JoVE Logo
Yazarlar
Bize Ulaşın

Oturum Aç

Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliği gereklidir. Oturum açın veya ücretsiz deneme sürümünü başlatın.

Bu Makalede

  • Özet
  • Özet
  • Giriş
  • Protokol
  • Sonuçlar
  • Tartışmalar
  • Açıklamalar
  • Teşekkürler
  • Malzemeler
  • Referanslar
  • Yeniden Basımlar ve İzinler

Özet

Burada, bitki patojenlerinde RNA susturucularını hızlı bir şekilde taramak için yaygın olarak kullanılabilecek değiştirilmiş bir tarama yöntemi salıyoruz.

Özet

RNA susturma ökaryotlarda evrimsel olarak korunmuş, diziye özgü gen düzenleme mekanizmasıdır. Çeşitli bitki patojenleri konak bitki RNA susturma yolu inhibe yeteneği ile proteinler gelişti. Virüs efektörü proteinlerinin aksine, sadece birkaç salgılanan efektör proteinbakteriyel, oomisel ve mantar patojenlerinde RNA susturma yeteneğini göstermiştir ve çoğu efektörmoleküler fonksiyonları büyük ölçüde bilinmemektedir. Burada, rna susturma gözlemlemek ve bitki patojenleri tarafından salgılanan efektör proteinleri karakterize etmek için genel bir yöntem olarak hizmet verebilecek ortak infiltrasyon tsay'ın biraz değiştirilmiş bir versiyonunu ayrıntılı olarak açıklıyoruz. Yaklaşımın temel adımları sağlıklı ve tam olarak gelişmiş yaprakları seçmek, bakteri kültürünü 600 nm'de uygun optik yoğunluğa (OD) ayarlamak ve sızmış olan da optimum zamanda yeşil floresan proteini (GFP) floresanını gözlemlemektir. zayıf bastırma aktivitesi ile etkileri atlayarak önlemek için bırakır. Bu geliştirilmiş protokol, RNA susturucu baskılayıcıların hızlı, doğru ve kapsamlı taranmasına katkıda bulunacak ve bu proteinlerin moleküler işlevlerini araştırmak için mükemmel bir başlangıç noktası olarak hizmet verecektir.

Giriş

Son yirmi yılda, bitki hastalıklarına neden olan mikroorganizmaların genom dizilimindeki ivme, dizi bilgileri ile kodlanmış proteinlerin biyolojik işlevleri arasında giderek artan bir bilgi boşluğuna yol açmıştır1. Sıralama projelerinin ortaya çıkardığı moleküller arasında doğuştan gelen bağışıklığı baskılayan ve konak kolonizasyonunu kolaylaştıran efektör moleküller; bu faktörler bakteriler, nematodlar ve ipliksi mikroplar da dahil olmak üzere yıkıcı bitki patojenleri tarafından salgılanır. Bu tehditlere yanıt vermek için, konak bitkiler bu efektörleri tanıyan yeni reseptörler gelişti, bağışıklık yanıtının restorasyonu sağlayan. Bu nedenle, efektörler çeşitli seçici baskılara tabidir, patojen soyları arasında efektör repertoireçeşitlenmesine yol açan2. Son yıllarda, bitki patojenleri putatif etkileri sinyal yollarının disregülasyonu da dahil olmak üzere çeşitli şekillerde mikroplar yararına konak hücresel süreçleri engelleyerek bitki doğuştan bağışıklık bozmak için gösterilmiştir, transkripsiyon, hücre içi ulaşım, sitoiskelet istikrar, vezikül ticareti, vezikül ticareti, ve RNA silele3,4,5. Ancak, patojen efektörlerin büyük çoğunluğu, özellikle filamentöz patojenler olanlar, esrarengiz kalmıştır.

RNA susturma ökaryotlar arasında korunan homoloji aracılı gen inaktivasyon makinalarıdır. Süreç uzun çift telli RNA (dsRNA) tarafından tetiklenir ve homolog tek iplikçikli RNA (ssRNA) bir dizi özgü bir şekilde hedefler ve antiviralsavunma6 dahil biyolojik süreçlerin geniş bir yelpazede manipüle. Konakçının doğuştan gelen bağışıklık tepkilerini aşmak için, bazı virüsler RNA'nın susturulmasını dengelemek için evrimleşmiştir, hücre içi bölmelerde çoğalma veya susturma yeniden organize edilmiş sinyalden kaçma yeteneği de dahil olmak üzere. Bununla birlikte, virüslerin genomlarını RNA susturma bağımlı gen fonksiyonu kaybına karşı korumaları en genel strateji, RNA'yı susturan spesifik proteinleri kodlamaktır7,8. Çeşitli mekanistik farklı yaklaşımlar ekran ve RNA susturucu viral bastırıcılar karakterize kurulmuştur (VSR), Agrobacterium tumefaciens kültürlerin co-infiltrasyon dahil, putatif bastırıcılar ifade transgenik bitkiler, aşılama ve hücre kültürü9,10,11,12,13.

Bu tahlillerin her biri avantajları ve dezavantajları vardır ve VsR'ları kendi farklı bir şekilde tanımlar. En yaygın yaklaşımlardan biri, Nicotiana benthamiana 16c bitkileri üzerinde potansiyel viral protein ve muhabir gen (genellikle yeşil floresan protein [GFP]) barındıran bireysel A. tmuefaciens kültürlerin eş-infiltrasyon dayanmaktadır eş selabahar mozaik virüs 35S organizatörü kontrolü altında GFP ifade. Aktif bir viral susturucu baskılayıcı yokluğunda, GFP konak hücreleri tarafından eksojen olarak tanımlanır ve 3 gün post-infiltrasyon (dpi) içinde susturulur. Buna karşılık, viral protein bastırma aktivitesi varsa, GFP ifade düzeyi 3−9 dpi9ötesinde sabit kalır. Bu ortak infiltrasyon tsay basit ve hızlı; ancak, ne son derece kararlı ne de hassas. Yine de, titreyen birçok RNA virüsleri çeşitli protein dizileri ve yapıları ile çok sayıda VSR tespit etmiştir7,8.

Son zamanlarda, hücresel RNA susturma aktivitesiinin inhibe edebilirsiniz çeşitli efektör proteinler bakteriyel karakterize edilmiştir, oomisin, ve mantar bitkisi patojenler14,15,16. Bu bulgular, RNA susturma bastırma çoğu krallıkta patojenler tarafından kullanılan enfeksiyonu kolaylaştırmak için ortak bir strateji olduğunu ima eder. Teoride, birçok, hepsi değilse de, efektörlerr rna susturucular (RSSs) kodlamak olabilir; ancak bugüne kadar, özellikle güvenilir ve genel tarama stratejisinin yetersizliği nedeniyle sadece birkaç ı tespit edilmiştir. Ayrıca, Bitki patojenlerinin büyük çoğunluğunda RNA susturucuları araştırılmamıştır17.

Bu raporda, tarımsal infiltrasyon testini kullanarak lokal ve sistemik RNA susturmalarını bastırabilen bitki patojen efektörlerini belirlemek için optimize edilmiş ve genel bir protokol sunacağız. Bu çalışmanın en önemli amacı protokolün temel yönlerini vurgulamak ve adımları ayrıntılı olarak açıklamak, böylece bitki patojenlerinin hemen hemen tüm etkileri için uygun bir tarama testsağlamaktı.

Protokol

NOT: Prosedürün tüm adımları oda sıcaklığında (RT) yapılmalıdır.

DİkKAT: Patojen mikroplar içeren tüm ortamların yanı sıra, tetkikte kullanılan bitki ve bitki dokusunu, atmadan önce uygun atık kaplarına ve otoklava yatırın.

1. Putatif efektörler içeren plazmid yapılarının hazırlanması

  1. RNA dizilimi (RNA-Seq) tarafından ve daha nicel gerçek zamanlı PCR (qRT-PCR) tekniği ile belirlendiği gibi, enfeksiyon sırasında yüksek oranda ifade edilen putatif salgılanan efektörleri seçin.
  2. SignalP18gibi bir yazılım aracı kullanarak her efektörün sinyal peptid dekolte alanını belirleyin.
  3. Yüksek sadakatLI DNA polimeraz kullanarak ilgi nin efektörünün kodlayıcısını kodlayan geni yükseltmek için astar tasarla ve PCR gerçekleştirin. PCR ürün kontrol etmek için agarose jel elektroforez gerçekleştirin, sonra ligasyon içermeyen klonlama kiti kullanarak Ağ Geçidi giriş vektörpQBV3 içine amplicon klonlamak(Malzeme Tablosu), ve daha sonra hedef ifade vektör pEG100 içine LR rekombinasyon reaksiyonu kullanarak19.
  4. 3−5 μL LR reaksiyon karışımını 100 μL yetkin E. coli hücresine dönüştürün (örneğin, TOP10, DH5α), luria-Bertani (LB) agar ortamına 50 μg/mL kanamisin ile takviye edilmiş dönüştürülmüş bakteri hücrelerini yayıtıp 37 °C'de 16−20 saat kuluçkaya yatırın.
    NOT: Pozitif transformatörler koloni PCR20 ile tespit edilebilir ve plazmid miniprep ve sıralama ile daha fazla analiz edilebilir.
  5. 50−100 ng rekombinant plazmidi kimyasal olarak yetkin A. tumefaciens hücrelerinin 100 μL içine efektör protein taşıyan tanıtın, yavaşça karıştırın ve sonra sıvı nitrojen içinde 1 dakika boyunca dondurma.
  6. 500 μL LB suyu ekleyin ve inkübat30 °C'de 4−6 saat boyunca hafif çetrenleme ile ve 50 g/mL kanamisin ve 50 μg/mL rifampisin ile desteklenen LB agar ortamındaki tüm tarım bakterihücrelerini 2 gün boyunca 30 °C'de aktarın ve yayın.
    NOT: Pozitif klonlar koloni PCR ile doğrulanabilir.
  7. Aksi belirtilmedikçe, tarımsal sızma deneyleri için tek bir dönüştürülmüş koloni kullanın.
    NOT: Bu araştırmada, test edilen efektör genlerin hiçbiri tahmin edilen intronlar içermesin; genlerin her biri doğrudan bir Phytophthora sojae izole genomik DNA'dan güçlendirilmiş oldu. Etiketsiz bir Ağ Geçidi bitkisi ifade vektörü önerilir, ancak gerekli değildir.

2. N. benthamiana 16c bitkilerin hazırlanması

  1. 20 dk boyunca 120 °C'de %50 turba yosunu, %30 perlit ve %20 vermikülitten oluşan çömlekçilik toprak karışımları hazırlayın.
  2. Otoklavlı toprak karışımlarını bitki gübresi çözeltisi (1 g/L) ile ıslatın ve daha büyük bir tepside (540 mm x 285 mm x 60 mm) saklanan daha küçük tencerelere (80 mm x 80 mm x 75 mm) yerleştirin.
  3. Her potun toprak yüzeyine N. benthamiana 16c bir veya iki tohum ekin. Plastik bir kubbe ile tepsi kapağı ve tohumlar çimlenmesağlar.
  4. Tepsiyi 23−25 °C sıcaklık, %50−60 bağıl nem ve uzun gün fotoperamı (14 saat açık/10 h karanlık, aydınlatma 130−150 μE·m-2s-1sıcaklıkile hafif ve sıcaklık kontrollü büyüme odalarının altına yerleştirin.
  5. Tohumlar çimlandıktan sonra (3−4 gün) plastik kubbeyi çıkarın ve fidelerin çimlenme adımında kullanılan koşullarda büyümesini bekleyin.
  6. Her 2−3 günde bir, toprağı nemli ama ıslatmayan uygun miktarda su ekleyin; daha fazla büyüme teşvik etmek için her 10 günde gübre ekleyin. N. benthamiana 16c tesislerini kullanıma hazır olana kadar normal şartlaraltında koruyun; Bu aşamada bitki en az beş tam olarak geliştirilmiş gerçek yaprakları ve görünür aksilla veya çiçek tomurcukları olmalıdır, ve yaprakları sağlıklı bir yeşil görünüme sahip olmalıdır).
  7. Yerel RNA susturma tahlilleri için N. benthamiana 16c'nin 3−4 haftalık yapraklarını ve sistemik RNA susturma tahlilleri için genç N. benthamiana 16c bitkilerini (10−14 günlük) kullanın.
    NOT: Bitki büyüme koşulları ve tesisleri laboratuvarlar arasında farklılık gösterir; sızma için sağlıklı, iyi gelişmiş ve tamamen genişletilmiş yaprakları seçin.

3. Sızma için Agrobacterium kültürünün hazırlanması

  1. LB plakasından pozitif bir koloni seçin ve hücreleri 50 g/mL kanamisin ve 50 μg/mL rifampisin ile takviye edilmiş 5 mL LB orta içeren cam tüpe dönüştürün. Hücreleri 30 °C'de 24−48 saat boyunca 200 rpm'de sallayarak büyütün.
  2. Aynı antibiyotikler, 10 mM 2-(N-morfolino) etanesulfonik asit (MES; pH 5.6) ve 20 μM asetonipone (AS) ile birlikte 5 mL'lik LB ortamına 100 μL kültür aktarımı. 16−20 saat boyunca 200 rpm sallayarak 30 °C'de bakteri yetiştirin.
  3. 10 dk için 4.000 x g santrifüj hücreleri supernatant dökün ve 10 mMMgCl 2 tampon 2 mL pelet resuspend.
  4. Antibiyotiklerin tam olarak çıkarılmasını sağlamak için adım 3.3 tekrarlayın.
  5. 600 nm (OD600)optik yoğunluğu ölçerek Agrobacterium kültürünün yoğunluğunu belirleyin. 10 mM MgCl2 tamponile 1,5−2.0'lık Bir OD600'e ayarlayın.
  6. Son süspansiyon kültürlerine 10 mM MES (pH 5.6) ve 150 μM AS ekleyin ve hücreleri en az 3 saat sallayarak RT'de kuluçkaya yatırın.
    NOT: Son süspansiyon kültürlerini bir gecede bırakmayın.

4. Co-infiltrasyon N. benthamiana yaprakları

  1. 35S-GFP içeren bir Agrobacterium kültürünün eşit hacimli lerini 35S- salatalık mozaik virüs bastırıcı 2b (CMV2b), putatif efektör veya boş vektör (EV) içeren bir Agrobacterium kültürüyle karıştırın.
  2. N. benthamiana 16c yapraklarının abaxial taraflarında 1 mL iğnesiz şırınga kullanarak karışık agrobacterium süspansiyonlara dikkatlice ve yavaşça sızın.
  3. Yumuşak doku silecekleri ile yapraklarıkalan bakteriyel süspansiyon çıkarın ve bir yapıcı kalem ile sızmış yamalar marjları daire.
  4. Aynı büyüme koşulları altında büyüme odasında sızmış bitkiler bırakın.
    NOT: Güvenlik ve sağlık nedenlerinden dolayı, sızma sırasında koruyucu göz gözlükleri ve maske takılmalıdır. Çapraz kontaminasyonu önlemek için eldivenler infiltrasyonlar arasında etanol ile değiştirilmeli veya sterilize edilmelidir. Normalde sızma için yaprak başına en az 1 mL agrobacterium süspansiyongereklidir. Sistemik susturma için, en az iki yaprak infiltrasyon için gerekli olacaktır.

5. GFP görüntüleme analizi

  1. Görme tüm bitkilerin yeni yetiştirilen yapraklarında GFP floresantespit 2 hafta post-infiltrasyon (sistemik RNA susturma için) veya yaprak toplama olmadan uzun dalga ultraviyole (UV) lamba kullanarak yaprakları 3−4 dpi sızmış yamalar.
  2. Uv ve sarı filtrelerle donatılmış bir dijital kamera ile toplanan bitkileri ve/veya müstakil yaprakların fotoğrafını çekin.
    NOT: Yerel susturma bastırma tahlilleri için, N. benthamiana 16c yaprakların sızmış yamaları araştırmak, sistemik susturma bastırma etkinliği için ise, yeni yetiştirilen yaprakları araştırmak. RNA susturma bastırma etkinliği bireysel efektörler arasında değişebilir. Bu nedenle, 3 dpi başlayan birkaç gün içinde yamalar veya yaprakları gözlemleyin. CMV2b ve EV'i sırasıyla pozitif ve negatif denetimler olarak kullanın.

6. Sızmış yapraklarda GFP mRNA düzeylerinin kuzey leke analizi

  1. RNA izolasyon reaktifi kullanılarak yaprak dokusundan toplam RNA izolasyonu (Malzeme Tablosu)
    1. 4−7 dpi'de sızmış N. benthamiana 16c yamaları yaprak dokuları toplamak, ince bir toz sıvı azot pulverize, ve steril bir 2 mL tüp için toz aktarın.
    2. RNA izolasyon reaktifini (1 mL/100 mg doku) kaputtaki örneklenmiş tüpe hemen ekleyin, homojenate için şiddetle sallayın ve 5 dakika boyunca RT'de kuluçkaya yatırın.
    3. Bir kaputtaki her tüpe kloroform (200 μL/1 mL RNA izolasyon reaktifi) ekleyin, 15 s'lik bir kuvvetle sallayın ve RT'de 5 dk. 4 °C'de 15 dakika boyunca 12.000 x g homojenin inkübünü ekleyin.
    4. Supernatant'ı yeni bir RNase-free tüpüne aktarın ve peleti atın. Supernatant için 0,7 hacimli isopropanol ekleyin, nazikçe birkaç kez ters ve 10 dakika boyunca RT karışımı kuluçka.
    5. RNA peletini 4 °C'de 15 dakika boyunca 12.000 x g'de santrifüj ile çökeltin.
    6. Supernatant atın,% 70 etanol ile pelet yıkayın ve bir başlık pelet hava-kuru. RNA'yı 65 °C'lik bir su banyosunda 10−20 dakika kuluçkaya yatarak diethyl pyrocarbonate (DEPC) ile işlenmiş suda çözün.
  2. Sızmış yapraklarda GFP mRNA seviyesinin kuzey leke analizi
    1. 1x MOPS çalışan tampon bir% 1.2 formaldehit denaturing agarose jel hazırlayın.
    2. RNA 1:1'i RNA yükleme boyası ile karıştırın ve kuluçka ile denatüre 10 dakika boyunca 65 °C'de, denatüre edilmiş numuneleri 1 dakika boyunca buz üzerinde hemen soğutun.
    3. RNA iyi ayrılana kadar 50 dakika için 100 V jel ve elektroforse örnekleri yükleyin.
    4. Formaldehit kaldırmak ve 20x SSC tampon gecede kılcal transfer ile naylon membran jel transfer 20x tuzlu sodyum sitrat (SSC) tampon jel durulamak. Membranı 2x SSC'de ıslatın ve ıslak membranı UV çapraz bağlamaya maruz bırakarak RNA'yı membrana sabitle.
    5. Uygun miktarda hibridizasyon tamponu ekleyin (100 cm2 membranbaşına 10 mL; Malzeme Tablosu) bir hibridizasyon tüpü nde ve 60 °C'de bir melezleme fırınında çalkalayın.
    6. Membranı hibridizasyon tüpüne koyun ve 60 °C'de 60 dakika kuluçkaya yatırın. Önceden ısıtılmış hibridizasyon tamponu içeren hibridizasyon çözeltisine 5'DIG etiketli DNA probu (son konsantrasyon, 50 ng/mL) seyreltin.
    7. Prehibridizasyon arabelleği atın ve hemen DIG etiketli prob içeren önceden ısıtılmış hibridizasyon çözeltisi ile değiştirin. Lekeyi bir gecede 60 °C'de prob ile hafif bir ajitasyonla kuluçkaya yatırın.
    8. Hibridizasyondan sonra membranı her biri 20 dakika boyunca 60 °C'de artan sıkılık tamponlarında iki kez yıkayın. Ekstra yıkama tamponunu çıkarmak için membranı hafifçe silin ve kemilüminesan hibridizasyon ve algılama kitinde önerildiği gibi reaktifler ekleyin(Malzeme Tablosu).
    9. Görüntüleme sistemi ile birlikte kemilüminesans reaksiyonu ile hibrid sinyalleri tespit edin.

Sonuçlar

Yukarıda, P. sojae RxLR efektörlerinin RSS aktivitesini değerlendirmek için geliştirilmiş bir tarama tetkik için adım adım prosedürü açıklıyoruz. Deney toplamda 5−6 hafta sürer. Daha sonra, tetkik ile tanımlanan RSSs daha fonksiyon ve moleküler mekanizma açısından karakterize edilebilir. Yaklaşımımıza örnek olarak, enfeksiyon sırasında haustoria yoluyla salgılanan ve konak hücrelere teslim edilen RNA susturucu 1 'in (PSR1) P. sojae RxLR eff...

Tartışmalar

RNA susturma viral, bakteriyel, oomycete ve mantar patojenleri ile mücadele için bitkiler tarafından kullanılan önemli bir savunma mekanizmasıdır. Buna karşılık, bu mikroplar antiviral susturma karşı susturucu proteinleri susturma evrimleşmiş, ve bu RSSs RNA susturma yolu farklı adımları ile müdahale22,23. RSSS10'utanımlamak için çeşitli tarama denemeleri geliştirilmiştir.

Burada, P. ...

Açıklamalar

Yazarların açıklayacak bir şeyi yok.

Teşekkürler

Bu çalışma Şangay Eğitim Geliştirme Vakfı ve Şangay Belediye Eğitim Komisyonu, Çin Ulusal Anahtar Ar-Ge Programı Ulusal Anahtar Ar-Ge Programı "Shuguang Programı" hibe tarafından desteklenmiştir ( 2018YFD0201500), Çin Ulusal Doğa Bilimleri Vakfı (no. 31571696 ve 31660510), Çin Genç Profesyoneller için Bin Yetenek Programı ve Şangay Belediyesi Bilim ve Teknoloji Komisyonu (18DZ2260500).

Malzemeler

NameCompanyCatalog NumberComments
2-Morpholinoethanesulfonic Acid (MES)Biofroxx1086GR500Buffer
2xTaq Master MixVazyme BiotechP112-AAPCR
3-(N-morpholino) propanesulfonic acid (MOPS)Amresco0264C507-1KGMOPS Buffer
Acetosyringone (AS)Sigma-AldrichD134406-5GInduction of Agrobacterium
AgarSigma-AldrichA1296-1KGLB medium
AgaroseBiofroxx1110GR100Electrophoresis
Amersham Hybond -N+GE HealthcareRPN303 BNothern blot
Amersham ImagerGE HealthcareAmersham Imager 600Image
Bacto TryptoneBD Biosciences211705LB medium
Bacto Yeast ExtractionBD Biosciences212750LB medium
CameraNikonD5100Photography
ChemiDoc MP Imaging SystemBio-Rad
Chemiluminescent detection module component of dafa kitsThermo Fisher Scientific89880Luminescence detection
ChloramphenicolAmresco0230-100GAntibiotics
ClonExpress II One Step Cloning KitVazyme BiotechC112-01Ligation
DIG Easy HybSigma-Aldrich11603558001Hybridization buffer
Easypure Plasmid Miniprep kitTransGen BiotechEM101-02Plasmid Extraction
EasyPure Quick Gel Extraction KitTransGen BiotechEG101-02Gel Extraction
EDTA disodium salt dihydrateAmresco/VWR0105-1KGMOPS Buffer
Electrophoresis Power SupplyLiuYiDYY6DNucleic acid electrophoresis.
FastDigest EcoRVThermo Fisher ScientificFD0304Vector digestion
Gel Image SystemTanonTanon3500Image
GentamycinAmresco0304-5GAntibiotics
Kanamycin SulfateSigma-AldrichK1914Antibiotics
LR Clonase II enzymeInvitrogen11791020LR reaction
Nitrocellulose Blotting membrane 0.45umGE Healthcare10600002Northern
NORTH2south biotin random prime dna labeling kitThermo Fisher Scientific17075Biotin labeling
PCR Thermal CyclersBio-RadT100PCR
Peat mossPINDSTRUPDark Gold + clayPlants
Peters Water-Soluble FertilizerICEPeter Professional 20-20-20Fertilizer
Phanta Max Super-Fidelity DNA PolymeraseVazyme BiotechP505-d1Enzyme
RifampicinMP Biomedicals219549005Antibiotics
RNA Gel Loading Dye (2X)Thermo Fisher ScientificR0641RNA Gel Loading Dye
Sodium Acetate HydrateAmresco/VWR0530-1KGMOPS Buffer
Sodium ChlorideAmresco0241-10KGLB medium
Tri-Sodium citrateAmresco0101-1KGSSC Buffer
Trizol ReagentInvitrogen15596018RNA isolation reagent
UV lampAnalytik JenaUVP B-100APObservation
UVP Hybrilinker OvenAnalytik JenaOV2000Northern

Referanslar

  1. Waterfield, N. R., et al. Rapid Virulence Annotation (RVA): identification of virulence factors using a bacterial genome library and multiple invertebrate hosts. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 105 (41), 15967-15972 (2008).
  2. Rovenich, H., Boshoven, J. C., Thomma, B. P. Filamentous pathogen effector functions: of pathogens, hosts and microbiomes. Current Opinion in Plant Biology. 20, 96-103 (2014).
  3. Varden, F. A., De la Concepcion, J. C., Maidment, J. H., Banfield, M. J. Taking the stage: effectors in the spotlight. Current Opinion in Plant Biology. 38, 25-33 (2017).
  4. Lee, A. H., et al. Identifying Pseudomonas syringae Type III Secreted Effector Function via a Yeast Genomic Screen. G3: Genes, Genomes, Genetics. 9 (2), 535-547 (2019).
  5. Toruno, T. Y., Stergiopoulos, I., Coaker, G. Plant-Pathogen Effectors: Cellular Probes Interfering with Plant Defenses in Spatial and Temporal Manners. Annual Review of Phytopathology. 54, 419-441 (2016).
  6. Baulcombe, D. RNA silencing in plants. Nature. 431 (7006), 356-363 (2004).
  7. Pumplin, N., Voinnet, O. RNA silencing suppression by plant pathogens: defence, counter-defence and counter-counter-defence. Nature Reviews Microbiology. 11 (11), 745-760 (2013).
  8. Csorba, T., Kontra, L., Burgyan, J. Viral silencing suppressors: Tools forged to fine-tune host-pathogen coexistence. Virology. 479-480, 85-103 (2015).
  9. Johansen, L. K., Carrington, J. C. Silencing on the spot. Induction and suppression of RNA silencing in the Agrobacterium-mediated transient expression system. Plant Physiology. 126 (3), 930-938 (2001).
  10. Powers, J. G., et al. A versatile assay for the identification of RNA silencing suppressors based on complementation of viral movement. Molecular Plant-Microbe Interactions. 21 (7), 879-890 (2008).
  11. Voinnet, O., Lederer, C., Baulcombe, D. C. A viral movement protein prevents spread of the gene silencing signal in Nicotiana benthamiana. Cell. 103 (1), 157-167 (2000).
  12. Deleris, A., et al. Hierarchical action and inhibition of plant Dicer-like proteins in antiviral defense. Science. 313 (5783), 68-71 (2006).
  13. Li, W. X., et al. Interferon antagonist proteins of influenza and vaccinia viruses are suppressors of RNA silencing. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 101 (5), 1350-1355 (2004).
  14. Navarro, L., et al. A plant miRNA contributes to antibacterial resistance by repressing auxin signaling. Science. 312 (5772), 436-439 (2006).
  15. Qiao, Y., et al. Oomycete pathogens encode RNA silencing suppressors. Nature Genetics. 45 (3), 330-333 (2013).
  16. Yin, C., et al. A novel fungal effector from Puccinia graminis suppressing RNA silencing and plant defense responses. New Phytologist. 222 (3), 1561-1572 (2019).
  17. Zhang, P., et al. The WY domain in the Phytophthora effector PSR1 is required for infection and RNA silencing suppression activity. New Phytologist. 223 (2), 839-852 (2019).
  18. Petersen, T. N., Brunak, S., von Heijne, G., Nielsen, H. SignalP 4.0: discriminating signal peptides from transmembrane regions. Nature Methods. 8 (10), 785-786 (2011).
  19. Earley, K. W., et al. Gateway-compatible vectors for plant functional genomics and proteomics. Plant Journal. 45 (4), 616-629 (2006).
  20. Woodman, M. E., Savage, C. R., Arnold, W. K., Stevenson, B. Direct PCR of Intact Bacteria (Colony PCR). Current Protocols in Microbiology. 42 (1), 1-7 (2016).
  21. Cao, X., et al. Identification of an RNA silencing suppressor from a plant double-stranded RNA virus. Journal of Virology. 79 (20), 13018-13027 (2005).
  22. Burgyan, J., Havelda, Z. Viral suppressors of RNA silencing. Trends in Plant Science. 16 (5), 265-272 (2011).
  23. Incarbone, M., Dunoyer, P. RNA silencing and its suppression: novel insights from in planta analyses. Trends in Plant Science. 18 (7), 382-392 (2013).
  24. Martinez-Priego, L., Donaire, L., Barajas, D., Llave, C. Silencing suppressor activity of the Tobacco rattle virus-encoded 16-kDa protein and interference with endogenous small RNA-guided regulatory pathways. Virology. 376 (2), 346-356 (2008).

Yeniden Basımlar ve İzinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya resimlerini yeniden kullanma izni talebi

Izin talebi

Daha Fazla Makale Keşfet

GenetikSay 156tar msal filtrasyonefekt rlokal RNA susturmaNicotiana benthamianaPhytophthora sojaebitki patojenleriRNA susturucusistemik RNA susturma

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Bize Ulaşın

KÜTÜPHANEYE TAVSİYE ET

JoVE HABER BÜLTENLERİ

Araştırma

Eğitim

Yazarlar

Kütüphaneciler

JoVE Hakkında

Telif Hakkı © 2020 MyJove Corporation. Tüm hakları saklıdır