Yazarlar
Bize Ulaşın

Oturum Aç

Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliği gereklidir. Oturum açın veya ücretsiz deneme sürümünü başlatın.

Bu Makalede

  • Özet
  • Özet
  • Giriş
  • Protokol
  • Sonuçlar
  • Tartışmalar
  • Açıklamalar
  • Teşekkürler
  • Malzemeler
  • Referanslar
  • Yeniden Basımlar ve İzinler

Özet

Burada hemodinamik stresin dolaşımdaki tümör hücreleri üzerindeki etkilerini modellemek için süspansiyondaki kanser hücrelerine sıvı kesme stresi uygulamak için bir yöntem gösteriyoruz.

Özet

Metastaz sırasında, epitel de dahil olmak üzere katı dokulardan gelen kanser hücreleri, hemodinamik akış nedeniyle mekanik strese maruz kaldıkları lenfatik ve hematojen dolaşıma erişerler. Dolaşımdaki tümör hücrelerinin (CTC) yaşadığı bu streslerden biri sıvı kesme stresidir (FSS). Kanser hücreleri interstisyel akış nedeniyle tümör içinde düşük FSS seviyeleri yaşayabilirken, CPC'ler hücre dışı matris eki olmadan çok daha yüksek FSS seviyelerine maruz kalır. Fizyolojik olarak, FSS 3-4 büyüklük sırası üzerinde değişir, lenfatikte düşük seviyeler bulunur (<1 dinane /cm2)ve hücreler kalpten ve kalp kapaklarının etrafından geçerken kısaca en yüksek seviyeler bulunur (>500 dinaz/cm2). Çeşitli zaman dilimlerinde farklı fizyolojik kesme stresini modellemek için tasarlanmış birkaç in vitro model vardır. Bu makalede, basit bir şırınga ve iğne sistemi kullanarak üst düzey FSS'nin kısa (milisaniye) darbelerinin kanser hücre biyolojisi üzerindeki sonuçlarını araştırmak için bir model açıklanmaktadır.

Giriş

Metastaz veya kanserin ilk tümör bölgesinin ötesine yayılması, kanser mortalitesinin altında kalan önemli bir faktördür1. Metastaz sırasında, kanser hücreleri dolaşım sistemini vücuttaki uzak bölgelere yaymak için bir otoyol olarak kullanır2,3. Bu bölgelere giderken, dolaşımdaki tümör hücreleri (CTC'ler) orijinal primertümörlerinin aksinedinamik bir sıvı mikroçevrim içinde bulunur 3,4,5. Bu sıvı mikroçevresinin metastaz4'ünönündeki birçok engelden biri olduğu önerilmiştir. Metastatik verimsizlik kavramında, yani dolaşıma giren çoğu CTC'nin yok olduğu veya üretken metastatik koloniler oluşturmadığı konusunda geniş bir anlaşmavardır 6,7,8. Bununla birlikte, metastazın neden bireysel bir CTC açısından verimsiz olduğu daha az kesindir ve aktif bir araştırma alanı olmaya devam etmektedir. CTC'ler hücre dışı matristen ayrılır, primer tümörde bulunabilecek çözünür büyüme ve sağkalım faktörlerinden mahrum kalır ve birincil tümörden çok daha farklı bir şekilde bağışıklık sistemine ve hemodinamik güçlere maruz kalır4. Bu faktörlerin her biri CPC'lerin zayıf hayatta kalmasına katkıda bulunabilir, ancak göreceli katkıları belirsizdir. Bu makale, hemodinamik güçlerin CTC'leri nasıl etkilediği sorusunu ele alıyor.

