Implantación De Stents Coronarios De Tamaño Humano En La Aorta Abdominal De Rata Usando Un Acceso Trans-Femoral

Resumen

Este protocolo describe la implantación de stents coronarios humanos en la aorta abdominal de ratas con un apoE^-/- fondo usando un acceso transporte-femoral. En comparación con otros modelos animales, los modelos murinos tienen las ventajas de un alto rendimiento, reproducibilidad, facilidad de manejo y alojamiento, y una amplia disponibilidad de marcadores moleculares.

Resumen

La intervención coronaria percutánea (ICP), combinada con el despliegue de un stent coronario, representa el patrón oro en el tratamiento intervencionista de la enfermedad arterial coronaria. La reestenosis en stent (ISR) está determinada por una proliferación excesiva de tejido neointimal dentro del stent y limita el éxito a largo plazo de los stents. Una variedad de modelos animales se han utilizado para aclarar los procesos fisiopatológicos subyacentes a la reestenosis en stent (ISR), siendo los modelos porcinos coronarios y de la arteria ilíaca del conejo los más frecuentemente utilizados. Los modelos murinos proporcionan las ventajas de un alto rendimiento, facilidad de manejo y alojamiento, reproducibilidad y una amplia disponibilidad de marcadores moleculares. El modelo de ratón deficiente en apolipoproteína E (apoE^-/-) ha sido ampliamente utilizado para estudiar enfermedades cardiovasculares. Sin embargo, los stents deben ser miniaturizados para ser implantados en ratones, lo que implica cambios importantes de sus propiedades mecánicas y (potencialmente) biológicas. El uso de apoE^-/- las ratas pueden superar estas deficiencias como apoE^-/- las ratas permiten la evaluación de stents coronarios de tamaño humano mientras que al mismo tiempo proporcionan un fenotipo atherogenic. Esto los convierte en un modelo excelente y confiable para investigar la ISR después de la implantación del stent. Aquí, describimos, detalladamente, la implantación de stents coronarios humanos disponibles en el comercio en la aorta abdominal de ratas con un apoE^-/- fondo usando un acceso transporte-femoral.

Introducción

La intervención coronaria percutánea (ICP), combinada con el despliegue de un stent coronario, representa el patrón oro en el tratamiento intervencionista de la enfermedad arterial coronaria^1. El éxito a largo plazo de los stents, sin embargo, puede verse limitado por la aparición de reestenosis en stent (ISR) que está determinada por una proliferación excesiva de tejido neointimal dentro del stent^2,3. La ISR puede requerir una reintervención con revascularización coronaria o re-ICP. Se han sugerido una variedad de modelos animales para el estudio de la ISR, cada uno de ellos con ventajas y deficiencias. Los principales inconvenientes de los modelos de arterias ilíacas coronarias y conejos más comúnmente utilizados, aunque desarrollando lesiones marcadamente similares a las de los humanos después de la implantación del stent^4,5,son los grandes costos de animales y alojamiento que traen consigo dificultades logísticas, especialmente en estudios a largo plazo, así como limitaciones en el manejo y el equipo. Además, la disponibilidad de anticuerpos contra las proteínas celulares de cerdos y conejos es limitada. Por otro lado, los modelos murinos proporcionan las principales ventajas de un alto rendimiento y reproducibilidad, así como facilidad de manejo, alojamiento y, por lo tanto, rentabilidad. Además, un mayor número de anticuerpos están disponibles. Sin embargo, mientras que los ratones con deficiencia de Apolipoproteína E (apoE^-/-)han sido ampliamente utilizados para el estudio de la aterosclerosis^6,7,8,no son adecuados para el estudio de la ISR, ya que los stents tienen que ser miniaturizados para ser implantados en ratones, lo que potencialmente cambia las propiedades mecánicas de los stents. Por otra parte, la pared aórtica de los ratones mide entre 50 μm en ratones jóvenes y 85 μm en ratones viejos^9,y los stents tienen que ser desplegados utilizando niveles de presión tan bajos como 2 atm, lo que podría conducir a la malaposición del stent¹⁰. Las ratas, sin embargo, permiten la implantación de stents coronarios humanos disponibles en el mercado, y demuestran un curso de curación vascular similar a los animales más grandes después de la implantación del stent aórtico, reportado por primera vez por Langeveld et al.^11. Esta técnica requirió originalmente un acceso transporte-abdominal, que hizo necesario una constricción física de la aorta para alcanzar una interrupción temporal del flujo de sangre. Para evitar la lesión potencialmente asociada a los vasos y las reacciones inflamatorias, la técnica se perfeccionó posteriormente mediante la introducción de un acceso trans ilíaco, lo que además resultó en una mayor tasa de supervivencia de los animales^12.

