Этот протокол имеет большое значение, поскольку он обеспечивает прямой и экономически эффективный метод измерения температуры скелетных мышц. Более того, его можно использовать в различных контекстах и при стимуляции фармакологическими средствами. Основным преимуществом данной методики является количество животных, которых можно тестировать одновременно.
Минимальное беспокойство животных, описанное здесь, позволяет избежать необходимости в высокотехнологичных методах, таких как инфракрасная термография. Люди могут испытывать трудности с измерением температуры животных в домашней клетке или на беговых дорожках во время движения. Это можно смягчить, практикуя методы измерения во время испытаний привыкания.
Начните с нагрева закрытых транспондеров между руками в перчатках и убедитесь, что вы сохраняете стерильность, работая с транспондерами. Измерьте температуру с помощью температурного сканера и проверьте, считывает ли транспондер изменения температуры. После обезболивания мыши, как описано в рукописи, используйте хирургические ножницы, чтобы сделать неглубокий разрез через кожу на правой задней конечности.
Поместите острый край предварительно запрограммированного и неограниченного стерильного транспондера в разрез, параллельно икроножной мышце. Убедитесь, что зеленый поршень обращен вверх и виден. Продолжайте проталкивать аппликатор транспондера в разрез до тех пор, пока отверстие аппликатора транспондера не перестанет быть видимым.
Поверните аппликатор на 180 градусов, чтобы зеленый поршень был обращен вниз к конечности мыши и больше не был виден экспериментатору. После того, как аппликатор транспондера помещен рядом или частично заключен в икроножную мышцу, толкните зеленый плунжер, позволяя давлению аппликатора направлять руку исследователя от мыши. Используя щипцы, держите открытую кожу вместе.
Поместите намотанный зажим со стерильным автоклипом, при необходимости согните. Используйте рассасывающиеся швы перед стерильным автоклипом, чтобы закрыть слой фасции. С помощью транспондерного считывателя проверьте температуру мышц мыши.
После удаления мыши из наркоза поместите ее в чистую домашнюю клетку поверх грелки и убедитесь, что домашняя клетка включает чайный шарик с полотенцем без запаха, чтобы начать привыкание. Назначьте место стояку в испытательной комнате и, чтобы избежать путаницы переменных, разделите стояки, установленные для получения различных контекстных стимулов, как минимум на два метра. Используя магнитные полосы, прикрепите хирургические листы через стояк и создайте визуальный барьер для минимизации колебаний температуры из-за активности мыши в ответ на движение экспериментатора.
Приготовьте чайные шарики с контролем и запахом хищника полотенцами. Перенесите животное в подготовленную испытательную комнату. Поместите животное в заранее назначенное место на стояке и избегайте изменения местоположения стояка между процедурами привыкания и тестирования.
Извлеките мяч из домашней клетки мыши. Восстановите клетку с помощью ткани или хирургической простыни и позвольте мыши акклиматизироваться в испытательном пространстве в течение одного-двух часов. После завершения акклиматизации используйте сканер для измерения и записи базовой температуры объекта.
Раскройте клетку и положите чайный шарик на пол домашней клетки. Замените крышку клетки и тканевое покрытие. Запустите секундомер и измерьте температуру испытуемых в том же порядке размещения чайного шарика.
Записывайте температуру и время часов измерений, следуя желаемым временным точкам. Подготовьте беговые дорожки к тестированию, убедившись, что шокеры работают. Убедитесь, что животные используют одну и ту же беговую дорожку для привыкания и тестирования процедур.
Переместите мышь в комнату для тестирования и позвольте ей акклиматизироваться в течение одного-двух часов в своей домашней клетке. Прежде чем переместить мышь на беговую дорожку, измерьте и запишите ее базовую температуру. Для легкого размещения и удаления прикрепите контрольные полотенца или полотенца с запахом хищника к потолку или под передней частью беговой дорожки.
Направьте мышь в назначенную беговую дорожку. Включите ремень беговой дорожки и шокер, запустите секундомер и проведите измерения испытуемых в том же порядке, в котором они были установлены на беговых дорожках. Записывайте температуру и время часов измерений, следуя желаемым временным точкам.
Как только тест будет завершен, выключите шокер и беговую дорожку и верните мышь в ее домашнюю клетку. Очистите беговую дорожку, используя жидкое моющее средство и воду, и удалите остаточный запах хищника. Повторные испытания по привыканию значительно снижали мышечную температуру мышей, показывая, что мыши привыкли к тестовой среде и протоколу.
Комбинированный анализ пола в четвертом испытании не показал существенной разницы между измерениями температуры до движения и исходными измерениями, демонстрируя эффективность одночасовой акклиматизации к контексту тестирования. Фармакологическая стимуляция с использованием окситоцина у мышей показала снижение мышечной температуры относительно исходного уровня с максимальным снижением через 30 минут. Мышечную температуру нормализовали через 60 минут после инъекции окситоцина.
Устойчивое повышение мышечной температуры наблюдалось у крыс Sprague Dawley после удаления запаха хищника в качестве контекстуальных стимулов. Крысы Sprague Dawley показали устойчивое повышение температуры в ответ на запах хорька по сравнению с контрольным запахом. В присутствии других неприятных запахов хорька производит и поддерживает устойчивое термогенное изменение по сравнению со всеми другими условиями.
При попытке этой процедуры крайне важно приучить животных к протоколу тестирования и запланировать один-два часа акклиматизации каждый день тестирования.
