JoVE Logo

Oturum Aç

Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliği gereklidir. Oturum açın veya ücretsiz deneme sürümünü başlatın.

Bu Makalede

  • Özet
  • Özet
  • Giriş
  • Protokol
  • Sonuçlar
  • Tartışmalar
  • Açıklamalar
  • Teşekkürler
  • Malzemeler
  • Referanslar
  • Yeniden Basımlar ve İzinler

Özet

Transkutanöz intratrakeal enjeksiyon, spontan solunum sırasında etkili intrapulmoner ilaç verilmesine izin verir. Tekli ve çoklu enjeksiyonlar, sağkalım üzerinde hiçbir etkisi olmadan iyi tolere edilir. Tekniğin uygulanması basittir ve maddelerin akciğer gelişimi üzerindeki etkisini ve yenidoğan tavşanlarda akciğer hasarının önlenmesini inceleyebilir.

Özet

İntratrakeal (IT) ilaç dağıtımı, farmasötik maddelerin akciğere doğrudan verilmesine izin vererek potansiyel pulmoner faydayı en üst düzeye çıkarır ve sistemik ilaç maruziyetini en aza indirir. Transkutanöz teknik basittir ve doğumdan kısa bir süre sonra prematüre doğan tavşanların akciğerine maddelerin IT ile verilmesine izin verir. Yenidoğan yavrular, boynu uzatılmış olarak sırtüstü pozisyona getirilmeden önce inhale Isofluran ile uyuşturulur. Larinks, 26 gauge (G) kateterin trakeaya transkutanöz yerleştirilmesinden önce tanımlanır ve stabilize edilir. Trakeanın kateterizasyonunu takiben, bir Hamilton şırıngaya bağlı 30 G'lık künt bir iğne IT kateterine sokulur ve spontan solunum sırasında trakeaya kesin bir hacim vermek için kullanılır. IT enjeksiyonu tamamlandıktan sonra iğne ve kateter geri çekilir ve yavrunun anesteziden kurtulmasına izin verilir. Transkutanöz IT enjeksiyonu, enjekte edilen maddenin büyük bir bölümünü akciğere iletir ve çoğunluğu müdahaleden 3 saat sonra akciğerde kalır. Enjeksiyonlar doğum gününden itibaren iyi tolere edilir ve sağkalımı etkilemeden art arda birkaç gün boyunca tekrarlanabilir. Bu teknik, farmasötik ajanların akciğer gelişimi üzerindeki etkisini araştırmak ve preterm tavşanlarda neonatal akciğer hasarının önlenmesinde kullanılabilir.

Giriş

Prematüre doğumu takiben kronik neonatal akciğer hastalığı (KNLD) bebeklerin önemli bir kısmında görülmeye devam etmektedir1. İyileşmiş modern yenidoğan bakımı, sağkalımı önemli ölçüde artırmış ve erken doğumu takiben önemli komplikasyonların çoğunu azaltmıştır. Nörolojik, gastrointestinal ve oftalmolojik komplikasyonlar azalmış olsa da, solunum komplikasyonları son 2 yılda büyük ölçüde değişmeden kalmıştır ve 28. gebelik haftasından önce doğan her iki bebekten biri akciğer hastalığı geliştirmiştir.

Prematürite, inflamasyon, oksidatif hasar ve ventilatörle ilişkili yaralanmaların tümü CNLD'nin patofizyolojisinde ve erken doğumu takiben kötü solunum sonuçlarında rol oynar 2,3,4. Modern yenidoğan bakımındaki önemli ilerlemelere rağmen, CNLD5,6'nın gelişimini tedavi etmek veya önlemek için sınırlı etkili tedavi mevcuttur.

CNLD'yi önlemek ve tedavi etmek için tedavi geliştirmek için yeni yaklaşımlar ve müdahaleler gerekmektedir. İntrapulmoner ilaç dağıtımı, ilaçları akciğere vermek için çekici bir müdahaledir ve yenidoğanlarda solunum yolu hastalığının seyrini değiştirebilir. İntrapulmoner ilaç tedavisi, aktif ajanların akciğere doğrudan verilmesi avantajına sahiptir, böylece ilacın hedef dışı organlarda birikimini en aza indirir 7,8 ve potansiyel olarak sistemik yan etkileri sınırlar. 2 yılı aşkın bir süredir intrapulmoner yüzey aktif madde replasmanına rağmen, yenidoğan solunum sonuçlarını iyileştirmek için ek intrapulmoner ilaç doğrulanmamıştır. Son zamanlarda, mekanik ventilasyonlu bebeklerde erken doğumu takiben pulmoner sonuçları iyileştirmek için budesonid-sürfaktan kombinasyon tedavisi tanımlanmıştır 9,10. Bununla birlikte, IT ilaç tedavisinin fonksiyonel ve yapısal etkileri hakkında çok şey bilinmemektedir, az sayıda yeni tedavi tanımlanmıştır ve yenidoğan döneminde intratrakeal ilaç dağıtımının değeri belirsizliğini korumaktadır. Potansiyel ilaçları tanımlamak ve CNLD için çok ihtiyaç duyulan tedavinin geliştirilmesine yardımcı olmak için hayvan modelleri gereklidir.

Yenidoğan akciğer hastalığını inceleyen hayvan çalışmaları en sık sıçanlar ve fareler gibi küçük hayvan modellerinde gerçekleştirilir 11,12,13. Tavşan, olgunlaşmamış insan akciğerinin yapısını ve işlevini daha yakından taklit etmek için erken doğumun ek avantajına sahiptir14. Preterm tavşanın bir sınırlaması, intrapulmoner müdahalelerin uygulanmasına izin vermek için hava yoluna erişimin zorluğudur. Erişkin tavşan ve kemirgen modelleri trans-oral endotrakeal entübasyona izin verirken, bu teknikler küçük boyutları ve üst solunum yolunun benzersiz anatomisi nedeniyle yenidoğan yavrularda zordur15,16. Yenidoğan tavşan yavrularında ilaçların verilmesi için trakeaya erişime izin vermek için alternatif yaklaşımlar gereklidir.

Bu yazıda, trakeal entübasyon ve ilaç dağıtımına izin vermek için transkutanöz iğne trakeostomisinin kullanımı anlatılmıştır.

Protokol

IT enjeksiyonu içeren tüm deneyler için KU Leuven Hayvan Etik Komitesi'nden izin alınmış ve KU Leuven'in tüm hayvan refahı ve bakımı yönergelerine uyulmuştur.

1. Hazırlık

  1. BT enjeksiyonunu tamamlamak için gerekli tüm malzemeleri toplayın (Tablo 1).
  2. Araştırmacının İzofluran'a maruz kalmasını önlemek için anestezik odasının egzozunun açık olduğundan ve bir çöpçüye bağlı olduğundan emin olun.

2. Yavruların teslimatı

NOT: Tavşan yavruları (Yeni Zelanda beyaz-Flaman dev melezi), daha önce grubumuz17 tarafından tarif edildiği gibi akciğer gelişiminin sakküler fazı sırasında 28. gebelik gününde (31 günlük dönem) histerotomi ile doğurtuldu. Yavrular, erken doğumdan sonra akciğer gelişimini incelemek için normoksiye veya akut akciğer hasarını incelemek için hiperoksiye yerleştirilebilir.

  1. 1 mL ketamin (100 mg / mL) ve 1 mL ksilazin (% 2) intramüsküler enjeksiyonu ile sedat barajı, 2 mL şırınga ve 26 G iğne ile kuadrisepslere verildi. Derinlemesine sakinleştirildikten sonra, barajı ameliyat masasına sırtüstü pozisyonda yerleştirin. Yeterli anestezi, derin yavaş solunum, azalmış çene tonusu ve kulak sıkışmasına yanıt verilmemesi ile doğrulanır.
  2. Orta karın bölgesini elektrikli bir tıraş makinesi ile tıraş edin ve cerrahi alanı iyot bazlı solüsyonla sterilize edin.
  3. Kulağın lateral damarında verilen 1 mL T61 intravenöz bolus ile barajı ötenazi yapın.
  4. Hemen deriden, kas kılıfından ve karın kaslarından karın boşluğuna orta hat abdominal bir kesi yapın.
  5. Bikornate uterusu ortaya çıkarmak için insizyonu uzatın.
  6. Hemen bir makas kullanarak rahimde bir kesi yapın ve yavruların her birini histerotomi yoluyla doğurun. Yavruların hızlı bir şekilde teslim edilmesi, hayatta kalmasını sağlamak için çok önemlidir.
  7. Teslimatta, her yavruyu bir kağıt havlu kullanarak kurulayın, bu yavruyu hem kurutur hem de uyarır.
  8. Kurutulmuş yavruyu ısıtılmış (36 °C), nemlendirilmiş (%50 bağıl nem) kuluçka makinesine yerleştirin.
  9. İyileşme ve rahim dışı ortama geçiş için 1 saat süre tanıyın. Hayatta kalan tüm yavrular önceden belirlenmiş tedavi gruplarına randomize edilir.

3. Anestezi

  1. İndüksiyon odasını İzofluran ile doldurun (% 2.5, 2.5 minimum alveolar konsantrasyon (MAC), 2 L / dak)
  2. Yeterli anestezi seviyesi elde edilene kadar yavruları indüksiyon odasına yerleştirin (spontan hareketin azalması, ağrılı uyaranlara karşı ayak refleksinin azalması, solunum hızının azalması).
    NOT: Tavşan yavrusunun gözleri 28. gebelik gününde (bu deneyde olduğu gibi) açık değildir ve bu nedenle korneanın kuruluğunu önlemek için topikal göz merhemine gerek yoktur. IT enjeksiyonları yaşamın ilerleyen dönemlerinde yapılırsa, açık gözlere konu merhemi uygulanmalıdır.

4. İntratrakeal enjeksiyon için konumlandırma

  1. Yavruyu montaj aşamasına yerleştirin, boynu uzatılmış olarak sırtüstü yatırın ve sürekli anestezi sağlamak için burun sekonuna sokun.
  2. Pençeleri montaj aşamasına bantlamak için esnemeyen yapışkan bant kullanarak yavrunun pençelerini kısıtlayın.
  3. Torasik girişten daha üst trakeada koyu deri altı orta hat yapısı olarak görünen trakeal ve laringeal kıkırdak halkalarını tanımlayın.
  4. Cildi trakea üzerinde alkol solüsyonu ile sterilize edin (% 80 etanol solüsyonu)
  5. Operatörün baskın olmayan eliyle gırtlağı Allis forseps ile kavrayın ve sabitleyin.

5. İntratrakeal enjeksiyonun yapılması ( Şekil 1)

  1. Trakeayı Allis forseps ile stabilize ederken 26 G intravenöz kanül (en iyi baskın el ile yapılır) ile trakeayı kanül etmeye hazırlanın.
    NOT: İşlemin sterilliğini sağlamak için, her yavru için yeni bir steril kanül kullanın.
  2. Tiroid kıkırdağı seviyesindeki cilde 45° açıyla kanül ile cilde nüfuz edin.
  3. Trakea kanül olana kadar kanülü ve stileyi yavaşça ilerletin, iğne trakeaya girerken ve hava yolu lümenine girerken ince bir "verme" hissedilir.
  4. Stile ile kanül trakeanın lümenine girdikten sonra, stileyi ilerletmeyi bırakın ve stileyi sabit tutarken plastik kanülü stile üzerinden soluk borusuna ilerletin. Plastik kanülü >10 mm ilerletmeyin veya sol veya sağ ana bronşları seçici olarak entübe etmeyin.
  5. Plastik kanül kılıfını trakeada bırakarak stileyi kanülden çekin.
  6. Bir Hamilton şırıngası ve 30 G künt iğne kullanarak kanüle az miktarda normal salin (% 0.9 NaCl, 5 μL) enjekte ederek kanülün BT konumunu doğrulayın. Salin kanüle enjekte edildikten sonra, Hamilton şırıngasını ve iğnesini çıkarın. Plastik kanül içindeki hava-sıvı seviyesini gözlemleyin; Spontan solunum ile kanül içindeki hava-su seviyesinin hareketi, kanülün hava yolu içindeki yerleşimini doğrular.
  7. 30 G künt uçlu iğneyi kullanarak gerekli miktarda maddeyi Hamilton şırıngasına çekin.
  8. 30 G künt uçlu iğneyi (Hamilton şırıngasına takılı) plastik kanüle (trakeada) sokun ve maddeyi 5-10 saniye boyunca yavaşça trakeaya enjekte edin.
  9. Hamilton şırınga iğnesini plastik kanülden ve plastik kanülü soluk borusundan çıkarın.

6. Prosedürden kurtarma

  1. Yavruyu montaj aşamasından kurtarın ve yavrunun dokunsal stimülasyonu ile solunumu uyarın.
  2. Yavruyu, ısıtılmış (36 °C), nemlendirilmiş (%50 bağıl nem) kuluçka makinesinde anestezi uygulanmamış yavru kafesinden ayrı bir kafese geri koyun; Anesteziden yeterince iyileşene ve sternal yaslanmayı koruyabilene kadar 30 ° baş yukarı pozisyonda yerleştirin. Anesteziden kurtulana kadar yavruları gözetimsiz bırakmayın.

Sonuçlar

Tek ve tekrarlanan günlük transkutanöz IT enjeksiyonları tekniğinin temsili sonuçları yayınlanmıştır ve sağkalımın IT enjeksiyonundan (tekli veya çoklu enjeksiyonlar) etkilenmediğini ve plasebo (salin) ile IT enjeksiyonunun kontrollere kıyasla akciğer fonksiyonunu veya akciğer yapısını değiştirmediğini göstermiştir18.

Ek olarak, elektroaktif bir izleyici (2-deoksi-2-[18F]floro-D-glukoz (FDG)) ve pozitron emisy...

Tartışmalar

BT enjeksiyonunu başarılı bir şekilde gerçekleştirmek için birkaç kritik adım izlenmelidir. Doğru yapıldığında, transkutanöz IT enjeksiyon yöntemi, preterm tavşanda etkili ve güvenilir intrapulmoner ilaç verilmesine izin verir. Yeni doğan yavrular kolayca hipotermik hale geldiğinden sıcaklık kontrolü önemlidir ve bu da hayatta kalmayı olumsuz yönde etkileyebilir. Yavruları indüksiyon odasına yerleştirmeden önce, normotermik koşulları korumak için sıcak...

Açıklamalar

Yazarların beyan edebilecekleri herhangi bir çıkar çatışması yoktur.

Teşekkürler

Bu araştırma, KU Leuven'den (C24/18/101) bir C2 hibesi ve Araştırma Vakfı - Flanders'tan (FWO G0C4419N) bir araştırma bursu ile desteklenmiştir. A.G., Avrupa Komisyonu Erasmus+ Programı (2013-0040) tarafından desteklenmektedir. YR, FWO-SB bursuna sahiptir (Araştırma Vakfı - Flanders, 1S71619N). Finansman kuruluşlarının hiçbiri çalışmanın tasarımında ve verilerin toplanması, analizi ve yorumlanmasında yer almamıştır.

Malzemeler

NameCompanyCatalog NumberComments
Anesthesia
Heating matt to prevent cooling during anesthesia1
Isoflurane vaporizer with oxygen supply1
Isoflurane (Iso-Vet; 1000 mg/g)Dechra Veterinary Products NV, Belgium2% at 2 liters/minute
Plexiglas induction chamber with exhaust and scavengerIn house built1
Positioning for injection
Mounting stageIn-house built (made out of styrofoam to allow flexible positioning1
Nose cone connected to anesthetic circuit1
Scavenger system1
Tape to restrain limbsAny1 roll
Intratracheal injection
Allis tissue forceps1
19-mm-long 26-gauge catheterBD Biosciences3913491
Hamilton syringe (10µl with 20 mm blunt 30-gauge needleHamilton Company7638-011
Pharmaceutical substance of choiceas per protocol
Saline (0.9% NaCl)5 µl per animal
Animal housing
Humidity- and temperature-controlled incubatorOkolab Srl. Custom built cage incubator. Alternatively, in-house built cage incubators can be used

Referanslar

  1. Stoll, B. J., et al. Trends in care practices, morbidity, and mortality of extremely preterm Neonates, 1993-2012. JAMA - Journal of the American Medical Association. 314 (10), 1039-1051 (2015).
  2. Thekkeveedu, R. K., Guaman, M. C., Shivanna, B. Bronchopulmonary dysplasia A review of pathogenesis and pathophysiology. Respiratory Medicine. 132, 170-177 (2017).
  3. Coalson, J. J. Pathology of bronchopulmonary dysplasia. Seminars in Perinatology. 30 (4), 179-184 (2006).
  4. Leroy, S., et al. A time-based analysis of inflammation in infants at risk of bronchopulmonary dysplasia. Journal of Pediatrics. 192, 60-65 (2018).
  5. Schmidt, B., Roberts, R., Millar, D., Kirpalani, H. Evidence-based neonatal drug therapy for prevention of bronchopulmonary dysplasia in very-low-birth-weight infants. Neonatology. 93 (4), 284-287 (2008).
  6. Poets, C. F., Lorenz, L. Prevention of bronchopulmonary dysplasia in extremely low gestational age neonates current evidence. Archives of Disease in Childhood. Fetal and Neonatal Edition. 103 (3), 285-291 (2018).
  7. Garbuzenko, O. B., et al. Intratracheal versus intravenous liposomal delivery of siRNA, antisense oligonucleotides and anticancer drug. Pharmaceutical Research. 26 (2), 382-394 (2009).
  8. Stocco, F. G., et al. Comparative pharmacokinetic and electrocardiographic effects of intratracheal and intravenous administration of flecainide in anesthetized pigs. Journal of Cardiovascular Pharmacology. 72 (3), 129-135 (2018).
  9. Yeh, T. F., et al. Intratracheal administration of budesonide/surfactant to prevent bronchopulmonary dysplasia. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 193 (1), 86-95 (2016).
  10. Kothe, T. B., et al. Surfactant and budesonide for respiratory distress syndrome: an observational study. Pediatric Research. 87 (5), 940-945 (2019).
  11. Lignelli, E., Palumbo, F., Myti, D., Morty, R. E. Recent advances in our understanding of the mechanisms of lung alveolarization and bronchopulmonary dysplasia. American Journal of Physiology - Lung Cellular and Molecular Physiology. 317 (6), 832-887 (2019).
  12. Berger, J., Bhandari, V. Animal models of bronchopulmonary dysplasia. The term mouse models. American Journal of Physiology - Lung Cellular and Molecular Physiology. 307 (12), 936-947 (2018).
  13. O'Reilly, M., Thébaud, B. Animal models of bronchopulmonary dysplasia. The term rat models. American Journal of Physiology - Lung Cellular and Molecular Physiology. 307 (12), 948-958 (2014).
  14. Salaets, T., Gie, A., Tack, B., Deprest, J., Toelen, J. Modelling Bronchopulmonary Dysplasia in Animals: Arguments for the Preterm Rabbit Model. Current Pharmaceutical Design. 23 (38), 5887-5901 (2017).
  15. Su, C. S., et al. Efficacious and safe orotracheal intubation for laboratory mice using slim torqueable guidewire-based technique: Comparisons between a modified and a conventional method. BMC Anesthesiology. 16 (1), 1-7 (2016).
  16. Vandivort, T. C., An, D., Parks, W. C. An improved method for rapid intubation of the trachea in mice. Journal of Visualized Experiments. 2016 (108), 1-5 (2016).
  17. Jiménez, J., et al. Progressive vascular functional and structural damage in a bronchopulmonary dysplasia model in preterm rabbits exposed to hyperoxia. International Journal of Molecular Sciences. 17 (10), 1776 (2016).
  18. Salaets, T., et al. Local pulmonary drug delivery in the preterm rabbit: Feasibility and efficacy of daily intratracheal injections. American Journal of Physiology - Lung Cellular and Molecular Physiology. 316 (4), 589-597 (2019).
  19. Bianco, F., et al. From bench to bedside: In vitro and in vivo evaluation of a neonate-focused nebulized surfactant delivery strategy. Respiratory Research. 20 (1), 134 (2019).
  20. Kelly, H. W. Potential adverse effects of the inhaled corticosteroids. The Journal of Allergy and Clinical Immunology. 112 (3), 467-478 (2003).
  21. Gie, A. G., et al. Intratracheal budesonide/surfactant attenuates hyperoxia-induced lung injury in preterm rabbits. American Journal of Physiology - Lung Cellular and Molecular Physiology. 319 (6), 949-956 (2020).

Yeniden Basımlar ve İzinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya resimlerini yeniden kullanma izni talebi

Izin talebi

Daha Fazla Makale Keşfet

Transkutan z la Da t mntratrakeal Do umYenido an Preterm Tav anPulmoner FaydaSistemik Maruz B rakmaKateterizasyonzofluran Anestezisi26 gauge KateterIT EnjeksiyonuAkci er Geli imiYenido an Akci er Hasarla Ajanlar

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Araştırma

Eğitim

JoVE Hakkında

Telif Hakkı © 2020 MyJove Corporation. Tüm hakları saklıdır