АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Кулонометрическая респирометрия идеально подходит для измерения скорости метаболизма мелких организмов. При адаптации к Drosophila melanogaster в настоящем исследовании измеренное потреблениеO2 было в пределах диапазона, о котором сообщалось для дикого типа D. melanogaster в предыдущих исследованиях. ПотреблениеO2 мухой мутантами CASK , которые меньше по размеру и менее активны, было значительно ниже, чем у дикого типа.

Аннотация

Кулонометрическая микрореспирометрия является простым и недорогим методом измерения потребленияO2 мелкими организмами при сохранении стабильной среды. Кулонометрический микрореспирометр состоит из герметичной камеры, в которой расходуется О2, а вырабатываемый организмомСО2 удаляется абсорбирующей средой. Результирующее снижение давления запускает производство электролитического O2, а количество произведенногоO2 измеряется путем регистрации количества заряда, использованного для его генерации. В настоящем исследовании метод был адаптирован к Drosophila melanogaster, протестированному в небольших группах, с чувствительностью аппарата и условиями окружающей среды, оптимизированными для высокой стабильности. Количество O2, потребляемое мухами дикого типа в этом аппарате, соответствует тому, которое было измерено в предыдущих исследованиях. Массовое потреблениеO2 мутантами CASK, которые меньше по размеру и, как известно, менее активны, не отличалось от конгенной контрольной группы. Тем не менее, небольшой размер мутантов CASK привел к значительному снижению потребленияO2 в расчете на муху. Таким образом, микрореспирометр способен измерять потреблениеО2 у D. melanogaster, может различать скромные различия между генотипами и добавляет универсальный инструмент для измерения скорости метаболизма.

Введение

Способность измерять скорость метаболизма имеет решающее значение для полного понимания организма в его экологическом контексте. Например, необходимо измерить скорость метаболизма, чтобы понять ее роль в продолжительности жизни1, роль диеты в метаболизме2 или порог гипоксического стресса3.

Существует два основных подхода к измерению скорости метаболизма4. Прямая калориметрия измеряет расход энергии напрямую, измеряя выработку тепла. Косвенная калориметрия измеряет выработку энергии другими способами, часто с помощью респирометрического измерения потребления O2 (VO2), производстваCO2 или и того, и другого. Несмотря на то, что прямая калориметрия применяется к мелким эктотермам, включая Drosophila melanogaster5, респирометрия технически проще и чаще используется.

Несколько форм респирометрии были успешно использованы для измерения скорости метаболизма у дикого и мутантного D. melanogaster и дали представление о метаболических эффектах температуры6, социальной среды 3, диеты 3,7 и нарушений развития нервной системы8. Они делятся на два класса, которые значительно различаются по стоимости и сложности. Манометрия - это самый простой и наименее дорогой метод 9,10, при котором мухи помещаются в герметичную камеру, содержащую абсорбентСО2 и соединенную через тонкий капилляр с резервуаром для жидкости. По мере того, как О2 расходуется, аСО2 абсорбируется, давление в камере уменьшается, и жидкость втягивается в капилляр. Таким образом, заполненный жидкостью объем капилляра пропорционален VO2. Более сложные версии, которые компенсируют силу, действующую на жидкость в капилляре, также были использованы на D. melanogaster1. Преимущества манометрии заключаются в том, что она проста и недорога, но, поскольку она чувствительна к давлению, требует постоянных условий окружающей среды. Далее, поскольку израсходованный О2 не восполняется, парциальное давление О2 (РО2) внутри камер постепенно уменьшается.

Респирометрия с использованием газового анализа также регулярно применяется для D. melanogaster. В этом случае пробы газов отбирают через равные промежутки времени из герметичных камер, содержащих мух, и направляют на инфракрасный анализатор 2,6,11. Преимущества этого типа приборов заключаются в том, что они доступны в продаже, менее чувствительны к условиям окружающей среды, а газы обновляются во время отбора проб, чтобы PO2 оставался стабильным. Однако оборудование может быть дорогим и сложным в эксплуатации.

Недавно разработанный кулонометрический микрореспирометр12 представляет собой недорогую, чувствительную и стабильную альтернативу существующим системам. На практике организм помещается в герметичную камеру, где он потребляет O2, а выдыхаемыйCO2 удаляется абсорбирующим материалом, что приводит к чистому снижению давления в камере. Когда внутреннее давление снижается до заданного порога (ON-threshold), ток пропускается через электролитический генераторO2, возвращая давление ко второму порогу (OFF-threshold), останавливая электролиз. Перенос заряда через генератор О2 прямо пропорционален количеству О2, необходимому для повышения давления в камере, и поэтому может быть использован для измерения О2, потребляемого организмом4. Метод высокочувствителен, точно измеряет V O2, а регулярная заменаO2 может поддерживать PO2 на почти постоянном уровне в течение нескольких часов или дней.

В кулонометрическом микрореспирометре, используемом в данном исследовании, используется мультимодальный (давление, температура и влажность) электронный датчик. Датчик управляется микроконтроллером, который обнаруживает небольшие изменения давления и активирует генерацию O2 при достижении низкого порога давления12. Этот аппарат собран из готовых деталей, может использоваться с широким спектром камер и экспериментальных сред и успешно применяется для изучения влияния массы тела и температуры на жука Tenebrio molitor. В настоящем исследовании микрореспирометр был адаптирован для измерения потребленияO2 у D. melanogaster, который имеет примерно 1% массы T. molitor. Чувствительность аппарата была повышена за счет снижения порога активации генерацииO2, а стабильность окружающей среды была повышена за счет проведения экспериментов в водяной бане с регулируемой температурой и поддержания влажности внутри камер на уровне или близком к 100%.

Белок CASK (кальмодулин-зависимая серинкиназа), входящий в семейство мембраноассоциированных гуанилаткиназ (MAGUK), является молекулярным каркасом в различных мультибелковых комплексах, а мутации в CASK связаны с нарушениями развития нервной системы у человека и у D. melanogaster13,14. Жизнеспособный мутант D. melanogaster, CASKΔ18, нарушает активность дофаминергических нейронов 15 и снижает уровень активности более чем на 50% по сравнению с конгенной контрольной группой14,16. Из-за пониженных уровней активности мутантов CASK и роли катехоламинов в регуляции метаболизма17 мы предположили, что их стандартная скорость метаболизма и, следовательно, потреблениеO2 будут значительно снижены по сравнению с контрольной группой.

ПотреблениеO2 измеряли в CASKΔ18 и их конгенерах дикого типа, w(ex33). Группы мух помещали в респирометрические камеры, измеряли расход О2, рассчитывали и выражали расходО2 как по массе, так и по мухе. Аппарат зарегистрировал VO2 у мух дикого типа, что согласуется с предыдущими исследованиями, и он смог дифференцировать потребление O2 мухами дикого типа и мухами-мутантами CASK на муху.

протокол

1. Разведение и сбор мух

  1. Содержать мух при температуре 25 °C в узких флаконах, содержащих стандартный корм для дрозофилы .
    ПРИМЕЧАНИЕ: Размер выборки для каждого генотипа должен состоять, по крайней мере, из девяти репликаций, каждый из которых состоит из одной камеры респирометра, содержащей 15-25 мух, установленных так, как описано ниже.
  2. Переносят мух каждые 2-3 дня.
  3. Обезболивайте мухСО2, собирайте группы по 15-25 самцов каждого генотипа и помещайте каждую группу в свежие бездрожжевые пищевые флаконы.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Самцы использовались для уменьшения изменчивости из-за репродуктивного статуса. Метод применим к представителям обоих полов.
  4. Дайте мухам восстановиться при температуре 25 °C в течение не менее 24 часов.
    ПРИМЕЧАНИЕ: К моменту проведения эксперимента мухам должно быть 1-4 дня. Частота сборов, описанная в шаге 1.3, может быть установлена для сужения возрастного диапазона мух.

2. Настройка и сборка камеры респирометра

  1. Включите водяную баню и установите на ней нужную для эксперимента температуру.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Приведенные ниже эксперименты проводились при температуре 25 °C с использованием пробирок Schlenk объемом 50 мл в качестве камер. Компоненты должны быть собраны, как показано на рисунках 1А, 1Б и 1С.
  2. Тщательно очистите стыки матового стекла камер и пробок датчика, распылив 70% этанол на лабораторную салфетку (не непосредственно на стык) и вытерев пыль и старую смазку со штекера датчика (Рисунок 1A). Сотрите этанол свежей лабораторной салфеткой.
  3. Поместите на дно камеры 1 см кусок ватного валика, смоченного в очищенной воде, чтобы стабилизировать влажность.
    1. Добавьте достаточное количество воды (~0,5 мл), чтобы образовалась небольшая лужица на дне ватного валика.
  4. Вытрите воду, которая пролилась на стык камеры.
  5. Переложите мух на промаркированные полипропиленовые трубки с помощью воронки.
    1. Заткните трубочку ватным валиком.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Пробирки состоят из полипропиленовой пробирки объемом 5 мл, обрезанной до 5,5 см в длину и перфорированной горячим ножом, чтобы обеспечить свободный обмен воздуха с экспериментальной камерой. Известно, что анестезия CO2 вызывает метаболические аномалии, поэтому мух переносят без анестезии, что требует большей осторожности, чтобы не потерять мух.
  6. Добавьте в каждую камеру респирометра по одной вентилируемой трубке с мухами (поверх влажной ваты).
  7. Наполните картриджи с натронной известью (4-5 гранул в тюбике) и поместите их на верхнюю часть трубки с мухами внутри камеры.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Картриджи с натриевой известью состоят из центрифужных пробирок объемом 800 мкл, перфорированных 4-5 раз с помощью электродрели.
  8. Генераторы O2 заполнить раствором насыщенного сульфата меди (CuSO4) ниже уровня вентиляционных отверстий
    ПРИМЕЧАНИЕ: Генераторы Ø2 состоят из центрифужных трубок с завинчивающейся крышкой и 4 отверстиями, просверленными под резьбой. Платиновые (Pt) и медные (Cu) электроды припаиваются к двухконтактному разъему, вставляются в отверстия, просверленные в колпачке, и приклеиваются эпоксидной смолой. При электролизеCuSO4 образуетсяO2 , потребляемый экспериментальным организмом. CuSO4 токсичен для беспозвоночных, избегайте разливов или утечек и немедленно очищайте.
  9. Подключите заполненный генератор O2 к двухконтактному разъему на штекер датчика.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Медный катод должен соединиться с отрицательным выходом контроллера и платиновым анодом с положительным проводом. Обратные соединения приведут к провалу эксперимента.
  10. Поместите два небольших капля прозрачной силиконовой смазки на противоположные стороны стыка матового стекла штекера датчика.
  11. Вставьте заглушку в камеру и поверните плунжер (или камеру) с умеренным давлением, чтобы распределить смазку в соединении.
    1. Сотрите излишки жира лабораторной салфеткой.
  12. Защелкните пластиковые зажимы Keck на соединениях, чтобы зафиксировать заглушки в камерах. Собранная камера должна выглядеть, как показано на рисунке 1С.
  13. Повторите описанные выше шаги для количества камер, используемых для дневного эксперимента.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Количество камер, которые могут быть записаны, ограничено количеством доступных камер, контроллеров и USB-входов к компьютеру. В настоящих экспериментах семь камер обычно работали параллельно. Экспериментальные мухи, такие как мутанты, должны быть сопоставлены с соответствующими контрольными группами. Камера, установленная идентично, но без мух, должна быть включена в каждый эксперимент в качестве контроля за изменениями окружающей среды. Камеры, содержащие различные методы лечения (мутантный, дикий, бесполетный), следует чередовать между экспериментами.
  14. Поместите собранные камеры в стойку на водяной бане с открытыми запорными кранами (Рисунок 1E).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Чтобы избежать циркадных колебаний, камеры помещались в ванну между 9:30 и 9:50 утра для всех экспериментов, описанных здесь.
  15. Оставьте запорные краны открытыми (держите ручку параллельно запорному крану).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Будьте осторожны, чтобы вода не попала в запорные краны.
  16. Дайте камерам уравновеситься с открытыми запорными кранами в течение примерно 30 минут.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Пока камера находится в равновесии, подключите электронику и настройте сбор данных, как описано ниже.

3. Настройка контроллеров и компьютера

  1. Убедитесь, что переключатели, подающие ток на генераторыØ2 , находятся в положении OFF (вдали от разъема; Рисунок 1D).
  2. Подключите каждый блок контроллера к свободному порту USB.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Конструирование и программирование блоков контроллеров, описанных в другом месте12.
  3. Подключите контроллеры к камерам респирометра с помощью 6-жильных кабелей.
  4. Убедитесь, что на дисплеях контроллеров с органическими светодиодами (OLED) (рис. 1D) отображаются параметры окружающей среды.
  5. Кратковременно включите генераторы O2 с помощью переключателя на контроллере (рис. 1D).
    1. Если значение тока увеличивается с нуля до 35-55 мА, контроллер и камера готовы к экспериментам.
  6. Определите, какие COM-порты используются контроллерами, как описано ниже.
    1. Щелкните значок «Пуск » в Microsoft Windows.
    2. Нажмите на значок «Настройки ».
    3. Нажмите Bluetooth и устройства.
    4. Убедитесь, что контроллеры и их COM-порты отображаются в списке устройств.
  7. Откройте PuTTY на рабочем столе и настройте файл журнала для каждого канала респирометра, как описано ниже.
    ПРИМЕЧАНИЕ: PuTTY - это бесплатная безопасная оболочка и telnet-клиент, который используется для передачи данных на компьютер через COM-порты.
    1. Выберите COM-порт для контроллера, введя номер порта в поле «Последовательная линия» (Рисунок 2A).
    2. Нажмите « Ведение журнала».
    3. Выберите Printable Output (Вывод для печати) в разделе "Session logging" (Протокол сеанса) (рисунок 2B).
    4. В разделе Log File Name (Имя файла журнала) нажмите кнопку Browse (Обзор).
    5. В выбранной папке создайте имя файла, содержащее описательную информацию (например, дату, породу, номер COM-порта).
    6. Нажмите кнопку Сохранить.
    7. Нажмите кнопку Открыть. Откроется окно, показывающее регистрируемые данные с разделителями-запятыми (рисунок 2C).
    8. Повторите эти действия для всех остальных контроллеров, используемых в эксперименте. Вход на каждый COM-порт появится в виде отдельного окна (рисунок 2D).

4. Проведение экспериментов

  1. После того, как камеры уравновесится в течение 30 минут, загерметизируйте их, закрыв запорные краны.
  2. Накройте ванну и камеры коробом из пенополистирола для поддержания стабильной среды.
  3. Дайте уравновеситься еще час.
  4. Включите ток на генераторØ2 каждой камеры с помощью переключателя на блоке контроллера.
  5. После активации генераторов O2 убедитесь, что давление увеличилось до предварительно установленного давления OFF.
    ПРИМЕЧАНИЕ: 1017 гПа, что немного выше атмосферного давления, использовалось в качестве давления «OFF» в этой серии экспериментов. Возврат к атмосферному давлению будет свидетельствовать об утечке газа из камер. Кроме того, это позволяет использовать одно и то же давление в экспериментах независимо от атмосферного барометрического давления. Давление во включенном состоянии составляло 1016 гПа, что означало, что давление должно было упасть всего на 1 гПа, прежде чем генераторO2 был активирован. Это обеспечило достаточную чувствительность для измерения потребленияО2 у дрозофилы. После того, как давление в камере будет установлено до значения «OFF», ток должен упасть до нуля.
  6. Пусть эксперимент продолжается в течение 3 или более часов.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Более высокое VO2 при повышенных температурах может сократить время эксперимента. Время от времени контролируйте работоспособность оборудования, но избегайте чрезмерной активности вблизи камер, которая может повлиять на стабильность температуры.

5. Завершаем эксперимент

  1. Выключите генераторы O2 на всех контроллерах.
    ПРИМЕЧАНИЕ: В первую очередь избегайте запуска генераторов O2 при открытых камерах.
  2. Откройте запорные краны, чтобы открыть камеры.
  3. Оставьте окна PuTTY открытыми еще на 5–15 минут, чтобы получить окончательный базовый уровень.
  4. Закройте окно PuTTY для каждого контроллера, завершив запись.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Все эксперименты заканчивались между 16:50 и 17:10.
  5. Отсоедините датчики от кабелей.
  6. Переместите камеры на сухую стойку.
  7. Вынимайте заглушки датчиков из камер по одному.
  8. Отсоедините генераторыØ2 и поместите их в штатив для трубок.
  9. Сотрите смазку со штекера датчика и храните его в стойке.
  10. Очистите стыки камеры от жира и удалите трубки с мухами и натронной известью.
  11. Обезболивайте мух в каждой пробирке с помощьюCO2, постукивайте по грузовой лодке и взвешивайте на микровесах.
    1. Запишите вес и количество мушек для каждой пробирки.
  12. Отбросьте мух или отложите их для дополнительных процедур.
  13. Натриевую известь из картриджей высыпать в контейнер для отходов.
  14. Откройте генераторO2 и выбросьте растворCuSO4 в контейнер для отходов.
    1. Промойте электроды и трубку очищенной водой.
    2. Поставьте трубные стеллажи для сушки.

6. Анализ данных переноса заряда

  1. Импортируйте данные в виде текста, разделенного запятыми, в электронную таблицу, при этом каждая запись будет содержать отдельный лист.
  2. Записывайте данные о токе и времени для каждого импульса генератораO2 . Начиная с первого импульса после того, как в камере было создано давление, записывайте время начала и время окончания (в виде номеров строк) каждого текущего импульса. Это номер строки, когда ток поднимается выше нуля (обычно примерно до 45-50 мА) до последней строки, которая выше нуля.
  3. Составьте на листе таблицу, в которую будут записаны следующие данные:
    1. Средняя амплитуда тока во время импульса: = СРЗНАЧ([первая строка импульса]:[последняя строка импульса]) для каждого импульса (из текущего столбца).
    2. Длительность импульса: ([Последняя строка импульса] - [первая строка импульса[-одна строка]])/1000 для каждого импульса (из столбца время в миллисекундах).
    3. Общее время эксперимента: [время в начале последнего импульса] - [время в конце первого импульса после герметизации камеры] (из столбца время в минутах).
  4. Затем вычислите перенос заряда (Q) для каждого импульса (средняя длительность тока X)
  5. Просуммируйте заряд всех импульсов, чтобы рассчитать общий заряд (Qtot).

7. Анализ потребленияО2

  1. Настройте новую электронную таблицу для всех данных и введите или рассчитайте следующее для каждой камеры:
    1. Qtot (общий заряд)
    2. Родинки (= Q ÷ 96485 × 4)
    3. мл O2 (= моль × 22413 мл/моль)
    4. Общее время (из анализа данных выше)
    5. мл мин-1 (= мл O2 ÷ общее время)
    6. Вес в граммах (мухи под наркозом и взвешенные после эксперимента)
    7. мл мин-1 г-1 (= мл мин-1 ÷ вес в граммах)
    8. мл/ч/г (вышеуказанные × 60)
    9. мг/муха (= вес мух ÷ количество мух)
    10. мкл мухи-1 ч-1 (= (мл мин-1 × 3600) ÷ количество мух).
  2. Сведите в таблицу данные по каждому лечению (например, генотипу)
  3. Сравните лечение с помощью ANOVA, t-критерия или u-критерия Манна-Уитни 13.

Результаты

Выходы давления и тока контроллера респирометра показаны для одной камеры в одном эксперименте на рисунке 3А. Первый, длинный импульс тока создавал давление в камере от давления окружающей среды (примерно 992 гПа) до заданного порога выключения 1017 гПа. По мере того, как му?...

Обсуждение

Приведенная выше методика демонстрирует измерение потребленияО2 у D. Melanogaster с помощью электронного кулонометрического микрореспирометра. Полученные данные о потребленииО2 у D. melanogaster дикого типа находились в пределах диапазонов, описанных в большинстве предыдущи...

Раскрытие информации

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Благодарности

Мы благодарим д-ра Линду Рестифо из Университета Аризоны за предложение провести тестирование потребления O2 мутантами CASK и за отправку мутантов CASK и их конгенных контрольных групп. Плата за публикацию была предоставлена Департаментским фондом реинвестирования биологического факультета Университета Колледж-Парка. Помещение и некоторое оборудование были предоставлены университетами в Шейди-Гроув.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
19/22 Thermometer AdapterWilmad-LabglassML-280-702Sensor Plug
2 ml Screwcap TubesFisher3464O2 generator
2-Pin ConnectorZyamy40PIN-RFB10O2 generator: cut to 2-pin
4-Pin Female ConnectorTE Connectivity215299-4Sensor Plug
5 ml Polypropylene TubeFalcon352063Cut to 5.5 cm and perforated 
50 ml Schlenk Tube 19/22 JointLaboyHMF050804Chamber
6-Conductor CableZenith6-Conductor 26 gaCable
6-Pin Female Bulkhead ConnectorSwitchcraft17982-6SG-300Controller
6-Pin Female ConnectorSwitchcraft18982-6SG-522Sensor plug
6-Pin Male ConnectorSwitchcraft16982-6PG-522Cable
800 ul centrifuge tubeFisher05-408-120Soda Lime Cartridge
ABS Plastic EnclosureBud IndustriesPS-11533-GController
Arduino Nano EveryArduino LLCABX00028Controller
BME 280 SensorDIYMallFZ1639-BME280Sensor Plug
Circuit BoardLheng5 X 7 cmController
Copper SulfateBioPharmBC2045O2 Generator
ComputerAzulleByte4Data Acquisition
Cotton RollsKajukajudo#2Cut in half to plug fly tubes
Cut in quarters for humidity
Environmental ChamberPercivalI30 VLC8Fly Care
EpoxyJB WeldPlastic BonderSecure Electrodes in O2 Generator
Fly FoodLab ExpressType RFly Care
Keck Clampsuxcella20092300ux0418Secures glass joint of chamber to plug
Low-Viscosity EpoxyLoctiteE-30CLSensor Plug
OLED DisplayIZOKEEIZKE31-IIC-WH-3Controller
Platinum Wire 24 gauGems14349O2 generator
Silicone greaseDow-CorningHigh Vacuum GreaseSeals chamber-plug connection
Soda LimeJorvetJO553CO2 absorption
Toggle SwitchE-Switch100SP1T1B1M1QEHController
USB CableSabrentCB-UM63Controller
USB HubAtollaHub 3.0Connect controllers to computer
Water bathAmersham56-1165-33Temperature Control
Water Bath TankGlass Cages15-liter rimless acrylicBath for Respirometers

Ссылки

  1. Arking, R., Buck, S., Wells, R. A., Pretzlaff, R. Metabolic rates in genetically based long lived strains of Drosophila. Experimental Gerontology. 23 (1), 59-76 (1988).
  2. Henry, Y., Overgaard, J., Colinet, H. Dietary nutrient balance shapes phenotypic traits of Drosophila melanogaster in interaction with gut microbiota. Comparative Biochemistry and Physiology Part A: Molecular & Integrative Physiology. 241, 110626 (2020).
  3. Burggren, W., Souder, B. M., Ho, D. H. Metabolic rate and hypoxia tolerance are affected by group interactions and sex in the fruit fly (Drosophila melanogaster): new data and a literature survey. Biology Open. 6, 471-480 (2017).
  4. Lighton, J. R. B. . Measuring Metabolic Rates. , (2019).
  5. Fiorino, A., et al. Parallelized, real-time, metabolic-rate measurements from individual Drosophila. Scientific Reports. 8 (1), 14452 (2018).
  6. Berrigan, D., Partridge, L. Influence of temperature and activity on the rate of adult Drosophila melanogaster. Comparative Biochemistry and Physiology. 118 (4), 1301-1307 (1997).
  7. Hulbert, A. J., et al. Metabolic rate is not reduced by dietary-restriction or by lowered insulin/IGF-1 signalling and is not correlated with individual lifespan in Drosophila melanogaster. Experimental Gerontology. 39 (8), 1137-1143 (2004).
  8. Botero, V., et al. Neurofibromin regulates metabolic rate via neuronal mechanisms in Drosophila. Nature Communications. 12 (1), 4285 (2021).
  9. Yatsenko, A. S., Marrone, A. K., Kucherenko, M. M., Shcherbata, H. R. Measurement of Metabolic Rate in Drosophila using Respirometry. Journal of Visualized Experiments. (88), 51681 (2014).
  10. Ross, R. E. Age-specific decrease in aerobic efficiency associated with increase in oxygen free radical production in Drosophila melanogaster. Journal of Insect Physiology. 46 (11), 1477-1480 (2000).
  11. Brown, E. B., Klok, J., Keene, A. C. Measuring metabolic rate in single flies during sleep and waking states via indirect calorimetry. Journal of Neuroscience Methods. 376, 109606 (2022).
  12. Sandstrom, D. J., Offord, B. W. Measurement of oxygen consumption in Tenebrio molitor using a sensitive, inexpensive, sensor-based coulometric microrespirometer. Journal of Experimental Biology. 225 (9), jeb243966 (2022).
  13. Becker, M., et al. Presynaptic dysfunction in CASK-related neurodevelopmental disorders. Translational Psychiatry. 10 (1), 312 (2020).
  14. Slawson, J. B., et al. Central Regulation of Locomotor Behavior of Drosophila melanogaster Depends on a CASK Isoform Containing CaMK-Like and L27 Domains. Genetics. 187 (1), 171-184 (2011).
  15. Slawson, J. B., et al. Regulation of dopamine release by CASK-Î2 modulates locomotor initiation in Drosophila melanogaster. Frontiers in Behavioral Neuroscience. 8, (2014).
  16. Andrew, D. R., et al. Spontaneous motor-behavior abnormalities in two Drosophila models of neurodevelopmental disorders. Journal of Neurogenetics. 35 (1), 1-22 (2021).
  17. Ueno, T., Tomita, J., Kume, S., Kume, K. Dopamine Modulates Metabolic Rate and Temperature Sensitivity in Drosophila melanogaster. PLoS ONE. 7 (2), e31513 (2012).
  18. Van Voorhies, W. A., Khazaeli, A. A., Curtsinger, J. W. Lack of correlation between body mass and metabolic rate in Drosophila melanogaster. Journal of Insect Physiology. 50 (5), 445-453 (2004).
  19. Norton, F. J. Permeation of gases through solids. Journal of Applied Physics. 28 (1), 34-39 (1957).
  20. Hoegh-Guldberg, O., Manahan, D. T. Coulometric measurement of oxygen-consumption during development of marine invertebrate embryos and larvae. Journal of Experimental Biology. 198 (1), 19-30 (1995).
  21. Sohal, R. S., Agarwal, A., Agarwal, S., Orr, W. C. Simultaneous overexpression of copper- and zinc-containing superoxide dismutase and catalase retards age-related oxidative damage and increases metabolic potential in Drosophila melanogaster. Journal of Biological Chemistry. 270 (26), 15671-15674 (1995).
  22. Van Voorhies, W. A., Melvin, R. G., Ballard, J. W. O., Williams, J. B. Validation of manometric microrespirometers for measuring oxygen consumption in small arthropods. Journal of Insect Physiology. 54 (7), 1132-1137 (2008).
  23. Herreid, C. F., Full, R. J. Cockroaches on a treadmill: Aerobic running. Journal of Insect Physiology. 30 (5), 395-403 (1984).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

O2CO2O2CASKO2

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены