, т. cruzi ядерной ДНК (nDNA) была проверена в человеческих зародышей haploid клетки линии23и этапы жизненного цикла паразитов были замечены в эякуляции chagasic мышей24. Эти выводы согласуются с доклады о иммунной толерантности, достигается потомства т. cruzi -зараженных хостов в отсутствие специфического антитела1,25,26. Кроме того эпидемиологические отчеты, которые предложили распространения эндемических болезни Шагаса в других континентов3,4,5,6,7,8 ,9,10,11,12,13 теперь поддерживаются экспериментальные исследования, показывающие, что болезнь Шагаса может передаваться половым путем1 . Настоящее исследование представляет протокол эпидемиологическое исследование семьи и показывает, что т. cruzi инфекции распространяется на половое сношение.

протокол

Человека и животных исследовательских комитетов на факультете медицины Университета Бразилиа одобрил все процедуры с людьми и лабораторных животных, соответственно, в протоколы исследований 2500.167567 и 10411/2011. Комитет по этике общественный фонд больница Гаспар Вианна (протокол № 054/2009 и CONEP 11163/2009) утвердил формы свободного согласия для исследования на местах, с расширением министерства здравоохранения Национальной Комиссии по исследований человеческого (CONEP 2585/04). Протокол был скорректирован для оценки т. cruzi ДНК в диплоидных крови мононуклеаров и гаплоидным гамет из спермы эякуляции. Лабораторных животных получил гуманной помощи; мышей, подвергается пункции сердца до самопожертвования, были под наркозом.

1. набор человека участников

  1. Убедитесь, что исследовательская команда участвует в программе болезнь Шагаса система здравоохранения для оказания медицинской помощи больным Шагаса.
  2. Нанимать человека участников из семей участвуют в этой программе, показаны по крайней мере один случай с лихорадка, общее недомогание, головная боль, тахикардия и отеки, Основные клинические симптомы острой болезни Шагаса14.
  3. Оказания медицинской помощи людям в исследовании семей в течение пяти лет.
  4. Получить 15 мл венозной крови от участников исследования в трех случаях один год врозь, разделите образца на три 5 мл аликвоты и хранить их в холодильнике при температуре 4 ° C.
  5. Сбор 2 мл спермы эякуляции от взрослых добровольцев членов семьи и действуйте, как описано в шаге 3.3.

2. рост численности паразитов

  1. С помощью Алиготе из шага 1.4, смесь крови с 5 единиц гепарина натрия препятствующий свертыванию крови; Сделайте уклон культуры, прививка крови от семьи участников с диагнозом острой болезни Шагаса.
    1. Прививок 5 мл unclotted крови человека в 50 мл колпачок трубки крови агар наклонная плюс 5 мл печени инфузии tryptose среды (LIT) и Проинкубируйте образцы в шейкере при 27 ° C на 3 месяца.
    2. Место 100 мкл супернатанта среды поверх стекла слайды, накройте скользит и поиска для крови epimastigotes т. cruzi под микроскопом, каждые четыре недели.
    3. Урожай epimastigote изолятов в надосадке стерильных LIT среды при 27 ° C; Вымойте клетки в PBS рН 7,4, центрифуги на 1000 x g 10 мин; развести epimastigotes в Пелле в 5 мл Дульбекко изменение основных средних (DMEM).
    4. Прививать вырожденная L6 мышечных клеток культуры колбы с 1 x 10-6 ECI1-ECI21 т. cruzi epimastigote изолирует.
    5. Расти, т. cruzi ECI1 к ECI21 и trypomastigotes архетип Береника в L6 мышцы клеточных культур в 75 мл культуры колбы.
    6. Накормить клетки с 15 мл DMEM при рН 7,4 дополнены с 5% плода бычьим сывороточным, 100 МЕ/мл пенициллин, стрептомицин 100 мкг/мл, 250 Нм L-глютамином и 5% CO2 при 37 ° C1.
    7. Используйте элемент положительные cruzi т. Береника trypomastigotes к фенотипу изолятов ECI1-к ECI21 от культуры ткани, как описано в пункте 5.2.
    8. Отрицательный контроль27 braziliensis лейшманийв среде DMEM, дополнены 20% плода бычьим сывороточным только растут и использовать паразита promastigotes как отрицательный контроль.
    9. Используйте 1 x 10-6 т. cruzi ECI1-ECI21 trypomastigotes в надосадке из клеточной культуры заразить мышей.
    10. Поиск для trypomastigotes т. cruzi в хвост крови после первой недели инфекции.
    11. Поиск гнезда amastigotes гематоксилином эозином окрашенных участков сердца, скелетных мышц, и репродуктивных органов зараженных мышей, один месяц после этого.

3. ДНК добыча и ПЦР-анализа

  1. 5 мл крови (шаг 1.4) аликвота в стерильную пробирку ЭДТА и выполнить плотность градиентного центрифугирования 45 мин на 3000 x g. Использование пипетки урожая мононуклеарных клеток от этапа беловатые выше эритроцитов, мыть белые клетки дважды в 5 мл PBS, рН 7,4, центрифугированием 10 мин на 1500 x g в различных 15 мл трубку, и использовать клетки для экстракции ДНК.
  2. Извлечь ДНК из ECI-1 в ECI-21 т. cruzi, от позитивного управления Беренис т. cruzi, от отрицательного контроля L. braziliensis (шаг 2.1.8) и из теста крови мононуклеаров 109 человеческой семьи исследование темы1 , 27 , 28.
  3. Разбавить 2 мл спермы образцов, полученных на шаге 1.5 в среде DMEM (1:4, v/v); Инкубируйте 45 мин на 5% CO2 и 37 ° C, восстановить сперматозоидов от надосадке после центрифугирования 5 мин на 13 000 x gи извлечь гаплоидным ДНК23.
  4. Место 1 мл клеток в буферной (10 мкм NaCl, 20 мкм ЭДТА, 1% SDS, 0,04% протеиназы K и 1% Дитиотреитол) и смешивать решения путем инверсии и тряски.
    1. Центрифуга для решения для 10 мин на 13000 x g и 25 ° C и передавать столбец спин вязкой супернатант.
    2. Центрифуга столбце спин 1 мин на 10000 x g и отбросить элюата; добавить 500 мкл буфера привязки к столбцу спин (Таблица материалов), центрифуги за 1 мин на 12000 x gи отбросить элюата.
    3. Добавить 600 мкл Отмывающий буфер в столбце спин, центрифуги за 1 мин на 12000 x gи отбросить элюата.
    4. Повторите этот шаг два раза и передавать микро пластиковых пробирок 1.5 мл стерильного столбце спина.
    5. Добавьте 100 мкл буфера TE, инкубировать трубки при комнатной температуре на 2 мин, а затем центрифуга трубки для 1 мин на 12000 x g. Буфер в пробки microcentrifuge содержит ДНК.
    6. Измерять концентрации ДНК, запустив аликвоты на 0,8% агарозном геле и читая поглощения на 260 Нм с спектрофотометром. Храните образцы ДНК при-20 ° C до использования в ПЦР-анализа.
  5. Использование т. cruzi Tcz1/2 грунты отжигом в последовательности определенных конкретных теломер 188-nt зонд29 и запустить ПЦР с ДНК из семьи исследование предметов кровь и сперма, от позитивного управления Беренис т. cruzi и от L. braziliensis отрицательного контроля.
    1. Подготовьте смесь ПЦР с 10 ng шаблона ДНК, 0,4 мкм каждой пары праймеров, 2 U полимеразы дна Taq, 0,2 мкм дНТФ и 15 мкм MgCl2 в 25 мкл окончательный объем.
    2. Инициировать программу амплификации ДНК в 94 ° C за 30 s денатурировать шаблон, и прохладный образцов до 55 ° C за 30 s. Затем, Проинкубируйте образцы на 94 ° C 90 s расширить обожженных праймеров. Возвращение температуры до 94 ° C за 30 s до начала следующего цикла и Проинкубируйте образцы дополнительные 3 мин при 72 ° C. В конце цикла 32nd прохладно образцы для 10 мин при комнатной температуре и хранить их в холодильнике при 4 ° C29.
    3. Усилить т. cruzi ДНК теломер повторить последовательность отжигом праймеров Tcz1/2 на обоих концах.
    4. Анализ продуктов амплификации на 1.3% агарозном геле и наблюдать диапазоны дна 188-nt на УФ осветитель.

4. Южный гибридизации

Примечание: Южной гибридизацией был использован чтобы отменить большинство ложных положительных ампликонов ПЦР в агарозном геле.

  1. Тема продуктов амплификации PCR от неинфицированных контроля, от Шагаса случае положительных элементов управления, от 109 испытательных образцов диплоидных ДНК и гаплоидным ДНК семьи участников 21 исследования в Южной гибридизациях.
  2. Используют т. cruzi 188-nt ДНК конкретного теломер последовательности зонд отжигом праймеров Tcz1/2 показано; ярлык зонд с [α -32P] 2'-деоксиаденозин трифосфата (dATP) с помощью случайного праймера маркировки комплект и анализ продуктов амплификации на 1.3% агарозном геле на 60 V на ночь при 4 ° C.
  3. Передать гель мембраной положительно заряженных нейлон с помощью метода капилляров на ночь.
  4. Гибридизируйте ДНК полос, передан мембраны нейлона с radiolabeled зонд 188-nt, который связывает экоR1 дайджесты геномной ДНК в 25 мкл буфера фермента специфичные для переменной периодов.
  5. Промойте мембрану дважды за 15 мин при 65 ° C с 2 x SSC и 0,1% SDS.
  6. Разоблачить рентгеновские пленки и мембраны нейлона авторадиография полос на мембране на одну неделю.
  7. Растут клоны, выбранных из ПЦР и Южной гибридизацией с продуктами амплификации PCR т. cruzi , которые гибридизированных с конкретным radiolabeled зонд ДНК.
  8. Коммерчески последовательность клоны, используя праймеры Tcz1/2, набор отожженная на т. cruzi -конкретные теломер след2,23.

5. иммунологические анализы

Примечание: Чувствительность и специфичность непрямой иммунофлюоресценции (IIF) и энзим соединенный assay иммуносорбента (ELISA) были оценены в сыворотке из шести больных Шагаса в очевидном паразитемии и из шести свободных Шагаса, deidentified сыворотки Банк образцов. Анализы проводятся с двойной сыворотки разведений в PBS, рН 7,4, показали, что IIF в разведениях 1: 100 и ELISA оптических плотностей (СОД) на 0.150 и выше разлучены положительные отрицательные результаты.

  1. Используйте 5 мл unclotted крови аликвота (шаг 1.4) хранится при комнатной температуре в течение 1 ч и центрифуги на 1500 x g для 30 минут, чтобы отделить сыворотку в надосадке.
  2. Выполнение IIF и ELISA в разведениях сыворотки тройные масштаба 1: 100 для обнаружения т. cruzi и л braziliensis антигены, как описано ранее,28.
  3. IIF
    1. Провести пробу IIF в трех экземплярах сыворотки разведениях 109 учебные предметы образцов, полученных на три раза один год друг от друга.
    2. Место 5 мкл суспензии формалина 1% - epimastigotes т. cruzi или promastigotes L. braziliensis на стеклянных вставках; Пусть сухой ночлег паразитов в капюшон при комнатной температуре и хранить слайды стекла при-20 ° C до использования.
    3. Место 20 мкл разведения сыворотки больных поверх стекла слайды покрытием с 5 мкл формалин убит (10 паразитов/мкл) т. cruzi epimastigotes или braziliensis л promastigotes.
    4. Инкубируйте стеклянное скольжение, покрытые скольжения для 1 h во влажной камере при 37 ° C и мыть трижды с PBS.
    5. Инкубировать слайд воздушно-сухой стекла с 1:1,000 разбавления антитела флуоресцеин меченых кролик (Таблица материалов) к IgG человека за 1 ч при 37 ° C; Вымойте и высушите слайд.
    6. Закрепите слайд с крышки выскальзования и рассмотреть его под микроскопом УФ света.
      Примечание: Позитивные экзамен-яблоко зеленый т. cruzi epimastigote силуэт, показано в видео.
  4. ELISA
    1. Запуск ELISA для обнаружения т. cruzi и л braziliensis растворимые антигены (1 мкг/100 мкл в 0,1 М карбонат буфера, рН 9,6) на скважинах с покрытием микроплиты.
    2. Инкубируйте разведения сыворотки 1: 100 в трех экземплярах с покрытием скважин на 2 ч при комнатной температуре.
    3. Мыть тарелки трижды с PBST (PBS, содержащий 0,5% Tween-20), рН 7,4, решение перед сушкой.
    4. Инкубировать пластины с 50 мкл 1:1,000 разведения кролика против IgG антитела для 90 минут при 37 ° C.
    5. Промойте пластины трижды с PBST раствором и дайте им высохнуть при комнатной температуре.
    6. Инкубировать пластины с 100 мкл 1:1,000 разведений щелочной фосфатазы конъюгированных коза анти кролик IgG (Таблица материалов) для 90 минут при 37 ° C.
    7. Мыть тарелки трижды с PBST, добавить субстрата p нитро фенил фосфат и ждать развития цвета.
    8. Читайте в СОД на 630 Нм в многомодовых пластины читателя.
    9. Запуск трех экземплярах разведения сыворотки тест из исследуемой популяции и сюжет СОД для выявления конкретных титры антител т. cruzi .

6. Оценка иммунной толерантности

Примечание: Курица модель системы была использована для тестирования т. cruzi инфекций после первой недели развития эмбриона.

  1. Прививать оплодотворенные яйца куриные с trypomastigotes т. cruzi 100/10 мкл, добываемых из тканевой культуры среднего; прививать макет элемента управления яйца с 10 т. cruzi trypomastigotes за мкл питательной среды. Запечатать отверстие с лентой.
  2. Инкубируйте 21 дней 20 т. cruzi -инфицированных яиц и равное количество оплодотворенных яиц макет элемента управления при 37 ° C и 65% влажности.
  3. Держите цыплят, что люк в инкубаторе за 24 часа и, впоследствии, на 32 ° C в капюшоны с контролем температуры за три недели.
  4. Растут птенцы вылупились из т. cruzi -прививку яйца и яйца макет элемента управления до стадии взрослого в комнате позитивные воздуха давление в 24 ° C, в отдельных клетках, помещены в отдельные проходы.
  5. Вызов всех взрослых птенцов трижды в возрасте шести месяцев с 107 формалин убит trypomastigotes вводят подкожно, еженедельно, по схеме в видео.
  6. Нарисуйте кровь из Вены крыло куриное вылупился из яйца т. cruzi -прививки и макет элементов управления через четыре недели после последнего иммунизации для получения сыворотки.
  7. Использовать куриные сыворотки для обнаружения конкретных т. cruzi антитела IIF и ELISA, как описано в шаге 5 протокола.

7. заражение мышей, т. cruzi от больных Шагаса спермы эякуляции

  1. Использование спермы эякуляции, от взрослого пациента болезнь Шагаса ПЦР + (шаг 1.5) и от индивида взрослого, ПЦР - Шагаса бесплатно.
  2. Используйте две группы 12 один месяц старый BALB/c наивно мышей держали в капюшоны под положительное давление воздуха при 24 ° C и кормят питание ad libitum.
  3. Внушить человека аликвоты Семен Шагаса позитивные (100 мкл) в брюшину и равных количествах во влагалище группы A мышей.
  4. Внушить аликвоты Семен управления свободной Шагаса (100 мкл) в брюшине и равное количество группы B мышей во влагалище.
  5. Пожертвовать экспериментальной мышей под наркозом через пять недель после Семен закапывание и разделах ткани, подлежащих окрашиванию с применением окрасок гематоксилин эозином.
  6. Использование микроскопии для поиска т. cruzi trypomastigotes и amastigotes в сердце, скелетных мышц и репродуктивных органов в группы мышей.

8. Передача инфекции T. cruzi общением

  1. Использование 10 мужских и женских 6 week-old мышей BALB/c в экспериментах.
  2. Прививать пять мужчин и пять самок мышей внутрибрюшинно с 1 x 10-5 т. cruzi trypomastigotes от культуры ткани.
  3. Порода мышей до трех месяцев: группа, я будут формировать пять т. cruzi-инфицированных самок мышей и пяти управления noninfected мужчин товарищей; будет сформирована группа II по пяти т. cruzi -инфицированных мужчин и пять контроля noninfected Женский сопряжения. Будет сформирована группа III, пять мужчин и пяти женщин управления наивно неинфицированных товарищей.
  4. Дом каждого разведения пары в одной клетке внутри сейфа с 5 мм сетки и замок в двери для предотвращения побега.
  5. Кормить мышей Чоу и воды ad libitum. Поднимите в общей сложности 70 отъема потомков в группы II и я по крайней мере за шесть недель.
  6. Рисовать крови путем пункции сердца от родителей (FO) и потомства (F1) мышах под наркозом, пожертвовать мышей и представить разделы сердца, скелетных мышц, и репродуктивных органов для патологических анализа.

9. Оценка иммунных привилегий

  1. Получения ткани с т. cruzi-инфицированных и наивно контроля мышей (шаг 8.6) и нарезать 4 µm толщиной секции парафин врезанных образцов.
  2. Удаление парафина и обезвоживанию секции на стеклянных скольжениях с несколькими изменениями ксилол и градуированных моет с 100% до 70% этанол, за 1 мин.
  3. Инкубируйте разделов ткани с 0,05% сапонинов, следуют три автомойки дистиллированной водой при комнатной температуре.
  4. Заблокировать разделы ткани с 5% обезжиренное сухое молоко для 45 мин мыть слайды в 0,1 М PBST и инкубировать секции с Шагаса мыши анти-т. cruzi сыворотки или сыворотки мышь управления неинфицированных 1:20 и разбавления за 2 ч.
  5. Вымойте слайды трижды за 5 мин в PBST и сухой при комнатной температуре до инкубации с 1:1,000 разрежения щелочной фосфатазы конъюгированных кролик борьбе мыши IgG.
  6. Промыть слайды в PBST и 100 мкл 3,3' диаминобензидин для 5 минут инкубации, следуют три автомойки с PBST и counterstaining с гематоксилином Харрис 30 s.
  7. Вымойте слайды в дистиллированной воде в течение 5 мин, обезвоживает их в 70%, 80%, 90% и 100% этанола за 1 мин и смонтировать их в буферизации глицерина.
  8. Изучить слайды с ярко поля световой микроскоп и захватить фото изображения с microcamera с программным обеспечением и анализатор программы.
  9. Документ иммунные привилегии паразита в отсутствии воспалительной реакции в репродуктивных органах.

10. Статистический анализ

  1. Использование биомедицинских редактировать для анализа последовательностей, выполняют рядов с взрыва и определить E-значение статистической значимости (p < 0,05).
  2. Выполните односторонний дисперсионный анализ (ANOVA) и Тьюки тест применяется для сравнения ОД означает, плюс или минус стандартных отклонений.

Результаты

Это исследование, проведенное в соответствии с протоколом, направленных для выявления острых случаях болезнь Шагаса, клинических и паразитологии экзаменов. Пробы венозной крови были подвергнуты прямой микроскопического исследования и в пробирке культуры для роста ?...

Обсуждение

Здесь, мы обсуждаем на базе семьи исследовательский протокол, который ответил на вопрос ли человеческие болезни Шагаса проистекает из половым внутривидовых т. cruzi инфекции. Ранние исследования не может представить доказательства передачи половым путем инфекций, т. cruzi , вероя?...

Раскрытие информации

Авторы заявляют, что они не имеют никаких финансовых интересов.

Благодарности

Мы признаем, лабораторное оборудование и критические замечания Изабела Dourado, Карла Араужу, и умный Гомес и технической помощи Бруно Dalago и Рафаэль Андраде. Мы в долгу перед фондом для развития науки (FAPDF), Национальный исследовательский совет, министерства науки и технологии (CNPq/MCT) и агентство для подготовки людских ресурсов, Министерство образования (накидки / ME), Бразилия, для поддержки этих расследований.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
BCIP and NBT redox systemSigma-Aldrich681 451 001
Blood DNA Purification columnsAmersham Biosciences27-9603-01
d-ATP, [α-32P], 250 µCi.  Perkin Elmer  BLU012H
DNA, Solution Salt Fish SpermAMRESCO064-10G
dNTP Set, 100 mM SolutionsGE Healthcare28-4065-51
Eco RIInvitrogen15202-021
Goat anti-human IgG- alkaline phosphatase conjugatedSouthern Biotech       2040-04
Goat anti-human IgG- FITC conjugatedBiocompareMB5198020
Hybond – N+ nylon membraneGE HealthcareRPN303B
Hybridization ovenThomas Scientific95-0031-02
Micro imaging software cell Sens softwareOlympus, Japan
Molecular probes labeling SystemInvitrogen700-0030
Nsi ISigma-AldrichR5584 1KU
Plasmid Prep Mini Spin KitGE Healthcare28-9042-70
Plate reader Bio-Tek GmBH2015
Rabbit anti-chicken IgG-alkaline phosphatase conjugatedSigma-AldrichA9171
Rabbit anti-chicken IgG-FITC conjugatedSigma-AldrichF8888
Rabbit anti-mouse IgG- alkaline phosphatase conjugatedSigma AldrichA2418 
Rabbit anti-mouse IgG-FITC conjugatedBioradMCA5787
Spin Columns for radio labeled DNA purification, Sephadex G-25, fineSigma-AldrichG25DNA-RO 
Taq DNA Polymerase RecombinantInvitrogen11615-010
Thermal cycler systemBiorad, USA1709703
Vector SystemsPromegaA1380

Ссылки

  1. Araujo, P. F., et al. Sexual transmission of American trypanosomiasis in humans: a new potential pandemic route for Chagas parasites. Memórias do Instituto Oswaldo Cruz. 112 (6), 437-446 (2017).
  2. Teixeira, A. R. L., Nitz, N., Bernal, F. M., Hetch, M. M. Parasite Induced Genetically Driven Autoimmune Chagas Heart Disease in the Chicken Model. Journal of Visualized Experiments. (65), 3716 (2012).
  3. Kalil-Filho, R. Globalization of Chagas Disease Burden and New Treatment Perspectives. Journal of the American College of Cardiology. 66 (10), 1190-1192 (2015).
  4. Nunes, M. C. P., Dones, W., Morillo, A., Encina, J. J., Ribeiro, A. L. Chagas Disease: An Overview of Clinical and Epidemiological Aspects. Journal of the American College of Cardiology. 62 (9), 767-776 (2013).
  5. Pinazo, M. J., Gascon, J. Chagas disease: from Latin America to the world. Reports in Parasitology. 2015 (4), 7-14 (2015).
  6. Kessler, D. A., Shi, P. A., Avecilla, S. T., Shaz, B. H. Results of lookback for Chagas disease since the inception of donor screening at New York Blood Center. Transfusion. 53 (5), 1083-1087 (2013).
  7. Klein, N., Hurwitz, I. R. Globalization of Chagas Disease: A Growing Concern in Nonendemic Countries. Epidemiology Research International. , (2012).
  8. Pérez-Molina, J. A., Norman, F., López-Vélez, R. Chagas disease in non-endemic countries: epidemiology, clinical presentation and treatment. Current Infectious Diseases Report. 14 (3), 263-274 (2012).
  9. Hotez, P. J., et al. Chagas disease: "the new HIV/AIDS of the Americas". PLoS Neglected Tropical Diseases. 6, e1498 (2012).
  10. Schmunis, G. A., Yadon, Z. E. Chagas disease: a Latin American health problem becoming a world health problem. Acta Tropica. 115 (1-2), 14-21 (2010).
  11. Franco-Paredes, C., Bottazzi, M. E., Hotez, P. J. The Unfinished Public Health Agenda of Chagas Disease in the Era of Globalization. PLoS Neglected Tropical Diseases. 3 (7), e470 (2009).
  12. Teixeira, A. R. L., Vinaud, M., Castro, A. M. . Emerging Chagas Disease. In: Chagas Disease: - A Global Health Problem. 3, 18-39 (2009).
  13. Lee, B. Y., Bacon, K. M., Bottazzi, M. E., Hotez, P. J. Global economic burden of Chagas disease: a computational simulation model. Lancet Infectious Diseases. 13 (4), 342-348 (2013).
  14. Teixeira, A. R. L., Hecht, M. M., Guimaro, M. C., Sousa, A. O., Nitz, N. Pathogenesis of Chagas Disease: Parasite Persistence and Autoimmunity. Clinical Microbiology Review. 24 (3), 592-630 (2011).
  15. Murcia, L., et al. Risk factors and primary prevention of congenital Chagas disease in a nonendemic country. Clinical Infectious Diseases. 56 (4), 496-502 (2013).
  16. Chagas, C. New human trypanosomiasis. Morphology and lifecycle of Schizotrypanum cruzi, the cause of a new human disease. Memórias do Instituto Oswaldo Cruz. 1, 159 (1909).
  17. Vianna, G. Contribution to the study of the Pathology of Chagas disease. Memórias do Instituto Oswaldo Cruz. 3, 276 (1911).
  18. Teixeira, A. R. L., Roters, F., Mott, K. E. Acute Chagas disease. Gazeta Médica da Bahia. 3, 176-186 (1970).
  19. Teixeira, A. R. L., et al. Prevention and Control of Chagas Disease – An Overview. International STD Research, Reviews. 7 (2), 1-15 (2018).
  20. Rios, A., et al. Can sexual transmission support the enzootic cycle of Trypanosoma cruzi?. Memórias do Instituto Oswaldo Cruz. 113 (1), 3-8 (2018).
  21. Lenzi, H. L., et al. Trypanosoma cruzi: compromise of reproductive system in acute murine infection. Acta Tropica. 71 (2), 117-129 (1998).
  22. Carvalho, L. O. P., et al. Trypanosoma cruzi and myoid cells from seminiferous tubules: Interaction and relation with fibrous components of extra cellular matrix in experimental Chagas’ disease. International Journal of Experimental Pathology. 90 (1), 52-57 (2009).
  23. Hecht, M. M., et al. Inheritance of DNA transferred from American trypanosomes to human hosts. PLoS One. 12, e9181 (2010).
  24. Alarcon, M., et al. Presencia de epimastigotes de Trypanosoma cruzi en el plasma seminal de ratones con infección aguda. Boletín Malariología y Salud Ambiental. 51, 237 (2011).
  25. Teixeira, A. R. L., et al. Trypanosoma cruzi in the Chicken Model: Chagas-Like Heart Disease in the Absence of Parasitism. PLoS Neglected Tropical Diseases. 5 (3), e1000 (2011).
  26. Guimaro, M. C., et al. Inhibition of Autoimmune Chagas-Like Heart Disease by Bone Marrow Transplantation. PLoS Neglected Tropical Diseases. 8 (12), e3384 (2014).
  27. Oliveira, C. I., et al. Leishmania braziliensis isolates differing at the genome level display distinctive features in BALB/c mice. Microbes and Infection. 6 (11), 977-984 (2004).
  28. Mendes, D. G., et al. Exposure to mixed asymptomatic infections with Trypanosoma cruzi, Leishmania braziliensis and Leishmania chagasi in the human population of the greater Amazon. Tropical Medicine, International Health. 12, 629 (2007).
  29. Moser, D. R., Kirchhoff, L. V., Donelson, J. E. Detection of Trypanosoma cruzi by DNA amplification using the polymerase chain reaction. Journal of Clinical Microbiology. 27 (7), 1477-1482 (1989).
  30. Da Silva, A. R. . Sexual transmission of Trypanosoma cruzi in mus musculus [MsD thesis]. , (2013).
  31. Ribeiro, M., et al. Can sexual transmission support the enzootic cycle of Trypanosoma cruzi?. Memórias do Instituto Oswaldo Cruz. 113 (1), 3-8 (2018).
  32. Billingham, R. E., Brent, L., Medawar, P. B. Actively acquired tolerance of foreign cells. Nature. 172 (4379), 603-606 (1953).
  33. Burnet, F., Fenner, F. . The production of Antibodies. , (1949).
  34. Hasek, M. Parabiosis of birds during their embryonic development. Chekhoslovatskaia Biology. 2 (1), 29-31 (1953).
  35. Coura, J. R., Junqueira, A. C. V., Fernades, O., Valente, S. A., Miles, M. A. Emerging Chagas Disease in Amazonian Brazil. Trends Parasitology. Trends Parasitology. 18 (4), 171-176 (2002).
  36. Teixeira, A. R. L., et al. Emerging Chagas disease: Trophic network and cycle of transmission of Trypanosoma cruzi from palm trees in the Amazon. Emerging Infectious Diseases. 7 (1), 100112 (2001).
  37. Hazebroek, M., Dennert, R., Heymans, S. Idiopathic dilated cardiomyopathy: possible triggers and treatment strategies. Netherland Heart Journal. 20 (7-8), 332-335 (2012).
  38. Arimura, T., Hayashi, T., Kimura, A. Molecular etiology of idiopathic cardiomyopathy. Acta Myologica. 26 (3), 153-158 (2007).
  39. Dec, W. G., Fuster, V. Idiopathic Dilated Cardiomyopathy. New England Journal of Medicine. 33, 1564-1575 (1994).
  40. Niederkorn, J. Y. See no evil, hear no evil, do no evil: the lessons of immune privilege. Nature Immunology. 7 (4), 354-359 (2006).
  41. Smith, B. E., Braun, R. E. Germ cell migration across Sertoli cell tight junctions. Science. 338 (6118), 798-802 (2012).
  42. Garth, A., Wilbanks, J., Streilein, W. Fluids from immune privileged sites endow macrophages with the capacity to induce antigen-specific immune deviation via a mechanism involving transforming growth factor-β. European Journal of Immunology. 22 (4), 1031-1036 (1992).
  43. Meng, J., Anne, R., Greenlee, C., Taub, J., Braun, R. E. Sertoli Cell-Specific Deletion of the Androgen Receptor Compromises Testicular Immune Privilege in Mice. Biology of Reproduction. 85 (2), 254-260 (2011).
  44. Fujisaki, J., et al. In vivo imaging of Treg cells providing immune privilege to the haematopoietic stem-cell niche. Nature. 474 (7350), 216-219 (2011).
  45. Wood, K. J., Sakaguchi, S. Regulatory T cells in transplantation tolerance. Nature Review Immunology. 3 (3), 199-210 (2003).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

143Trypanosoma cruzi

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены