Method Article
Представляем протокол по подготовке острых ломтиков спинного и промежуточного гиппокампа мышей. Мы сравниваем этот поперечный препарат с корональной нарезкой с точки зрения качества записей и сохранения морфологических особенностей записанных нейронов.
Хотя общая архитектура гиппокампа схожа по продольной оси, недавние исследования выявили значительные различия в молекулярных, анатомических и функциональных критериях, предполагающих разделение на различные подзамыки вдоль его ростро-каудальной степени. Благодаря дифференциальной связи и функции проводится самое фундаментальное различие между спинным и желудочковый гиппокамп, которые преимущественно участвуют в пространственной и эмоциональной обработке, соответственно. Соответственно, работа in vivo относительно формирования пространственной памяти была сосредоточена на спинной гиппокампе.
В отличие от этого, электрофизионые записи in vitro были преимущественно выполнены на промежуточно-вентальный гиппокамп, в значительной степени мотивированы такими факторами, как жизнеспособность ломтика и целостность цепи. Для того, чтобы обеспечить прямую корреляцию данных in vivo о пространственной обработке данными in vitro, мы адаптировали предыдущие методы сечения для получения высоко жизнеспособных поперечных срезов мозга из спинно-промежуточного гиппокампа для длительных записей основных клеток и интернейронов в извилины дентата. Поскольку пространственное поведение регулярно анализируется у взрослых мышей, мы объединили эту поперечную процедуру нарезки с использованием защитных решений для повышения жизнеспособности тканей мозга у зрелых животных. Мы используем этот подход для мышей около 3 месяцев. Метод предлагает хорошую альтернативу корональному препарату, который часто используется для исследований in vitro на спинной гиппокампе. Мы сравниваем эти два препарата с точки зрения качества записей и сохранения морфологических особенностей записанных нейронов.
Гиппокамп был широко изучен за его ключевую роль в различных аспектах обучения и памяти, пространственной навигации, а также эмоции. Основной схемой гиппокампа, обычно называемой «трисинаптической цепью», является ламеллярная сеть в поперечной оси, которая в значительной степени сохраняется вдольпродольной оси 1. Вклад гиппокампа в различные когнитивные и эмоциональные поведения, вероятно, возникает из различных связей, что эта основная схема делает вдоль спинной оси с несколькими другимиобластями мозга 2,3. Помимо афферентных и эфферентных подключения, однако, все большее число исследований указывают на дальнейшие различия вдоль септо-временной оси гиппокампа. Такие различия касаются внутренней архитектуры и подключения, а также различий в моделях экспрессии генови нейрональной морфологии 4,5,6,7,8.
Учитывая наличие таких различий в основных схемах, разумно выбрать конкретные гиппокампа подзарядки, которые будут исследованы в соответствии с вопросами, которые рассматриваются. Если, например, вопрос касается нейронных механизмов, участвующих в пространственной обработке, спинной, а не брюшнойгиппокамппредставляет интерес, хотя два не действуют независимо in vivo из-за внутригиппокампа продольной связи9,10,11. В этом направлении необходимо учитывать не только различия вдоль продольной оси, но и заботиться о сохранении как можно более локальных и дальних схем. Для сохранения волоконных путей и подключения угол, под которым мозг будет секционные имеет важное значение.
Первый метод сообщил в литературе, чтобы включить trysinaptic цепи сначала изолированы гиппокампа из мозга, а затем сделал поперечные ломтики (перпендикулярно продольных осей) с помощьюткани измельчитель 12 и вибром13. Позже физиологи предпочитали получать ломтики от всего блока мозга, чтобы сохранить также соседние структуры мозга, связанные с гиппокампом. Для этих блоков подготовки, различные углы сечения в отношении гиппокампа были разработаны, такие как короналсрез подготовки 14 или горизонтальной подготовки ломтик называется HEC ломтик для сохранения гиппокампа-энторинальной корысоединения 15,16,17.
В последней подготовке теменной доли разрезают с углом 0 "или 12" по отношению к горизонтальной плоскости вдоль розтро-каудальной оси, чтобы сформировать основание блока. Фрагменты затем собираются, начиная с брюшной поверхности мозга, что позволяет в основном урожай промежуточного брюшного гиппокампа области. Этот метод стал самым популярным выбором для физиологических исследований и может быть надежно выполнен после несколькихопубликованных протоколов 18,19,20.
Однако, если интерес исследования касается конкретных аспектов пространственного обучения, спинной гиппокамп может быть более подходящим регионом исследования, и было бы полезно найти нарезки процедуры аналогичного качества для этого гиппокампа области. Немногие протоколы, которые сосредоточены на самом ростральном полюсе, были разработаны, которые могут удовлетворить этот спрос 21,22.
В этом протоколе, вместо этого, мы описываем подход к получению жизнеспособных поперечных ломтиков от спинно-промежуточного гиппокампа, который использует угол сечения, ранееописанный для горизонтальныхпрепаратов 18 ,19 ( Рисунок 1Aи B). Мы демонстрируем качество этого протокола, сравнивая электрофизиологические записи и морфологические реконструкции в этом препарате с теми, которые получены в корональных ломтиках. Этот протокол особенно подходит для сочетания с анатомическими и поведенческими экспериментами у взрослых мышей (три месяца в нашем случае).
Все процедуры с участием экспериментальных животных были в соответствии с немецким Законом о защите животных и одобрены комитетом по этике университета Киля. Parvalbumin-Cre (Pvalb-IRES-Cre)мыши 23 (Джексон лаборатории, Хранилище номер 008069) были сохранены в качестве гетерозиготных колоний или пересекли с Ai9 Creрепортер мышей 24 (Джексон лаборатории, хранилище номер 007909). Были использованы самки и мыши мужского пола между P40-P90. Мыши были сохранены в 12-ч светло-темный цикл в стандартных условиях группового жилья и были обеспечены продовольствием и водой объявление libitum.
1. Подготовка решений
ПРИМЕЧАНИЕ: Подготовьте свежие растворы для каждого экспериментального дня с использованием ультрачистой воды (UPW) (резисторивность при 25 градусов по Цельсию 18,2 МЗсм). Растворы могут храниться при 4 градусах Цельсия в течение максимум одного дня. Магний и кальций растворы могут храниться отдельно, как 1 М фондовых решений. Все рабочие решения должны быть насыщены карбогеном (95% O2:5% CO 2 ) дляоптимальнойоксигенации и обслуживания рН до и во время использования.
2. Подготовка скамейки для нарезки
3. Приготовление ломтиков гиппокампа
4. Запись целых клеток и биоцитин заполнения
ПРИМЕЧАНИЕ: Описание цельноклеточной записи патч-зажима сводится здесь только к ключевым шагам, которые помогают получить хорошую биоцитин заполнения и, как правило, применимы к нейронам в ACSF. Для получения подробной информации о процедурах электрофизиологических записей, несколько других протоколовможно проконсультироваться 29,30.
5. Иммуностиминг, приобретение изображений и морфологическая реконструкция
В этом протоколе мы описываем, как подготовить острые ломтики гиппокампа из спинной-промежуточной части гиппокампа(рисунок 1A). Протокол особенно подходит для экспериментов, которые исследуют механизмы, участвующие в пространственном обучении и могут быть объединены с поведенческой работы или вирусной маркировки или манипуляции стратегии в спиннойгиппокамп 35. Применяя описанную здесь процедуру секции к животным, введенным с cre-зависимым GFP, выражают адено-ассоциированный вирус (AAV-FLEX-GFP) в спинной гиппокамп мышей Pvalb-IRES-Cre в различных координатах Bregma AP-1.94 мм, ML ± 0,5-2 мм, глубина-1,25-2,25 мм для целевой различных областяхгиппокампа формирования 36 мы смогли получить по крайней мере три поперечных ломтиков, содержащих зараженных регионов(рисунок 1A светло-зеленая окраска на 3D-модели гиппокампа). Кроме того, несколько не поперечных, но здоровых ломтиков могут быть получены из более ростральных частей спинного гиппокампа(рисунок 1C).
Чтобы продемонстрировать качество и жизнеспособность наших ломтиков, мы зафиксировали основные электрофизиологические и морфологические параметры гранулированных клеток и интернейроны с маркировкой tdTomato Parvalbumin-positive (PV) в дентатной извилине Pvalb-IRES-Cre; Ай9 трансгенных мышей (7-12 недель) и сравнил их с записями из корональных ломтиков той же области, полученных со стандартным протоколом.
При визуальном осмотре под инфракрасным дифференциально-интерференционным контрастом (IR-DIC) микроскопом мы уже заметили явные различия между поперечной и корональной ломтиками. В то время как нейроны основного слоя клеток в корональных ломтиках часто казались грубыми и отображали сильно контрастные очертания, нейроны в поперечном срезе в основном показывали гладкие поверхности и только слегка контрастные границы, что свидетельствует о лучшей клеточнойжизнеспособности (рисунок 2A). Причина этих различий в жизнеспособности клеток между корональными и поперечными ломтиками может лежать в ориентации секционной плоскости по отношению к волокнам. Поскольку они не параллельны в корональных секциях, аксоны и дендриты будут разорваны. В соответствии с этим предположением, мы обнаружили, что в пределах ломтиков поверхностные плоскости слоя гранулы клеток и hilus показали большую разрывность в короне, чем поперечный срез (размер шага в поверхностных плоскостях: 41,40 ± 3,28 мкм против 25,60 ± 2,94 мкм, Среднее ± SEM, Неспаренные t-test P 0.023), предлагая большую степень отключения ткани в корональной срезе(рисунок 2B). Это означает, что подходящие клетки для записи патч-зажима будут найдены только в более глубоких плоскостях слоя гранулы клеток для корональных ломтиков, что, в свою очередь, может уменьшить пропускную способность записей патч-зажима. Действительно, среднее время для уплотнения образования в нашем поперечном ломтике было более быстрым, чем для корональных ломтиков (гранулевых клеток: 12,64± 1,50 с, n-11 в корональных против 8,40 ± 0,75 с, n-14 в поперечных ломтиках, Средний ± SEM, ПЗ 0,0335 Манн-Уитни тест; Интернейроны ПВЗ: 31,11 ± 2,60 с, n-9 в корональных против 22,00 ± 2,18, n-7 в поперечных ломтиках, средний ± SEM, ПЗ 0,0283 Манн-Уитни тест) (Рисунок 2C). В качестве прокси для целостности клеток и здоровья мы затем записали потенциалы покоя мембраны (RMP) гранул клеток и ПВЗ интернейронов, которые были значительно более деполяризованы как в грануле клеток и ПВЗ интернейроны в коронал против. поперечные ломтики (гранулевые клетки:-62.55 ± 3.54 mV, n'11 в корональных против-71.06 ± 2.31 mV, n'14 в поперечных ломтиках, Средний ± SEM, P'0.0455 Mann-Whitney test; Интернейроны ПВЗ:-52.75 ± 1,66 мВ, n-7 в корональных против-59,36 ± 2,25 мВ, n-6 в поперечных срезах Средний ± SEM,, ПЗ 0,0271 Манн-Уитни тест) (Рисунок 2D). Эти данные свидетельствуют о большем количестве здоровых нейронов в поперечном против коронального среза подготовки. Действительно, введение отрезка для приемлемого RMP (-55 мВ для гранульных клеток;-45 мВ для интернейронов ПВЗ) привело к более высокому проценту исключенных клеток в коронале, чем в поперечных срезах (39,67 ± 8,37%, n'3 экспериментальных сессий против. 23.00 ± 3.85%, n'4 экспериментальных сессий) (Рисунок 2E). Кроме того, реконструкция нейрональной морфологии из записанных гранул клеток показали, что, как и ожидалось, шансы были гораздо лучше, чтобы получить полную аксональной беседки для гранул клеток в поперечном срезе(рисунок 3A,B). Кроме того, морфологическая реконструкция интернейронов ПВЗ в поперечных срезах позволила изобразить обширные аксональные и дендритные беседки, включая визуализацию мелких деталей, таких как дендритные шипы35(рисунок 3C).
Рисунок 1: Иллюстрация процедуры секционирования для получения ломтиков спинно-промежуточного гиппокампа.(A)Трехмерное представление образования гиппокампа, показывающее его пространственную ориентацию в головном мозге (изменено из Brain Explorer, Институт Аллена)37. Дорсальные, промежуточные и брюшной отделы гиппокампа (dHPC, iHPC, vHPC) указаны, в соответствии с Dong et al. (2009)7. Часть спинного-промежуточного гиппокампа, которая будет нарезана, показана светло-зеленым цветом. Вставка справа показывает ориентацию эталонных осей. (B)Мультфильм полушария мозга, изображающий выравнивание теменной коры с параллельными линиями на чашке Петри. Красная пунктирная линия указывает, где выполнить обрезку разреза (точка 3.9 в протоколе), чтобы создать поверхность для склеивания полушария на держатель образца. Черные пунктирные линии указывают, где собираются ломтики. (C) Яркие поля изображения серии гиппокампа ломтики, полученные после этой процедуры. От поверхности пиала, спинной до брюшной: i) 0,70 мм, (ii) 1,05 мм, (iii) 1,40 мм, (iv) 1,75 мм, (v) 2,10 мм, (vi) 2,45 мм (vii) 2,80 мм, (viii) 3,15 мм. Масштабная планка 1 мм.(D)Фото камеры хранения и материала, необходимого для его сборки. 1. Vial spacer сетки из 81x криогенных флакон хранения коробки, 2. Цилиндрическая пластиковая коробка. 3. Нейлоновая сетка, 4. Пипетт чаевые. вкладка. Боковой вид сетки и трубки-держателя для вставки в цилиндрическую коробку. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Рисунок 2: Поперечный срез показывает повышенную жизнеспособность ломтика по сравнению с ломтиком коронала. (A) микрографы DIC-IR, показывающие здоровые (черные стрелки) и нездоровые (белые стрелки) примеры нейрональной сомата в поперечных и корональных ломтиках. Хилехилус, слой клеток гклю гранул, молекулярный слой мл. Шкала бар No 50 мкм. (B) Обе процедуры секционирования производят шаг между поверхностью слоя гранулы ячейки и хилус (указывается стрелками головки). Высота шага свидетельствует о степени отключения тканей и значительно ниже в поперечных секциях, чем в корональных (n'5 поперечных и n'5 корональных ломтиков, средний±SEM, P±0.0238 Манн-Уитни тест). (C)Время формирования гига-ом уплотнения в гранулированных клетках (n-14 клеток в поперечных, n'11 клеток коронала; Средние±SEM, ПЗ 0,0355, Манн-Уитни тест) и ПВЗ INs (n'7 клеток в поперечных, n'9 клеток в корональных ломтиков, средний±SEM, P 0,0283 Манн-Уитни тест) ломтиками. (D) Потенциал мембраны отдыха (RMP) клеток, исправленных (соответственно, n' 14 и n'11 гранул. Средний±SEM, тест Пз 0,0455 Манн-Уитни. N-7 PV- INs и n'10 PV- INs, тест 0,0271 Манн-Уитни). (E)Процент отбрасываемых клеток в рамках экспериментальной сессии, (n'3 сеансов с корональным ломтиком, n-4 с поперечным ломтиком, средний±SEM). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Рисунок 3: Морфологическое сохранение гранулных клеток и интернейронов в поперечном срезе. Конфокальные изображения, показывающие биоцитин заполненные гранулы клеток в поперечномсрезе( A ) и в корональныхломтиков( B ) из Pvalb-IRES-Cre; Ай9 трансгенных мышей. Соответствующие аксоны были реконструированы серым и светло-серым цветом. Обратите внимание на разницу в длине аксона и сложности между препаратами. Масштабная бар-100 мкм. (C1) Конфокальные изображения, показывающие биоситинов заполненные tdTomato-положительный интернейрон. Хилехилус, слои клеток гклю гранулы, молекулярный слой млз. Масштабная планка 50 мкм. (C2) Увеличение коробчатой области в C1, показывающее дендритные шипы. Масштабная бар-2 мкм(D)Морфологическая реконструкция аксонов и дендритов биоцитина, наполненного интернейроном в С1 (аксон серого цвета, сома и дендриты в черном). (E) Крупным планом сомата клеток, изображенных в C1 показаны колокализации биоцитина и парвалбумина-иммунореактивности (PVir). Масштабная планка 20 мкм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть более широкую версию этой цифры.
Спинной гиппокамп был широко изучен за его роль в пространственном обучении и навигации в основном с помощью поведенческих экспериментов, анатомических трассировки и специфических для региона манипуляций. Чтобы объединить срез-электро-физиологические запросы с этими методами, мы собрали протокол, который использует аналогичный угол секционирования, как модифицированная горизонтальная нарезка для промежуточной вентальной области гиппокампа, но использует перевернутый порядок нарезки для получения ранних ломтиков из спинной промежуточной области. Такой подход сокращает время, необходимое для нарезки и сбора спинной области гиппокампа, тем самым повышая жизнеспособность ломтиков.
Используя этот метод, мы можем регулярно получать около трех ломтиков в полушарии спинного гиппокампа области между 1,4 мм-2,4 мм от поверхности пиала, как показано на рисунке 1C. Хотя это не возможно с помощью этой процедуры, чтобы получить поперечные ломтики от самого полюса перегородки гиппокампа, можно собрать около двух дополнительных жизнеспособных не поперечных ломтиков в полушарии от полюса перегородки (Рисунок 1C ii,iii). Если септальный полюс гиппокампа является основным направлением исследований, другие протоколы, которые позволяют сбор поперечных ломтиков, особенно с самого полюса перегородки гиппокампа, может быть лучше подходит21,32. Поведенческие эксперименты по пространственной навигации и обучению предпочтительно проводятся у зрелых мышей с полностью развитой нейрональной связью. Следовательно, мы оптимизировали нашу процедуру нарезки для применения к мозгу взрослых животных (показано здесь в течение трех месяцев мышей), которые более чувствительны к стрессу, чем устойчивый препарат для несовершеннолетних. С этой целью мы объединили несколько стратегий, которые уменьшают гипоксический стресс мозга подвергается в период между извлечением и размещением ломтиков в кислородом ACSF. Защитное решение резки является NMDG основе ACSF25,27,28 с низким Наз и Ca2 ", но высокий Mg2", чтобы уменьшить возбудимые повреждения и отек клеток из-за активации NMDA рецепторов. Кроме того, HEPES обеспечивает стабильную буферизации и соединений, таких как аскорбат и пируват уменьшить окислительный стресс. Транскардиальная перфузия с охлажденным и оксигенированным защитным режущей раствором использует чрезвычайно плотную капиллярную сеть, снабжающая мозг быстро и однородно снижает метаболический спрос и глутамат-индуцированную возбудимость в тканях мозга. Впоследствии почти все шаги после обезглавливания выполняются в охлажденных и оксигенированных растворов, чтобы сохранить метаболизм и лишение кислорода до минимума в течение всей процедуры. Другие стратегии для уменьшения повреждения мозга во время нарезки существуют и могут быть одинаково действительны38. Чтобы продемонстрировать качество нашего препарата, мы сравниваем его с препаратом коронального ломтика, который обычно используется для записи из спинного гиппокампа. Несмотря на то, что корональные ломтики могут быть использованы для получения хорошей записи патч-зажима в зубной извилины, количество нездоровых и отключенных нейронов выше, чем в поперечном срезе. Кроме того, целостность аксональных и дендритных беседок лучше сохраняется в поперечном срезе. На самом деле целостность гранулы клеточных аксонов(рисунок 3A), которые работают ортогонал к продольной оси гиппокампа служит индикатором поперечной нарезки плоскости1.
Для заполнения исправленных нейронов, мы предлагаем сопротивление электрода между 3 и 5 МЗ. Диаметр кончика около 1 мкм, позволяет выполнение хорошего сопротивления уплотнения во время записи и хорошее повторное уплотнение на электрод опровержение. Наиболее важной деталью является, чтобы избежать всасывания частей сомы или ядра в пипетку. По этой причине мы предлагаем включить краситель Alexa во внутриклеточный раствор, когда это возможно. Краситель позволяет контролировать форму клетки во время записи и повторного уплотнения. Кроме того, это позволяет оценить целостность исправленной клетки после фиксации, что может сэкономить время иммуногистохимии, в случаях неудачных пломбы. Из-за Alexa красители утоляются с длинным временем фиксации, мы предлагаем короткую фиксацию, если это возможно.
Для последующего иммуностимтирования мы используем протокол, который не требует повторного сечения ломтика. Мы предлагаем сделать окрашивание в течение одной недели после фиксации. Чем дольше ломтики остаются в холодильнике, тем выше вероятность деградации тканей. Если длительного хранения не избежать, мы предлагаем увеличить концентрацию NaN3 в PBS до 0,05% и обновлять ее еженедельно. Иммуностепенирование всего ломтика означает, что инкубационые времена с первичными и вторичными антителами увеличиваются. Как правило, для выявления биоцитина достаточно одной ночной инкубации при 4 градусов по Цельсию, но если в сочетании с окрашиванием других белков, вся процедура окрашивания может длиться гораздо дольше. Перемеабилизация блокировки и анти-тела инкубации должны быть оптимизированы индивидуально. Как правило, для первичного антитела, два дня достаточно, а один день может быть достаточно для вторичного. Мы рекомендуем увеличить продолжительность мытья шагов вместе с более длительными инкубациями антител, чтобы избежать увеличения фона.
В этом протоколе мы представили метод нарезки для получения поперечных или почти поперечных ломтиков гиппокампа сохранения нейронной жизнеспособности взрослой ткани и практический подход к восстановлению морфологии и нейрохимической идентичности исправленных нейронов. Этот метод может быть легко выполнен в матче электро-физиологических результатов с анатомическими и поведенческими исследованиями упором на промежуточно-спинной части гиппокампа.
Авторов нечего раскрывать.
Мы благодарим Керстин Кроненбиттер и Дидье Гремель за техническую помощь. Мы благодарим Умберто Морелли за помощь в графическом программном обеспечении и Матиаса Хоппе за видеосъемку и редактирование видео. Работа в нашей лаборатории была поддержана Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) FOR2143, SFB 1461 (Проект-ID 434434223) и GRK2154, Совет медицинских исследований грант G1100546/2 и Кил университета.
Name | Company | Catalog Number | Comments |
1mL syringes Omnifix-F | Braun melsungen AG | 9161406V | |
24 multiwells | SARSTEDT | 8,33,922 | |
81x criogenic vial storage box | Fisherscientific | 15-350-107B | storage chamber |
Alexa Hydrazide dye | Invitrogen | A10436 | |
Big scissor | Fine science tool | 14010-15 | graefe forceps |
Biocytin | IRIS biotech. | LS3510.0250 | |
Borosilicate Glass capillaries | Science products | GB150TF-10 | storage chamber |
Brush 5 | Leonhardy | 241 | Micro double spatula, L 150 mm, blade width 4 mm |
Calcium chloride dihydrate | Roth | 5239.2 | aCSF solution |
Carbon steel microtome blade | feather | C35 | |
Chloridric acid | Roth | K025.1 | |
Confocal microscope | Zeiss | LSM880 | with Airyscan |
Cyanoacrylate glue | UHU | 509141 | |
Cyanoacrylate glue, n-butyl-ester VetBond | 3M | ||
EGTA | Roth | 3054.1 | |
Fiji ImageJ | fiji.sc | ||
Filter paper 113A | ROTILABO Roth | AP180.1 | |
Fine tip tweezer | Dumont | 0245fo | |
Glass becker (150 ml) | ROTILABO Roth | X690.1 | incubation chamber and dissection |
Glass Petri dishes (10 cm dia.) | ROTILABO Roth | 0690.1 | |
Glucose | Roth | X997.2 | aCSF solution |
Heated water bath | Grant Instruments Ltd | SUB14 | |
HEPES | Roth | 9105.4 | aCSF solution |
Isofluoran | baxter | 5239.2 | Anesthetic |
Large spatula | Roth | E286.1 | |
Magnesium Sulfate heptahydrate | Roth | 8793.2 | aCSF solution |
Mg-ATP | Sigma Aldrich | A9187 | |
Microfil | World precision instruments | MF34G | |
Na2-GTP | Sigma Aldrich | 51120 | |
N-methyl-D-glucamine | Sigma Aldrich | M2004 | aCSF solution |
Normal goat serum | Sigma Aldrich | 566380 | |
Nylon mesh kit | Warner Instruments | 64-0198 | incubation chamber and storage chamber |
Paraformaldeyde | Sigma Aldrich | P6148 | |
Phosphate buffered saline 10X | Panbiotech | P04-53500 | |
Phosphocreatine disodium | Sigma Aldrich | P7936 | |
Pipette puller | Sutter instrument | P-2000 | |
Pipette tips | SARSTEDT | 7,07,62,211 | incubation chamber |
Plastic box for syringe filters | SUPELCO | 54135-U | storage chamber |
Potassium Chloride | Roth | 6781.3 | aCSF solution |
Potassium Gluconate | Roth | P1847 | |
Probenbecker becker (100 ml) | ROTILABO Roth | HT85.1 | incubation chamber |
Rounded tip tweezers | Fine science tool | 11051-10 | |
Sainless steel blade | Gillette | Vibratome | |
Small scissor | Fine science tool | 14010-10 | mayo scissor straight |
Sodium Ascorbate | Roth | 3149.2 | aCSF solution |
Sodium Azide | Sigma Aldrich | S2002 | |
Sodium Bicarbonate | Roth | 6885.1 | aCSF solution |
Sodium Chloride | Roth | 3957.1 | aCSF solution |
Sodium Hydroxide | Roth | K021.1 | |
Sodium Phosphate monobasicdihydrat | Roth | K300.1 | aCSF solution |
Sodium Pyruvate | Roth | 8793.2 | aCSF solution |
Streptavidin conjiugated Alexa 488 | Invitogen | s11223 | |
Thin spatula | Roth | E286.1 | Double spatula, L 150 mm, blade width 9 mm |
Transfer pipette | Sarstedt | 861171 | |
Triton x100 | Roth | 3051.1 | |
Vibratome | Thermoscientific | Microm HM650V | |
Filter device for ultrapure water | Merck-Millipore | Milli-Q IQ 7000 |
Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи
Запросить разрешениеThis article has been published
Video Coming Soon
Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены