АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

В данной работе подробно описаны операционные процедуры и меры предосторожности, которые необходимо предпринять во время прижигания ду-оксисессора при лечении анкилозирующего спондилоартрита у подопытных мышей.

Аннотация

Анкилозирующий спондилит (АС) – это прогрессирующая и инвалидизирующая форма артрита, которая в первую очередь поражает осевой скелет. Это заболевание в основном поражает позвоночник и крестцово-подвздошный сочленение. Сращение позвоночника и крестцово-подвздошного сочленения может произойти на поздней стадии заболевания, что приводит к тугоподвижности позвоночника и кифозу, а также затруднению ходьбы, что серьезно сказывается на качестве работы и повседневной деятельности и накладывает тяжелую нагрузку на пациента, семью и общество. Все большее внимание уделяется немедикаментозной терапии как альтернативной терапии АС. Прижигание – это древняя терапевтическая техника, используемая в традиционной китайской медицине (ТКМ). Дю-прижигательная терапия, уникальное и инновационное наружное лечение, разработанное на основе обычного прижигания, оказывает определенное терапевтическое воздействие на АС. Дю-прижигание умело сочетает в себе совместимые методы ТКМ для интеграции меридианов, акупунктурных точек, китайской фитотерапии и прижигания. В данной работе подробно описаны операционные процедуры и меры предосторожности, которые необходимо предпринять во время прижигания ду-коксесоса у подопытных мышей, чтобы обеспечить экспериментальную основу для изучения механизма прижигания ду-оксижига при лечении АС.

Введение

Анкилозирующий спондилит (АС) – это прогрессирующая и инвалидизирующая форма артрита, которая в первую очередь поражает осевой скелет. Согласно последнему эпидемиологическому исследованию, ~0,01%-1,8% людей в мире страдаютэтим состоянием1, большинство из которых молодые мужчины (соотношение мужчин и женщин ~2-3:1)2. Заболеваемость АС в китайской популяции составляет 0,2%-0,4%. Это заболевание в основном поражает позвоночник и крестцово-подвздошный сочленение. Спондилодез позвоночника и крестцово-подвздошного сочленения может произойти на поздних стадиях заболевания, что приводит к тугоподвижности позвоночника и кифозу, а также затруднению ходьбы, что серьезно влияет на качество работы и повседневной деятельности и ложится тяжелым бременем на пациента, семью и общество1. В настоящее время не существует окончательного решения проблемы АС, и предлагаемые методы лечения, как фармакологические, так и нефармакологические, в первую очередь направлены на облегчение боли, замедление прогрессирования заболевания и улучшение качества жизни. В последние годы, в связи с тем, что фармакотерапевтические возможности былиочень ограничены, все большее внимание уделяется нефармакотерапии, которая стала альтернативной терапией АС. В Китае пациенты часто предпочитают наружное лечение, состоящее из традиционной китайской медицины (ТКМ), которое имеет незначительные побочные эффекты и большое удобство во время лечения.

Прижигание – это древняя терапевтическая техника, используемая в ТКМ. Дю-прижигание – это техника наружного лечения, состоящая из «лечебного прижигания с пеной» на сегменте позвоночника меридиана Дю. Он в основном используется при лечении АС и показал свою безопасность и эффективность. По сравнению с обычным прижиганием, Du-прижигание имеет характеристики широкой площади прижигания, большого конуса моксы, сильной огневой мощи и высокой температуры4. Систематический обзор и мета-анализ свидетельствуют о том, что прижигание является эффективным дополнительным лечением АС5. Недавнее исследование подтвердило, что клинические симптомы и некоторые воспалительные факторы у пациентов с синдромом Аспергера были улучшены с помощью прижигания6. Исследования показали, что Du-прижигание может увеличивать содержание в мозге β-эндорфина и оказывать центральное обезболивающее действие7, подавлять экспрессию гена HLA-B27 8 и задерживать частоту рецидивов АС. Дю-прижигание также оказывает улучшающее действие на прогрессирование АС, снижая воспалительный индекс СОЭ (СОЭ) и уровни С-реактивного белка (СРБ), С-концевого пептида коллагена I типа (CTX-I) и белка Dickkopf1 (DKK1)9,10.

Другое клиническое исследование показало, что Du-moxiburnion может дополнительно регулировать неупорядоченные субпопуляции Т-клеток, Ig и комплемент C3 для балансировки иммунногомеханизма. С точки зрения метаболизма костной ткани, прижигание может ингибировать повышение уровня щелочной фосфатазы (ЩФ) и фосфора в сыворотке крови (S-P), повышения уровня кальция в сыворотке крови (S-Ca), минеральной плотности костной ткани (МПК) и прочности костей12. Кроме того, Du-прижигание может восстанавливать функцию позвоночника в нескольких точках, чтобы облегчить симптомы усталости у пациентов с синдромом Аспергера13. Некоторые исследования на животных выявили потенциальный механизм прижигания при лечении АС. Исследование показало, что прижигание значительно улучшило общее состояние здоровья, уменьшило уровень толщины лапы и снизило уровни IL-1β, PGE2, IL-6 и TNF-α в образцах ткани связок позвоночника. Анализ метаболических путей связал идентифицированные метаболиты с циклом ТСА, а также с липидным, аминокислотным, кишечной флорой и пуриновым метаболизмом14. Другое исследование показало, что прижигание подавляет экспрессию провоспалительных цитокинов, IL-1β, TNF-α, IL-17 и IL-6; снижение уровней мРНК RANKL, RANK, ALP и OCN; и улучшили гистопатологические признаки у мышей с синдромом Аспергера15.

Хотя эти исследования показывают, что прижигание может быть эффективным при лечении АС, необходимы дополнительные исследования, чтобы подтвердить эти результаты и определить оптимальный протокол лечения прижигания у пациентов с АС. Наша команда создала и модифицировала прижигание, основанное на базовой теории и практическом действии традиционного китайского прижигания, которое широко проводится и применяется в китайской клинической практике уже более 35 лет. Несмотря на то, что существует мало высококачественных исследований по лечению АС с помощью Du-moxiburnion, его показания к лечению АС подтверждены доказательствами. Однако механизм лечения АС с помощью Du-прижигания заслуживает дальнейшего изучения. Исследование на животных является важным методом изучения механизма Du-прижигания при лечении АС. Клиническое действие Du-прижигания является относительно зрелым, но редко используется при изучении механизма в экспериментах на животных. В данной работе подробно описана операция и меры предосторожности, которые необходимо предпринять во время Du-прижигания при лечении экспериментальных мышей с АС.

протокол

Все эксперименты на животных были одобрены Комитетом по этике благополучия экспериментальных животных Шаньдунского университета традиционной китайской медицины (No. SDUTCM20230831301).

1. Подготовка животных

  1. Заранее определите экспериментальные группы и количество животных в группе.
  2. Выбирайте самцов мышей BALb/c, содержате их при постоянной температуре 22 ± 1 °C, постоянной влажности 60 ± 5% и световой среде в течение 12 часов.

2. Создание модели мыши AS

ПРИМЕЧАНИЕ: Модель AS была индуцирована хрящевым протеогликаном (PG), который является классическим методом моделирования 16,17,18,19,20,21. Мышей линии BALB/c неоднократно иммунизировали ПГ для индуцирования тендинита и спондилита. См. Таблицу материалов для получения подробной информации, связанной с материалами, реагентами и инструментами, используемыми в этом протоколе.

  1. С помощью пипетки на 200 мкл наберите 200 мкл PG и CFA (или IFA) в центрифужную пробирку объемом 1,5 мл. Аккуратно встряхивая, смешайте жидкость в центрифужной пробирке.
  2. Поместите центрифужную пробирку в измельчитель для гомогенизации, а затем инкубируйте на льду в течение 4 минут. Установите в шлифовальной машине следующие параметры: 60 Гц, шлифовка 30 с, интервал 10 с, всего 6 циклов.
  3. Извлеките 0,2 мл эмульгированного белка PG из центрифужной пробирки шприцем объемом 1 мл.
  4. Возьмитесь и зафиксируйте мышь левой рукой. Уложите мышь в положение лежа на спине, держа голову ниже хвоста, чтобы предотвратить повреждение органов брюшной полости при введении шприца.
  5. Простерилизовать живот спиртовыми тампонами правой рукой.
  6. Держа шприц в правой руке, введите иглу подкожно слегка влево или вправо от linea alba ventralis в нижней половине живота.
  7. Протолкните иглу на 3-5 мм подкожно параллельно средней линии живота, а затем введите иглу в брюшную полость под углом 45° к коже.
  8. Проникнуть в брюшину, извлечь игольную пробку и медленно ввести эмульгированный PG-белок.

3. Дю-прижигание

ПРИМЕЧАНИЕ: Заранее подготовьте три наиболее важных сырья для дюкоксижения (Рисунок 1).

  1. Подготовьте шишки моксы. Возьмите бархат в руку, двумя ладонями, обращенными в противоположные стороны, прилагая скручивающее усилие, чтобы втереть бархат в форму веретена (Рисунок 2)
  2. Нарежьте имбирь небольшими кусочками и пюрируйте его в соковыжималке (рисунок 3). Процеживаем имбирное пюре через ватную марлю. Отделите имбирный сок и имбирную грязь от имбирного пюре, чтобы подготовиться к следующему шагу.
  3. Приготовьте 10 г имбирной грязи и 20 мл имбирного сока и разложите их по бумажным стаканчикам для последующего использования.
  4. Взвесьте 0,1 г порошка ТКМ (смесь порошка корицы, порошка гвоздики, порошка нотоптеригума, порошка антаридина и искусственного мускуса)22 и измельчите его в ступке.
  5. Поместите мышей в индукционный бокс наркозного аппарата для животных и обезболивайте их смесью 2-3% изофлурана и кислорода со скоростью потока 2 л/мин.
  6. Оцените глубину анестезии, наблюдая за отсутствием рефлекса испуга на начальном этапе, и проверьте уровень хирургической анестезии, проверив отсутствие педального рефлекса в ответ на легкое защемление пальца ноги.
  7. После того, как мышь дойдет до анестезии хирургической плоскости, достаньте ее из коробки и зафиксируйте на операционном столе в положении лежа. Совместите рот и нос мыши с выходным отверстием анестетика.
  8. Анестезия проводится через маску, прикрепленную к наркозному аппарату, через которую изофлуран и кислород подаются по недышащему контуру. Поддерживайте анестезию и держите мышь на грелке с температурой 37 °C в течение всей операции. Нанесите смазку на глаза, чтобы предотвратить пересыхание.
  9. Найдите акупунктурные точки и определите область стимуляции (рис. 4).
  10. Сбрейте волосы на спине мыши до тех пор, пока не станет видна кожа телесного цвета на задней части мыши. Убедитесь, что ширина удаления волос ~1,5 см, а длина от седьмого шейного позвонка до хвостового позвонка (рис. 5А).
  11. Нанесите приготовленный имбирный сок ватной марлей на выбритый участок (рисунок 3).
  12. Равномерно посыпьте порошок TCM пишущей кистью по срединной линии задней части мыши и накройте ее тутовой бумагой (рисунок 5B-D).
  13. Сделайте трапециевидный имбирный столбик длиной 6 см, шириной 1,5 см и толщиной 3 мм из имбирной грязи. Закрепите имбирный столбик на тутовой бумаге (рисунок 5E).
  14. Сделайте канавку над средней линией имбирного столбика (Рисунок 3) и поместите конус моксы на имбирный столбик.
  15. Зажгите конус моксы, поместив новый конус моксы после того, как сгорит предыдущий. Проверьте прочность имбирного столбика, чтобы не обжечь мышь, сжигая в общей сложности три конуса (Рисунок 5F).
  16. После того, как шишки моксы сгорят, сотрите имбирь и порошок TCM и очистите заднюю часть мыши. На этом этапе прекратите анестезию.
  17. Позвольте мыши прийти в сознание в новой клетке с неограниченным доступом к еде и воде. Поместите клетку на грелку, чтобы помочь в процессе восстановления. Наблюдайте за животным до тех пор, пока оно не придет в сознание.
  18. Как только мышь полностью восстановится, убедитесь в наличии рефлекса выпрямления, прежде чем возвращать ее в обычное положение.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Во время операции необходимо следить за психическим состоянием мышей, чтобы избежать слабого дыхания. Предотвратите ожоги, но держите мышей в тепле и избегайте синяков на когтях и хвосте.

4. Оценка индекса артрита (ИИ)

  1. Оцените оценку ИИ три раза: до моделирования, после моделирования и после лечения. Критерии оценки следующие: 0, отсутствие покраснения или отека; 1, легкое покраснение или припухлость в нескольких пальцах ног; 2, покраснение и отек большинства суставов пальцев ног и пальцев ног; 3, сильное покраснение и отек стоп и ниже голеностопного сустава; и 4, покраснение и отек стоп и голеностопного сустава23.
  2. Подсчитайте количество очков ИИ всех четырех лап с максимальным значением 16.

5. Тест Ротарод

ПРИМЕЧАНИЕ: Тест rotarod используется для оценки координации движений и равновесия путем регистрации времени, которое мыши проводят на вращающемся барабане. Этот эксперимент состоял из трех испытаний, разделенных 20-минутными интервалами. Официальные данные испытаний были записаны в третьем испытании, причем первые два использовались в качестве тренировочных упражнений.

  1. Поместите мышей на вращающиеся барабаны, которые вращаются при непрерывном ускорении от 4 до 40 об/мин в течение 300 с24.
  2. Измерьте время задержки (время до того, как мышь упадет со стержня). Обеспечьте набивку, чтобы предотвратить травму при падении.

6. Испытание в открытом поле (OFT)

ПРИМЕЧАНИЕ: OFT используется для оценки состояния вегетативных движений с целью выявления патологического поведения. Четыре квадратные арены открытого поля (50 см х 50 см х 40 см) были размещены вместе, чтобы сформировать снаряд. Дно ящика было разделено на девять равных квадратов.

  1. Контролируйте уровень фонового шума в лаборатории до уровня ниже 65 дБ.
  2. Протирайте весь аппарат 75% этанолом перед каждым испытанием.
  3. Поместите всех мышей в комнату для тестирования за 1 час до теста, чтобы дать им возможность адаптироваться к окружающей среде.
  4. Поместите мышей на квадратные арены открытого поля и дайте им исследовать их в течение 10 минут.
  5. Записывайте общее расстояние и скорость движения в течение 10 минут.

7. Эвтаназия и сбор образцов

  1. Поместите мышь в индукционный бокс для анестезии и обезболивайте ее смесью 2-3% изофлурана и кислорода со скоростью потока 2 л/мин. Как только мышь войдет в состояние глубокой анестезии, подтвержденное отсутствием педального рефлекса, переложите ее на операционный стол для поддерживающей анестезии.
  2. Возьмите и зафиксируйте мышь недоминантной рукой.
  3. Слегка надавите на область вокруг глаз, чтобы глазные яблоки были заложены и выпячивались.
  4. Используйте ножницы, чтобы подстричь усы мыши, чтобы предотвратить гемолиз, вызванный волосками.
  5. Подтвердите глубину анестезии, проверив отсутствие педального рефлекса в ответ на защемление пальца ноги. Используйте щипцы, чтобы захватить глазное яблоко и быстро удалить его, позволяя крови течь в микроцентрифужную пробирку из глазницы.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Также могут быть использованы альтернативные методы забора крови, такие как пункция сердца.
  6. Когда скорость капания крови замедлится, осторожно надавите на область сердца мыши, чтобы ускорить перекачку крови и получить больше крови. Затем усыпите мышь с помощью вывиха шейки матки.
  7. Держите ногу чуть выше голеностопного сустава с помощью щипцов в недоминантной руке. Затем отрежьте ножку чуть выше голеностопного сустава с помощью ножниц.

8. Гистологический анализ

  1. Погрузите образцы лодыжки в 4% параформальдегид более чем на 24 часа. Декальцинировать в 10% ЭДТА (рН = 7,4) в течение 1 месяца.
  2. Образцы замочить в 4% параформальдегиде на 2 ч.
  3. Затем замочите образцы в градиенте возрастающей концентрации этанола (70%, 80%, 90%, 100%, 100%, 100%). Замочите каждую концентрацию этанола на 1 час.
  4. Замочите образцы в ксилоле на 3 ч.
  5. Образцы лодыжки погрузить в парафин на 7 ч. Отложите парафиновые блоки в холодильник с температурой 4 °C.
  6. Нарежьте парафиновые блоки до толщины 6 мкм с помощью полуавтоматической машины для резки парафина.
  7. Замочите ломтики на 4 x 5 минут в ксилоле, чтобы завершить депарафинизацию.
  8. Замочите ломтики в градиенте убывающей концентрации этанола (100%, 100%, 95%, 75%) на 2 минуты каждый. Замочить в дистиллированной воде на 2 мин.
  9. Срезы окрашивают гематоксилином в течение 10 мин и промывают дистиллированной водой в течение 5 с.
  10. Замочите ломтики на 30 с в дифференцирующей жидкости и промойте дистиллированной водой в течение 5 с.
  11. Прокрасьте срезы эозином в течение 1 минуты и смойте дистиллированной водой в течение 3 минут.
  12. Замочите ломтики в градиенте возрастающей концентрации этанола (80%, 95%, 100%, 100%) на 1 минуту каждый. Замочить в ксилоле на 3 x 3 мин и запечатать ломтики25.

9. Иммуноферментный анализ (ИФА)

  1. Измерьте концентрации IL-17 и TNF-α в плазме с помощью соответствующих наборов в соответствии с инструкциями производителя.

10. Статистический анализ

  1. Выразите данные в виде среднего значения ± стандартной ошибки среднего значения (SEM).
  2. Определяют значимость с помощью однофакторного дисперсионного анализа (ANOVA) или двустороннего повторного измерения ANOVA, а затем с помощью тестов Бонферрони или Тамхане Т2 post hoc.
  3. Считайте P < 0,05 статистически значимыми.

Результаты

У модельных мышей, индуцированных ПГ, развились симптомы периферического артрита, характеризующиеся покраснением и отеком конечностей и пальцев ног, и постепенно развился аксиальный артрит уже на 14-й неделе, который очень похож на проявление АС. Таким образом, мышиная модель АС считал?...

Обсуждение

Клинически АС проявляется в виде отека спины, поясницы и суставов, а в тяжелых случаях может возникать деформация позвоночника и ригидность суставов26. Ранняя диагностика и лечение могут улучшить качество жизни, снизить показатели инвалидности и улучшить прогнозы пациент?...

Раскрытие информации

У авторов нет конфликта интересов, о котором можно было бы заявлять.

Благодарности

Эта работа была поддержана Общей программой Национального фонда естественных наук Китая (No 82174491) и Академической школой наследования Школы традиционной китайской медицины Цилу (No 82174491). Лу Вэйхань [2020]132). Спасибо Центру лабораторных животных Шаньдунского университета традиционной китайской медицины за предоставление нам экспериментальных условий.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
10% EDTAShanghai Macklin Biochemical Co., Ltd.,Shanghai, China
alcohol padsHYNAUT, Qingdao Hainuo Biological Engineering Co., LTD, Qingdao, China
anesthesia machineMedical Supplies & Services INT. LTD, Keighley, UK
centrifuge tubesAxygen, Corning, NewYork, UAS
complete Frech's adjuvant (CFA)aladdin,Shanghai, ChinaF393378
cotton ballHenan RUIKE MEDICAL Equipment Co., Ltd.,Xinxiang, China
cotton gauzeHenan RUIKE MEDICAL Equipment Co., Ltd.,Xinxiang, China
cutting boardself-preparation
decorin from bovine articular cartilageSigma-Aldrich, MO, USAD8428
depilatory creamVeet, Reckitt Benckiser (China) Investment Co. LTD, Shanghai, China
electronic scaleShanghai Yajin Electronic Technology Co., Ltd.,Shanghai, China
Eppendorf tubeAxygen, Corning, NewYork, UAS
eye lubricantBeijing Shuangji Pharmaceutical Co., LTD., Beijing, China
gingerself-preparation
GraphPad Prism 7 softwareGraphPad Software,Boston, USA
hair clipperSuper human Group CO LTD, Jinhua, China
heating padsShenzhen Leshuo Tech Co., Ltd.,Shenzhen, China
incomplete Freund’s adjuvant (IFA)aladdin,Shanghai, ChinaF393371
injection syringeShandong Xinhua Ande Medical Supplies Co., LTD, Zibo, China
isofluraneShenzhen Rayward Life Technology Co., LTD, Shenzhen, ChinaR510-22-10
joss stickShijiazhuang Lidu Fragrant Industry Co., LTD.,Shijiazhuang, China
juicerBraun (Shanghai) Co., Ltd.,Shanghai, China
knifeself-preparation
lighterZhejiang tiger-lighter Co. LTD
mortarLuoyang Yinai Ceramic Technology Co., LTD.,Luoyang, China
Mouse IL-17 ELISA Kitabsin, Shanghai, Chinaabs520009-96T
Mouse TNF-α ELISA KitWuhan Sanying, Wuhan, ChinaKE10002
mulberry paperYishui County Mulinsang paper Co., LTD, Linyi, China
OFTXinruan,Shanghai, ChinaXR-XZ301
paper cupself-preparation
pipettesOXFORD BIO INSTRUMENTS INC.,Oxford, UK
refined moxa velvetself-preparation
rotarodXinruan,Shanghai, ChinaXR-6C
scientz-48L cryogenic high throughput tissue grinderNingbo Xinzhi Biotechnology Co., LTD
scissorsShandong Jiaren Medical Supplies Co., Ltd., Zibo, China
semi-automatic paraffin sectioning machineLeica Camera AG, Watznach, Germany
SPSS 25.0 softwareInternational Business Machines Corporation, NewYork, UAS
TCM powderself-preparation
tipsBiosharp, Labgic, Beijing, China
writing brushYishui County Mulinsang paper Co., LTD, Linyi, China

Ссылки

  1. Sieper, J., Poddubnyy, D. Axial spondyloarthritis. Lancet. 390 (10089), 73-84 (2017).
  2. Lee, W., Reveille, J. D., Weisman, M. H. Women with ankylosing spondylitis: a review. Arthritis Rheum. 59 (3), 449-454 (2008).
  3. Sari, &. #. 3. 0. 4. ;., Öztürk, M. A., Akkoç, N. N. of ankylosing spondylitis. Turk J Med Sci. 45 (2), 416-430 (2015).
  4. Zhang, L., et al. Governor vessel moxibustion: Ancient Chinese medical technology with new vitality. Chin J Integr Med. 23 (5), 396-400 (2017).
  5. Hu, J., et al. Moxibustion for the treatment of ankylosing spondylitis: a systematic review and meta-analysis. Ann Palliat Med. 9 (3), 709-720 (2020).
  6. Liu, Y., Wang, P., Sun, Y. Y., Qu, J., Li, M. Efficacy of thunder-fire moxibustion in treating ankylosing spondylitis of kidney deficiency and governor meridian cold and its influence on TNF-α and RANKL: study protocol for a prospective, nonblinded, single-center, randomized controlled trial. Trials. 23 (1), 344 (2022).
  7. Chong, G. Q., Ma, Y., Sun, H. S., Zhang, T., Peng, W. Study on clinical and analgesic mechanism of moxibustion in the treatment of ankylosing spondylitis. J Clin Acupunct Moxib. (06), 48-49 (1999).
  8. Liu, W. Q., Lu, X. H. Clinical observation of Melilotus extract tablets combined with Dujiu for treating ankylosing spondylitis. Pharm Res. 35 (03), 182-184 (2016).
  9. Zhang, Y. L., Lin, J. H., Zhou, Y. Y., Zhao, G. Q., He, Y. T. Clinical observation of Bushen Qiangdu Zhilou decoction combined Du-moxibustion in treating ankylosing spondylitis. Chin J Exp Tradit Med Formulae. 21 (10), 190-194 (2015).
  10. Guo, L. J., et al. Clinical effect of moxibustion at governor vessel combined with Bushen Quhan Huashi prescription for ankylosing spondylitis and its effect on levels of CTX-I and DKK1 in serum. New Chin Med. 53 (10), 117-121 (2021).
  11. Deng, Y. X. Governor moxibustion treatment of ankylosing spondylitis the adjustment of the T-cell subsets observed. J Practical Tradi Chin Inter Med. 26 (18), 77-78 (2012).
  12. Wang, Y. Q. Mechanism of exercise combined with moxibustion in the treatment of osteoporosis in castrated rats. Chin J Gerontol. 37 (04), 839-840 (2017).
  13. Ren, J. Y., Li, F., Yan, J., Wan, C., Cai, L. Clinical study of Du-moxibustion combined with needling Huatuo Jiaji acupoint in the treatment of AS of kidney-Yang deficiency. J Clin Acupunct Moxib. 35 (06), 41-44 (2019).
  14. Xu, X., et al. Metabolomic analysis of biochemical changes in the tissue and urine of proteoglycan-induced spondylitis in mice after treatment with moxibustion. Integr Med Res. 10 (1), 100428 (2021).
  15. Xu, X., et al. Moxibustion attenuates inflammation and alleviates axial spondyloarthritis in mice: Possible role of APOE in the inhibition of the Wnt pathway. J Tradit Complement Med. 12 (5), 518-528 (2022).
  16. Li, X., et al. Inflammation intensity-dependent expression of osteoinductive wnt proteins is critical for ectopic new bone formation in ankylosing spondylitis. Arthritis Rheum. 70, 1056-1070 (2018).
  17. Cui, H., et al. CXCL12/CXCR4-Rac1-mediated migration of osteogenic precursor cells contributes to pathological new bone formation in ankylosing spondylitis. Sci Adv. 8 (14), eabl8054 (2022).
  18. Braem, K., Lories, R. J. Insights into the pathophysiology of ankylosing spondylitis: contributions from animal models. Joint Bone Spine. 79 (3), 243-248 (2012).
  19. Mikecz, K., Glant, T. T., Poole, A. R. Immunity to cartilage proteoglycans in BALB/c mice with progressive polyarthritis and ankylosing spondylitis induced by injection of human cartilage proteoglycan. Arthritis Rheum. 30, 306-318 (1987).
  20. Li, Z., et al. Tenascin-C-mediated suppression of extracellular matrix adhesion force promotes entheseal new bone formation through activation of Hippo signalling in ankylosing spondylitis. Ann Rheum Dis. 80 (7), 891-902 (2021).
  21. Glant, T. T., Cs-Szabo´, G., Nagase, H., Jacobs, J. J., Mikecz, K. Progressive polyarthritis induced in BALB/c mice by aggrecan from human osteoarthritis cartilage. Arthritis Rheum. 41, 1007-1018 (1998).
  22. Hu, B., Li, Y., Tan, J. Research progress of moxibustion in the treatment of ankylosing spondylitis. Rheum & Arthritis. 11 (05), 77-80 (2022).
  23. Yang, Y., Dong, Q., Li, R. Matrine induces the apoptosis of fibroblast-like synoviocytes derived from rats with collagen-induced arthritis by suppressing the activation of the JAK/STAT signaling pathway. Int J Mol Med. 39 (2), 307-316 (2017).
  24. Shiotsuki, H., et al. A rotarod test for evaluation of motor skill learning. J Neurosci Methods. 189 (2), 180-185 (2010).
  25. Liu, P., et al. A mouse model of ankle-subtalar joint complex instability induced post-traumatic osteoarthritis. J Orthop Surg Res. 16 (1), 541 (2021).
  26. Taurog, J. D., Chhabra, A., Colbert, R. A. Ankylosing spondylitis and axial spondyloarthritis. N. Engl. J. Med. 374, 2563-2574 (2016).
  27. Schett, G., et al. Enthesitis: From pathophysiology to treatment. Nat. Rev. Rheumatol. 13, 731-741 (2017).
  28. Duan, W. X., et al. Effect of different concentrations of Moxa-smoke on lung function and TNF-α and IL-1 β levels in serum and lung tissues in normal rats. Zhen Ci Yan Jiu [Acupuncture Research]. 43 (2), 98-103 (2018).
  29. Callhoff, J., Sieper, J., Weiß, A., Zink, A., Listing, J. Efficacy of TNFα blockers in patients with ankylosing spondylitis and non-radiographic axial spondyloarthritis: a meta-analysis. Ann Rheum Dis. 74 (6), 1241-1248 (2015).
  30. Schinocca, C., et al. Role of the IL-23/IL-17 pathway in rheumatic diseases: an overview. Front Immunol. 12, 637829 (2021).
  31. Gravallese, E. M., Schett, G. Effects of the IL-23-IL-17 pathway on bone in spondyloarthritis. Nat Rev Rheumatol. 14 (11), 631-640 (2018).
  32. Kenna, T. J., et al. Enrichment of circulating interleukin-17-secreting interleukin-23 receptor-positive γ/δ T cells in patients with active ankylosing spondylitis. Arthritis Rheum. 64 (5), 1420-1429 (2012).
  33. Poddubnyy, D., Sieper, J. Treatment of axial spondyloarthritis: what does the future hold. Curr Rheumatol Rep. 22 (9), 47 (2020).
  34. van der, H. D., et al. Ixekizumab, an interleukin-17A antagonist in the treatment of ankylosing spondylitis or radiographic axial spondyloarthritis in patients previously untreated with biological disease-modifying anti-rheumatic drugs (COAST-V): 16 week results of a phase 3 randomised, double-blind, active-controlled and placebo-controlled. Lancet. 392 (10163), 2441-2451 (2018).
  35. Fu, Y. S., et al. Pharmacological properties and underlying mechanisms of curcumin and prospects in medicinal potential. Biomed Pharmacother. 141, 111888 (2021).
  36. Hassan, A. S., Hofni, A., Abourehab, M. A. S., Abdel-Rahman, I. A. M. Ginger extract-loaded transethosomes for effective transdermal permeation and anti-inflammation in rat model. Int J Nanomedicine. 18, 1259-1280 (2023).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

JoVE200AS

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены