JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Этот протокол описывает воспроизводимый подход к хирургии лицевого нерва в модели крысы, включая описания различных индуцирующих моделей травмы.

Аннотация

Этот протокол описывает последовательные и воспроизводимые методы для изучения аксональной регенерации и торможения в модели травмы черепно-полихого черепно-лицкрысиного нерва. Лицевой нерв можно манипулировать по всей длине, от внутричерепного сегмента до вневременного хода. Есть три основных типа травмы нерва, используемых для экспериментального исследования регенеративных свойств: нервной давки, transection, и нервный разрыв. Диапазон возможных вмешательств огромен, включая хирургические манипуляции с нервом, доставку нейроактивных реагентов или клеток, а также центральные или конечные манипуляции. Преимущества этой модели для изучения регенерации нервов включают простоту, воспроизводимость, межвидовую консистенцию, надежные показатели выживаемости крысы и увеличенный анатомический размер по сравнению с моделями мурин. Его ограничения включают в себя более ограниченные генетические манипуляции по сравнению с моделью мыши и превосходной регенеративной способности крысы, так что лицевой нерв ученый должен тщательно оценить временные моменты для восстановления и следует ли переводить результаты на более высоких животных и человеческих исследований. Крысиная модель для повреждения лицевого нерва позволяет для функциональных, электрофизиологических и гистоморфометрических параметров для интерпретации и сравнения регенерации нерва. Таким образом, он может похвастаться огромным потенциалом для содействия пониманию и лечению разрушительных последствий травмы лицевого нерва у пациентов.

Введение

Травма черепного нерва в области головы и шеи может быть вторичной по отношению к врожденной, инфекционной, идиопатической, ятрогенной, травматической, неврологической, онкологической или системной этиологии1. Черепной нерв VII, или лицевого нерва, обычно страдают. Частота дисфункции лицевого нерва может быть значительным, так как она затрагивает от 20 до 30 на 100 000 человек каждый год2. Основными моторными ветвями лицевого нерва являются височные, зигоматические, буккальные, маргинальные челюстно-лицевой и шейной ветви; в зависимости от отрасли участие, последствия могут включать в себя устные некомпетентности или слюни, сухость роговицы, обструкция поля вторичной к птоз, дизартрия, или лицевой асимметрии2,3. Долгосрочная заболеваемость включает в себя явление синкинеза, или непроизвольное движение одной группы мышц лица, с попыткой добровольного сокращения различных лицевой группы мышц. Глазно-устный синкинез является наиболее распространенным из аномальных регенерации, как сиквел травмы лицевого нерва и вызывает функциональные нарушения, смущение, снижение самооценки, и низкое качество жизни3. Повреждение отдельных филиалов диктует функции, которые избирательно скомпрометированы.

Клиническое лечение травмы лицевого нерва не очень хорошо стандартизированы и нуждается в дальнейших исследованиях для улучшения результатов. Стероиды могут облегчить острый отек лицевого нерва, в то время как Ботокс полезен для временной синкинетической движения; но, основные реконструктивные варианты в вооружение практикующего включают хирургическое вмешательство через ремонт нерва, замена, или реанимации3,44,5,6. В зависимости от типа травмы лицевого нерва, полученных, хирург лицевого нерва может использовать ряд вариантов. Для простой траневкии, реанастомоз нерва полезен, в то время как ремонт кабеля-трансплантата лучше подходит для дефекта нерва; для восстановления функции, хирург может выбрать либо статические или динамические процедуры реанимации лица. Во многих случаях травмы лицевого нерва и последующего ремонта, даже в руках опытных хирургов лицевого нерва, лучший результат по-прежнему приводит к постоянной асимметрии лица и функциональный компромисс7.

Эти неоптимальные результаты стимулировали обширные исследования по регенерации лицевого нерва. Широкие темы, представляющие интерес включают совершенствование и инновации методов восстановления нервов, определение влияния различных факторов регенерации нерва, а также оценки потенциала конкретных нервных ингибиторов, чтобы помочь бороться с долгосрочным исходом синкинеза8,9,10,11. В то время как модели in vitro могут быть использованы для оценки некоторых характеристик про-рост или ингибирующих факторов, истинные трансляционные исследования по этому вопросу лучше всего осуществляется с помощью переводных моделей животных.

Решение о том, какую модель животных использовать может быть сложной задачей, так как исследователи использовали как крупных животных, таких как овцы и маленькие модели животных, таких как мыши12,13. В то время как большие модели животных предлагают идеальную анатомическую визуализацию, их использование требует специализированного оборудования и персонала, не всегда и нелегко доступного. Кроме того, результаты исследования для демонстрации эффекта могут быть весьма затратно-запретительными и потенциально не входят в осуществимую сферу действия многих научных центров. Таким образом, наиболее часто используется модель малого животного. Модель мыши может быть использована для оценки ряда исходов, связанных с хирургией лицевого нерва; однако, ограниченная длина нерва может ограничить способность ученого моделировать определенные закономерности, такие как травма большого разрыва14.

Таким образом, прототип крысы murine стал моделью рабочей лошадки, с помощью которой ученый может выполнять инновационные хирургические процедуры или использовать ингибирующие или про-факторы роста и оценить эффект по широкому кругу параметров исхода. Анатомия крысиного лицевого нерва предсказуемо и легко подходит в воспроизводимым образом. Его больший масштаб, по сравнению с моделью мыши, позволяет моделирование широкого спектра хирургических дефектов, начиная от простой трансрезекции до 5 мм зазоры15,16. Это дополнительно позволяет применять комплексные вмешательства на месте дефекта, в том числе актуальное размещение фактора, внутриневерные инъекции фактора, а также размещение изотранстатов или мостов17,,18,,19,20,21,22,23.

Послушный характер крысы, ее надежная анатомия, и его склонность к эффективной регенерации нерва позволяет для сбора многих показателей исхода в ответ на вышеупомянутые хирургические модели травмы24. Через крысиную модель, лицевой нерв ученый способен оценить электрофизиологические реакции на травмы, нервии и мышцы гистологических исходов через иммуногистохимии, функциональные результаты через отслеживание движения вибриссальной площадки и оценки закрытия глаз, и микро- и макроскопические изменения через флуоресцентные или конфокальная микроскопия, среди других,2911,,2822,23,25,,27.26 Таким образом, следующий протокол будет излагать хирургический подход к крысиной лицевого нерва и травмы моделей, которые могут быть вызваны.

протокол

Все мероприятия проводились в строгом соответствии с руководящими принципами Национальных институтов здравоохранения (НИЗ). Экспериментальный протокол был одобрен Комитетом по институциональному уходу и использованию животных Мичиганского университета (IACUC) до его внедрения. Десятинедельная взрослая самка крыс Спраг-Доули была использована.

1. До начала оперативного дня

  1. Обеспечить надлежащий запас стерилизованных хирургических инструментов, обезболивающих препаратов, обезболивающих препаратов и кислорода до операционного дня. Для полного списка, пожалуйста, смотрите таблицу материалов.

2. Предоперационная установка

  1. Обеспечьте адекватное рабочее пространство, включая помещение, по крайней мере, для двух человек (хирурга и ассистента).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Существует необходимость в специальном операционном столе, место для установки анестезии машины, а также адекватное пространство для хранения стерилизованных и резервных поставок.
  2. Калибровать операционный микроскоп для использования во время процедур. Убедитесь, что хирург имеет возможность регулировать ручки микроскопа и кнопки масштабирования/фокусировки, поместив стерилизованный чехол над ручками/кнопками
    ПРИМЕЧАНИЕ: Мы использовали стерилизованную алюминиевую фольгу над ручками/кнопками.