Debido a que las ratas de tipo salvaje no desarrollan lesiones ateroscleróticas^13,las ratas apoE^-/- se han generado ratas utilizando técnicas de nucleasa como la Ncleasa Efectora Activadora de Transcripción (TALEN)^14,las repeticiones palindrómicas cortas agrupadas regularmente interespaciadas (CRISPR/Cas9)^15,y zinc finger (ZF)^16. ApoE^-/- las ratas han estado disponibles comercialmente desde 2011. Proporcionando un fondo atherogenic, las ratas del apoE^-/- permiten una evaluación más realista de stents coronarios de tamaño humano, especialmente con respecto a ISR.

Adjunto, describimos el método vía la ruta de acceso transfemoral y usando un stent droga-que eluting del fino-puntal del fino-cromo disponible en el comercio (DES), sin embargo, puede también ser aplicado para el estudio de otros tipos stents, tales como stents del metal desnudo (BMS) o stents biodegradables.

Protocolo

Los experimentos se realizaron de conformidad con la ley alemana de bienestar animal (TSchG) y la Directiva 2010/63/UE relativa a la protección de los animales utilizados con fines científicos. La aprobación oficial para este estudio fue otorgada por el Comité Gubernamental de Cuidado y Uso de Animales (Protocolo No.: AZ 87-51.04.2010.A065; Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen, Recklinghausen, Alemania). El protocolo de estudio cumplió con la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio. El tratamiento del dolor postoperatorio se basa en las recomendaciones de la Sociedad Alemana para la Ciencia de Animales de Laboratorio (GV-SOLAS), así como en la Iniciativa de Terapia Veterinaria del Dolor.

1. Técnicas básicas y procedimientos comunes

1. Use apoE homocigótico^-/- Ratas Sprague-Dawley. Identificar el genotipo de cada animal mediante métodos estándar¹⁷.
2. Mantener a los animales en condiciones idénticas (21 °C ± 2 °C, 60% ± 5% de humedad y un ciclo de luz/oscuridad de 12 h) y garantizar el libre acceso al agua y a los alimentos.
3. Lleve a cabo todos los procedimientos en condiciones limpias pero no esteriles.
4. Una vez que la rata es anestesiada, realice todos los procedimientos bajo un microscopio quirúrgico a un aumento de 16x.
5. Use hisopos de algodón para la hemostasia de compresión. Los hisopos de gasa (5 cm x 5 cm) empapados con solución de ringer lactato son útiles para mantener la ingle húmeda.
6. Siga las regulaciones de eliminación de residuos para eliminar los materiales usados.

2. Preparaciones antes de la cirugía

1. Prepare los medicamentos veterinarios antes de comenzar la operación. Mantenga todas las soluciones a temperatura ambiente, a menos que se indique lo contrario.
2. Treinta minutos antes del procedimiento, administre 0.03-0.05 mg/kg de buprenorfina por vía subcutánea.
3. Anestesiar a la rata con una inyección intraperitoneal de 100 mg/kg de peso corporal (BW) (S)-ketamina y 8 mg/kg de BW xilazina.
4. Evalúe el peso de la rata usando una báscula de pesaje.
5. Coloque la rata en una almohadilla térmica y fije las extremidades superiores e inferiores con cinta adhesiva médica. Coloque a la rata con su miembro trasero izquierdo completamente extendido y lo más en línea con su columna vertebral como sea posible para crear una línea recta entre la arteria femoral y la aorta. Esto facilitará el avance del stent montado en un balón a través de la bifurcación aórtica.
6. Mantener la anestesia con inhalación de isoflurano al 1,5% vol. en oxígeno al 97,5% a un caudal de 2 L/min.
   NOTA: Permita que la rata respire espontáneamente, sin intubación.
7. Aplique ungüento para los ojos para prevenir el daño ocular durante la inconsciencia.
8. Afeitar el pelaje de la ingle y el área inferior del abdomen de la rata y esterilizar la piel correspondiente con una solución de povidona-yodo.
9. Antes de comenzar la cirugía, verifique la profundidad adecuada de la anestesia pellizcando la punta de la cola y el tejido interdigital.

3. Cirugía

1. Haga una incisión medial de ~ 0.5 \ u20121 cm en la ingle izquierda para abrir la piel y la fascia subyacente.
2. Diseccione y sondee embotado embotado en las profundidades hasta que la arteria femoral izquierda que pulsa pueda ser identificada.
3. Usando fórceps muy finos, prepare la arteria femoral eliminando suavemente el tejido conectivo circundante. Tenga cuidado de no dañar ni el nervio femoral ni la vena femoral, que es medial a la arteria.
4. Preparar aproximadamente 1 cm de la arteria femoral. Coloque cuidadosamente la punta de las fórceps debajo del recipiente para levantarlo suavemente.
5. Hilo piezas de 4-0 sutura de seda bajo las partes distales y proximales de la arteria y forman eslingas. Sujete los extremos de cada una de las dos eslingas de hilo entre las ramas de una abrazadera quirúrgica. Use las abrazaderas quirúrgicas para controlar la arteria. Estire y levante suavemente las eslingas para interrumpir temporalmente el flujo sanguíneo.
   NOTA: Trabaje rápido para evitar un torniquete prolongado que pueda llevar al daño tisular.
6. Usando micro tijeras afiladas, realice una arteriotomía en el medio de la arteria femoral.
7. Introduzca un cable guía a través de la arteriotomía. Al llegar a la eslinga del hilo proximal, suelte la tensión del hilo moviendo la abrazadera quirúrgica y avance el alambre guía más hacia la aorta abdominal.
   NOTA: Corte el alambre guía con un cortador de alambre para facilitar la manipulación.
8. Coloque el extremo proximal del alambre guía entre el diafragma y las arterias renales.
   NOTA: Avanzar demasiado el alambre guía conlleva el riesgo de lesión aórtica o cardíaca. Recomendamos abrir el abdomen para asegurar la colocación adecuada del alambre guía y del stent al menos para los primeros animales.
9. Introduzca un stent coronario engarzado y montado en un balón que mida 2,25 mm x 8 mm (máx. 2,5 mm x 8 mm) sobre el alambre guía en la arteria femoral y avance hacia la aorta abdominal.
10. Coloque el stent justo encima de la bifurcación aórtica pero debajo de las arterias renales. Despliegue el stent inflando el catéter del globo a 12 atm por 15 s usando un sistema de la jeringuilla del inflación.
11. Desinflar el catéter con balón y mantener la presión negativa de acuerdo con las recomendaciones del fabricante para el stent en uso.
12. Retire lentamente el catéter desinflado mientras deja el stent en su lugar.
13. Justo antes de sacar el catéter, cree tensión en el lazo del hilo por encima de la incisión con la abrazadera quirúrgica para interrumpir el flujo sanguíneo nuevamente. Luego retire el catéter con balón y ligar directamente el vaso proximally.
14. Ate los lazos próximos y distales del hilo de rosca para ligar la arteria femoral y para confirmar hemostasis adecuado de la arteriotomía. Las arterias colaterales asegurarán la perfusión adicional al miembro.
15. Cierre el músculo que borda la arteria, así como la incisión de la piel mediante el uso de 10-0 suturas no reabsorbibles.

4. Cuidado de animales después de la implantación de stent

1. Inmediatamente después de la operación, permita que la rata se recupere durante 60 minutos en una jaula de unidad de cuidados intensivos especial con aire calentado (30 \ u201235 ° C) y un suministro de oxígeno.
2. Observe a los animales cuidadosamente hasta que se recuperen por completo. Después, mueva las ratas a una jaula normal. Proporcionar acceso ad libitum al agua y los alimentos.
3. Administrar analgesia postoperatoria cada 6-12 horas con 0,03-0,05 mg/kg de buprenorfina (s.c., en 500μl de NaCl) durante un total de 72 horas bajo evaluación clínica.
4. Mezcle el alimento con clopidogrel (15 mg/kg) para evitar la trombosis del stent implantado.
5. Para mejorar las condiciones hipercolesterolémicas y la formación de placa, comience la alimentación con dieta occidental a las 6 semanas después del nacimiento y continúe hasta la eutanasia. Si se desea, una cohorte de animales alimentados con ratas normales puede servir como control.

5. Recolección y procesamiento de tejidos

1. Antes de comenzar la explantación de tejido en el punto de tiempo designado, eutanasiar al animal de acuerdo con las directrices de IACUC. Cosechar la aorta con stent para el análisis histológico al final del período de observación.
2. Abra el abdomen mediante una incisión en la línea media y retire el segmento con stent de la aorta, así como las partes adyacentes de la aorta sin stent, que miden 0,5 cm cada una.
3. Coloque el tejido en una solución de formol tamponado al 4% durante 24 h para la fijación.
4. Incrustar el tejido arterial con stent en plástico y realizar tinción histológica e inmunohistoquímica de acuerdo con los protocolos estándar^18,19.

6. Análisis histomorfométrico

1. Realizar análisis histomorfométricos de secciones secuenciales de la parte proximal, media y distal de la aorta con stent por medio de un microscopio conectado a una computadora con un software de análisis de imágenes apropiado.
2. Traza los contornos de la lámina elástica externa (EEL, entre adventitia y media), la lámina elástica interna (IEL, entre media y neointima), y la luz con una tableta de dibujo gráfico. A partir de estos valores, calcule el área EEL, el área IEL y el área de lumen con el software.
3. Calcule el porcentaje de reestenosis en stent (ISR) del área transversal:
   
4. Calcular el área neointimal total (A_i):
   
5. Mida el grosor neointimal (NIT) sobre cada puntal de stent como la distancia entre el puntal y la luz. Mida el NIT entre los puntales del stent como la distancia entre el IEL y la luz.
   Nota: Alternativamente, calcular NIT como
   
   donde P_L y P_IEL son el lumen y el perímetro interno de la lámina elástica, respectivamente^20.
6. Realizar análisis adicionales de acuerdo con los requerimientos del estudio.

Resultados

Este protocolo describe la implantación de stent en la aorta abdominal de ratas utilizando una vía de acceso transfemoral (Figura 1). El primer punto central de este modelo animal es que permite el despliegue de stents coronarios de tamaño humano. Un stent coronario engarzado y montado en el globo disponible en el comercio se puede colocar en la aorta abdominal de ratas. Así, además, se puede aplicar el mismo principio de despliegue de stent que en humanos. Otra ventaja del uso de ratas...

Discusión

Este protocolo describe la implantación de stents coronarios de tamaño humano en la aorta abdominal de las ratas del apoE^-/-. Vale la pena destacar varios aspectos técnicos. En primer lugar, se debe evitar un desajuste entre el tamaño del stent y el tamaño de la aorta. La colocación de un stent demasiado pequeño puede llevar a la malaposición del stent, mientras que la implantación de un stent que es demasiado grande para la aorta puede causar estiramiento excesivo, desgarro y lesión del vaso. Por lo...

Materiales

Name	Company	Catalog Number	Comments
Diet
SNIFF High Fat diet + Clopidogrel (15 mg/kg)	SNIFF Spezialdiäten GmbH, Soest	custom prepared	Western Diet
Drugs and Anesthetics
Buprenorphine	Essex Pharma	997.00.00
ISOFLO (Isoflurane Vapor) vaporiser	Eickemeyer	4802885
Isoflurane	Forene Abbott	B 506
Isotonic (0.9%) NaCl solution	DeltaSelect GmbH	PZN 00765145
Ringer's lactate solution	Baxter Deutschland GmbH	3775380
(S)-ketamine	CEVA Germany
Xylazine	Medistar Germany
Consumable supplies
10 mL syringes	BD Plastipak	4606108V
2 mL syringes	BD Plastipak	4606027V
6-0 prolene suture	ETHICON	N-2719K
4-0 silk suture	Seraflex	IC 158000
Bepanthen Eye and Nose Ointment	Bayer Vital GmbH	6029009.00.00
Cotton Gauze swabs	Fuhrmann GmbH	32014
Durapore silk tape	3M	1538-1
Poly-Alcohol Skin Desinfection Solution	Antiseptica GmbH	72PAH200
Sterican needle 18 G	B. Braun	304622
Sterican needle 27 3/4 G	B.Braun	4657705
Tissue Paper	commercially available
Surgical instruments
Graefe forceps curved x1	Fine Science Tools Inc.	11151-10
Graefe forceps straight	Fine Science Tools Inc.	11050-10
Needle holder Mathieu	Fine Science Tools Inc.	12010-14
Scissors	Fine Science Tools Inc.	14074-11
Semken forceps	Fine Science Tools Inc.	11008-13
Small surgical scissors curved	Fine Science Tools Inc.	14029-10
Small surgical scissors straight	Fine Science Tools Inc.	14028-10
Standard pattern forceps	Fine Science Tools Inc.	11000-12
Vannas spring scissors	Fine Science Tools Inc.	15000-08
Equipment
Dissecting microscope	Leica MZ9
Temperature controlled heating pad	Sygonix	26857617
Equipment for stent implantation
Drug-eluting stent Xience 2,25mm x 8mm	Abbott Vascular USA	1009544-18
Guide wire Fielder XT PTCA guide wire: 0.014" x 300cm	ASAHI INTECC CO., LTD Japan	AGP140302
Inflation syringe system	Abbott 20/30 Priority Pack	1000186
Tissue processing and analysis
30% H2O2	Roth	9681	Histology
Ethanol	Roth	K928.1	Histology
Giemsas Azur-Eosin-Methylenblau	Merck	109204	Histology
Graphic Drawing Tablet	WACOM Europe GmbH	CTL-6100WLK-S
Roti Histofix, Formaldehyd 4% buffered	Roth	P087	Histology
Technovit 9100	Morphisto	12225.K1000	Histology