Hemodinamik kuvvetlerin CTC'ler üzerindeki etkilerini incelemek oldukça zordur. Şu anda, insan damar sisteminin tüm mekansal dinamiklerini (kalpten kılcal damarlara) ve reolojik özelliklerini çoğaltabilen tasarlanmış in vitro sistemler yoktur. Ayrıca, CTC'lerin dolaşım sistemini nasıl deneyimlediği tam olarak açık değildir. Deneysel kanıtlar, çoğu kanser hücresinin kan hücreleri gibi sürekli dolaşımda olmadığını göstermektedir. Bunun yerine, nispeten büyük boyutları (10-20 μm çapında) nedeniyle, çoğu CTC, ölebilecekleri, ekstravaze olabilecekleri veya bir sonraki kılcal yatak 8,9 , 10,11'eyer değiştirebilecekleri değişken süreler boyunca (6-8 μm çapında) kılcal yataklara(6-8μmçapında) kaplanır. Bununla birlikte, CTC boyutunun daha heterojen in vivo olabileceğine ve daha küçük CTC'lerin tespit edilebilir olduğuna dair bazı kanıtlar vardır12. Bu nedenle, mesafeye ve kan akışı hızına bağlı olarak, CTC'ler bu tuzak dönemleri arasında sadece birkaç saniye serbestçe dolaşabilir, ancak bu davranışın nicel bir açıklaması13.

Ayrıca, CTC'lerin dolaşıma girdiği yere bağlı olarak, akciğer ve diğer çevre bölgelerindeki birden fazla kılcal yataktan ve son hedeflerine ulaşmadan önce hem sağ hem de sol kalpten geçebilirler. Yol boyunca, CTC'ler sıvı kesme stresi (FSS), mikro sirkülasyona hapsedilmesi sırasında basınç kuvvetleri ve potansiyel olarak, kan damarı duvarları boyunca yuvarlanan lökosit benzeri yuvarlanmalar sergileyebilecekleri koşullar altında çekiş kuvvetleri de dahil olmak üzere çeşitli hemodinamik streslere maruz kalır14. Böylece hem dolaşımı modelleme yeteneği hem de modellenecek CTC davranışının anlaşılması sınırlıdır. Bu belirsizlik nedeniyle, in vitro model sistemlerden elde edilen herhangi bir bulgu deneysel bir omurgalı organizmada ve nihayetinde kanser hastalarında doğrulanmalıdır.

Yukarıda belirtilen uyarılarla, bu makale FSS'nin ilk olarak 201215'teaçıklanan CTC'ler üzerindeki etkilerini araştırmak için süspansiyondaki hücrelere FSS uygulamak için nispeten basit bir model göstermektedir. FSS, daha büyük damarlarda laminer akış koşullarında parabolik hız gradyanı üreten damar duvarına karşı kan akışının sürtünmesiyle sonuçlanır. Hücreler, damar duvarlarına yakın daha yüksek FSS seviyelerine ve kan damarının merkezine yakın daha düşük seviyelere sahiptir. Hagen-Poiseuille denklemi tarafından açıklandığı gibi, akış hızının ve akışın meydana geldiği kanalın boyutları FSS'yi etkiler. Bu, Newton sıvıları gibi davranan kan akışları için geçerlidir, ancak mikrosekülasyon için tutmaz. Fizyolojik FSS, lenfatiklerde en düşük seviyelere (<1 dyn/cm2)ve kalp kapakçıkları ve aterosklerotik plaklar (>500 dyn/cm2)çevresindekibölgelerde en yüksek olan çeşitli büyüklük sıraları üzerinde değişmektedir. Arterlerde ortalama duvar kesme stresi 10-70 dyn/cm2 ve damarlarda 1-6 dyn/cm2 16,17 'dir.

Kalpte, hücreler çok üst düzey, ancak çok kısa süreli FSS yaşanabilecek kapak broşürleri etrafında türbülanslı akışlara maruz kalabilir18,19. Biyoişlem alanı uzun zamandır FSS'nin süspansiyondaki memeli hücreleri üzerindeki etkilerini incelemiş olsa da, bu bilgiler genellikle uzun bir süre boyunca uygulanan çok daha düşük FSS seviyelerine odaklandığı için FSS'nin CTC'ler üzerindeki etkilerini anlamak için sınırlı değerde olabilir20. Aşağıda açıklandığı gibi, bir şırınga ve iğne kullanarak, bir hücre süspansiyonu için nispeten kısa (milisaniye) bir süre için nispeten yüksek (on ila binlerce dyn / cm2) FSS uygulanabilir. Bu modelin ilk açıklamasından bu yana15, diğerleri FSS'nin kanser hücreleri üzerindeki etkilerini incelemek için onu çalıştırmıştır21,22,23. Aşağı akış deneysel analizlerini kolaylaştırmak için hücre süspansiyonlarına kısa sürede birden fazla FSS "darbesi" uygulanabilir. Örneğin, bu model, uygulanan darbe sayısının bir işlevi olarak hücre canlılığını ölçerek hücrelerin FSS tarafından mekanik yıkıma karşı koyma yeteneğini ölçmek için kullanılabilir. Alternatif olarak, FSS maruziyetinin kanser hücrelerinin biyolojisi üzerindeki etkileri, çeşitli aşağı akış analizleri için hücreler toplanarak araştırılabilir. Daha da önemlisi, hücre süspansiyonunun bir kısmı, FSS'nin hücre müfrezesi ve süspansiyonda tutulan süre ile ilişkili olabilecek etkilerini karşılaştırmak için statik bir denetim olarak ayrılmıştır.

Protokol

1. Hücre hazırlığı

  1. Kullanılan hücre hattı için önerilen yönergeleri izleyerek % 70-90 birleştiğinde doku kültürü çanağındaki hücreleri serbest bırakın.
    1. Örneğin, PC-3 hücreleri için büyüme ortamını emiş edin ve 10 cm'lik hücre kabını 5 mL kalsiyum ve magnezyum içermeyen fosfat tamponlu salin (PBS) ile yıkayın.
    2. Üreticinin protokolünü kullanarak %0,25 trypsin'in 1 mL'sini eklemeden önce PBS'i aspire edin.
    3. Ters bir mikroskop altında hücrelerin kopuşu gözlemlendikten sonra, tripsini inhibe etmek için% 10 fetal sığır serumu içeren 5 mL DMEM:F12 ortamı ekleyin.
  2. Hücre süspansiyonu konik bir tüpe yerleştirin.
  3. Hücre konsantrasyonu ve toplam hücre sayısını belirleyin.
  4. Santrifüjleme ile pelet hücreleri (3 dakika için 300 × g), süpernatantı aspirasyon ve serumsuz doku kültüründeki hücreleri 5 × 105 hücre / mL'ye kadar yeniden biriktirir.
    NOT: Test ortamının en az 1,17 mM Ca++ içermesi kritik öneme sahiptir, çünkü hücre dışı Ca++ FSS15'ehücresel direnç için gerekli olduğu gösterilmiştir.

2. Sıvı kesme stresine maruz kalma

  1. Hücreleri FSS'ye maruz kalmadan önce, 7 mL çizgisinde yuvarlak tabanlı 14 mL polistiren tüp kesin. Hücre süspansiyonu karıştırın, süspansiyonun 5 mL'lik kısmını kesme tüpüne yerleştirin ve statik kontrol örneklerini toplayın.
    NOT: Statik numune için toplanması gereken hacim, kullanılan canlılık testine bağlıdır (bkz. adım 3).
  2. Hücre süspansiyonu 5 mL şırıngaya çekin ve 30 G 1/2" iğne takın. İğneyi çözün, şırıngayı bir şırınga pompasına yerleştirin, şırıngayı sabitleyin ve istenen FSS seviyesine ulaşmak için akış hızını ayarlayın.
    NOT: Tablo 1, farklı iğneler ve akış hızları için maksimum duvar kesme gerilmesinin yanı sıra hücre boyutuna (10, 15 ve 20 μm) bağlı olarak minimum FSS seviyesini gösterir. Bükülmediğine emin olmak için kullanmadan önce iğneyi inceleyin; belirsizse, iğneyi yenisiyle değiştirin. İğne bütünlüğü uygulanan FSS seviyesi üzerinde önemli bir etkiye sahip olabilir.
  3. Şırınd pompasını çalıştırın ve köpürmeyi azaltmak için kesilmiş numuneyi kesme tüpünde yaklaşık 45° açıyla toplayın. Canlılık testinin türüne veya aşağı akış test ihtiyaçlarına bağlı olarak bir örnek toplayın.
    1. Şırıngayı ve iğneyi şırınga pompasından dikkatlice çıkarın ve iğneye dokunmamaya dikkat ederek iğneyi şırıngadan çıkarmak için pense kullanın.
      NOT: Eğimli olmayan iğneler, ek bir güvenlik önlemi olarak eğimli iğnelerle birbirinin yerine kullanılabilir.
  4. Makaslı süspansiyonu şırıngaya geri çekin, pense kullanarak iğneyi dikkatlice yeniden takın ve şırınga pompasına geri yerleştirin.
  5. Hücre süspansiyonu istenen sayıda FSS darbesine maruz kalana kadar 2.3 ve 2.4 adımlarını yineleyin.
    NOT: Hücrelerin FSS maruziyetinden kaynaklanan mekanik tahribata karşı koyma kapasitesini değerlendirmek için hücre süspansiyonu tipik olarak 10 darbe FSS'ye tabi tutulur. Bununla birlikte, hücrelerin 2 darbe24'densonra FSS'ye yanıt olarak biyolojik adaptasyonlara maruz almaya başladıkları gösterilmiştir.

3. Canlılık ölçümü

NOT: Canlılık, enzimatik tahliller (luciferaz, resazurin ve WST-1), bozulmamış hücreleri sayma, akış sitometrisi veya klonojenik tahliller kullanılarak değerlendirilebilir.

  1. Tüm canlılık ölçüleri için, hücreleri FSS'ye maruz kalmadan önce bir örnek toplayın.
    1. Enzymatic tahliller için, yinelenen 100 μL aliquots alın ve 96 kuyulu bir tabağa yerleştirin.
    2. Akış sitometrisi için bir adet 500 μL aliquot alın ve 1,5 mL'lik bir tüpe yerleştirin.
    3. Klonojenik test için 100 μL aliquot toplayın.
  2. Enzymatic tahlil
    1. 1, 2, 4, 6, 8 ve 10 darbeli FSS maruziyetinin ardından 100 μL numune toplayın ve bunları 96 kuyulu bir tabağa yerleştirin.
    2. İstediğiniz alt tabakayı ekleyin ve kullanılan test için protokolü izleyin:
      1. Resazurin için, her kuyuya 0,15 mg/ mL çözeltinin 20 μL'sini ekleyin. Sadece 100 μL orta içeren kuyulara 20 μL 0,15 mg/mL resazurin çözeltisi ekleyin. 37 °C doku kültürü inkübatöründe 2 saat kuluçkaya yatırın. Floresan okuma yeteneğine sahip bir plaka okuyucu kullanarak emiciliği ölçün (579 heyecan/ 584 emisyon).
      2. Luciferaz eksprese eden hücreler için, 5 mL orta ila 15 mg/ mL D-luciferin 100 μL ekleyin. Bu çözeltinin 100 μL'lik kısmını her iyi içeren hücreye ekleyin. 5 dakika bekleyin ve ardından lüminesansla uyumlu bir okuyucu kullanarak plakayı okuyun.
      3. WST-1 için, yalnızca orta içeren kuyular da dahil olmak üzere her kuyuya 10 μL WST-1 ekleyin. 4 saat kuluçkaya yaslanın ve ardından bir plaka okuyucu kullanarak 420 ila 480 nm arasındaki emiciliği okuyun.
    3. Uygulanabilir hücrelerin yüzdesini elde etmek için FSS'ye maruz kalan örneklerin her birinden gelen ortalama sinyali ortalama statik kontrol örneğiyle karşılaştırın.
  3. Akış sitometrisi24
    1. 500 μL numuneleri toplayın ve 1, 2, 5 ve 10 darbeli FSS'den sonra 1,5 mL santrifüj tüplerine yerleştirin.
    2. Santrifüj örnekleri (3 dakika boyunca 500 × g) ve süpernatantları atın.
    3. Peletleri 1 mL kalsiyum ve magnezyum içermeyen PBS ile yeniden biriktirin ve numuneleri santrifüj haline (3 dakika boyunca 300 × g).
    4. Peletleri 500 μL floresanla aktive edilmiş hücre sıralama (FACS) tamponu (%0,5 sığır serum albümin ve %0,1 sodyum azit ile PBS) ile boncukları ve propidium iyodür (1,75 μg/mL) gibi zar geçirimsiz veya canlı boyalarla askıya alın.
    5. Yamaçlı numunelerde boncuk sayma ile normalleştirilen canlı hücrelerin oranını statik numuneninkiyle karşılaştırarak canlılığı belirleyin.
  4. Klonojenik tahlil
    1. Statik numuneden 100 μL alın ve 1:10 seyreltme yapmak için 900 μL büyüme ortamı ekleyin.
    2. 1:10 seyreltilmiş numunenin 100 μL'sini alın ve son 1:100 seyreltme yapmak için 900 μL büyüme ortamı ekleyin.
    3. 2 mL büyüme ortamı içeren 6 kuyulu bir kabın 3 kuyusunun her birine 1:100 seyreltme örneğinin 100 μL'sini ekleyin.
    4. 3.4.1-3.4.3 adımlarını 10 darbeye maruz kalmış örneklerle tekrarlayın.
    5. Hücrelerin ortamı değiştirmeden 7-10 gün boyunca büyümesine izin verin ve koloni oluşumunu kontrol edin. ≥50 hücre kolonileri oluştuktan sonra, büyüme ortamını epire edin, her birini 1 mL PBS ile durulayın, PBS'yi epire edin ve 1 mL buz gibi% 70 etanol (EtOH) kullanarak 5 dakika sabitlayın. Daha da önemlisi, hem yamyun hem de statik numuneleri aynı anda sabitle
    6. Numuneleri sabitledikten sonra EtOH'yi aspire edin ve 5 dakika boyunca 1 ila 2 mL kristal mor çözeltisi (%90 H2O'da %0,1 kristal mor, %10 EtOH) ekleyin.
    7. Fazla su ile durulayın ve plakanın kurumasına izin verin
    8. Hem statik hem de yamtulan örnekler için kolonileri (≥50 hücre kümeleri) sayın. Canlılığı belirlemek için yamaçlı numuneden ortalama koloni sayısının statik numuneden ortalama koloni sayısına oranını karşılaştırın.

Sonuçlar

FSS kaynaklı mekanik yıkıma karşı yüksek direncin daha önce birden fazla kanser hücresi hattında ve kanser hücrelerinde, dönüştürülmemiş epitel hücre karşılaştırıcılarına göre tümörlerden yeni izole edilmiş korunmuş bir fenotip olduğu gösterilmiştir15,24. Burada, çeşitli doku kökenlerinden ek kanser hücresi çizgileri ( Tablo 2 ) bu hücrelerin çoğunluğunun250 μL/ s'de 10 FSS darbesinden sonra% 20'≥ canl?...

Tartışmalar

Bu makale, FSS'nin bir şırınga ve iğne kullanarak süspansiyondaki kanser hücrelerine uygulanmasını göstermektedir. Bu modeli kullanarak, kanser hücrelerinin dönüştürülmemiş epitel hücrelerine göre üst düzey FSS'nin kısa darbelerine karşı daha dirençli olduğu gösterilmiştir15,22,24. Ayrıca, bu modeli kullanarak FSS'ye maruz kalmak hücre sertliğinde hızlı bir artışa, RhoA'nın aktivasyonuna ve kor...

Açıklamalar

MDH, SynderBio, Inc.'in kurucu ortağı, Başkanı ve hissedarıdır.

Teşekkürler

Burada gösterilen modelin geliştirilmesi, DOD hibe W81XWH-12-1-0163, NIH R21 CA179981 ve R21 CA196202 ve Sato Metastaz Araştırma Fonu tarafından desteklenmiştir.

Malzemeler

NameCompanyCatalog NumberComments
0.25% TrypsinGibco25200-056
14 mL round bottom tubesFalcon - Corning352059
30 G 1/2" NeedleBD305106
5 mL syringeBD309646
96-well black bottom plateCostar - Corning3915
Bioluminescence detectorAMIAMI HTX
BSA, Fraction VSigma10735086001
Cell Titer BluePromegaG8081
crystal violetSigmaC0775
D-luciferinGoldBioD-LUCK
DMEMGibco11965-092
FBSAtlanta BiologicalsS11150
PBSGibco10010023
Plate ReaderBioTekSynergy HT
Sodium Azide (NaN3)SigmaS2002
Syringe PumpHarvard Apparatus70-3005

Referanslar

  1. Dillekås, H., Rogers, M. S., Straume, O. Are 90% of deaths from cancer caused by metastases. Cancer medicine. 8 (12), 5574-5576 (2019).
  2. Hanahan, D., Weinberg, R. A. Hallmarks of cancer: the next generation. Cell. 144 (5), 646-674 (2011).
  3. Strilic, B., Offermanns, S. Intravascular survival and extravasation of tumor cells. Cancer Cell. 32 (3), 282-293 (2017).
  4. Labelle, M., Hynes, R. O. The initial hours of metastasis: the importance of cooperative host-tumor cell interactions during hematogenous dissemination. Cancer Discovery. 2 (12), 1091-1099 (2012).
  5. Krog, B. L., Henry, M. D. Biomechanics of the circulating tumor cell microenvironment. Advances in Experimental Medicine and Biology. 1092, 209-233 (2018).
  6. Weiss, L. Metastatic inefficiency. Advances in Cancer Research. 54, 159-211 (1990).
  7. Zeidman, I., Mc, C. M., Coman, D. R. Factors affecting the number of tumor metastases; experiments with a transplantable mouse tumor. Cancer Research. 10 (6), 357-359 (1950).
  8. Fidler, I. J. Metastasis: quantitative analysis of distribution and fate of tumor embolilabeled with 125 I-5-iodo-2'-deoxyuridine. Journal of the National Cancer Institute. 45 (4), 773-782 (1970).
  9. Cameron, M. D., et al. Temporal progression of metastasis in lung: cell survival, dormancy, and location dependence of metastatic inefficiency. Cancer Research. 60 (9), 2541-2546 (2000).
  10. Luzzi, K. J., et al. Multistep nature of metastatic inefficiency: dormancy of solitary cells after successful extravasation and limited survival of early micrometastases. American Journal of Pathology. 153 (3), 865-873 (1998).
  11. Kienast, Y., et al. Real-time imaging reveals the single steps of brain metastasis formation. Nature Medicine. 16 (1), 116-122 (2010).
  12. Takagi, H., et al. Analysis of the circulating tumor cell capture ability of a slit filter-based method in comparison to a selection-free method in multiple cancer types. International journal of molecular sciences. 21 (23), 9031 (2020).
  13. Scott, J., Kuhn, P., Anderson, A. R. Unifying metastasis--integrating intravasation, circulation and end-organ colonization. Nature Reviews Cancer. 12 (7), 445-446 (2012).
  14. Wirtz, D., Konstantopoulos, K., Searson, P. C. The physics of cancer: the role of physical interactions and mechanical forces in metastasis. Nature Reviews Cancer. 11 (7), 512-522 (2011).
  15. Barnes, J. M., Nauseef, J. T., Henry, M. D. Resistance to fluid shear stress is a conserved biophysical property of malignant cells. PLoS One. 7 (12), 50973 (2012).
  16. Malek, A. M., Alper, S. L., Izumo, S. Hemodynamic shear stress and its role in atherosclerosis. JAMA. 282 (21), 2035-2042 (1999).
  17. Brass, L. F., Diamond, S. L. Transport physics and biorheology in the setting of hemostasis and thrombosis. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 14 (5), 906-917 (2016).
  18. Stein, P. D., Sabbah, H. N. Turbulent blood flow in the ascending aorta of humans with normal and diseased aortic valves. Circulation Research. 39 (1), 58-65 (1976).
  19. Strony, J., Beaudoin, A., Brands, D., Adelman, B. Analysis of shear stress and hemodynamic factors in a model of coronary artery stenosis and thrombosis. The American Journal of Physiology. 265 (5), 1787-1796 (1993).
  20. Chalmers, J. J. Mixing, aeration and cell damage, 30+ years later: what we learned, how it affected the cell culture industry and what we would like to know more about. Current Opinion in Chemical Engineering. 10, 94-102 (2015).
  21. Vennin, C., et al. Trsient tissue priming via ROCK inhibition uncouples pancreatic cancer progression, sensitivity to chemotherapy, and metastasis. Science Translational Medicine. 9 (384), 126 (2017).
  22. Mitchell, M. J., et al. Lamin A/C deficiency reduces circulating tumor cell resistance to fluid shear stress. American Journal of Physiology: Cell Physiology. 309 (11), 736-746 (2015).
  23. Ortiz-Otero, N., et al. Cancer associated fibroblasts confer shear resistance to circulating tumor cells during prostate cancer metastatic progression. Oncotarget. 11 (12), 1037-1050 (2020).
  24. Moose, D. L., et al. Cancer cells resist mechanical destruction in circulation via RhoA/actomyosin-dependent mechano-adaptation. Cell Reports. 30 (11), 3864-3874 (2020).
  25. Miller, B. E., Miller, F. R., Wilburn, D. J., Heppner, G. H. Analysis of tumour cell composition in tumours composed of paired mixtures of mammary tumour cell lines. British Journal of Cancer. 56 (5), 561-569 (1987).
  26. Aslakson, C. J., Miller, F. R. Selective events in the metastatic process defined by analysis of the sequential dissemination of subpopulations of a mouse mammary tumor. Cancer Research. 52 (6), 1399 (1992).
  27. Chivukula, V. K., Krog, B. L., Nauseef, J. T., Henry, M. D., Vigmostad, S. C. Alterations in cancer cell mechanical properties after fluid shear stress exposure: a micropipette aspiration study. Cell Health Cytoskeleton. 7, 25-35 (2015).
  28. Gensbittel, V., et al. Mechanical adaptability of tumor cells in metastasis. Developmental Cell. 56 (2), 164-179 (2021).
  29. O'Leary, B. R., et al. Pharmacological ascorbate inhibits pancreatic cancer metastases via a peroxide-mediated mechanism. Scientific Reports. 10 (1), 17649 (2020).
  30. Williams, A. R., Hughes, D. E., Nyborg, W. L. Hemolysis near a transversely oscillating wire. Science. 169 (3948), 871-873 (1970).
  31. Rooney, J. A. Hemolysis near an ultrasonically pulsating gas bubble. Science. 169 (3948), 869-871 (1970).
  32. Connolly, S., McGourty, K., Newport, D. The in vitro inertial positions and viability of cells in suspension under different in vivo flow conditions. Scientific Reports. 10 (1), 1711 (2020).
  33. Brooks, D. E. The biorheology of tumor cells. Biorheology. 21 (1-2), 85-91 (1984).
  34. Triantafillu, U. L., Park, S., Klaassen, N. L., Raddatz, A. D., Kim, Y. Fluid shear stress induces cancer stem cell-like phenotype in MCF7 breast cancer cell line without inducing epithelial to mesenchymal transition. Internation Journal of Oncology. 50 (3), 993-1001 (2017).
  35. Fan, R., et al. Circulatory shear flow alters the viability and proliferation of circulating colon cancer cells. Scientific Reports. 6, 27073 (2016).
  36. Fu, A., et al. High expression of MnSOD promotes survival of circulating breast cancer cells and increases their resistance to doxorubicin. Oncotarget. 7 (31), 50239-50257 (2016).
  37. Li, S., et al. Shear stress promotes anoikis resistance of cancer cells via caveolin-1-dependent extrinsic and intrinsic apoptotic pathways. Journal of Cellular Physiology. 234 (4), 3730-3743 (2019).
  38. Xin, Y., et al. Mechanics and actomyosin-dependent survival/chemoresistance of suspended tumor cells in shear flow. Biophysical Journal. 116 (10), 1803-1814 (2019).

Yeniden Basımlar ve İzinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya resimlerini yeniden kullanma izni talebi

Izin talebi

Daha Fazla Makale Keşfet

Kanser Ara t rmasSay 170

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Bize Ulaşın

KÜTÜPHANEYE TAVSİYE ET

JoVE HABER BÜLTENLERİ

Araştırma

Eğitim

Yazarlar

Kütüphaneciler

JoVE Hakkında

Telif Hakkı © 2020 MyJove Corporation. Tüm hakları saklıdır