JoVE Logo
Yazarlar
Bize Ulaşın

Oturum Aç

Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliği gereklidir. Oturum açın veya ücretsiz deneme sürümünü başlatın.

Bu Makalede

  • Özet
  • Özet
  • Giriş
  • Protokol
  • Sonuçlar
  • Tartışmalar
  • Açıklamalar
  • Teşekkürler
  • Malzemeler
  • Referanslar
  • Yeniden Basımlar ve İzinler

Özet

Bu protokol, hücre içi optik biyo-modülasyonu için basit ve kolay bir yöntemde silikon nanotellerin kullanımını açıklamaktadır. Bu teknik, çeşitli hücre tiplerine son derece uyarlanabilir ve in vitro ve in vivo uygulamaları için de kullanılabilir.

Özet

Miyofibroblastlar kendiliğinden silikon nanowires içselleştirebilirsiniz (SiNWs), onları biyoelektronik uygulamalar için cazip bir hedef yapma. Bu hücre-silikon meleznormal hücre davranışı için en az tedirginlik ile kurşunsuz optik modülasyon yetenekleri sunuyoruz. Optik yetenekler SiNWs fototermal ve fotoelektrik özellikleri ile elde edilir. Bu melezler standart doku kültürü teknikleri kullanılarak hasat edilebilir ve daha sonra farklı biyolojik senaryolara uygulanabilir. Burada bu melezlerin kardiyak hücrelerin elektriksel bağlantılarını incelemek ve miyofibroblastların birbirleriyle ya da kardiyomiyositlerle nasıl çiftleştiğiyle karşılaştırılabildiğini gösteriyoruz. Bu işlem, birleştirilmiş lazer hattı ile floresan mikroskop ötesinde özel ekipman olmadan gerçekleştirilebilir. Ayrıca kültürde farklı hücreler arasında ve içinde kalsiyum yayılımı nicelik sağlar özel olarak inşa MATLAB rutin kullanımı gösterilir. Miyofibroblastların kardiyomiyositlere göre daha yavaş elektriksel yanıtı olduğu gösterilmiştir. Ayrıca, miyofibroblast hücreler arası yayılımı biraz daha yavaş gösterir, onların hücre içi hızları karşılaştırılabilir hızları rağmen, boşluk kavşakveya nanotüpler ile pasif yayılma düşündürmektedir. Bu teknik son derece uyarlanabilir ve kolayca diğer hücresel arenalara uygulanabilir, in vitro yanı sıra in vivo veya ex vivo araştırmalar için.

Giriş

Tüm biyolojik organizmalar hücresel davranışı düzenlemek için iyonlar şeklinde elektrik kullanırlar. Hücre zarları iyonların pasif ve aktif taşınmasına izin veren çeşitli spesifik iyon kanalları içerir. Bu iyonlar, nöronal aktivite ve iskelet ve kardiyak kas kontrilliği gibi heyecanlı hücrelerin işlevlerini yönetir. Ancak, biyoelektrik de olmayan uyarılabilir hücrelerde önemli bir rol oynar, hücre çoğalması gibi birçok hücresel fonksiyonları yöneten1, nöroimmünite2,3,4, ve kök hücre farklılaşması5.

Son yıllarda, biyoelektrik alanında biyoelektronik arayüzler için çok sayıda teknolojinin geliştirilmesine katkıda bulunmuştur ilgi giderek artan bir düzeyde çekmiştir. Mikroelektrot yaması pipetleri hücre içi kayıt ve stimülasyon altın standart6. Bu metodolojide, bir cam pipet birkaç mikron bir gözenek boyutu ile keskin bir kenar oluşturmak için belirli koşullar altında çekilir. Bu pipet bir tampon ile doldurulur ve pipet hücre içi hacmi ile tampon doğrudan temas sağlar. Bu gürültü oranları, hücresel elektrik aktivitesi üzerinde hassas kontrol ve son derece yüksek zamansal çözünürlük için son derece yüksek sinyal veren bir biyoelektrik arayüzü ile sonuçlanır. Bu metodoloji son derece güçlü bir araç olmasına rağmen, hangi son zamanlarda bir nano-pipet yapılandırmaindirgendi 7, birkaç önemli teknik sınırlamalar ile ilişkilidir. Sitosol seyreltme etkisi8,yanı sıra mekanik titreşimler, kısa vadeli sorgulamalar için yarar sınırlar, ve pahalı özel ekipman ve teknik beceri yüksek düzeyde gerektirir. Ayrıca, hantallığı aynı anda kaydedilebilen veya uyarılabilen hücre sayısını sınırlar ve invazivliği nedeniyle bir deney boyunca yeniden yapılandırılamaz. Bu sınırlamaları aşmak için mikroelektrot dizileri geliştirilmiştir, ancak elektrotların büyüklüğü hücre içi erişimin yanı sıra uzamsal çözünürlüğü de sınırlar. Nanoelektrot dizileri hücre içi kayıt ve stimülasyon sağlar ama sitosol erişmek için aşındırıcı elektroporasyon gerektirir9,10. Buna ek olarak, tüm bu metodolojiler substrat bağlı ve böylece in vitro hücre kültürleri ile sınırlıdır, ya da dış yüzeysel hücreler, bir 3 boyutlu (3D) doku içinde hücrelere erişim ile.

Optogenetik11 yaygın olarak bu 3D ve in vivo sınırlamaları gidermek için kullanılır. Ancak, optogenetik yöntemler, 3D uzamsal çözünürlük12 ve hücre içi yetenekleri sınırlayan, plazma membran Dağıtılan ışık aktive plazma membran iyon kanallarının tedirginlikdayanmaktadır.

Biz son zamanlarda silikon nanowires (SiNWs) farklı non-excitable hücreleri ile submikron mekansal çözünürlük ile hücre içi biyoelektrik sorgulama gerçekleştirmek için kullanılabilir göstermiştir, yani kardiyak miyofibroblastlar ve oligodendrocytes13. Ayrıca, bu SiNWs bir 3D kardiyak doku içinde ex-vivo hücre spesifik sorgulama gerçekleştirmek için kullanılan, nasıl kardiyak hücrelerin elektriksel olarak vivo14çift araştırmak için . Bu metodolojinin en önemli avantajı sadeliğidir; herhangi bir genetik modifikasyon veya hantal enstrümantasyon gerektirmez. Birçok hücre spontan sonication veya elektroporasyon15gerek kalmadan fotoğraf duyarlı SiNWs içselleştirmek olacaktır. Buna ek olarak, onlar kendiliğinden endozomal kapsülleme kaçış ve sitosol ve hücre içi organeller ile sorunsuz bir entegrasyon oluşturacak13,15. Bu hücre-SiNWs kompozitler, hücre-silikon melez olarak adlandırılan, orijinal hücrenin dinamik, yumuşak ve çok yönlü doğası, yanı sıra SiNWs optoelektrik yeteneklerine sahip. Hibridizasyon sonra, hücre-SiNW hibrid standart doku kültürü teknikleri kullanılarak hasat edilebilir ve hücre içi biyoelektrik stimülasyon gibi çeşitli uygulamalar için kullanılır; in vitro hücreler arası biyoelektrik bağlantı eğitimi; ve in vivo cell özel sorgulama için. Etkili bir stimülasyon yüksek optik güç yoğunlukları ve SiNWs birlikte lokalizasyonu gerektirir gibi, bir 2D ve 3D hem de yüksek mekansal çözünürlük elde edebilirsiniz. Bu protokolde metodolojiyi ve sonuçların nasıl analiz edilebildiğini ayrıntılı olarak açıklıyoruz. Odak in vitro intra-ve hücreler arası araştırma yerleştirilir, ancak bu metodolojinin in vivo uygulanması doğrudan diğer birçok biyolojik senaryolar için kullanılabilir.

Protokol

Etik standartlara uygunluğu sağlamak için, kemirgen kalplerden kardiyomiyositlerin izole edilmesini sağlayan tüm hayvan prosedürleri ilk olarak Chicago Üniversitesi Kurumsal Hayvan Bakım ve Kullanım Komitesi (IACUC) tarafından onaylanmıştır. Ayrıca, tüm hayvan deneyleri Chicago IACUC Üniversitesi'nin rehberliğine uygun olarak yapılmıştır.

1. Hücre-SiNWs melez hazırlanması

  1. Üreticinin yönergelerini izleyerek ticari bir kit kullanarak birincil kardiyomiyositleri (CM'leri) izole edin.
  2. %10 ısı yalıtımlı fetal sığır serumu, %1 penisilin-streptomisin ve %1 L-glutamin ile desteklenen primer hücre izolasyonu için komple DMEM hazırlayın.
  3. Miyofibroblastı (MFs) MFs-CM süspansiyonundan izole etmek için, bir doku kültürü çanağı üzerindeki izole hücreleri (100 mm çanak başına 1,1. adımdan 2 kalpten izole edilmiş hücreler) 1 saat için önceden plakalayın. CMs uymak için bir fibronektin veya kollajen tedavi yüzeyi gerekir gibi, sadece MFs doku kültürü yüzeyine ekleyeceğiz.
  4. Zenginleştirilmiş CM hücre süspansiyonuna aspire edin. Bu CM'ler bölüm 3'te açıklandığı gibi hetero-hücresel bağlantı deneyleri için kullanılabilir. MFs çanak kalan CMs ortadan kaldırmak için DMEM ile MFs durulayın.
  5. MF'lere taze kültür ortamı ekleyin ve ~%80 'lik bir karışım (2-4 gün) olana kadar çoğalmalarını bekleyin. Her gün orta değiştirin.
  6. Hücreler hazır olduğunda (%80 confluent), Aşağıdaki hibridizasyon adımı için SiNW'leri hazırlayın (adım 1.7).
    NOT: Bunun için birçok SiNW türü kullanılabilir. Bu deneyde, daha önce16olarak açıklandığı gibi, bir çekirdek kabuğu p-i-n kavşak yapılandırması ile kimyasal buhar birikimi (CVD) tarafından yetiştirilen SiNWs kullanılmıştır. CVD büyüme sırasında, SiNWs bir silikon gofret substrat üzerinde yetiştirilen, ve sonunda Silikon yongaları SiNWs ile kaplı olarak tutulur.
  7. Bir elmas kâtip kullanarak CVD yetiştirilen SiNWs ile bir gofret bir 3 mm x 3 mm çip kesin. Gofret işlemek ve bu SiNWs kırabilir gibi, forceps ile dokunulduğu yüzey alanını en aza indirmek için keskin çömetler kullanın.
  8. Çipi %70 etanolle durulayarak sterilize edin ve biyogüvenlik laminar akış kaputunda UV ışığı altında 30 dakika boyunca etanolün kurumasını bekleyin.
  9. Çipi steril bir mikrosantrifüj tüpüne aktarın ve tam kültür ortamını kullanarak aşırı etanolleri durulayın.
  10. Kültür medya 1 mL ekleyin ve 1-10 dakika sonication banyoda çip sonicate. SiNWs medyaya serbest bırakılır gibi medya bulutlu açmak gerekir.
    NOT: Sonication zaman ve güç farklı sonicators veya farklı hücreler için optimize edilmelidir, kısa süreler ve daha düşük güçler daha uzun SiNWs verecektir gibi.
  11. SiNW süspansiyonunu 5 mL kültür ortamına ekleyin ve MF'lerle 100 mm doku kültürü yemeğine yerleştirin. Kullanmadan önce başka bir 1 saat için oturup izin vererek içselleştirme tamamlamak için kısmen içselleştirilmiş SiNWs izin verin.
    NOT: Farklı hücre tiplerinin farklı SiNWs konsantrasyonu ve/veya içselleştirme süreleri gerekebilir.
  12. Kollajen stok çözeltisini (3 mg/mL) steril 20 mM asetik asitle 1:50 oranında seyrelterek kollajen kaplama çözeltisini hazırlayın. 35 mm'lik cam alt tabağa 0,5 mL kaplama çözeltisi ekleyin ve 37 °C'de 1 saat boyunca oturmasını bekleyin. Çözeltiyi çıkarın ve kabı steril PBS ile durulayın.
  13. 37 °C'de 2 dk için 3 mL tripsin ile hücreleri tedavi ederek hücre-SiNWs melezhasat. Kültür medya 10 mL ekleyin ve pipetleme ile şiddetle melezler durulayın. Hücreleri 200 x g'de 5 dk'lık bir hızla santrifüj edin ve hücrelere dahilisi SiNWs ile zarar vermemek için. Fazla ortam kaldırın, 1 mL ortam ile hücreleri askıya alın ve kollajen işlenmiş cam alt çanağı üzerine tohum.
    NOT: Melezler tek başına tohumlanmış olabilir, hücre içi veya hücre içi bağlantı araştırmak için veya tüpbebek hetero-hücresel bağlantı araştırmak için CMs ile.
  14. Hücrelerin sitosolunu (kalsein-AM, 4 μM) ve membranı (membran marker, 2 μM) 30 dakika 37 °C'de etiketleyerek ve hücrenin konfokal mikroskopi kullanılarak görüntülenmesi yle SiNW içselizasyonunun son doğrulamasını gerçekleştirin. SiNWs son derece yansıtıcı olduğundan, yansıyan ışık onları görselleştirmek için floresan yerine kullanılabilir.

2. Hücre içi ve hücre içi araştırmalar için hücrelerin hazırlanması

  1. 1.12'deki gibi kollajen kaplama solüsyonu hazırlayın
  2. Hücre içi elektriksel stimülasyon için, düşük tohumlama yoğunlukları ile kültür melezleri. Bölüm 1.11'deki hücreleri saymak için standart bir hemositometre kullanın. ve kültür medyasında 35 mm cam alt çanak üzerinde 50.000 hücre tohum. Hücreler arası araştırmalar için, daha yüksek hücre yoğunlukları (çanak başına 500.000 hücre) kullanın. CM'ler ve MF'ler arasında hücreler arası bağlantı için, melezleri yeni izole edilmiş C'lerle eş kültüre çevirin.
  3. Optik stimülasyon deneyleri yapmadan önce hücrelerin bir gecede takmasına izin verin. Hücreler arası araştırmalar için, deney yapılmadan önce hücrelerin hücreler arası boşluk bağlantılarını ifade etmesi için 37 °C'de 48 saat bekleyin.
  4. 50 μg Fluo-4 AM'ye 50 μL DMSO ekleyerek kalsiyuma duyarlı boya stok çözeltisini (-20 °C'de tutulabilir) hazırlayın. 1 mL DMEM'de 1 μL boya seyrelterek boyama çözeltisi hazırlayın.
  5. Hücrelerden kültür ortamıaspire ve boyama çözeltisi 1 mL ekleyin. Boyanın 37 °C'de 20-30 dk hücrelere içselleşmesine izin verin. Boyayı aspire edin ve steril PBS ile iki kez durula.
  6. Son olarak, önceden ısıtılmış fenol-kırmızısız DMEM Media 1 mL ekleyin ve hücre içi Fluo-4 37 °C'de 30 dakika boyunca de-esterifikasyon geçmesine izin verin.
  7. Görüntüleme ve stimülasyon için hücreleri mikroskoba aktarın.

3. Optik görüntüleme ve stimülasyon

  1. Nemlendirilmiş bir mikroinktörü 37 °C'ye ve kabarcık hava-CO2 karışımına (95:5) önceden ısıtın.
  2. Kalsiyum görüntüleme ve optik stimülasyon için ışık yoluna birleştiğinde bir collimated lazer hattı ile bir mikroskop kullanın.
    NOT: Taramalı konfokal mikroskop, nokta stimülasyon yetenekleri nedeniyle en basit seçenektir. Ancak, bu işlem bir ışın ayırıcı kullanarak ışık yolunun sonsuz luğa bir kolimlenmiş lazer ışını kaplayarak herhangi bir standart floresan mikroskop kullanılarak yapılabilir. Herhangi bir mikroskop hedefi, içinden geçen bir lazerin odak düzlemindeki sınırlı lazer noktasına odaklanacak şekilde tasarlanmıştır. Lazer dalga boyu uyarma ışığına yakın olmalıdır, bu yüzden dikroik ayna tarafından yansıtılacak ve uyarma filtresi tarafından geçirilecektir.
  3. SiNW'leri görselleştirin ve brightfield mikroskobu, bulaşan ışık veya yansıtıcı ışığı kullanarak stimülasyon bölgesini belirleyin. Daha sonra, SiNW'nin önceden tanımlanmış konumundaki uyarım noktasını korurken ışık yolunu floresan moduna yeniden yapılandırın.
  4. Uyarılmış hücrelere fototermal hasarı en aza indirmek için her SiNW boyutu ve hücre tipi için en uygun uyarım gücünü ve darbe uzunluğunu doğrulayın. Tipik bir stimülasyon protokolü için, hücre içi kalsiyum aktivitesinin 2-10 s temel kaydını yapın. Daha sonra, SiNW uyarmak için 1-10 mW güç ve 1-10 ms süresi (30-300 kW/mm2karşılık gelen) tek bir lazer darbe uygulayın ve başka bir 2-10 s için ortaya çıkan kalsiyum dalgası kaydedin.
    NOT: Her SiNW boyutu ve hücreleri için optik güç ve darbe uzunluğunu optimize etmek esastır. Bu uyarılmış hücrelere fototermal hasarı en aza indirmek için gereklidir.
  5. Daha fazla analiz için gerekirse optik stimülasyonun kaydedilmiş filmlerini aktarın.

4. Video işleme

  1. Fluo-4 floresandaki değişiklikleri, her piksel için floresan sayılarını hesaplayan ve dinlenen taban çizgisinin ortalama değerine göre normalleştiren ImageJ18için kullanılabilen "dF over F" makro17'sini kullanarak görselleştirin. Daha fazla işlem için çıktıyı (kayan nokta biçimi) 8 bite dönüştürün.
  2. DF/F filmini ImageJ'de bulunan "Remove outliers" seçici medyan filtresini kullanarak daha fazla işleyin. 2 piksel yarıçapındaki ortanca değerinin 10'dan üzerinde olan pikselleri kaldırmak için parametrelertanımlayın ve bu piksel değerini ortanca ile değiştirin.
  3. Matlab Computer Vision araç kutusunda uygulandığı gibi Lucas-Kanade algoritması aracılığıyla her karedeki optik akışı hesaplayın. Bu işlevin çıktısı, her görüntüdeki her noktada optik akışın x ve y bileşenlerini içeren bir vektör alanıdır (kod Ek Dosya 1'demevcuttur).
    NOT: Bir hücreiçindeki ortalama optik akış,<ν>, bir hücre içindeki kalsiyum akısı gelişimine karşılık gelir. Optik akışın diferansiyeli Δ<ν> sinyalin nerede en üst düzeye çıkarıldığını belirleyerek kalsiyum sinyalinin aktive edildiği zaman noktasını sağlar. Buna ek olarak, Δ<ν> büyüklüğünün maksimum kısmı, kalsiyum dalgası cephesinin hücre içinde ilerleme hızıyla ilişkilidir.
  4. Kalsiyum iletiminin hücreler arası hızını aşağıdaki denkleme göre hesaplayın.
    vCa2+ = rij / ( t max,j − tmax,i ),
    nerede tmax,j ve tmax,i hücreleri için aktivasyon süreleri j ve i, sırasıyla, ve rij hücrelerin santriomlar arasındaki mesafedir.

Sonuçlar

Bu metodolojinin hücre içi sitosola doğrudan erişime izin verebilme yeteneği SiNW'nin hücrelere spontan içselleştirmesine bağlıdır. SiNWs birçok hücre tipleri içine spontan içselleştirme geçmesine rağmen15, kardiyomiyosit ler ve nöronlar gibi bazı hücreler, kendi içselleştirme sağlamak için tedavi edilecek SiNWs gerekir19. Bu protokolde p-i-n SiNWs'nin 200-300 nm çapında ve ~1-3 μm uzunluğunda kardiyak MF'lere dahiliyet sürecini açıklıyoruz....

Tartışmalar

Burada hücrelerin hücre içi elektriksel stimülasyonunu gerçekleştirmenin basit bir yolunu gösterdik. Bu gösteride, SiNW'lerle önceden melezleştirilen, daha sonra CM'lerle birlikte kültürlenmiş MF'ler kullandık. Genel olarak, en çoğalan hücreler siNWs içselleştirme eğilimi var, hangi diğer birçok hücre türleri ile bu metodolojinin kullanımına izin verir. Ayrıca, biz hücrelerin hücre içi stimülasyon gösterdi iken, aynı ilkeler hücrelerin ekstrahücresel stimülasyon gerçekleştirmek için...

Açıklamalar

Yazarlar hiçbir rakip mali çıkarları olduğunu beyan.

Teşekkürler

Bu çalışma Hava Kuvvetleri Bilimsel Araştırma Ofisi (AFOSR FA9550-18-1-0503) tarafından desteklenmiştir.

Malzemeler

NameCompanyCatalog NumberComments
35 mm Glass bottom dishesCellvisD35-10-0-N
3i Marianas Spinning Disk Confocal3i
Calcein-AMInvitrogenC1430
CellMask Orange Plasma membrane StainInvitrogenC10045
Collagen I, rat tailGibcoA1048301
Deluxe Diamond Scribing PenTed Pella54468
DMEM, high glucose, pyruvate, no glutamineGibco10313039
DMSO, AnhydrousInvitrogenD12345
Falcon Standard Tissue Culture DishesFalcon08-772E
Fetal Bovine Serum, certified, heat inactivated,Gibco10082147
Fibronectin Human Protein, PlasmaGibco33016015
Fisherbrand 112xx Series Advanced Ultrasonic CleanerFisher ScientificFB11201
Fluo-4, AM, cell permeantInvitrogenF14201
FluoroBrite DMEM MediaGibcoA1896701
L-Glutamine (200 mM)Gibco25030081
OKO full environmental control chamber (constant temperature, humidity and CO2)OKO
PBS, pH 7.4Gibco10010023
Penicillin-Streptomycin (10,000 U/mL)Gibco15140122
Pierce Primary Cardiomyocyte Isolation KitThermo Scientific88281
Trypsin-EDTA (0.25%), phenol redGibco25200056

Referanslar

  1. Blackiston, D. J., McLaughlin, K. A., Levin, M. Bioelectric controls of cell proliferation: ion channels, membrane voltage and the cell cycle. Cell cycle. 8 (21), 3527-3536 (2009).
  2. Dantzer, R. Neuroimmune interactions: from the brain to the immune system and vice versa. Physiological Reviews. 98 (1), 477-504 (2017).
  3. Wohleb, E. S., Franklin, T., Iwata, M., Duman, R. S. Integrating neuroimmune systems in the neurobiology of depression. Nature Reviews Neuroscience. 17 (8), 497 (2016).
  4. Veiga-Fernandes, H., Pachnis, V. Neuroimmune regulation during intestinal development and homeostasis. Nature Immunology. 18 (2), 116 (2017).
  5. Sundelacruz, S., Levin, M., Kaplan, D. L. Role of membrane potential in the regulation of cell proliferation and differentiation. Stem Cell Reviews and Reports. 5 (3), 231-246 (2009).
  6. Sakmann, B., Neher, E. Patch clamp techniques for studying ionic channels in excitable membranes. Annual Reviews Physiology. 46 (1), 455-472 (1984).
  7. Jayant, K., et al. Targeted intracellular voltage recordings from dendritic spines using quantum-dot-coated nanopipettes. Nature Nanotechnology. 12 (4), 335-342 (2017).
  8. Sakmann, B., Neher, E. Patch clamp techniques for studying ionic channels in excitable membranes. Annual Review of Physiology. 46 (1), 455-472 (1984).
  9. Xie, C., Lin, Z., Hanson, L., Cui, Y., Cui, B. Intracellular recording of action potentials by nanopillar electroporation. Nature Nanotechnology. 7 (3), 185-190 (2012).
  10. Robinson, J. T., et al. Vertical nanowire electrode arrays as a scalable platform for intracellular interfacing to neuronal circuits. Nature Nanotechnology. 7 (3), 180-184 (2012).
  11. Fenno, L., Yizhar, O., Deisseroth, K. The development and application of optogenetics. Annual Review of Neuroscience. 34, 389-412 (2011).
  12. Packer, A. M., Russell, L. E., Dalgleish, H. W., Hausser, M. Simultaneous all-optical manipulation and recording of neural circuit activity with cellular resolution in vivo. Nature Methods. 12 (2), 140-146 (2015).
  13. Rotenberg, M. Y., et al. Silicon Nanowires for Intracellular Optical Interrogation with Sub-Cellular Resolution. Nano Letters. 20 (2), 1226-1232 (2020).
  14. Rotenberg, M. Y., et al. Living myofibroblast-silicon composites for probing electrical coupling in cardiac systems. Proceedings of the National Academy of Sciences U.S.A. 116 (45), 22531-22539 (2019).
  15. Zimmerman, J. F., et al. Cellular uptake and dynamics of unlabeled freestanding silicon nanowires. Science Advances. 2 (12), 1601039 (2016).
  16. Jiang, Y., et al. Nongenetic optical neuromodulation with silicon-based materials. Nature protocols. 14 (5), 1339 (2019).
  17. . dFoFmovie-CatFullAutoSave.java Available from: https://gist.github.com/ackman678/11155761 (2020)
  18. Rueden, C. T., et al. ImageJ2: ImageJ for the next generation of scientific image data. BMC Bioinformatics. 18 (1), 5229 (2017).
  19. Lee, J. -. H., Zhang, A., You, S. S., Lieber, C. M. Spontaneous internalization of cell penetrating peptide-modified nanowires into primary neurons. Nano Letters. 16 (2), 1509-1513 (2016).
  20. Lozano, O., Torres-Quintanilla, A., García-Rivas, G. Nanomedicine for the cardiac myocyte: where are we. Journal of Controlled Release. 271, 149-165 (2018).
  21. Lozano, O., et al. Nanoencapsulated quercetin improves cardioprotection during hypoxia-reoxygenation injury through preservation of mitochondrial function. Oxidative Medicine and Cellular Longevity. 2019, 7683091 (2019).
  22. Gaudesius, G., Miragoli, M., Thomas, S. P., Rohr, S. Coupling of cardiac electrical activity over extended distances by fibroblasts of cardiac origin. Circulation Researach. 93 (5), 421-428 (2003).
  23. Klesen, A., et al. Cardiac fibroblasts : Active players in (atrial) electrophysiology. Herzschrittmacherther Elektrophysiology. 29 (1), 62-69 (2018).
  24. He, K., et al. Long-distance intercellular connectivity between cardiomyocytes and cardiofibroblasts mediated by membrane nanotubes. Cardiovascular Research. 92 (1), 39-47 (2011).
  25. Carvalho-de-Souza, J. L., et al. Photosensitivity of neurons enabled by cell-targeted gold nanoparticles. Neuron. 86 (1), 207-217 (2015).
  26. Wang, S. -. H., Lee, C. -. W., Chiou, A., Wei, P. -. K. Size-dependent endocytosis of gold nanoparticles studied by three-dimensional mapping of plasmonic scattering images. Journal of Nanobiotechnology. 8 (1), 33 (2010).

Yeniden Basımlar ve İzinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya resimlerini yeniden kullanma izni talebi

Izin talebi

Daha Fazla Makale Keşfet

Biyom hendislikSay 167biyoelektrikoptik stim lasyonsilikonnanotellermiyofibroblastlarkardiyomiyositlerlazerh cre i ih cre i ih cre i ibiyo mod lasyon

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Bize Ulaşın

KÜTÜPHANEYE TAVSİYE ET

JoVE HABER BÜLTENLERİ

Araştırma

Eğitim

Yazarlar

Kütüphaneciler

JoVE Hakkında

Telif Hakkı © 2020 MyJove Corporation. Tüm hakları saklıdır