Simplification de l’administration intratrachéale transcutanée de médicaments chez le lapin prématuré nouveau-né

Résumé

L’injection intratrachéale transcutanée permet une administration intrapulmonaire efficace de médicament pendant la respiration spontanée. Les injections uniques et multiples sont bien tolérées sans effet sur la survie. La technique est simple à réaliser et permet d’examiner l’effet des substances sur le développement pulmonaire et la prévention des lésions pulmonaires chez les lapins nouveau-nés.

Résumé

L’administration intratrachéale (IT) de médicaments permet l’administration directe de substances pharmaceutiques dans les poumons, maximisant ainsi les avantages pulmonaires potentiels et minimisant l’exposition systémique aux médicaments. La technique transcutanée est simple et permet l’administration de substances dans les poumons de lapins nés prématurément peu de temps après la naissance. Les petits nouveau-nés sont anesthésiés avec de l’isoflurane inhalé avant d’être placés en position couchée avec le cou étendu. Le larynx est identifié et stabilisé avant la mise en place transcutanée d’un cathéter de calibre 26 (G) dans la trachée. Après le cathétérisme de la trachée, une aiguille émoussée de 30 G attachée à une seringue Hamilton est introduite dans le cathéter IT et est utilisée pour délivrer un volume précis dans la trachée pendant la respiration spontanée. Une fois l’injection IT terminée, l’aiguille et le cathéter sont retirés et le chiot est autorisé à se remettre de l’anesthésie. L’injection transcutanée d’IT délivre une grande proportion de la substance injectée dans les poumons, la majorité restant dans les poumons 3 heures après l’intervention. Les injections sont bien tolérées dès le jour de la naissance et peuvent être répétées pendant plusieurs jours consécutifs sans influencer la survie. Cette technique peut être utilisée pour étudier l’effet des agents pharmaceutiques sur le développement pulmonaire et dans la prévention des lésions pulmonaires néonatales chez les lapins prématurés.

Introduction

La pneumopathie néonatale chronique (MPCN) après une naissance prématurée continue de survenir chez un nombre important de nourrissons¹. L’amélioration des soins néonatals modernes a considérablement augmenté la survie et diminué la majorité des complications importantes après un accouchement prématuré. Alors que les complications neurologiques, gastro-intestinales et ophtalmologiques ont diminué, les complications respiratoires sont restées largement inchangées au cours des deux dernières décennies, près d’un nourrisson sur deux né avant 28 semaines de gestation développant une maladie pulmonaire.

La prématurité, l’inflammation, les dommages oxydatifs et les lésions associées à la ventilation jouent tous un rôle dans la physiopathologie de la maladie et dans les mauvais résultats respiratoires après une naissance prématurée ^2,3,4. Malgré les progrès significatifs des soins néonatals modernes, il existe peu de traitements efficaces pour traiter ou prévenir le développement de la CNLD ^5,6.

De nouvelles approches et interventions sont nécessaires pour développer une thérapie visant à prévenir et à traiter la CNLD. L’administration intrapulmonaire de médicaments est une intervention intéressante pour administrer des médicaments aux poumons et pourrait modifier l’évolution de la maladie respiratoire chez les nouveau-nés. Le traitement médicamenteux intrapulmonaire présente l’avantage d’administrer directement des agents actifs aux poumons, minimisant ainsi l’accumulation du médicament dans les organes non ciblés ^7,8, limitant potentiellement les effets secondaires systémiques. Malgré plus de 2 décennies de remplacement du surfactant intrapulmonaire, aucun médicament intrapulmonaire supplémentaire n’a été validé pour améliorer les résultats respiratoires néonatals. Récemment, une combinaison budésonide-tensioactif a été décrite comme améliorant les résultats pulmonaires après un accouchement prématuré chez les nourrissons sous ventilation mécanique ^9,10. Cependant, il reste encore beaucoup d’inconnues sur les effets fonctionnels et structurels de la thérapie médicamenteuse par TI, peu de nouvelles thérapies ont été identifiées et la valeur de l’administration intratrachéale de médicaments pendant la période néonatale reste incertaine. Des modèles animaux sont nécessaires pour identifier des médicaments potentiels et aider au développement d’un traitement indispensable pour le CNLD.

Les études animales portant sur les maladies pulmonaires du nouveau-né sont le plus souvent réalisées sur des modèles de petits animaux tels que les rats et les souris 11,12,13. Le lapin a l’avantage supplémentaire de l’accouchement prématuré pour imiter plus étroitement la structure et la fonction du poumon humain immature¹⁴. Une limitation du lapin prématuré est la difficulté d’accéder aux voies respiratoires pour permettre la mise en œuvre d’interventions intrapulmonaires. Alors que les modèles adultes de lapin et de rongeur permettent l’intubation endotrachéale transorale, ces techniques sont difficiles chez les nouveau-nés en raison de leur petite taille et de l’anatomie unique des voies respiratoires supérieures^15,16. D’autres approches sont nécessaires pour permettre l’accès à la trachée pour l’administration de médicaments chez les bébés lapins.

Dans ce manuscrit, nous décrivons l’utilisation d’une trachéotomie transcutanée à l’aiguille pour permettre l’intubation trachéale et l’administration de médicaments.

Protocole

Pour toutes les expériences impliquant l’injection d’IT, l’autorisation a été demandée à la Commission d’éthique animale de la KU Leuven, et toutes les directives de la KU Leuven en matière de bien-être animal et de soins ont été respectées.

1. Préparation

1. Rassemblez tout le matériel nécessaire pour terminer l’injection informatique (tableau 1).
2. Assurez-vous que l’échappement de la chambre d’anesthésie est ouvert et relié à un piégeur pour éviter d’exposer le chercheur à l’isoflurane.

2. Livraison des chiots

REMARQUE : Les petits lapins (hybride géant blanc de Nouvelle-Zélande et géant flamand) ont été mis au monde par hystérotomie au 28e jour de gestation (terme 31 jours) pendant la phase sacculaire du développement pulmonaire telle que décrite précédemment par notre groupe¹⁷. Les petits peuvent être placés soit en normoxie pour étudier le développement pulmonaire après une naissance prématurée, soit en hyperoxie pour étudier les lésions pulmonaires aiguës.

1. Barrage sédaté avec injection intramusculaire de 1 mL de kétamine (100 mg/mL) et de 1 mL de xylazine (2 %) administrés au quadriceps à l’aide d’une seringue de 2 mL et d’une aiguille de 26 G. Une fois profondément sédatif, placez la digue en position couchée sur la table d’opération. Une anesthésie adéquate est confirmée par une respiration lente et profonde, une diminution du tonus de la mâchoire et l’absence de réponse à un pincement de l’oreille.
2. Rasez le centre de l’abdomen avec un rasoir électrique et stérilisez le champ opératoire avec une solution à base d’iode.
3. Euthanasier la mère à l’aide d’un bolus intraveineux de 1 mL de T61 administré dans la veine latérale de l’oreille.
4. Effectuez immédiatement une incision abdominale médiane à travers la peau, la gaine musculaire et les muscles abdominaux dans la cavité abdominale.
5. Étendez l’incision pour exposer l’utérus bicorne.
6. Faites immédiatement une incision dans l’utérus à l’aide d’une paire de ciseaux et délivrez chacun des chiots via l’hystérotomie. La livraison rapide des petits est essentielle pour assurer la survie.
7. À la livraison, séchez chaque chiot à l’aide d’une serviette en papier, cela sèche et stimule le chiot.
8. Placez le chiot séché dans l’incubateur chauffé (36 °C) et humidifié (50 % d’humidité relative).
9. Prévoir 1 h pour la récupération et la transition vers l’environnement extra-utérin. Tous les petits survivants sont répartis au hasard dans les groupes de traitement prédéterminés.

3. Anesthésie

1. Inondez la chambre d’induction avec de l’isoflurane (2,5 %, concentration alvéolaire minimale (CMA), 2 L/min)
2. Placez les petits dans la chambre d’induction jusqu’à ce qu’un niveau d’anesthésie adéquat soit atteint (diminution des mouvements spontanés, diminution du réflexe du pied face aux stimuli douloureux, diminution de la fréquence respiratoire).
   REMARQUE : Les yeux du petit lapin ne sont pas ouverts au 28e jour de gestation (comme dans cette expérience) et, par conséquent, aucune pommade oculaire topique n’est nécessaire pour prévenir la sécheresse de la cornée. Si des injections IT doivent être effectuées plus tard dans la vie, une pommade topique doit être appliquée sur les yeux ouverts.

4. Positionnement pour l’injection intratrachéale

1. Positionnez le chiot sur la scène de montage, en décubitus dorsal, le cou étendu et le nez inséré dans le cône de nez pour fournir une anesthésie continue.
2. Retenez les pattes du chiot à l’aide de ruban adhésif non extensible pour coller les pattes à l’étape de montage.
3. Identifiez les anneaux cartilagineux trachéaux et laryngés, qui sont visibles sous la forme d’une structure médiane sous-cutanée sombre dans la trachée supérieure au-dessus de l’entrée thoracique.
4. Stériliser la peau au-dessus de la trachée avec une solution d’alcool (solution d’éthanol à 80 %)
5. Saisir et stabiliser le larynx à l’aide d’une pince Allis avec la main non dominante de l’opérateur.

5. Réalisation de l’injection intratrachéale (Figure 1)

1. Préparez-vous à canuler la trachée avec la canule intraveineuse de 26 G (de préférence avec la main dominante) tout en stabilisant la trachée avec la pince Allis.
   REMARQUE : Pour assurer la stérilité de la procédure, utilisez une nouvelle canule stérile pour chaque chiot.
2. Pénétrer la peau avec la canule à un angle de 45° par rapport à la peau au niveau du cartilage thyroïdien.
3. Avancez lentement la canule et le stylet jusqu’à ce que la trachée soit canulée, un subtil « don » se fait sentir lorsque l’aiguille pénètre dans la trachée et pénètre dans la lumière des voies respiratoires.
4. Une fois que la canule avec le stylet est dans la lumière de la trachée, arrêtez d’avancer le stylet et avancez la canule en plastique sur le stylet dans la trachée tout en maintenant le stylet immobile. Ne pas avancer la canule en plastique de >10 mm ou intuber sélectivement la bronche principale gauche ou droite est risqué.
5. Retirez le stylet de la canule en laissant la gaine en plastique de la canule dans la trachée.
6. Confirmez la position IT de la canule en injectant une petite quantité de solution saline normale (0,9 % de NaCl, 5 μL) dans la canule à l’aide d’une seringue Hamilton et d’une aiguille émoussée de 30 G. Une fois que la solution saline a été injectée dans la canule, retirez la seringue et l’aiguille Hamilton. Observez le niveau d’air et de liquide à l’intérieur de la canule en plastique ; Le mouvement du niveau air-eau dans la canule avec respiration spontanée confirme le placement de la canule dans les voies respiratoires.
7. Prélevez la quantité requise de substance dans la seringue Hamilton à l’aide de l’aiguille à pointe émoussée de 30 G.
8. Introduisez l’aiguille à pointe émoussée de 30 g (attachée à la seringue Hamilton) dans la canule en plastique (dans la trachée) et injectez lentement la substance dans la trachée pendant 5 à 10 s.
9. Retirez l’aiguille de la seringue Hamilton de la canule en plastique et la canule en plastique de la trachée.

6. Rétablissement de la procédure

1. Libérez le chiot de la scène de montage et stimulez la respiration avec une stimulation tactile du chiot.
2. Remettez le petit dans une cage distincte de la cage non anesthésiée dans l’incubateur chauffé (36 °C) et humidifié (50 % d’humidité relative) ; Placer en position tête haute à 30° jusqu’à ce qu’il soit suffisamment rétabli de l’anesthésie et capable de maintenir le décubitus sternal. Ne laissez pas les chiots sans surveillance jusqu’à ce qu’ils se remettent de l’anesthésie.

Résultats

Des résultats représentatifs de la technique des injections transcutanées quotidiennes uniques et répétées ont été publiés et démontrent que la survie n’a pas été influencée par l’injection de TI (injections uniques ou multiples), et que l’injection de TI avec placebo (solution saline) n’a pas modifié la fonction pulmonaire ou la structure pulmonaire par rapport aux témoins¹⁸.

De plus, nous avons validé la techni...

Discussion

Plusieurs étapes critiques sont à suivre pour réussir l’injection informatique. Lorsqu’elle est effectuée correctement, la méthode d’injection transcutanée IT permet une administration intrapulmonaire efficace et fiable de médicament chez le lapin prématuré. Le contrôle de la température est important car les chiots nouveau-nés deviennent facilement hypothermiques, ce qui peut influencer négativement la survie. Avant de placer les petits dans la chambre d’induction, ...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
Anesthesia
Heating matt to prevent cooling during anesthesia			1
Isoflurane vaporizer with oxygen supply			1
Isoflurane (Iso-Vet; 1000 mg/g)	Dechra Veterinary Products NV, Belgium		2% at 2 liters/minute
Plexiglas induction chamber with exhaust and scavenger	In house built		1
Positioning for injection
Mounting stage	In-house built (made out of styrofoam to allow flexible positioning		1
Nose cone connected to anesthetic circuit			1
Scavenger system			1
Tape to restrain limbs	Any		1 roll
Intratracheal injection
Allis tissue forceps			1
19-mm-long 26-gauge catheter	BD Biosciences	391349	1
Hamilton syringe (10µl with 20 mm blunt 30-gauge needle	Hamilton Company	7638-01	1
Pharmaceutical substance of choice			as per protocol
Saline (0.9% NaCl)			5 µl per animal
Animal housing
Humidity- and temperature-controlled incubator	Okolab Srl. Custom built cage incubator. Alternatively, in-house built cage incubators can be used