3. Анестезия и подготовка

  1. Поместите животное в анестезии камеры и вызвать общую анестезию через 1,8% изофлуран и 0,9 л / мин кислорода.
    1. Подтвердите адекватную плоскость анестезии с помощью оценки спонтанного дыхания и оценки сознания путем оценки гримасы животного ответ на щепотку ног.
  2. Нанесите смазку для глаз на двусторонней основе, чтобы защититься от раздражения роговицы или сухости.
  3. Бритье оперативного сайта (ы) с бритвой или автоматическим клипера.
    1. Установить метод для идентификации крыс ы в это время, или через метку уха или ярлык хвоста/маркировки.
  4. Администрирование подкожной инъекции 0,05 мг/кг бупренорфина вдоль спины животного для профилактики от послеоперационной боли.

4. Хирургический подход и модели травматизма

  1. Перенесите животное на операционный стол и продолжайте газопоток через носекон. Убедитесь, что согревающий колодки расположен под животным и стерильное поле для поддержания температуры тела.
  2. Место стерилизованные марли (свернутые и закрепленные с лентой) для использования в качестве рулона шеи для крысы; это обеспечит более широкое воздействие хирургического поля. Обратите внимание, что соответствующее позиционирование животного имеет первостепенное значение для эффективной идентификации и вскрытия нерва.
  3. Подготовьте кожу лица животного к процедуре. Используйте хлоргексидин или раствор на основе йода для очистки хирургического участка 3x, чередуя с 70% этанола, чтобы обеспечить дезинфекцию.
  4. Планируйте и отмечаем хирургический разрез при желании. Манипулируйте ipsilateral ухом в передне-задней направлении, чтобы определить естественное складывание постурикулярной кожи.
  5. Мода 4-5 мм разрез в постурикулярной складке с помощью острых ножниц радужной оболочки или число 15 лезвие. Это может быть расширено позже в процедуре по мере необходимости.
  6. Грубо вскрыть через немедленной подкожной фасции и место микро-Weitlaner ретрактор для повышения воздействия. Обратите внимание, что в этой области могут быть кровеносные сосуды малого калибра; их лучше избегать, втягивая превосходно или неполноценно через втягивающий веллер Weitlaner.
  7. Определите переднюю дигастрическую мышцу, когда она движется в направлении низшего к началу к его вставке вдоль основания черепа.
    1. Распространение мягко через мышечный живот вдоль его вставки точки выявить сухожилия переднего дигастрического живота. Обратите внимание, что сухожилие появляется как пленочный белый процесс, исданный из мышцы с твердой вставкой на основание черепа.
  8. После идентификации передней дигастрической мышцы и ее сухожилия, отрегулируйте втягивающий вейтланер для дальнейшего упора мышечного живота. Обратите внимание, что впоследствии подвергается области трехмерного пространства, где основной ствол лицевого нерва лежит.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Эта область ограничена превосходно и медиально основанием черепа, боковой передней дигастрической мышцей, posteromedially ушным каналом, и неполноценно структурами шеи, включая поверхностную височную артерию.
  9. После адекватного воздействия, определить основной ствол лицевого нерва, как он путешествует неполноценно из-под сухожилия дигастрической мышцы, где он выходит из поломастоидных из основания черепа. Обратите внимание, что нерв появляется как жемчужно-белый шнур, заключенный в околоушно-кассетную фасцию животного. Практика осторожность при дальнейшем разоблачении нерва, по следующим причинам.
    1. Избегайте агрессивного вскрытия, или перпендикулярных спредов, чтобы защититься от растяжения опосредованного нейропраксии травмы.
    2. Избегайте агрессивных задних и средненаправленных вскрытия, чтобы защититься от нарушения тонких тканей, лежащих в ушном канале, поскольку это может ввести флору среднего уха в хирургическое поле.
    3. Избегайте повреждения поверхностной височной артерии через широкое медиальное и неполноценно направленное вскрытие. Обратите внимание, что травма будет определена оживленным, пульсирующим кровотечением.
      1. Если артерия повреждена, примените быстрое давление с хлопчатобумажным аппликатором или стерильной марлей через щипцы. Гемостатические агенты или жидкий фибрин герметик могут быть размещены в непосредственной близости. Имейте в виду, что животное может потребовать подкожной инъекции 0,9% стерильного солей для стабилизации жидкости.
  10. Отслеживайте основной ствол дистантно, рассекая вдоль нерва в нижнем направлении, дистически от выхода из стилломастоидных фораменов.
    1. Расширьте первоначальный разрез, чтобы обеспечить полное воздействие нерва и его ветвей. Позаботьтесь, чтобы избежать нарушения мотодельтационной железы, как это может привести к послеоперационной sialocele.
  11. Индуцировать желаемые модели травмы следующим образом.
    1. Для травмы давки, используйте гладкой поверхности девицы щипцы прочно плотно захватить нерв и сжать его9. Применяйте постоянное и воспроизводимое давление на нерв в течение 30 с, чтобы обеспечить соответствующую травму давки.
    2. Для простого transection, понять фасции над нервом, или немедленного эпиневриума, с тонкозубыми щипцы, и использовать острые микроскисаторы, чтобы очистить трансект нерв в нужной точке с одного разреза. Позаботьтесь, чтобы избежать избыточной тяги на нерве с щипками.
    3. Для модели нервного разрыва создайте желаемый нервный разрыв, используя аналогичный метод к простой травме транскеции. Используйте стерилизованный вал хлопчатобумажного аппликатора, вырезанного до желаемого нервного разрыва длины-интраоперативно, чтобы обеспечить сходство картины травмы между животными.

5. Закрытие ран

  1. Орошать рану стерильным солевым раствором и сушить стерильной марлей.
  2. Приблизите края кожи в простой, подкатной моды с усваиваемыми швами, или использовать клей кожи или раны клипы, которые также приемлемы для замыкания раны. Поместите похоронен стежка, принимая глубокий к поверхностному укусодного края кожи, а затем последующий поверхностный к глубокому укусу противоположного края кожи.

6. Послеоперационное восстановление

  1. Администрирование подкожной инъекции нестероидных противовоспалительных анальгетиков (таких как 0,05 мг/кг бупренорфина и 0,5 мг/кг карпрофена) для послеоперационного контроля боли. Поместите инъекцию вдоль спины животного.
  2. Прекратите введение анестезирующегося агента и дайте животному вдыхать кислород еще 1 мин.
  3. Поместите животное в разогретую (через тепловую лампу), асептик, лишенный постельного материала, чтобы избежать случайного приема. Обратите внимание, что животное, как правило, демонстрируют признаки восстановления в течение 1-2 мин и может появиться дезориентированы, с задержкой восстановления функции задних ног.
  4. Вернуть животных в клетки в соответствующем корпусе и ввести послеоперационные анальгетики в послеоперационный день #1 для обеспечения дальнейшей профилактики от боли.
  5. Мониторинг животных 2x в день, чтобы оценить признаки недоедания, раздражение роговицы, или хирургической инфекции сайта, и поддерживать соответствующие хирургические журналы.
    1. Администрирование 0,9% стерильного солевой растворвини в подкожной моды, если есть значительная потеря веса.
    2. Нанесите смазочку глазной мази ежедневно до тех пор, пока не будет восстановлен рефлекс мигать животного.

Результаты

После первоначальной хирургической процедуры, Есть два основных типа исходных измерений: серийные измерения в живых животных и измерения, которые требуют жертвования животного. Примеры серийных измерений включают электрофизиологические анализы, такие как комплекс?...

Обсуждение

Модель травмы черепно-волосного нерва крысы стала наиболее универсальной системой для оценки нейротрофических факторов из-за его хирургической доступности, ветвления, и физиологическое значение27,29,33,34,

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

S.A.A. финансируется Американской академией пластической и реконструктивной хирургии Лесли Бернштейн Гранты программы.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
1.8% isofluraneVetOne13985-030-40
11-0 nylon microsuturesAROSutureTK-117038
4-0 monocryl sutureVWR75982-084
Buprenorphine SRZooPharmMIF 900-006
CarprofenSigma-AldrichMFCD00079028
ChlorhexidineVWRIC19135805
Jeweler forcepsVWR21909-458
Micro Weitlaner retractorVWR82030-146
Micro-scissorsVWR100492-348
Mini tenotomy scissorsVWR89023-522
Number 15 scalpel bladeVWR102097-834
Operating microscopeLeica
Petrolatum eye gelPharmadermB002LUWBEK
Sterile waterVWR89125-834
Tissue adhesiveVetbond, 3MNC9259532
Water conductor padAqua Relief SystemARS2000B
BupivacaineUse as a local analgesic

Ссылки

  1. Chan, J. Y. K., Byrne, P. J. Management of facial paralysis in the 21st century. Facial Plastic Surgery. 27 (4), 346-357 (2011).
  2. Razfar, A., Lee, M. K., Massry, G. G., Azizzadeh, B. Facial Paralysis Reconstruction. Otolaryngologic Clinics of North America. 49 (2), 459-473 (2016).
  3. Couch, S. M., Chundury, R. V., Holds, J. B. Subjective and objective outcome measures in the treatment of facial nerve synkinesis with onabotulinumtoxinA (Botox). Ophthalmic Plastic and Reconstructive Surgery. 30 (3), 246-250 (2014).
  4. Wei, L. A., Diels, J., Lucarelli, M. J. Treating buccinator with botulinum toxin in patients with facial synkinesis: A previously overlooked target. Ophthalmic Plastic and Reconstructive Surgery. 32 (2), 138-141 (2016).
  5. Cooper, L., Lui, M., Nduka, C. Botulinum toxin treatment for facial palsy: A review. Journal of Plastic, Reconstructive and Aesthetic Surgery. 70 (6), 833-841 (2017).
  6. Choi, K. H., et al. Botulinum toxin injection of both sides of the face to treat post-paralytic facial synkinesis. Journal of Plastic, Reconstructive and Aesthetic Surgery. 66 (8), 1058-1063 (2013).
  7. Yang, X. N., et al. Peripheral nerve repair with epimysium conduit. Biomaterials. 34 (22), 5606-5616 (2013).
  8. Banks, C. A., et al. Long-term functional recovery after facial nerve transection and repair in the rat. Journal of Reconstructive Microsurgery. 31 (3), 210-216 (2015).
  9. Hadlock, T. A., Kowaleski, J., Lo, D., MacKinnon, S. E., Heaton, J. T. Rodent facial nerve recovery after selected lesions and repair techniques. Plastic and Reconstructive Surgery. 125 (1), 99-109 (2010).
  10. Hadlock, T., et al. The effect of electrical and mechanical stimulation on the regenerating rodent facial nerve. Laryngoscope. 120 (6), 1094-1102 (2009).
  11. Hadlock, T., et al. Functional assessments of the rodent facial nerve: A synkinesis model. Laryngoscope. 118 (10), 1744-1749 (2008).
  12. Diogo, C. C., et al. The use of sheep as a model for studying peripheral nerve regeneration following nerve injury: review of the literature. Neurological Research. 39 (10), 926-939 (2017).
  13. Wanner, R., et al. Functional and Molecular Characterization of a Novel Traumatic Peripheral Nerve–Muscle Injury Model. NeuroMolecular Medicine. 19 (2-3), 357-374 (2017).
  14. Olmstead, D. N., et al. Facial nerve axotomy in mice: A model to study motoneuron response to injury. Journal of Visualized Experiments. (96), e52382 (2015).
  15. Maeda, T., Hori, S., Sasaki, S., Maruo, S. Effects of tension at the site of coaptation on recovery of sciatic nerve function after neurorrhaphy: Evaluation by walking-track measurement, electrophysiology, histomorphometry, and electron probe X-ray microanalysis. Microsurgery. 19 (4), 200-207 (1999).
  16. Zhang, F., Inserra, M., Richards, L., Terris, D. J., Lineaweaver, W. C. Quantification of nerve tension after nerve repair: Correlations with nerve defects and nerve regeneration. Journal of Reconstructive Microsurgery. 17 (6), 445-451 (2001).
  17. Macfarlane, B. V., Wright, A., Benson, H. A. E. Reversible blockade of retrograde axonal transport in the rat sciatic nerve by vincristine. Journal of Pharmacy and Pharmacology. 49 (1), 97-101 (1997).
  18. Stromberg, B. V., Vlastou, C., Earle, A. S. Effect of nerve graft polarity on nerve regeneration and function. Journal of Hand Surgery. 4 (5), 444-445 (1979).
  19. Sotereanos, D. G., et al. Reversing nerve-graft polarity in a rat model: The effect on function. Journal of Reconstructive Microsurgery. 8 (4), 303-307 (1992).
  20. Whitlock, E. L., et al. Ropivacaine-induced peripheral nerve injection injury in the rodent model. Anesthesia and Analgesia. 111 (1), 214-220 (2010).
  21. Lloyd, B. M., et al. Use of motor nerve material in peripheral nerve repair with conduits. Microsurgery. 27 (2), 138-145 (2007).
  22. Kawamura, D. H., et al. Regeneration through nerve isografts is independent of nerve geometry. Journal of Reconstructive Microsurgery. 21 (4), 243-249 (2005).
  23. Brenner, M. J., et al. Repair of motor nerve gaps with sensory nerve inhibits regeneration in rats. Laryngoscope. 116 (9), 1685-1692 (2006).
  24. Brenner, M. J., et al. Role of timing in assessment of nerve regeneration. Microsurgery. 28 (4), 265-272 (2008).
  25. Heaton, J. T., et al. A system for studying facial nerve function in rats through simultaneous bilateral monitoring of eyelid and whisker movements. Journal of Neuroscience Methods. 171 (2), 197-206 (2008).
  26. Magill, C. K., Moore, A. M., Borschel, G. H., Mackinnon, S. E. A new model for facial nerve research: The novel transgenic Thy1-GFP rat. Archives of Facial Plastic Surgery. 12 (5), 315-320 (2010).
  27. Guntinas-Lichius, O., et al. Factors limiting motor recovery after facial nerve transection in the rat: Combined structural and functional analyses. European Journal of Neuroscience. 21 (2), 391-402 (2005).
  28. Skouras, E., et al. Manual stimulation, but not acute electrical stimulation prior to reconstructive surgery, improves functional recovery after facial nerve injury in rats. Restorative Neurology and Neuroscience. 27 (3), 237-251 (2009).
  29. Bischoff, A., et al. Manual stimulation of the orbicularis oculi muscle improves eyelid closure after facial nerve injury in adult rats. Muscle and Nerve. 39 (2), 197-205 (2009).
  30. Schulz, A., Walther, C., Morrison, H., Bauer, R. In vivo electrophysiological measurements on mouse sciatic nerves. Journal of Visualized Experiments. (86), e51181 (2014).
  31. Placheta, E., et al. Macroscopic in vivo imaging of facial nerve regeneration in Thy1-GFP rats. JAMA Facial Plastic Surgery. 17 (1), 8-15 (2015).
  32. Moore, A. M., et al. A transgenic rat expressing green fluorescent protein (GFP) in peripheral nerves provides a new hindlimb model for the study of nerve injury and regeneration. Journal of Neuroscience Methods. 204 (1), 19-27 (2012).
  33. Grosheva, M., et al. Early and continued manual stimulation is required for long-term recovery after facial nerve injury. Muscle and Nerve. 57 (1), 100-106 (2018).
  34. Grosheva, M., et al. Comparison of trophic factors' expression between paralyzed and recovering muscles after facial nerve injury. A quantitative analysis in time course. Experimental Neurology. 279, 137-148 (2016).
  35. Grosheva, M., et al. Local stabilization of microtubule assembly improves recovery of facial nerve function after repair. Experimental Neurology. 209 (1), 131-144 (2008).
  36. Angelov, D. N., et al. Mechanical stimulation of paralyzed vibrissal muscles following facial nerve injury in adult rat promotes full recovery of whisking. Neurobiology of Disease. 26 (1), 229-242 (2007).
  37. Tomov, T. L., et al. An example of neural plasticity evoked by putative behavioral demand and early use of vibrissal hairs after facial nerve transection. Experimental Neurology. 178 (2), 207-218 (2002).
  38. Streppel, M., et al. Focal application of neutralizing antibodies to soluble neurotrophic factors reduces collateral axonal branching after peripheral nerve lesion. European Journal of Neuroscience. 15 (8), 1327-1342 (2002).
  39. Peeva, G. P., et al. Improved outcome of facial nerve repair in rats is associated with enhanced regenerative response of motoneurons and augmented neocortical plasticity. European Journal of Neuroscience. 24 (8), 2152-2162 (2006).
  40. Pavlov, S. P., et al. Manually-stimulated recovery of motor function after facial nerve injury requires intact sensory input. Experimental Neurology. 211 (1), 292-300 (2008).
  41. Guntinas-Lichius, O., et al. Transplantation of olfactory ensheathing cells stimulates the collateral sprouting from axotomized adult rat facial motoneurons. Experimental Neurology. 172 (1), 70-80 (2001).
  42. Guntinas-Lichius, O., Angelov, D. N., Stennert, E., Neiss, W. F. Delayed hypoglossal-facial nerve suture after predegeneration of the peripheral facial nerve stump improves the innervation of mimetic musculature by hypoglossal motoneurons. Journal of Comparative Neurology. 387 (2), 234-242 (1997).
  43. Sinis, N., et al. Electrical stimulation of paralyzed vibrissal muscles reduces endplate reinnervation and does not promote motor recovery after facial nerve repair in rats. Annals of Anatomy. 191 (4), 356-370 (2009).
  44. Kiryakova, S., et al. Recovery of whisking function promoted by manual stimulation of the vibrissal muscles after facial nerve injury requires insulin-like growth factor 1 (IGF-1). Experimental Neurology. 222 (2), 226-234 (2010).
  45. Banati, R. B., et al. Early and rapid de novo synthesis of Alzheimer βA4-Amyloid precursor protein (APP) in activated microglia. Glia. 9 (3), 199-210 (1993).
  46. Blinzinger, K., Kreutzberg, G. Displacement of synaptic terminals from regenerating motoneurons by microglial cells. Zeitschrift für Zellforschung und Mikroskopische Anatomie. 85 (2), 145-157 (1968).
  47. Rieske, E., et al. Microglia and microglia-derived brain macrophages in culture: generation from axotomized rat facial nuclei, identification and characterization in vitro. Brain Research. 492 (1-2), 1-14 (1989).
  48. Matsumoto, K., et al. Peripheral nerve regeneration across an 80-mm gap bridged by a polyglycolic acid (PGA)-collagen tube filled with laminin-coated collagen fibers: A histological and electrophysiological evaluation of regenerated nerves. Brain Research. 868 (2), 315-328 (2000).
  49. Mattsson, P., Janson, A. M., Aldskogius, H., Svensson, M. Nimodipine promotes regeneration and functional recovery after intracranial facial nerve crush. Journal of Comparative Neurology. 437 (1), 106-117 (2001).
  50. Yian, C. H., Paniello, R. C., Gershon Spector, J. Inhibition of motor nerve regeneration in a rabbit facial nerve model. Laryngoscope. 111 (5), 786-791 (2001).
  51. Angelov, D. N., et al. Nimodipine accelerates axonal sprouting after surgical repair of rat facial nerve. Journal of Neuroscience. 16 (3), 1041-1048 (1996).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

159GFP

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены