Zebrabalığı Tümör Ksenogreftlerinde Konak Anjiyojenik Yanıtın Vivo Görüntüleme ve Kantitasyonunda

Özet

Bu yöntemin amacı, memeli tümör hücrelerini floresan etiketli kan damarlarıolan zebra balığı embriyosuna xenografting ederek tümör anjiyogenezinin in vivo modelini oluşturmaktır. Ksenogreft ve ilişkili damarların görüntülenmesiyle anjiyojenik yanıtın kantitatif ölçümü elde edilebilir.

Özet

Tümör anjiyogenez anti-kanser tedavisinin önemli bir hedefi dir ve bu yöntem in vivo bu süreci incelemek için yeni bir model sağlamak için geliştirilmiştir. Bir zebrabalığı ksenograft iki gün-post-fertilizasyon zebrabalığı embriyolarının perivitellin uzayına memeli tümör hücreleri implante tarafından oluşturulur, iki güne kadar deneysel bir bitiş noktasında gözlenen anjiyojenik yanıtın derecesini ölçme takip implantasyon sonrası. Bu yöntemin en önemli avantajı, zebra balığının grefte anjiyojenik yanıtı doğru bir şekilde belirleyebilme yeteneğidir. Bu, moleküler mekanizmaların ayrıntılı olarak incelenmesini ve anjiyojenik yanıta konak vs tümör katkısının incelenmesini sağlar. Ksenogreftli embriyolar, tümör anjiyogenezi inhibe etme stratejilerini araştırmak için potansiyel anti-anjiyogenez ilaçları ile kuluçka gibi çeşitli tedavilere tabi tutulabilir. Anjiyojenik yanıt da daha dinamik hücresel süreçleri incelemek için canlı görüntülenebilir. Nispeten talepsiz deneysel teknik, zebra balığının ucuz bakım maliyetleri ve kısa deneysel zaman çizelgesi bu modeli tümör anjiyogenezi manipüle etme stratejilerinin geliştirilmesi için özellikle yararlı hale getirmektedir.

Giriş

Anjiyogenez kanserin klasik özelliklerinden biridir ve anti-kanser tedavisinin bir hedef temsil eder^1,2. Bu süreci incelemek için, kanser ksenogreft modelleri fareler gibi hayvanlara memeli tümör hücreleri implante tarafından oluşturulmuştur³. Bir zebrabalığı ksenogreft modeli de geliştirilmiştir, hangi içine tümör hücrelerinin implantasyonu içerir 2 gün sonrası döllenme (dpi) zebra balığı içine zebrabalığı kan damarlarının hızlı büyüme ile sonuçlanır⁴.

Bu protokol, anjiyojenik yanıtın tüm ksenogreft boyunca doğru bir şekilde ölçülebileceği in vivo zebrabalığı embriyo tümör ksenogreft modelini tanımlar. Bu yöntem araştırmacı, in vivo, tümör anjiyojenik yanıtı destekleyen moleküler mekanizmaları incelemek için izin verir. Zebra balığının genetik sistemlenebilirliği konak katkısının sorgulanmasını sağlarken, farklı tümör hücre hatlarının seçilmesi tümör katkısının anjiyogeneze katkısının da incelenmesini sağlar^5,6,7. Buna ek olarak, zebra balığı larvaları küçük moleküllere geçirgen olduğundan, spesifik yol inhibitörleri kullanılabilir veya ilaç kütüphaneleri tümör anjiyogenezinin yeni inhibitörlerini belirlemek için taranabilir^{8,9,10, 11. Yıl.}

Zebrabalığı embriyo ksenograft modeli diğer memeli ksenogreft modellerine göre benzersiz avantajlar sunar. Zebrabalığı ksenogreftleri daha ucuz ve daha kolay yapılır, çok sayıda hayvan incelenebilirve canlı hücre görüntüleme hücre davranışının detaylı incelenmesine olanak sağlar 4. Önemli damar büyümesini gözlemlemek için birkaç haftaya kadar gerektiren diğer in vivo modellerinaksine, zebrabalığı ksenogreftlerinde anjiyogenez implantasyon dan sonra 24 saat içinde görülebilir^3,4. Ancak, embriyonik zebra balığında adaptif bir bağışıklık sisteminin olmaması, ksenogreftin sürdürülmesinde yararlı olmakla birlikte, adaptif immün yanıtın ve tümör anjiyogenezine olan katkısının incelenemeyeceği anlamına gelir. Buna ek olarak, tümör stromal hücrelerinin eksikliği, ortokik olarak tümörün implante edilememesi ve zebra balığı ile memeli hücreleri arasındaki bakım sıcaklığı farkı bu yöntemin potansiyel zayıflıklarıdır. Bununla birlikte, canlı görüntüleme için bu modelin amenability ve doğru anjiyojenik yanıtı quantitate yeteneği in vivo tümör anjiyogenezdüzenleyen hücresel süreçleri incelemek için benzersiz yararlı hale getirir.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protokol

1. Mikroenjeksiyon İğnelerinin Hazırlanması

1. Bir mikropipet çekmecesini açın ve aşağıdaki parametreleri ayarlayın (Malzeme Tablosu'nda listelenen mikropipet çekmece modeli için kalibre edilmiş): Isı, 680; Çekme, 75; Hız, 40; Zaman, 55; Basınç: 530.
2. Mikropipet çekmecesine borosilikat cam kılcal bir kılcal güvenli ve iki iğne yapmak için kılcal çekin. İstenildiği kadar iğne için tekrarlayın.

2. İmplantasyon için Hücre Kültürü

NOT: Bu protokolü kullanırken, herhangi bir memeli kanser hücre hattı ksenogreft olarak zebra balığı embriyoları içine implantasyon için kullanılabilir. Ancak, farklı hücre hatları arasında indüklenen anjiyojenik yanıt çok varyasyon var^5,11,12. B16-F1 murine melanom hücrelerinin zebra balığı embriyolarında güçlü bir anjiyojenik yanıt adüktörü gösterilmiştir¹¹ ve bu nedenle bu protokolde kullanıma uygundur.

1. Fetal Sığır Serumu (FBS) ile desteklenen MEM-α media kullanarak 37 °C'de 37 °C'de B16-F1 hücrelerini %10 'luk (v/v) ve Penisilin /Streptomisin'e son konsantrasyonda 100 μg/mL'lik son konsantrasyonda yetiştirin.
2. Ortamı %95-100'lük bir kabartma 75 cm² şişe B16-F1 hücresinden çıkarın ve hücreleri oda sıcaklığında 5 mL'lik fosfat tamponlu salin (PBS) ile yıkayın.
3. 5 mL PBS'yi çıkarın, 2 mL oda sıcaklığında %0,25 Tripsin/ etilenediamintetraasetik asit (EDTA) ekleyin ve 37 °C'de 60 s'de kuluçkaya yatırın.
4. Hücrelerin şişenin altına olan bağlılıklarını kaybetmeye başlayıp başlamadığını belirlemek için şişenin yan tarafına dokunun.
5. Şişeye %10 FBS ile 8 mL oda sıcaklığında MEM-α, şişenin altına yapışan hücreleri süspansiyona getirmek için şişenin içine pipet ve hücre süspansiyonuna 15 mL'lik bir tüpe pipet ekleyin.
6. Hücre süspansiyonuna 800 x g, 4-8 °C'de 5 dakika aralayın, ortama aspire edin ve hücreleri boyayla etiketlemeye devam edin.

3. Floresan Boya ile B16-F1 Hücrelerinin Etiketlenmesi

NOT: İmplante edilen tümör hücreleri ile embriyodaki diğer hücreler arasında ayrım yapabilmek için, tümör hücrelerinin implantasyondan önce uygun bir floresan boya ile etiketlenmesi gerekir. Hücreler zaten floresan muhabirleri ifade varsa bu adım atlanabilir.

1. 37 °C'de serumsuz MEM-α ortam2 mL inkübat.
2. Seçilen boyanın stok çözeltisini hazırlayın ve uygulanabilir bir konsantrasyon sağlamak için önceden inkübe edilmiş 2 mL serumsuz MEM-α ortamla seyreltin (B16 F1 hücrelerine uygun boya ve konsantrasyon örnekleri MalzemeTablosu'nda verilmiştir).
3. Pipet 1 mL boya çözeltisi hücre pelet içine (adım 2.6), iyice pipetleme ile karıştırın, sonra boya çözeltisi diğer 1 mL ekleyin ve karıştırın.
4. Hücreleri kuluçkaya yatırın ve boya karışımını 37 °C'de 40 dk boyunca, 20 dk.'da hafifçe sallayarak karıştırın.
5. Hücre süspansiyonuna 800 x g, 4-8 °C'de 5 dk santrifüj edin.
6. Supernatant aspire ve PBS 5 mL ile boru lama tarafından etiketli hücreleri yıkayın.
7. Hücre süspansiyonunu tekrar 800 x g, 4-8 °C'de 5 dakika boyunca santrifüj edin, süpernatantı aspire edin ve implantasyona hazır olana kadar hücreleri buza yerleştirin.
   NOT: Son tümör hücreli pelet 20-40 μL hacimli olmalıdır.

4. İmplantasyon için Embriyoların Hazırlanması

NOT: Floresan olarak etiketlenmiş kan damarlarıolan transgenik zebra balığı serisini seçin (örn. kdrl:RFP, fli1a:EGFP, vb.) ^{13.000 , 14.}

1. İmplantasyondan iki gün önce, daha önce açıklandığı gibi zebra balığı yumurtlayın ve embriyoları¹⁵toplayın.
   NOT: Biz erken bir aşamada bu balık enjekte değil gibi, onlar Rosen ve ark.¹⁵tarafından açıklandığı gibi yumurtlama 20 dakika içinde toplanması gerekmez , ancak birkaç saatlik bir süre sonra mısradan sonra toplanabilir.
2. Embriyoları 100 mm kültür yemeğine yaklaşık 100 embriyo/çanak yoğunluğuna yerleştirin.
3. Her çanağa 50 mL E3¹⁶ (kontaminasyonu önlemek için %1 w/v sulu stok çözeltisi 5 μL ile desteklenir) ekleyin, ölü embriyoları veya döküntüleri temizleyin ve enjeksiyona hazır olana kadar 28 °C'de koyu bir kuvözde saklayın.
4. 1 gün sonrası döllenme (dpf), 1-fenil-2-thiourea ekleyin (PTU) E3 30 mg / L PTU son konsantrasyonu üretmek için her çanağa. PTU pigmentasyon önler, hangi tümör hücreleri ve kan damarları görüntülemek için yeteneğini engelleyebilir.
5. 2 dpf'de, yumurtadan çıkmamış embriyoları elle dechorionate için iğne veya cımbız kullanın. Floresan mikroskop kullanarak, ksenogreftleme için gerekli olan transgenik embriyoları seçin (50-200).
6. İmplantasyondan önce, enjeksiyon işlemi sırasında hareketi önlemek için seçilen embriyoları E3'te 300 μg/mL Tricaine çözeltisinde uyuşturur.
7. 35 mm'lik bir kabı E3 çözeltisinde %2'lik metilselülozla yemeğin hacminin dörtte biri kadar doldurun.
8. Metilselüloz üzerine yaklaşık 50 embriyo (e3 çözeltisi hacmini en aza indirmek) yerleştirmek için bir transfer pipet kullanın.
9. Embriyoları dikey olarak yönlendirecek şekilde düzenlemek için microloader pipet ucu kullanın, başları üstte ve sol tarafı yukarı bakacak şekilde.
   NOT: Adımlar 4.7-4.9 da daha önce açıklandığı gibi bir agarose blok üzerinde embriyolar düzenlenmesi ile yapılabilir¹⁷, ama bizim deneyim, embriyolar daha kolay metilselüloz dizilmiş düzenlenir.

5. 2 dpf Embriyoiçine Memeli Kanser Hücrelerinin Perivitellinenjeksiyon

NOT: İmplantedildiğinde hücrelerin greft olarak bir araya toplandığından emin olmak için, hücreler hücre dışı matriks karışımı (ECM) ile karıştırılmalıdır. MalzemelerTablosunda atıfta bulunulan bir ECM karışımı nı kullanırken böyle bir hücre/ECM karışımı yapmanın adımlarını anlattık. Alternatif bir matris kullanılırsa, adımlar buna göre ayarlanmalıdır.

1. ECM stoğunu 500°L tüplerde 100 μL'lik aliquotlara bölün ve -20 °C'de ihtiyaç duyulana kadar saklayın.
2. Karışımı %50'ye (v/v) seyreltmek için Bir ECM aliquot'u eritin ve 100 μL PBS ekleyin.
   NOT: Seyreltilmiş %50 ECM 4 °C'de 1 aya kadar saklanabilir.
3. %50 ECM'yi Pipetleme ve karıştırarak B16-F1 hücreli peletle (adım 3.7)'den karıştırın, 2:1 oranında hücre/ECM karışımı nı üretin ve karışımı buzüzerinde saklayın.
4. Mikrocapiller pipet kullanarak 3-10 μL hücre alın.
5. Pipet ucunu dikkatlice bir iğneye takın ve B16-F1/matrix karışımını iğnenin ucuna fırlatın.
6. İğneyi iğne tutucuya takın ve tabağa 45° açıyla yatırın.
7. Hücreleri sıkmadan iğneden dışarı atılması için hücrelerin yeterince büyük bir delik açmak için cımbız kullanarak iğneucu kırın.
8. Enjeksiyon cihazına bağlı basınçlı hava silindirini açın ve hücreleri iğnenin ucuna itmek için enjektörü "sürekli" modda anında açın.
9. İğneyi tabaktan çıkarın ve hemositometre ile değiştirin.
10. Hemositometre üzerine bir damla yağ yerleştirin ve bir kez bu damla üzerine iğne enjekte.
11. Hemositometrekullanarak tek bir darbe ile çıkarılan hücrelerin sayısını sayın ve darbe süresini ayarlayarak darbe başına yaklaşık 150 hücre çıkarmak için iğnekalibre.
    NOT: Nabız başına bu miktarda hücrenin atılması, başarılı bir ksenogreft yerleştirmek için birkaç darbe gerektirecektir. Bu, araştırmacıya tümör ksenogreftinin son boyutu üzerinde daha fazla kontrol sağlayarak, her ksenogrefti uygun gördükleri şekilde daha büyük veya daha küçük hale getirmek için bakliyat sayısını/yerlerini orta düzeyde ayarlamalarına izin verir.
12. İğneyi bir embriyonun yumurta kesesi doğru doğru doğru nokta ve iğne ucu yumurta kesesi ortaya çıkmıştır ve embriyonik epidermis embriyonik epidermis sadece kalbe posterior iterek kadar bir ventral yönde yolk kese yoluyla itin.
    NOT: İğneyi embriyonik yolk kesesi anterior'una hücrelerin atacağı son yere girecek şekilde yerleştirin. Bu hücrelerin kalpten uzak bir yönde atılır sağlayacak, ortak kardinal ven içine hücreleri enjekte olasılığını azaltarak.
13. İğnenin ucunu epidermis ve yolk kese zarı arasında bir boşluk (perivitelline) yaratana kadar dikkatlice ileri doğru itin ve ardından enjektörü nabız içine geçirerek hücre karışımının bir kısmını perivitellin uzaya fırlatın.
14. 500-800 hücreleri perivitelline uzaya enjekte edilmiş kadar bakliyat tekrarlayın, sarısı kese sinin alt boyunca yolun en az yarısını genişleten görünür bir şişkinlik oluşturarak, sonra embriyo dan iğne kaldırın.
    NOT: Hücreler iğneyi bloke ederse veya enjeksiyon sırasında hasar görürse, bir an için "sürekli" moduna geçerek iğneyi temizleyin ve ardından "nabız"a geri döner. Bu, iğnenin engelini kaldırmalı ve hücrelerin serbestçe ve hasarsız olarak dışarı atılmasına izin vermelidir.
15. Çanak tüm embriyolar için aynı şeyi yapmaya devam, gerektiğinde tümör hücreleri ile yeni bir iğne yükleme.
16. Tüm embriyolar enjekte ettikten sonra, iğne yi çıkarın ve mümkün olduğunca az metilselüloz ile dışarı pipetli böylece bir mikrokapiller pipet ucu kullanarak birlikte tüm embriyolar itin.
17. Embriyoları E3 içeren bir kurtarma kabına (PTU ve metilen mavisi ile) aktarın ve embriyoların etrafına E3'ü yavaşça borulayarak yıkayın.
    NOT: Bu noktada, ksenogreftli embriyolar farklı yemeklere ayırarak ve bir çanak ve bir kontrol çözeltisi (ilaç aracı gibi) diğer çanak için bir ilaç çözeltisi ekleyerek ilaçlar la tedavi edilebilir.
18. Embriyoları 34 °C'de kuluçkaya yatırın ve ölü veya ödemli embriyoları yemekten çıkarmak için günde iki kez kontrol yapın.
    NOT: 34 °C ksenogreft vaskülarizasyon için en uygun sıcaklık olarak bulunmuştur ve zebrabalığı embriyonik ksenogreft anjiyogenez modeli¹⁸kullanan diğer çalışmalar da kullanılmıştır. Ksenogreftler 48 hpi'ye (implantasyon sonrası saatler) kadar her zaman görüntülenebilir.

6. Canlı Görüntüleme

1. At 48 hpi, ödem olmadan 3-5 sağlıklı embriyolar tanımlayın. 150 μg/mL Tricaine onları anestezik ve yanal olarak monte 1% Düşük Erime Noktası (LMP) agarose daha önce açıklandığı gibi¹⁹.
   NOT: Agarose katılaşma olduğundan, embriyoları yanal olarak konumlandırmak için mikrokapiller pipet ucu kullanın.
2. Konfokal mikroskobu, mikroskop denetleyicisini, lazerleri ve mikroskobu kontrol etmek için bilgisayar yazılımını açın.
3. Bir konfokal mikroskop üzerine çanak yerleştirin. 20x büyütme kullanarak, su daldırma objektif lens, brightfield görüntüleme kullanarak alanın merkezinde ksenogreft konumlandırmak.
4. Tümör hücrelerini ve zebrabalığı kan damarlarını etiketlemek için kullanılan floroforu etiketlemek için kullanılan boyayı tespit etmek için uygun uyarma lazerlerini seçin.
5. Her lazer için kazanç hem tümör hücrelerinin ve kan damarlarının tespiti sağlayan bir seviyeye ayarlayın.
   NOT: Konfokal ayarlar oluşturulduktan sonra, ksenogreftler arasında karşılaştırmalar yapilebilmesi için bunların deney boyunca değişmeden tutulduğundan emin olun.
6. Tümör hücreleri için uygun lazer kanal ını kullanarak, greftin her iki tarafında en az bir veya iki optik bölüm için izin, ksenogreft tüm hacmi içeren görüntülenecek bir hacim belirlemek. Z-yığını oluşturmak için yaklaşık 5 μm arayla kesit aralıkları kullanın.
   NOT: Z-yığınının ksenogreftin tüm hacmini içermesi esastır.
7. İki kanallı görüntüleme kullanarak, görüntü hem tümör ksenogreft ve kan damarları. Her larva nın görüntülensin için 6.6-6.7 adımlarını tekrarlayın.

7. Zaman Atlamalı Görüntüleme

NOT: Bu model, şeffaflığı ve farklı hücre tiplerini floresan olarak etiketleyen zebra balığı transjeniküllerinin kullanılabilirliği nedeniyle dinamik hücresel süreçlerin görüntülenmesi için son derece uygundur. Bu, hızlandırılmış görüntülemeyi bu modelin önemli bir uygulaması haline getirir.

1. Çevre odasını açın ve görüntülemeden önce en az 2 saat 34 °C'ye ayarlayın. Oda nemlendirilmezse, su tabakları ekleyin.
2. Anestezi 3-5 embriyo (2 dpf'de 120 μg/mL Tricaine ve 3 dpf'de 100 μg/mL Tricaine kullanılarak) ve daha önce açıklanan protokol 19'agöre zaman atlamalı görüntüleme için %0,8 LMP agarose yanal olarak monte edin.
   NOT: Agarose katılaşma olduğundan, embriyoları yanal olarak konumlandırmak için mikrokapiller pipet ucu kullanın.
3. 6.2-6.7 adımlarında açıklandığı gibi ksenogrefti ayarlayın ve 10 dk aralıklarla ksenogreftin z-yığınlarını satın alın.
   NOT: Embriyo görüntülendirildiği için 34 °C'de muhafaza edilmeli ve agardaki larvaların üstündeki E3 kontrol edilmeli ve kurumaması için ara sıra takviye edilmelidir.

8. Zebrabalığı Xenograft'a Anjiyojenik Yanıtın Niceliği

NOT: Aşağıdaki adımlarda 3B görüntü analizi yazılımı kullanılır. Belirli adımlar kullanılan yazılıma bağlı olarak değişir.

1. Tümör ksenogreftinin z-stack konfokal görüntü dosyalarını 3D Görüntü Analizi yazılımındaki yeni bir klasöre aktarın.
   NOT: Tümör vaskülarizasyon düzeylerini ölçebilmek için, tüm ksenogreftler için Tümör Hacmi veya Damar Hacmini ölçmek için kullanılabilecek şekilde kalibre edilmiş ayarlarla Ölçüm Protokolleri oluşturulmalıdır.
2. Tümör ksenogreftlerinin hacmini ölçmek için "Tümör Hacmi" protokolünü oluşturmak için, üst menüdeki "Ölçüm" sekmesine gidin ve ardından pencerenin sol tarafında görünen protokoller listesinden "Nesneleri Bul" adlı protokolleri sürükleyin. "Ölçü yapmak için görevleri buraya sürükleyin" başlıklı.
3. Bu protokolün tümör kanalındaki nesneleri ölçmek için ayarlandığından emin olun ve ardından "Clip to ROI" ve "Make ROI from Population" adlı protokolleri protokoller listesinden "Ölçüm yapmak için buradaki görevleri buraya sürükleyin" alanına sürükleyin. Bu iki komutun "Nesneleri Bul" tarafından tanımlanan nesnelere uygulandığından emin olun.
4. Bu protokolün ayarlarını ayarlamadan önce, pencerenin sol üst kısmındaki "Mode" etiketinin üzerindeki açılır menüye gidin ve "Genişletilmiş Odak" görünümünü seçin.
5. Her kanal başlığıaltında siyah daire tıklayarak en sağdaki bölmede non-tümör kanalları deselect, böylece sadece tümör kanalı görülebilir. Tüm tümör hacmi etrafında bir "ilgi bölgesi" (ROI) çizmek için pencerenin üst kısmındaki "Freehand" aracını kullanın.
   NOT: Tümörün hiçbirinin Yatırım Getirisi'nin dışında bırakılmadığından emin olmaya özen. Bu, ayarları kalibre ederken protokolü gerçekleştireceğiniz bir bölge sağlar.
6. Resmin altındaki panelde "Özet" etiketini seçin ve "Popülasyon 2"yi göstermek için "Görüntüle" seçeneğini ayarlayın. Kalibre etmek için, ayarlar penceresini açacak Nesneleri Bul görevindeyıldız işaretine tıklayın. "Yoğunluk" kullanarak "Eşik"i ayarlayın ve arka plan floresanını değil, yalnızca tümör hücreleri seçilene kadar "Alt" eşiğini belirleyin.
   NOT: Bu, seçilen Yatırım Getirisi 'ndeki (8.5'te çekilen) tümör hücrelerinden gelen floresan tespit edilebilmektedir ve arka plan floresanlarının hiçbiri ölçülmez.
7. "Minimum nesne boyutunu" belirleyin, böylece yalnızca bozulmamış hücreler hücre enkazının daha küçük öğelerinin aksine ölçülür (örneğin, "Minimum nesne boyutu" 100 μm³olarak ayarlanır). Üst menüdeki Ölçümler sekmesine tıklayarak ve "Protokolü Kaydet"i tıklatarak bu protokolü "Tümör Hacmi" olarak kaydedin ve tüm ksenogreftleri ölçmek için aynı ayarları kullanın.
8. Ksenogreft ilişkili kan damarlarının hacmini ölçmek için, yeni bir protokol yapmanız gerekir. Üst menüye gidin, Ölçümler sekmesine tıklayın ve "Protokolü Temizle"yi tıklatın. "Nesneleri Bul" ve "RoI'lara Klip" görevlerini bu protokol için "Ölçüyapmak için görevleri buraya sürükleyin" başlıklı alana sürükleyin.
9. İlk komutun kan damarı kanalındaki nesneleri ölçmek için ayarlandığından ve aşağıdaki komutun ilk komuttarafından tanımlanan nesnelere uygulanacak şekilde ayarlandığından emin olun. Sonra sadece kan damarları görülebilir, böylece aşırı sağ bölmede olmayan damar kanalları seçin.
10. "Damar Hacmi" ayarlarını "Tümör Hacmi" protokolüne benzer şekilde belirleyin ve bu protokolü "Damar Hacmi" olarak kaydedin (bakınız 8.6-8.7).
11. Protokolü temizleyin ve ksenogreft in etrafına bir yatırım getirisi çizin, tümör dışı otofloresan içermemeye özen. Ölçümler sekmesini tıklayarak, "Protokol Geri Yükle" komutunu seçerek ve "Tümör Hacmi" protokolünü seçerek bu YG'deki tümör kanalındaki nesnelerin hacminin toplamını ölçün.
12. "Tümör Hacmi" protokolü tarafından yapılan yeni YG'yi kullanarak, Ölçümler sekmesini tıklayarak, "Geri Yükleme Protokolü" komutunu seçerek ve "Gemi" komutunu seçerek bu YG'deki damar kanalındaki nesnelerin toplam hacmini ölçmek için "Damar Hacmi" protokolünü kullanın Hacim" protokolü.
13. Damar hacmini tümör hacmine bölün ve yanıtı 100 ile çarpın ve greft vaskülarizasyonunun yüzde değerini elde edin.
14. Diğer tüm ksenogreftler için 8.11-8.13 adımlarını tekrarlayın.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Sonuçlar

6, 24 ve 48 hpi'de tek bir ksenograft görüntülenerek, farklı zaman noktalarındaki anjiyojenik yanıt Şekil 1A-C'degösterildiği gibi hesaplanabilir. En büyük anjiyojenik yanıt 24-48 h sonrası implantasyon arasında gözlenirken, en fazla greft vaskülarizasyonu 2 dpi civarında görülür (Şekil1A-C). Bir B16-F1 ksenogreft tipik bir anjiyojenik yanıt bir zaman atlamalı film 20.75 hp...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Tartışmalar

Protokoldeki ilk kritik adım tümör hücrelerinin implantasyonudur. Hücrelerin, ksenogreftin embriyo ödem yapmadan embriyoya başarılı bir şekilde implant atmasını sağlayacak bir yere enjekte edilmesi esastır. Çok anterior bir enjeksiyon hücrelerin kalbe doğru hareket izin verebilir, kan dolaşımını engelleyen ve ödem yol açan, çok posterior bir enjeksiyon kötü implante ksenogreft neden olurken. Bir anterior enjeksiyon en iyi o enjekte olarak kalpten uzağa işaret ediyor, böylece arka yönde bir ?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Malzemeler

Name	Company	Catalog Number	Comments
Air cylinder	BOC	011G	Xenotransplantation
B16-F1 cells	ATCC		Cell culture
BD Matrigel LDEV-free (extracellular matrix mixture)	Corning	356235	Xenotransplantation
Borosillicate glass capillaries	Warner Instruments	G100T-4	OD = 1.00 mm, ID = 0.78 mm, Length = 10 cm Cell injection
Cell culture dish 35 mm diameter	Thermofisher NZ	NUN153066	Fish husbandry
Cell culture dish 100 mm diameter	Sigma-Aldrich	CLS430167-500EA	Fish husbandry
Cell culture flask 75 cm2	In Vitro Technologies	COR430641	Cell culture
CellTracker Green	Invitrogen	C2925	Cell labelling, Stock concentration (10 mM in DMSO), working concentration (0.2 μM in serum-free media)
Dimethyl sulfoxide	Sigma-Aldrich	D8418	Drug treatment, Cell labelling
E3 Media (60x in 2 L of water) 34.8 g NaCl 1.6 g KCl 5.8 g CaCl2·2H2O 9.78 g MgCl2·6H2O adjust to pH 7.2 with NaOH	In house [1]		Fish husbandry
Ethyl-3-aminobenzoate methanesulfonate (Tricaine)	Sigma-Aldrich	E10521	Xenotransplantation, Imaging
Filter tip 1,000 μL	VWR	732-1491	Used during multiple steps
Filter tip 200 μL	VWR	732-1489	Used during multiple steps
Filter tip 10 μL	VWR	732-1487	Used during multiple steps
Fluorescence microscope	Leica	MZ16FA	Preparation of embryos
FBS (NZ origin)	Thermofisher Scientific	10091148	Cell culture
Gloves	Any commercial brand		Used during multiple steps
Haemocytometer cell counting chamber Improved Neubauer	HawksleyVet	AC1000	Xenotransplantation
Heraeus Multifuge X3R Centrifuge	Thermofisher Scientific	75004500	Cell culture, Cell labelling
Hoechst 33342	Thermofisher Scientific	62249	Cell labelling, Stock concentration (1 mg/ml in DMSO), working concentration (6 μg/ml in serum-free media)
Low Melting Point, UltraPure Agarose	Thermofisher Scientific	16520050	Imaging
Methycellulose	Sigma-Aldrich	9004 67 5	Xenotransplantation
Methylene blue	sigma-Aldrich	M9140	Fish husbandry
Microloader 0.5-20 μL pipette tip for loading microcapillaries	Eppendorf	5242956003	Xenotransplantation
Micropipettes	Any commercial brand		Used during multiple steps
Micropipette puller P 87	Sutter Instruments		Xenotransplantation
Microscope cage incubator	Okolab		Time-lapse imaging
Microwave	Any commercial brand		Imaging
Mineral oil	Sigma-Aldrich	M3516	Xenotransplantation
Minimal Essential Media (MEM) - alpha	Thermofisher Scientfic	12561056	Cell Culture
MPPI-2 Pressure Injector	Applied Scientific Instrumentation		Xenotransplantation
Narishige micromanipulator	Narishige Group		Xenotransplantation
Nikon D Eclipse C1 Confocal Microscope	Nikon		Imaging
N-Phenylthiourea (PTU)	Sigma-Aldrich	P7629	Fish husbandry
PBS	Gibco	10010023	Cell culture
Penicillin Streptomycin	Life Technologies	15140122	Cell culture
S1 pipet filler	Thermoscientific	9501	Cell culture
Serological stripette 10 mL	Corning	4488	Cell culture
Serological stripette 25 mL	Corning	4489	Cell culture
Serological stripette 5 mL	Corning	4485	Cell culture
Serological stripette 2 mL	Corning	4486	Cell culture
Terumo Needle 22 G	Amtech	SH 182	Fish husbandry
Tissue culture incubator	Thermofisher Scientfic	HeraCell 150i	Cell culture
Tivozanib (AV951)	AVEO Pharmaceuticals		Drug treatment
Transfer pipette 3 mL	Mediray	RL200C	Fish husbandry
Trypsin/EDTA (0.25%)	Life Technologies	T4049	Cell culture
Tweezers	Fine Science Tools	11295-10	Fish husbandry
Volocity Software (v6.3)	Improvision/Perkin Elmer		Image analysis