JoVE Logo
Yazarlar
Bize Ulaşın

Oturum Aç

Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliği gereklidir. Oturum açın veya ücretsiz deneme sürümünü başlatın.

Bu Makalede

  • Özet
  • Özet
  • Giriş
  • Protokol
  • Sonuçlar
  • Tartışmalar
  • Açıklamalar
  • Teşekkürler
  • Malzemeler
  • Referanslar
  • Yeniden Basımlar ve İzinler

Özet

Bu protokol, sıçan modelinde yüz sinir cerrahisi için tekrarlanabilir bir yaklaşım açıklar, yaralanma çeşitli indükleyici desenlerin açıklamaları da dahil olmak üzere.

Özet

Bu protokol, sıçan fasiyal sinir yaralanması modelinde aksonal rejenerasyon ve inhibisyonu incelemek için tutarlı ve tekrarlanabilir yöntemleri açıklamaktadır. Fasiyal sinir, intrakranial segmentinden ekstratemporal seyrine kadar tüm uzunluğu boyunca manipüle edilebilir. Rejeneratif özelliklerin deneysel çalışması için kullanılan sinir yaralanması üç birincil türü vardır: sinir ezmek, traproksiyon, ve sinir boşluğu. Olası müdahaleler in aralığı geniştir, sinir cerrahi manipülasyon dahil, nöroaktif reaktifler veya hücrelerin teslim, ve ya merkezi veya son organ manipülasyonları. Sinir rejenerasyonu için bu modelin avantajları basitlik, tekrarlanabilirlik, türler arası tutarlılık, sıçan güvenilir sağkalım oranları ve murine modellerine göre artan anatomik boyutu içerir. Onun sınırlamaları fare modeli ve sıçan üstün rejeneratif yeteneği karşı daha sınırlı bir genetik manipülasyon içerir, fasiyal sinir bilim adamı dikkatle iyileşme için zaman noktaları değerlendirmek gerekir ve yüksek hayvanlar ve insan çalışmaları sonuçları çevirmek için olup olmadığını. Fasiyal sinir hasarı için sıçan modeli sinir rejenerasyonu yorumlanması ve karşılaştırılması için fonksiyonel, elektrofizyolojik ve histomorfometrik parametrelersağlar. Bu nedenle insan hastalarda yüz sinir hasarı yıkıcı sonuçları nın anlaşılması ve tedavisi doğru büyük bir potansiyele sahiptir.

Giriş

Baş ve boyun bölgesindeki kranial sinir hasarı konjenital, enfeksiyöz, idiyopatik, iyatrojenik, travmatik, nörolojik, onkolojik veya sistemik etiyolojilere sekonder olabilir1. Kranial sinir VII, ya da fasiyal sinir, yaygın olarak etkilenir. Her yıl 100.000 kişi başına 20-30 etkiler gibi yüz sinir disfonksiyonu insidansı önemli olabilir2. Fasiyal sinirin ana motor dalları temporal, zigomatik, bukkal, marjinal mandibular ve servikal dalları; ilgili dala bağlı olarak, sonuçları oral yetersizlik veya salya, kornea kuruluğu, ptozis, dysarthria veya yüzasimetrisi ikinciderecede görme alanı tıkanıklığı içerebilir 2,3. Uzun süreli morbidite sinkinezis fenomeni içerir, ya da bir yüz kas grubunun istemsiz hareketi, ayrı bir yüz kas grubunun gönüllü kasılması girişimi ile. Oküler-oral sinkinez, fasiyal sinir hasarının bir sekeli olarak anormal rejenerasyonenin en sık görülenidir ve fonksiyonel bozulmaya, utanca, özsaygının azalmasına ve yaşam kalitesinin düşük olmasınedeniyle3. Tek tek dalların yaralanması, seçici olarak tehlikeye atılabilen işlevleri belirler.

Fasiyal sinir hasarının klinik tedavisi iyi standart değildir ve sonuçları iyileştirmek için daha fazla araştırmaya ihtiyaç duymaktadır. Steroidler akut fasiyal sinir şişmesi hafifletmek, Botox sinkinetik hareketleri temporizing için yararlı ise; ama, uygulayıcının armamentarium birincil rekonstrüktif seçenekleri sinir onarımı, ikame veya reanimasyon3,4,,5,6yoluyla cerrahi müdahale içerir. Sürdürülen yüz sinir hasarının türüne bağlı olarak, fasiyal sinir cerrahı bir dizi seçenek kullanabilir. Basit traneksiyon için, sinir reanastomoz yararlı ise kablo-greft onarım ı daha iyi bir sinir defekti için uygundur; fonksiyonun restorasyonu için, cerrah statik veya dinamik yüz reanimasyon prosedürleri ni seçebilir. Fasiyal sinir yaralanması ve sonraki onarım birçok durumda, deneyimli fasiyal sinir cerrahlarının elinde bile, en iyi sonuç hala kalıcı fasiyal asimetri ve fonksiyonel uzlaşma sonuçları7.

Bu suboptimal sonuçlar fasiyal sinir rejenerasyonu üzerinde kapsamlı bir araştırma teşvik var. İlgi geniş konular mükemmelleştirme ve sinir onarım teknikleri yenilik, çeşitli sinir rejenerasyon faktörlerinin etkisini belirleme ve synkinezin uzun vadeli sonucu mücadeleye yardımcı olmak için özel sinir inhibitörleri potansiyelini değerlendirmek8,9,10,11. In vitro modeller pro-büyüme veya inhibitör faktörlerin bazı özelliklerini değerlendirmek için kullanılabilir iken, bu konuda gerçek çeviri araştırma en iyi translatable hayvan modelleri ile gerçekleştirilir.

Araştırmacılar, koyun ve küçük hayvan modelleri gibi fareler12,13gibi hem büyük hayvanlar, kullandık gibi hangi hayvan modeli kullanmak için karar zor olabilir. Büyük hayvan modelleri ideal anatomik görselleştirme sunarken, kullanımları özel ekipman ve personel için hazır veya kolay bir şekilde bulunamaz. Ayrıca, bir çalışmayı etki göstermek için güç vermek son derece maliyetli olabilir ve potansiyel olarak birçok bilimsel merkezin uygulanabilir kapsamı içinde olmayabilir. Böylece, küçük hayvan modeli en sık kullanılmaktadır. Fare modeli yüz sinir cerrahisi ile ilgili sonuçların bir dizi değerlendirmek için kullanılabilir; ancak, sinirin sınırlı uzunluğu bilim adamı yeteneğini belirli desenleri modellemek için kısıtlayabilir, büyük boşlukyaralanma gibi14.

Böylece, sıçan minör prototip ilerlemiş hangi bilim adamı yenilikçi cerrahi prosedürleri gerçekleştirmek veya inhibitör veya pro-büyüme faktörleri kullanmak ve sonuç parametreleri geniş bir yelpazede etkisini değerlendirmek için beygir modeli olarak ortaya çıkmıştır. Sıçan yüz sinir anatomisi tahmin edilebilir ve kolayca tekrarlanabilir bir şekilde yaklaştı. Onun büyük ölçekli, fare modeli ile karşılaştırıldığında, cerrahi kusurları geniş bir yelpazede modelleme sağlar, basit trazeve için 5 mm boşluklar arasında değişen15,16. Bu ayrıca faktör topikal yerleşimi de dahil olmak üzere kusur yerinde karmaşık müdahalelerin uygulanması için izin verir, faktör intranöral enjeksiyonlar, ve izogreftveya köprülerin yerleşimi17,18,,19,20,21,22,23.

Sıçan uysal doğası, güvenilir anatomisi, ve etkili sinir rejenerasyon için eğilimi yaralanma söz konusu cerrahi desenlere yanıt olarak birçok sonuç önlemlerin toplanması için izin verir24. Sıçan modeli ile, fasiyal sinir bilim adamı immünohistokimya yoluyla yaralanma, sinir ve kas histolojik sonuçları elektrofizyolojik yanıtları değerlendirmek mümkün, vibrizal ped in izleme hareketi ile fonksiyonel sonuçlar ve göz kapanması değerlendirme, ve mikro- ve makroskopik değişiklikler floresan veya konfokal mikroskopi yoluyla, diğerleri arasında11,22,23,25,26,27,28,29. Böylece, aşağıdaki protokol sıçan fasiyal sinir ve indüklenebilir yaralanma desenleri için cerrahi bir yaklaşım ana hatlarıyla olacaktır.

Protokol

Tüm müdahaleler Ulusal Sağlık Enstitüleri (NIH) yönergelerine uygun olarak gerçekleştirilmiştir. Deneysel protokol, uygulamadan önce Michigan Üniversitesi Kurumsal Hayvan Bakım ve Kullanım Komitesi (IACUC) tarafından onaylandı. On haftalık yetişkin dişi Sprague-Dawley sıçanları kullanıldı.

1. Ameliyat gününden önce

  1. Ameliyat gününden önce uygun bir sterilize cerrahi aletler, analjezik ilaçlar, anestezik ilaçlar ve oksijen stoğu sağlayın. Tam liste için lütfen Malzeme Tablosu'na bakın.

2. Ameliyat öncesi kurulum

  1. En az iki kişi (cerrah ve bir asistan) için oda da dahil olmak üzere yeterli bir çalışma alanı sağlamak.
    NOT: Özel bir ameliyat masasına, anestezi makinesi kurulumu için oda ve sterilize edilmiş ve yedek malzemeler için yeterli depolama alanına ihtiyaç vardır.
  2. İşlemler sırasında kullanılmak üzere bir işletim mikroskobu kalibre edin. Cerrahın, kolların/düğmelerin üzerine sterilbir kapak yerleştirerek mikroskopun tutamaçlarını ve yakınlaştırma/odaklama düğmelerini ayarlama yeteneğine sahip olduğundan emin olun
    NOT: Kulpların/düğmelerin üzerinde sterilize alüminyum folyo kullandık.

3. Anestezi ve hazırlık

  1. Anestezi odasına hayvan yerleştirin ve genel anestezi neden 1.8% isofluranve 0.9 L/dk oksijen.
    1. Spontan solunumun değerlendirilmesi ve bir ayak ucuna hayvanın grimace yanıtını değerlendirerek bilincin değerlendirilmesi yoluyla yeterli bir anestezi düzlemini doğrulayın.
  2. Kornea tahrişine veya kuruluğuna karşı korunmak için göz yağlayıcısını iki taraflı olarak uygulayın.
  3. Operatif site(ler)i jilet veya otomatik makasla tıraş edin.
    1. Şu anda fare tanımlama için bir kulak etiketi veya kuyruk etiketi/işaretleme yoluyla bir yöntem belirleyin.
  4. Postoperatif ağrıya karşı profilaksi için hayvanın sırtı boyunca 0.05 mg/kg buprenorfin deri altı enjeksiyon uyguluyoruz.

4. Cerrahi yaklaşım ve yaralanma şekilleri

  1. Hayvanı ameliyat masasına aktarın ve gaz akışını nosecone ile devam edin. Vücut ısısını korumak için bir ısınma yastığının hayvanın ve steril alanın altına yerleştirilmesini sağlayın.
  2. Sıçan için bir boyun rulo olarak kullanmak için sterilize gazlı bez (rulo ve bant ile tutturdu) yerleştirin; bu cerrahi alanın gelişmiş bir maruz kalma sağlayacaktır. Hayvanın uygun konumlandırma verimli sinir tanımlama ve diseksiyon için çok önemli olduğunu unutmayın.
  3. İşlem için hayvanın yüz derisini hazırlayın. Dezenfeksiyon sağlamak için % 70 etanol ile dönüşümlü olarak cerrahi bölge 3x ovmak için klorheksidin veya iyot bazlı bir solüsyon kullanın.
  4. İsterseniz cerrahi kesiyi planlayın ve işaretleyin. Postauriküler derinin doğal katlanabilirliğini belirlemek için ipsilateral kulağı ön-posterior yönde manipüle edin.
  5. Moda bir 4-5 mm kesi postaüri kırışıklık keskin iris makas veya bir numara 15 bıçak kullanarak. Bu, daha sonra yordamda gerektiği gibi genişletilebilir.
  6. Bluntly ani deri altı fasya ile kesip maruz kalma artırmak için bir mikro-Weitlaner retraktör yerleştirin. Bu alanda küçük kalibreli kan damarları olabileceğini unutmayın; bu en iyi Weitlaner retractor üzerinden üstün veya aşağı geri çekerek kaçınılır.
  7. Kafatası tabanı boyunca yerleştirilmesi doğru bir alt-üst yönde seyahat olarak ön digastrik kas tanımlayın.
    1. Ön digastrik karın tendonunu ortaya çıkarmak için kas göbeğine ekleme noktası boyunca hafifçe yayılır. Tendon kafatası tabanına sağlam bir ekleme ile kas yayılan bir filmbeyaz süreç olarak görünür unutmayın.
  8. Anterior digastrik kas ve tendon belirlenmesinden sonra, daha fazla kas göbek geri çekmek için Weitlaner retractor ayarlayın. Daha sonra maruz kalan bölgenin, fasiyal sinirin ana gövdesinin bulunduğu üç boyutlu alan olduğunu unutmayın.
    NOT: Bu bölge kafatası tabanı ile üstün ve medial olarak sınırlanır, yanal anterior digastrik kas tarafından, kulak kanalı tarafından posteromedia, ve inferiora boyun yapıları ile, yüzeysel temporal arter de dahil olmak üzere.
  9. Yeterli maruziyetten sonra, digastrik kas tendonunun altından inferiora hareket ettiği için fasiyal sinirin ana gövdesini tanımlayın, kafatası tabanından stylomastoid foramen çıkar. Sinir inci beyaz bir kordon olarak görünür unutmayın, hayvanın parotis-masseteric fasya kaplı. Aşağıdaki nedenlerden dolayı siniri daha fazla teşhir ederken dikkatli olun.
    1. Streç aracılı nöropraksi yaralanmasına karşı korumak için agresif diseksiyon veya dik yayılır kaçının.
    2. Bu cerrahi alana orta kulak florası tanıtmak olabilir gibi kulak kanalı örten ince dokuların ihlal karşı korumak için agresif posteriorly ve medially yönettiği diseksiyon kaçının.
    3. Geniş medial ve inferiora yönlendirilmiş diseksiyon yoluyla yüzeysel temporal arter zarar kaçının. Bir yaralanmanın canlı, pulsatil kanama ile tespit edilemeyeceğini unutmayın.
      1. Arter yaralanırsa, bir pamuk uçlu aplikatör veya steril gazlı bez ile forceps ile istemi basınç uygulayın. Hemostatik ajanlar veya sıvı fibrin dolgu yakın yerleştirilebilir. HayvanSıvı stabilizasyonu için% 0.9 steril salin bir deri altı enjeksiyon gerektirebilir unutmayın.
  10. Stylomastoid foramen çıkışından distal, alt yönde sinir boyunca diseksiyon tarafından distal ana gövde iz.
    1. Sinir ve dalları tam bir pozlama için izin vermek için orijinal kesi uzatın. Bu postoperatif sialocele neden olabilir gibi parotis bezinin bozulmasını önlemek için özen.
  11. Aşağıdaki gibi istenilen yaralanma desenleri neden.
    1. Bir ezmek yaralanma için, sıkıca sinir kavramak ve9sıkıştırmak için pürüzsüz yüzeyli kuyumcu forseps kullanın. Uygun bir ezilme yaralanması sağlamak için 30 s'lik bir süre boyunca sinirlere sabit ve tekrarlanabilir basınç uygulayın.
    2. Basit bir transeksiyon için, ince dişli forseps ile sinir örten fasya kavramak, ya da hemen epineurium, ve temiz tek bir kesim ile istenilen noktada sinir transect keskin mikroskasors kullanın. Forceps ile sinir üzerinde aşırı çekiş önlemek için dikkat edin.
    3. Bir sinir boşluğu modeli için, basit trasezaryen yaralanma benzer bir yöntem kullanarak istenilen sinir boşluğu oluşturmak. Hayvanlar arasında yaralanma deseninin benzerliklerini sağlamak için, pamuk uçlu aplikatör kesiminin sterilize edilmiş şaftını istenilen sinir boşluğu na kadar intraoperatif olarak kullanın.

5. Yara kapatma

  1. Yarayı steril salin le sulayın ve steril gazlı bezle kurulayın.
  2. Emilebilir dikişler ile basit, subcuticular bir şekilde cilt kenarları yaklaşık, ya da yara kapanması için kabul edilebilir deri tutkal veya yara klipleri kullanın. Bir cilt kenarının derinden yüzeysel bir ısırık alarak gömülü bir dikiş yerleştirin ve daha sonra karşı deri kenarının bir sonraki yüzeysel-derin ısırık.

6. Postoperatif iyileşme

  1. Postoperatif ağrı kontrolü için steroid olmayan anti-inflamatuar analjezik (0.05 mg/kg buprenorfin ve 0.5 mg /kg Karprofen gibi) deri altı enjeksiyon uygulayın. Enjeksiyonu hayvanın sırtına yerleştirin.
  2. Anestezik ajanın yönetimini durdurun ve hayvanın 1 dakika daha oksijen solumasını bekleyin.
  3. Bir ısıtılmış hayvan yerleştirin (Bir ısı lambası ile), aseptik kafes kazara yutma önlemek için yatak malzemesi yoksun. Hayvan genellikle 1-2 dakika içinde iyileşme belirtileri göstereceğini unutmayın ve şaşırmış görünebilir, arka bacak fonksiyonu gecikmiş bir kurtarma ile.
  4. Hayvanları uygun barınma ünitesinde kafeslerine geri döndürün ve ağrıya karşı profilaksinin devamını sağlamak için ameliyat sonrası günde #1 ameliyat sonrası analjezikler uygulayın.
  5. Yetersiz beslenme, kornea tahrişi veya cerrahi bölge enfeksiyonu belirtilerini değerlendirmek için hayvanları günde 2 x izleyin ve uygun cerrahi günlükleri koruyun.
    1. Önemli bir kilo kaybı varsa deri altı bir şekilde% 0.9 steril salin uygulayın.
    2. Hayvanın göz kırpma refleksi yeniden kurulana kadar her gün yağlayıcı göz merhemi uygulayın.

Sonuçlar

İlk cerrahi işlemden sonra iki ana sonuç ölçümü vardır: canlı hayvanda seri ölçümler ve hayvanın kurban edilmesini gerektiren ölçümler. Seri ölçümlere örnek olarak elektrofizyolojik tahliller, bileşik kas eylem potansiyeli ölçümü gibi30, lazer destekli veya videografi yoluyla yüz kas hareketinindeğerlendirmeleri 9anlamına gelir , hatta floresan transgenik hayvanlarda yüz sinirinin yeniden büyüme tekrarlayan can...

Tartışmalar

Sıçan fasiyal sinir yaralanması modeli cerrahi erişilebilirlik nedeniyle nörotrofik faktörlerin değerlendirilmesi için en çok yönlü sistem olarak ortaya çıkmıştır, dallanma paterni, ve fizyolojik önemi27,29,33,34,35,36. Video gösterimi ve transgenik hayvan verilerinin uygulanmasının birleşimi sinir rejene...

Açıklamalar

Yazarların açıklayacak bir şeyi yok.

Teşekkürler

S.A.A. Amerikan Yüz Plastik ve Rekonstrüktif Cerrahi Akademisi Leslie Bernstein Grants Programı tarafından finanse edilmektedir.

Malzemeler

NameCompanyCatalog NumberComments
1.8% isofluraneVetOne13985-030-40
11-0 nylon microsuturesAROSutureTK-117038
4-0 monocryl sutureVWR75982-084
Buprenorphine SRZooPharmMIF 900-006
CarprofenSigma-AldrichMFCD00079028
ChlorhexidineVWRIC19135805
Jeweler forcepsVWR21909-458
Micro Weitlaner retractorVWR82030-146
Micro-scissorsVWR100492-348
Mini tenotomy scissorsVWR89023-522
Number 15 scalpel bladeVWR102097-834
Operating microscopeLeica
Petrolatum eye gelPharmadermB002LUWBEK
Sterile waterVWR89125-834
Tissue adhesiveVetbond, 3MNC9259532
Water conductor padAqua Relief SystemARS2000B
BupivacaineUse as a local analgesic

Referanslar

  1. Chan, J. Y. K., Byrne, P. J. Management of facial paralysis in the 21st century. Facial Plastic Surgery. 27 (4), 346-357 (2011).
  2. Razfar, A., Lee, M. K., Massry, G. G., Azizzadeh, B. Facial Paralysis Reconstruction. Otolaryngologic Clinics of North America. 49 (2), 459-473 (2016).
  3. Couch, S. M., Chundury, R. V., Holds, J. B. Subjective and objective outcome measures in the treatment of facial nerve synkinesis with onabotulinumtoxinA (Botox). Ophthalmic Plastic and Reconstructive Surgery. 30 (3), 246-250 (2014).
  4. Wei, L. A., Diels, J., Lucarelli, M. J. Treating buccinator with botulinum toxin in patients with facial synkinesis: A previously overlooked target. Ophthalmic Plastic and Reconstructive Surgery. 32 (2), 138-141 (2016).
  5. Cooper, L., Lui, M., Nduka, C. Botulinum toxin treatment for facial palsy: A review. Journal of Plastic, Reconstructive and Aesthetic Surgery. 70 (6), 833-841 (2017).
  6. Choi, K. H., et al. Botulinum toxin injection of both sides of the face to treat post-paralytic facial synkinesis. Journal of Plastic, Reconstructive and Aesthetic Surgery. 66 (8), 1058-1063 (2013).
  7. Yang, X. N., et al. Peripheral nerve repair with epimysium conduit. Biomaterials. 34 (22), 5606-5616 (2013).
  8. Banks, C. A., et al. Long-term functional recovery after facial nerve transection and repair in the rat. Journal of Reconstructive Microsurgery. 31 (3), 210-216 (2015).
  9. Hadlock, T. A., Kowaleski, J., Lo, D., MacKinnon, S. E., Heaton, J. T. Rodent facial nerve recovery after selected lesions and repair techniques. Plastic and Reconstructive Surgery. 125 (1), 99-109 (2010).
  10. Hadlock, T., et al. The effect of electrical and mechanical stimulation on the regenerating rodent facial nerve. Laryngoscope. 120 (6), 1094-1102 (2009).
  11. Hadlock, T., et al. Functional assessments of the rodent facial nerve: A synkinesis model. Laryngoscope. 118 (10), 1744-1749 (2008).
  12. Diogo, C. C., et al. The use of sheep as a model for studying peripheral nerve regeneration following nerve injury: review of the literature. Neurological Research. 39 (10), 926-939 (2017).
  13. Wanner, R., et al. Functional and Molecular Characterization of a Novel Traumatic Peripheral Nerve–Muscle Injury Model. NeuroMolecular Medicine. 19 (2-3), 357-374 (2017).
  14. Olmstead, D. N., et al. Facial nerve axotomy in mice: A model to study motoneuron response to injury. Journal of Visualized Experiments. (96), e52382 (2015).
  15. Maeda, T., Hori, S., Sasaki, S., Maruo, S. Effects of tension at the site of coaptation on recovery of sciatic nerve function after neurorrhaphy: Evaluation by walking-track measurement, electrophysiology, histomorphometry, and electron probe X-ray microanalysis. Microsurgery. 19 (4), 200-207 (1999).
  16. Zhang, F., Inserra, M., Richards, L., Terris, D. J., Lineaweaver, W. C. Quantification of nerve tension after nerve repair: Correlations with nerve defects and nerve regeneration. Journal of Reconstructive Microsurgery. 17 (6), 445-451 (2001).
  17. Macfarlane, B. V., Wright, A., Benson, H. A. E. Reversible blockade of retrograde axonal transport in the rat sciatic nerve by vincristine. Journal of Pharmacy and Pharmacology. 49 (1), 97-101 (1997).
  18. Stromberg, B. V., Vlastou, C., Earle, A. S. Effect of nerve graft polarity on nerve regeneration and function. Journal of Hand Surgery. 4 (5), 444-445 (1979).
  19. Sotereanos, D. G., et al. Reversing nerve-graft polarity in a rat model: The effect on function. Journal of Reconstructive Microsurgery. 8 (4), 303-307 (1992).
  20. Whitlock, E. L., et al. Ropivacaine-induced peripheral nerve injection injury in the rodent model. Anesthesia and Analgesia. 111 (1), 214-220 (2010).
  21. Lloyd, B. M., et al. Use of motor nerve material in peripheral nerve repair with conduits. Microsurgery. 27 (2), 138-145 (2007).
  22. Kawamura, D. H., et al. Regeneration through nerve isografts is independent of nerve geometry. Journal of Reconstructive Microsurgery. 21 (4), 243-249 (2005).
  23. Brenner, M. J., et al. Repair of motor nerve gaps with sensory nerve inhibits regeneration in rats. Laryngoscope. 116 (9), 1685-1692 (2006).
  24. Brenner, M. J., et al. Role of timing in assessment of nerve regeneration. Microsurgery. 28 (4), 265-272 (2008).
  25. Heaton, J. T., et al. A system for studying facial nerve function in rats through simultaneous bilateral monitoring of eyelid and whisker movements. Journal of Neuroscience Methods. 171 (2), 197-206 (2008).
  26. Magill, C. K., Moore, A. M., Borschel, G. H., Mackinnon, S. E. A new model for facial nerve research: The novel transgenic Thy1-GFP rat. Archives of Facial Plastic Surgery. 12 (5), 315-320 (2010).
  27. Guntinas-Lichius, O., et al. Factors limiting motor recovery after facial nerve transection in the rat: Combined structural and functional analyses. European Journal of Neuroscience. 21 (2), 391-402 (2005).
  28. Skouras, E., et al. Manual stimulation, but not acute electrical stimulation prior to reconstructive surgery, improves functional recovery after facial nerve injury in rats. Restorative Neurology and Neuroscience. 27 (3), 237-251 (2009).
  29. Bischoff, A., et al. Manual stimulation of the orbicularis oculi muscle improves eyelid closure after facial nerve injury in adult rats. Muscle and Nerve. 39 (2), 197-205 (2009).
  30. Schulz, A., Walther, C., Morrison, H., Bauer, R. In vivo electrophysiological measurements on mouse sciatic nerves. Journal of Visualized Experiments. (86), e51181 (2014).
  31. Placheta, E., et al. Macroscopic in vivo imaging of facial nerve regeneration in Thy1-GFP rats. JAMA Facial Plastic Surgery. 17 (1), 8-15 (2015).
  32. Moore, A. M., et al. A transgenic rat expressing green fluorescent protein (GFP) in peripheral nerves provides a new hindlimb model for the study of nerve injury and regeneration. Journal of Neuroscience Methods. 204 (1), 19-27 (2012).
  33. Grosheva, M., et al. Early and continued manual stimulation is required for long-term recovery after facial nerve injury. Muscle and Nerve. 57 (1), 100-106 (2018).
  34. Grosheva, M., et al. Comparison of trophic factors' expression between paralyzed and recovering muscles after facial nerve injury. A quantitative analysis in time course. Experimental Neurology. 279, 137-148 (2016).
  35. Grosheva, M., et al. Local stabilization of microtubule assembly improves recovery of facial nerve function after repair. Experimental Neurology. 209 (1), 131-144 (2008).
  36. Angelov, D. N., et al. Mechanical stimulation of paralyzed vibrissal muscles following facial nerve injury in adult rat promotes full recovery of whisking. Neurobiology of Disease. 26 (1), 229-242 (2007).
  37. Tomov, T. L., et al. An example of neural plasticity evoked by putative behavioral demand and early use of vibrissal hairs after facial nerve transection. Experimental Neurology. 178 (2), 207-218 (2002).
  38. Streppel, M., et al. Focal application of neutralizing antibodies to soluble neurotrophic factors reduces collateral axonal branching after peripheral nerve lesion. European Journal of Neuroscience. 15 (8), 1327-1342 (2002).
  39. Peeva, G. P., et al. Improved outcome of facial nerve repair in rats is associated with enhanced regenerative response of motoneurons and augmented neocortical plasticity. European Journal of Neuroscience. 24 (8), 2152-2162 (2006).
  40. Pavlov, S. P., et al. Manually-stimulated recovery of motor function after facial nerve injury requires intact sensory input. Experimental Neurology. 211 (1), 292-300 (2008).
  41. Guntinas-Lichius, O., et al. Transplantation of olfactory ensheathing cells stimulates the collateral sprouting from axotomized adult rat facial motoneurons. Experimental Neurology. 172 (1), 70-80 (2001).
  42. Guntinas-Lichius, O., Angelov, D. N., Stennert, E., Neiss, W. F. Delayed hypoglossal-facial nerve suture after predegeneration of the peripheral facial nerve stump improves the innervation of mimetic musculature by hypoglossal motoneurons. Journal of Comparative Neurology. 387 (2), 234-242 (1997).
  43. Sinis, N., et al. Electrical stimulation of paralyzed vibrissal muscles reduces endplate reinnervation and does not promote motor recovery after facial nerve repair in rats. Annals of Anatomy. 191 (4), 356-370 (2009).
  44. Kiryakova, S., et al. Recovery of whisking function promoted by manual stimulation of the vibrissal muscles after facial nerve injury requires insulin-like growth factor 1 (IGF-1). Experimental Neurology. 222 (2), 226-234 (2010).
  45. Banati, R. B., et al. Early and rapid de novo synthesis of Alzheimer βA4-Amyloid precursor protein (APP) in activated microglia. Glia. 9 (3), 199-210 (1993).
  46. Blinzinger, K., Kreutzberg, G. Displacement of synaptic terminals from regenerating motoneurons by microglial cells. Zeitschrift für Zellforschung und Mikroskopische Anatomie. 85 (2), 145-157 (1968).
  47. Rieske, E., et al. Microglia and microglia-derived brain macrophages in culture: generation from axotomized rat facial nuclei, identification and characterization in vitro. Brain Research. 492 (1-2), 1-14 (1989).
  48. Matsumoto, K., et al. Peripheral nerve regeneration across an 80-mm gap bridged by a polyglycolic acid (PGA)-collagen tube filled with laminin-coated collagen fibers: A histological and electrophysiological evaluation of regenerated nerves. Brain Research. 868 (2), 315-328 (2000).
  49. Mattsson, P., Janson, A. M., Aldskogius, H., Svensson, M. Nimodipine promotes regeneration and functional recovery after intracranial facial nerve crush. Journal of Comparative Neurology. 437 (1), 106-117 (2001).
  50. Yian, C. H., Paniello, R. C., Gershon Spector, J. Inhibition of motor nerve regeneration in a rabbit facial nerve model. Laryngoscope. 111 (5), 786-791 (2001).
  51. Angelov, D. N., et al. Nimodipine accelerates axonal sprouting after surgical repair of rat facial nerve. Journal of Neuroscience. 16 (3), 1041-1048 (1996).

Yeniden Basımlar ve İzinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya resimlerini yeniden kullanma izni talebi

Izin talebi

Daha Fazla Makale Keşfet

N robilimSay 159Fasiyal siniraksotomin roinhibisyonsinir rejenerasyonuGFPs an modelihayvan cerrahisi

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Bize Ulaşın

KÜTÜPHANEYE TAVSİYE ET

JoVE HABER BÜLTENLERİ

Araştırma

Eğitim

Yazarlar

Kütüphaneciler

JoVE Hakkında

Telif Hakkı © 2020 MyJove Corporation. Tüm hakları saklıdır