Yazarlar
Bize Ulaşın

Oturum Aç

Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliği gereklidir. Oturum açın veya ücretsiz deneme sürümünü başlatın.

Bu Makalede

  • Özet
  • Özet
  • Giriş
  • Protokol
  • Sonuçlar
  • Tartışmalar
  • Açıklamalar
  • Teşekkürler
  • Malzemeler
  • Referanslar
  • Yeniden Basımlar ve İzinler

Özet

Burada, mikrotübül demetlerini in vitro olarak yeniden yapılandırmak ve eşzamanlı optik yakalama ve toplam iç yansıma floresan mikroskobu kullanarak içlerinde uygulanan kuvvetleri doğrudan ölçmek için bir protokol sunuyoruz. Bu tahlil, aktif mikrotübül ağları içindeki protein toplulukları tarafından üretilen kuvvetlerin ve yer değiştirmelerin nano ölçekte ölçülmesine izin verir.

Özet

Mikrotübül ağları, vezikül taşınması için izler olarak hareket etmekten, kromozom ayrışmasını düzenlemek için mitoz sırasında özel diziler olarak çalışmaya kadar çok çeşitli görevleri yerine getirmek için hücrelerde kullanılır. Mikrotübüllerle etkileşime giren proteinler, aktif kuvvetler ve yönlü hareket üretebilen kinezinler ve dinein gibi motorların yanı sıra filamentleri daha yüksek dereceli ağlara çapraz bağlayan veya filament dinamiklerini düzenleyen motor olmayan proteinleri içerir. Bugüne kadar, mikrotübül ile ilişkili proteinlerin biyofiziksel çalışmaları, vezikül taşınması için gerekli olan tek motorlu proteinlerin rolüne odaklanmış ve kinezinlerin ve dineinlerin kuvvet üreten özelliklerinin ve mekanokimyasal regülasyonunun aydınlatılmasında önemli ilerlemeler kaydedilmiştir. Bununla birlikte, mikrotübüllerin hem kargo hem de iz olarak hareket ettiği süreçler için, örneğin mitotik iğ içinde kayan filament sırasında, ilgili çapraz bağlanan proteinlerin topluluklarının biyofiziksel düzenlemesi hakkında çok daha az şey anlaşılmaktadır. Burada, saflaştırılmış mikrotübüllerden ve mitotik proteinlerden yeniden oluşturulan çapraz bağlı mikrotübül minimal ağları içinde doğrudan problama kuvveti üretimi ve yanıtı için metodolojimizi detaylandırıyoruz. Mikrotübül çiftleri, ilgilenilen proteinlerle çapraz bağlanır, bir mikrotübül mikroskop kapağına hareketsiz hale getirilir ve ikinci mikrotübül optik bir tuzak tarafından manipüle edilir. Eşzamanlı toplam iç yansıma floresan mikroskobu, filamentler kuvvet üretmek için birbirinden ayrılırken bu mikrotübül ağının tüm bileşenlerinin çok kanallı olarak görselleştirilmesine izin verir. Ayrıca, bu tekniklerin kinesin-5 toplulukları tarafından uygulanan itme kuvvetlerini araştırmak için nasıl kullanılabileceğini ve mitotik MAP PRC1 tarafından çapraz bağlanmış kayan mikrotübül çiftleri arasında viskoz frenleme kuvvetlerinin nasıl ortaya çıktığını da gösteriyoruz. Bu analizler, iğ montajı ve fonksiyon mekanizmaları hakkında fikir verir ve nöronların ve polar epitel hücrelerinin akson ve dendritleri gibi çeşitli bağlamlarda yoğun mikrotübül ağ mekaniğini incelemek için daha geniş çapta uyarlanabilir.

Giriş

Hücreler, vezikül taşınması 1,2,3'ten mitoz 4,5,6 sırasında kromozom ayrışmasına kadar çok çeşitli mekanik görevleri yerine getirmek için mikrotübül ağları kullanır. Moleküler motor proteinler kinesin ve dynein gibi mikrotübüllerle etkileşime giren proteinlerin çoğu, kuvvetler üretir ve mekanik yükler tarafından düzenlenir. Bu kritik moleküllerin nasıl çalıştığını daha iyi anlamak için araştırmacılar, boş adım atma hızları, süreçsellik ve bireysel proteinler için kuvvet-hız ilişkileri gibi kritik parametreleri doğrudan izlemek için optik tuzak ve TIRF mikroskobu gibi tek moleküllü biyofiziksel yöntemler kullandılar. En yaygın kullanılan deneysel geometri, motor proteinlerini doğrudan küresel geometrisi ve boyutu motor tahrikli taşımaya tabi tutulan vezikülleri taklit eden tuzak boncuklarına bağlamak olmuştur. Kinesin-1 7,8,9, kinesin-2 10,11,12, kinesin-3 13,14,15,16 kinesin-5 17,18, kinesin-8 19,20 dahil olmak üzere çok sayıda kinezin, ayrıca dynein ve dynein kompleksleri21,22, 23,24,25, bu yöntemlerle çalışılmıştır.

Bununla birlikte, birçok hücresel süreçte, motor ve motor olmayan proteinler mikrotübülleri hem iz hem de kargo olarak kullanır26,27. Dahası, mikrotübül filamentlerinin daha yüksek dereceli demetlere çapraz bağlandığı bu senaryolarda, bu proteinler tek birimlerden ziyade topluluklar olarak işlev görür. Örneğin, somatik hücrelerin bölünmesinde, yoğun filament ağları, mitotik iğ aparatını 28,29,30 oluşturmak için kendi kendini organize eder. Polarlar arası iş mili mikrotübül ağı oldukça dinamiktir ve büyük ölçüde iş mili direktörlerine ve iş mili ekvatorunun yakınında üst üste binen artı uçlara işaret eden eksi uçlarla düzenlenmiştir. İş mili içindeki filamentler, kinesin-5 31,32,33, kinesin-12 34,35,36 ve kinesin-14 37,38,39 gibi motor proteinler veya PRC1 40,41,42,43 veya NuMA 44,45 gibi motor olmayan proteinler tarafından çapraz bağlanır. 46. Kutupsal akı gibi süreçler sırasında veya metafaz sırasında kromozom merkezlenmesini koordine ederken veya anafaz 47,48,49,50,51,52 sırasında kromozom ayrışmasını koordine ederken sıklıkla mekanik stres yaşarlar veya yaşarlar. Bu nedenle, mikron ölçekli iş mili aparatının mitoz yoluyla bütünlüğü, bu etkileşimli filamentler ağı tarafından üretilen ve sürdürülen itme ve çekme kuvvetlerinin dikkatlice düzenlenmiş bir dengesine dayanır. Bununla birlikte, bu mekanik düzenlemeyi araştırmak ve protein topluluklarının mikrotübül hareketlerini koordine etmek ve iş milini düzgün bir şekilde monte etmek için gereken kuvvetleri üretmek için nasıl uyum içinde çalıştığını açıklamak için gereken araçlar sadece yakın zamanda geliştirilmiştir ve dinamik mikrotübül ağlarını tanımlayan biyofiziksel kuralları anlamaya yeni başlıyoruz.

Bu makalenin amacı, çapraz bağlı mikrotübül çiftlerini in vitro olarak yeniden oluşturmak, bu demetleri hem mikrotübüllerin hem de çapraz bağlanan proteinlerin eşzamanlı floresan görselleştirmesine ve nano ölçekli kuvvet ölçümüne izin veren bir mikroskopi odasında hareketsiz hale getirmek ve bu verileri sağlam bir şekilde işlemek için gerekli adımları göstermektir. Floresan etiketli mikrotübülleri istikrarlı bir şekilde polimerize etmek, bağlantı için mikroskop kapakları hazırlamak, optik yakalama deneyleri için polistiren boncuklar hazırlamak ve doğrudan biyofiziksel manipülasyona izin verirken in vivo işlevlerini koruyan çapraz bağlı filament ağlarını bir araya getirmek için gereken adımları detaylandırıyoruz.

Protokol

1. Mikrotübüllerin hazırlanması

NOT: GFP etiketli çapraz bağlama proteinleri kullanıldığında, kırmızı (örneğin, rodamin) ve uzak kırmızı (örneğin, biyotinile HiLyte647, metnin geri kalanında biyotinile edilmiş çok kırmızı olarak adlandırılır) mikrotübüllerin organik florofor etiketlemesi iyi çalışır. Görüntüleme sırasında yüksek kaliteli dörtlü bant toplam dahili yansıma floresan (TIRF) filtresi kullanılarak her üç kanal arasında minimum çapraz geçiş sağlanabilir.

  1. GMPCPP mikrotübül tohum stoklarının hazırlanması
    1. 84 μL buz gibi soğuk 1x BRB80 (80 mM PIPES, 1 mM MgCl2, 1 mM EGTA; pH 6.8) içinde 1 mg etiketsiz liyofilize tübülin askıya alın, DTT kullanımdan hemen önce 1 mM'lik son konsantrasyona eklenir. 60 μg florofor etiketli liyofilize tübülini 6 μL soğuk 1x BRB80'de 1 mM DTT ile askıya alın. 60 μg biyotin etiketli liyofilize tübülini 1 mM DTT ile 6 μL soğuk 1x BRB80 içinde askıya alın.
    2. 1:10 etiketleme oranına sahip biyotinillenmemiş rodamin etiketli tübülin tohumu stoğu hazırlamak için, 0,5 mL'lik bir tüpe 84 μL etiketsiz tübülin, 6 μL florofor etiketli tübülin ve 10 μL 10 mM GMPCPP stok çözeltisi ekleyin. Hafifçe pipetleyerek iyice karıştırın ve buz üzerinde tutun.
      NOT: Bu testler için GMPCPP polimerizasyonu tercih edilir, çünkü mikrotübüller GTP ile polimerize edildiğinden veya taksol atlandığından daha kararlıdır ve optik tuzak ile doğrudan manipülasyona elverişlidir.
    3. 1:10 floresan etiketleme oranına sahip biyotinile edilmiş uzak kırmızı etiketli tübülin tohumu stoğu hazırlamak için, 0,5 mL'lik bir tüpe 80 μL etiketsiz tübülin, 6 μL florofor etiketli tübülin, 4 μL biyotin etiketli tübülin ve 10 μL 10 mM GMPCPP stok çözeltisi ekleyin. Hafifçe pipetleyerek iyice karıştırın ve buz üzerinde tutun. Tohum stoğunu 5 dakika boyunca buz üzerinde inkübe edin.
    4. Tübülin çözeltisini yüksek hızlı santrifüjleme için uygun bir polikarbonat tüpe aktarın. Mikrotübül polimerizasyonunu önlemek ve alikotasyon için süpernatantı geri kazanmak için tohum stoğunu 2 ° C'de 5 dakika boyunca ~ 350.000 x g'de santrifüj edin. Bu aşamada nihai tahmini tübülin konsantrasyonu ~ 50 μM'dir.
    5. 0.2 mL PCR tüpleri kullanarak, tohum stoğunun 2 μL alikotunu hazırlayın ve sıvı azotla dondurun. Alikotlar -80 ° C'de 6 aya kadar saklanabilir.
  2. Mikrotübüllerin polimerizasyonu
    1. 500 μL 1x BRB80 hazırlayın ve buzun üzerine yerleştirin. Çözülmesi için biyotinile edilmiş uzak kırmızı ve biyotinillenmemiş rodamin tohumu stok alikotlarının her birini buz üzerine yerleştirin.
    2. Tohum stoklarını 5 dakika boyunca buz üzerinde kuluçkaya yatırın. Kuluçka süresinin sonunda, hemen her tüpe 26 μL 1x BRB80 ekleyin. Daha uzun mikrotübüller istenirse, BRB80'in hacmini 5-10 μL arttırırken, daha kısa mikrotübüller için polimerizasyon hacmini 5 μL azaltın.
    3. Mikrotübül tohum stoklarını bir su banyosunda 37 ° C'de 1 saat boyunca inkübe edin. 20 μM taksol çözeltisi üretmek için 298,5 μL oda sıcaklığında 1x BRB80 ve 1,5 μL 4 mM taksol stok çözeltisini birleştirin. 300 μL 1x BRB80 hazırlayın ve her iki tüpü de oda sıcaklığında tutun.
    4. Uygun bir yüksek hızlı rotoru 30 °C'ye ısıtın. Bu, 30 ° C'ye ayarlanmış bir masa üstü ultrasantrifüjde yapılabilir. Mikrotübülleri su banyosundan çıkarın ve 10-15 dakika boyunca bir tezgah üstünde oda sıcaklığında tutun.
  3. Mikrotübüllerin açıklığa kavuşturulması
    1. Mikrotübül büyüme çözeltisine 100 μL oda sıcaklığında 1x BRB80 ekleyin ve tüpü ~10 kez hafifçe hafifçe sallayarak veya hafifçe pipetleyerek karıştırın. Mikrotübül büyüme çözeltisini bir polikarbonat santrifüj tüpüne aktarın.
    2. Santrifüjün dönüşüne göre dışa bakacak olan polikarbonat tüpün bir tarafını işaretleyin. Bu, küçük malzeme hacmi nedeniyle zar zor görülebilecek olan mikrotübül peletinin bulunmasına yardımcı olacaktır.
    3. Mikrotübül çözeltisini 30 ° C'de 10 dakika boyunca ~ 350.000 x g'de santrifüj edin. Santrifüjlemeden sonra, mikrotübülleri içeren tüpü mümkünse bir pelet için kontrol edin. Son birkaç mikrolitre sıvı hariç tümünü, peleti rahatsız etmeden dikkatlice çıkarın. Pelet açıkça görülmüyorsa, peletin bulunduğu alanı rahatsız etmemek için kılavuz olarak yapılan işaretlemeyi kullanın.
    4. Hemen mikrotübül tüpüne 100 μL 1x BRB80 + 20 μM taksol ekleyin. Bu doğrudan pelet üzerine eklenebilir; Peletin bu aşamada bozulması, arıtma işlemini önemli ölçüde etkilemez.
    5. Mikrotübülleri 10 dakika boyunca ~ 350.000 x g'de tekrar santrifüj yapın, tüpün işaretli bölümünün santrifüjün dönüşüne göre tekrar dışa doğru yönlendirildiğinden emin olun.
    6. Daha önce olduğu gibi birkaç mikrolitre çözelti dışında hepsini çıkarın, yine mikrotübül peletini bozmamaya dikkat edin. 1.3.4.-1.3.5 adımlarını yineleyin. ve daha sonra mikrotübül peletini 20-50 μL 1x BRB80 + 20 μM taksolde yeniden askıya alın.
    7. Yeniden süspansiyon hacminin çoğunu pipetleyerek, doğrudan pelet üzerine yavaşça çıkararak, 20-30x tekrarlayarak veya pelet tamamen yeniden askıya alınana kadar yeniden askıya alın. Bu, mikrotübülleri aşırı kuvvetli pipetleme ile kesmemek için dikkatle yapılmalıdır. Açıklığın boyutunu artırmak için pipet ucunun kesilmesi, mikrotübül kesmeyi azaltmak için de yardımcı olabilir.
    8. Floroforları ışıktan korumak ve tezgahın üstünde tutmak için tüpü folyoya sararak mikrotübülleri oda sıcaklığında saklayın. Mikrotübüller genellikle berraklaştırmadan sonra 2-3 gün boyunca kullanılabilir.
  4. Mikrotübüllerin mikroskopi ile değerlendirilmesi
    1. 1 μL mikrotübül ve 9 μL oda sıcaklığı 1x BRB80 karıştırarak arıtılmış mikrotübül çözeltisinin 1:10 seyreltilmesini hazırlayın. Bu çözeltiyi hemen bir mikroskop sürgüsüne 10 μL pipetleyerek ve ardından bir kabak oluşturmak için damlacığın üzerine bir kapak kayması yerleştirerek görüntüleyin.
    2. Yüksek yoğunlukta 8-25 μm arasında değişen uzunluklarda mikrotübüllerin (yoğun bir ağda katmanlanmış tam görüş alanı başına birkaç yüz), floresan mikroskobu ve mikrotübül seyreltmesi ile temas halinde kapak kayma yüzeyine odaklanan 100x hedefi kullanılarak görselleştirildiğinde görülebildiğinden emin olun.

2. Pasifleştirilmiş kapak fişlerinin hazırlanması

  1. Yıkama kapakları
    1. 18 mm x 18 mm kapak kapaklarını reaktif olmayan plastik raflara yerleştirin, ardından her rafı 100 mL'lik bir beherin içine yerleştirin. Kapak kaymalarının her iki tarafının temizlenmesi gerektiğinden, raflardaki yuva başına bir kapak fişi yerleştirin.
    2. Her sonikasyon döngüsü için verilen sırayla aşağıdaki çözeltilerin 50 mL'sini kullanarak 5 dakika boyunca bir banyo sonicator kullanarak sonicate: (1) deiyonize su (18.3 MΩ-cm dirençli), (2)% 2 Micro-90 çözeltisi, (3) deiyonize su, (4) taze hazırlanmış 0.1 M KOH, (5) deiyonize su (Şekil 1A). Kapak kapaklarının tamamen sıvı ile kaplandığından emin olun. Sonikasyon döngüleri arasında, rafı deiyonize suya 10-20x yukarı ve aşağı batırmak, suyu değiştirmek ve durulama işlemini 2x tekrarlamak için cımbız kullanarak her bir kapak kapağı rafını deiyonize suda durulayın.
    3. Kapakları 3 kat suda durulayın, ardından beherleri% 100 etanol ile doldurun ve rafları beherlere geri koyun. Beherleri bir duman davlumbazına taşıyın ve tüm kapak kaydırma raflarına yer açmak için yeterli doku mendili yerleştirin. Ardından, rafları cımbızla çıkarın ve mendillerin üzerine yerleştirin.
    4. Kuru bir azot gazı akışı kullanarak, etanolün kapaklarından ve raflarından kuruyana kadar üfleyin. Kalan etanolün beherlerden atılması ve benzer şekilde kuru azot gazı akışını kullanarak kurutulması (Şekil 1A).
  2. Kapaklarda aminosilan yüzey fonksiyonelleştirmesi
    1. 50 mL'lik konik bir tüpe 40 mL aseton ve 400 μL APTES reaktifi ekleyerek, sıkıca kapatarak ve 10x'i ters çevirerek karıştırarak (3-Aminopropil) tietoksisilan (APTES) reaktif çözeltisi hazırlayın.
    2. Bir raf kapak kapağını ilgili kuru kabına taşıyın ve ardından APTES çözeltisine tamamen batırın. 5 dakika boyunca kuluçkaya yatın (Şekil 1A). APTES ile işlenmiş rafı yeni bir kuru beher'e taşıyın ve 5 m boyunca kuluçka yapmak için APTES'e yeni bir raf taşıyın.
    3. İşlem görmüş rafı, Adım 2.1.2.'de açıklandığı gibi 10-20x batırarak deiyonize suyla durulayın, suyu 5x ile değiştirin. Tüm kapak kapakları tedavi edilip yıkanana kadar tekrarlayın.
  3. Aminosilan yüzeyinin PEGilasyonu
    1. Biri %25 w/v PEG ile ~100 μL ve diğeri %10 w/v biotin-PEG ile ~10 μL olmak üzere iki PEG çözeltisi hazırlayın, her ikisi de taze hazırlanmış 0,1 M NaHCO3'te asılı, 24 kapak kapağını kaplamak için yeterlidir. PEG'i tamamen çözmek için 0,1 M NaHCO 3 eklendikten sonra 20 s için 3.000 xg'de %25 PEG çözeltisini santrifüj edin; çözüm bulutlu kalabilir. Biotin-PEG'i nazik pipetleme ile karıştırın (Şekil 1B).
    2. PEG ve biotin-PEG çözeltilerinin bir karışımını, 33.3 kat hacimli PEG ila 1 hacimli biotin-PEG (örneğin, 100 μL PEG çözeltisi ve 3 μL biyotin-PEG çözeltisi) hazırlayın.
    3. Bir duman davlumbazında, birkaç steril ve tüy bırakmayan mendil yerleştirin. Kapak kaydırma raflarını mendillerin üzerine taşıyın ve daha önce olduğu gibi kuru bir azot gazı akışıyla kurulayın. Birkaç yeni ve kuru mendilde, çiftler halinde düzenlenmiş tamamen kurutulmuş kapak fişlerini yerleştirin ve her birini sağ alt köşede "b" gibi asimetrik bir sembolle etiketleyin. Bu işaretleme, kapak kapağının numune yüzeyinin karşısında olacak ve deneye müdahale etmeyecektir (Şekil 1B).
    4. Her çiftte bir kapak kapağını cımbızla çevirin. Her bir ters çevrilmiş kapak kapağının üzerine, 6 μL PEG / biotin-PEG karışımı yerleştirin ve ikinci kapak kapağını her iki "b" etiketi de dışa bakacak şekilde üstüne yerleştirin.
    5. Kapak kayma kenarlarını hizalayın ve kurumasını önlemek için nemlendirilmiş ve hava geçirmez bir odaya yerleştirin. Nem odasındaki kapakları oda sıcaklığında 3 saat boyunca inkübe edin.
    6. Kuluçkadan sonra, kapak kaymalarını nem odasından çıkarın, kapak kayma çiftlerini dikkatlice ayırın ve raflarına geri yerleştirin. Her rafı daha önce olduğu gibi deiyonize suda yıkayın, rafları cımbız kullanarak 10-20x batırın ve suyu toplam 5x değiştirin.
    7. Kapak kaymalarının tüm PEGile edilmiş kenarlarını aynı yöne bakacak şekilde yerleştirin, böylece iki PEGylated coverslip yüzeyi birbirine bakmaz. PEGile edilmiş yüzey tamamen kuruyana kadar çok yapışkan olacaktır, bu nedenle kapak kaymalarının temas etmesini önlemek için ekstra özen gösterin. Her rafı ve kapak kapaklarını kuru azot gazı akışı kullanarak önceki gibi kurutun (Şekil 1B).
    8. Kapaklar ve rafları tamamen kuruduktan sonra, yüzey kaplamasının bozulmasını önlemek için vakumlu bir kurutucuda saklayın. Nemin PEG kaplamayı bozmasını önlemek için vakum altında ve kurutucu ile uygun şekilde saklanır; coverslipler yaklaşık 1 hafta boyunca kullanılabilir.

3. Kinezin kaplı boncukların hazırlanması

  1. Rigor kinesin yapısının seçimi ve hazırlanması
    1. Rigor kinesin yapılarını yayınlanan protokollere göre eksprese edin ve saflaştırın53,54. 0.02 mg/mL kinezin çözeltisinden 5 μL alikotu flaşla dondurun ve -80 °C'de 1 yıla kadar saklayın.
      NOT: Rigor kinesin proteinleri, ATP hidrolizini önleyen bir G234A nokta mutasyonuna sahiptir. Mikroboncuklara konjuge edildiğinde, mikrotübül ile yüksek afiniteli etkileşimler, boncukların birkaç dakika boyunca 10-20 pN yükleri sürdürmesine izin verir. Hem yaygın olarak kullanılan kinesin-1 homodimer K56053'ün hem de daha da optimize edilmiş bir K439 yapı55'in titiz mutasyona uğramış versiyonları da bu tahlillerde başarı ile kullanılmıştır54. Bu geliştirilmiş K439 yapısı, stabiliteyi arttırmak için bir EB1 dimerizasyon alanı ve aşağıda açıklandığı gibi 6-His antikoruna spesifik bağlanma için bir C-terminal 6-His etiketi içerir.
  2. 6-Streptavidin kaplı boncuklara karşı antikoru
    1. 0,5 mL'lik bir santrifüj tüpüne 50 μL 1 μm çapında streptavidin kaplı polistiren boncuklar ekleyin. 30 s için sonikat.
    2. 790 μL 1x BRB80'e 10 μL 200 mM DTT ekleyin. Bu 1x BRB80 + 2.5 mM DTT tamponunun 40 μL'sine 10 μL sonik boncuk ekleyin.
    3. 1 μL biyotinile 6-His antikoru ve 49 μL 1x BRB80 + 2.5 mM DTT'yi birleştirin; vorteks kısaca karıştırmak için.
    4. 50 μL seyreltilmiş boncuk karışımını ve 50 μL antikor seyreltmesini yeni bir tüpte birleştirin. Tüpü 4 ° C'de bir tüp rotatöre yerleştirin ve 1 saat boyunca döndürün. Boncuk karışımını 4 ° C'de 3.000 x g'de 10 dakika boyunca döndürün.
    5. Süpernatanttan pipet alın ve peleti 1x BRB80'de 100 μL 2 mg/mL kazein çözeltisinde yeniden askıya alın. Bu santrifüjleme ve yeniden süspansiyonu 2x tekrarlayın.
  3. Rigor kinesin ilavesi
    1. Son peleti 100 μL 2 mg/mL kazein çözeltisi içinde yeniden askıya alın. 0,5 mL'lik bir santrifüj tüpünde, 5 μL 0,02 mg/mL rigor kinesin ve 5 μL boncukları birleştirin, tüpü ~10x hafifçe hafifçe sallayarak hafifçe karıştırın.
    2. Hem K439 G234A boncuk süspansiyonunu hem de kalan 6-His boncuklarını rotorda kullanılmadığında 4 °C'de tutun. Boncuklar taze hazırlanmalı ve deneyler için aynı gün kullanılmalıdır, çünkü bu sürenin ötesinde kümelenme ve aktivite kaybetme eğilimindedirler.

4. Mikroskopi odasının montajı

  1. Cam slaytların hazırlanması ve oda yapımı
    1. 75 mm x 25 mm mikroskop camı slaytlarını önce ultra saf suyla, ardından çizgisiz amonyak-d cam temizleyiciyle ve ardından bir kez daha ultra saf suyla durulayın. Fazla su damlacıklarını çıkarmak için çalkalayın. Slaytları bir azot akışı kullanarak kurutun, böylece hiçbir çizgi kalmaz ve slaytları bir kağıt havluya koyun (Şekil 2A).
    2. Makasla, çift taraflı bandı ~ 2-3 mm x 2,5 cm'lik şeritler halinde kesin (tek oda başına 2 şerit ve çift oda başına 3).
    3. Forseps kullanarak, bir cam slayt üzerine iki bant şeridi yerleştirin, böylece tek bir oda oluşturmak için aralarında ~ 0,5 cm boşluk kalır. Çift bölmeler için, aynı aralığı kullanın, ancak üç şerit bant ile (Şekil 2B). Bu yöntemi kullanan örnek kanalın hacmi yaklaşık 10 μL'dir.
      NOT: Oda(lar) ne kadar geniş olursa, çözeltiler içeri akıtıldığında kabarcıkların oluşma olasılığı o kadar artar; Bununla birlikte, 0,5 cm'den daha az genişliğe sahip odalar, görüntüleme için azalan alan nedeniyle kullanımı zor olabilir.
    4. Forseps kullanarak her bant şeridinin uzunluğu boyunca kazıyın, böylece bant cam slayda sıkıca yapışır.
    5. Kurutucudaki basıncı serbest bırakın ve bir saklama rafından bir biyotinillenmiş kapak kaymasını çıkarmak için forseps kullanın. Forseps kullanarak cam sürgü üzerine bir biyotinillenmiş kapak kayması yerleştirin. Biyotinillenmiş tarafın içeriye, cam kızağa doğru baktığından emin olun.
    6. Forsepslerin düz arka ucunu kullanarak, odaları güvenli bir şekilde kapatmak için kapak kaymasının banda temas ettiği cama hafifçe bastırın. Kapak kaymasının çatlamamasını sağlamak için hafif basınç kullanılmalıdır (Şekil 2C).
    7. Bitmiş mikroskopi odalarını, kullanıma kadar doğrudan ışıktan uzak, hava geçirmez bir kapta saklayın (Şekil 2D).
      NOT: Biyotinillenmiş kapak kızakları havaya maruz kaldıklarında bozulduğundan, odaların yapıldığı gün kullanılması önerilir.
  2. Mikroskopi reaktiflerinin akışı
    1. Boş bir pipet ucu kutusunun altına ultra saf suyla nemlendirilmiş katlanmış tüy bırakmayan bir doku yerleştirerek bir nem odası oluşturun. Numune odaları, çözeltilerin kanaldan buharlaşmasını azaltmak için akış adımları arasında bu kutuda tutulmalıdır.
    2. Kanalın bir ucundaki sıvıyı pipetleyerek ve diğer ucundaki sıvıyı fitil ederek tüm reaktifleri tanıtın. Fitillemek için, dokunun bir ucunu bükün ve yavaşça odanın çıkış tarafına yerleştirin, böylece kılcal hareketin reaktifi homojen bir şekilde dağıtmasına izin verin (Şekil 3A). Mikrotübül depolimerizasyonunu önlemek için tüm reaktifleri akmadan hemen önce oda sıcaklığına getirin.
    3. Bir haznenin giriş tarafına değecek şekilde 20 μL açılı pipet ucu kullanarak, 10 μL 0,5 mg/mL streptavidin veya Neutravidin içinde yavaşça akıtın. Haznede kabarcık elde etme olasılığını azaltmak için daha küçük pipet uçları ve yavaş, sabit bir reaktif akışı kullanın (Şekil 3B).
    4. Nem odasındaki kaydırağı, odanın kapak kaydırma tarafı aşağı bakacak şekilde 4 dakika boyunca inkübe edin. Bu yönelim, mikrotübüller veya boncuklar gibi daha büyük nesnelerin PEGile yüzeyin yakınında batmasına izin verecektir.
    5. Sıvıları dışarı çekmek için tüy bırakmayan bir doku kullanarak odayı 20 μL 1x BRB80 kullanarak yıkayın. Odada bir sızıntı varsa, slaytı atın ve başka biriyle başlayın; Odada meydana gelen küçük kabarcıklar görüntülemeyi zararlı bir şekilde etkilemeyecektir.
    6. Akış, inkübasyon ve yıkama adımlarını 10 μL 0,5 mg/mL kazein bloke çözeltisi ile tekrarlayın (Şekil 3C). Biyotinile edilmiş uzak kırmızı mikrotübülleri ~ 1:20 seyreltin ve odaya 10 μL akıtın. 5 dakika boyunca inkübe edin ve odayı 20 μL 1x BRB80 ile yıkayın (Şekil 3D). Bu mikrotübüllerin 100 μm x 100 μm görüntüleme alanı içindeki optimal yoğunluğu 10-20 olmalıdır; ve bu aşamadaki seyreltme, bu yüzey bağlama oranını elde etmek için ayarlanmalıdır.
    7. Akış, inkübasyon ve yıkama adımlarını, incelenecek uygun bir konsantrasyonda (tipik olarak 1-10 nM) çapraz bağlanan motor veya motor olmayan proteinin 10 μL'si ile tekrarlayın (Şekil 3E).
    8. 10 μL rodamin mikrotübüllerindeki akış, önceki biyotinile edilmiş uzak kırmızı mikrotübüllerle benzer bir konsantrasyonda seyreltilir. Kuluçka ve yıkama adımlarını tekrarlayın (Şekil 3F).
    9. Çapraz bağlama protein aktivitesi için optimize edilmiş 1 μL rigor kinesin kaplı boncuk ve 19 μL reaksiyon tamponunu birleştirin. Örneğin, kinezin-5 aktivitesinin analizi için, 1x BRB80'de istenen konsantrasyonda (örneğin, maksimum kinesin hızı koşulları için 1 mM) 1 mM TCEP bağ kırıcı, 0.2 mg / mL alfa kazein, 70 mM KCl, oksijen süpürme sistemi (4.5 mg / mL glikoz, 350 birim / mL glikoz oksidaz, 34 birim / mL katalaz), 1 mM DTT ve ATP ile istenen konsantrasyonda (örneğin, maksimum kinesin hızı koşulları için 1 mM) reaksiyon tamponu kullanın ). Motor olmayan proteinlerin analizi için, ATP'yi atlayın ve bu testlerde protein-mikrotübül etkileşim gücünü modüle etmek için KCl konsantrasyonunu değiştirin.
    10. Odanın her iki kenarını şeffaf oje ile kapatın ve görüntülemeden önce cila kuruyana kadar bekleyin (Şekil 3H). Başarılı bir şekilde inşa edilmiş bir oda, sızıntı mevcut olmayacak ve minimum kabarcıklara sahip olacaktır.

5. 3 renkli TIRF ile görüntüleme mikrotübül demetleri

  1. TIRF görüntüleme yeteneklerine sahip ve içine tek ışınlı optik tuzak inşa edilmiş ters çevrilmiş bir mikroskop cihazı kullanın (Şekil 4).
    NOT: Burada açıklanan çalışmalar için, GFP etiketli protein, rodamin etiketli mikrotübüller ve biyotinile edilmiş uzak kırmızı etiketli mikrotübüller için sırasıyla 100x / NA1.49 yağ objektif lens, TIRF modülü ve 488 nm, 561 nm ve 640 nm'de üç lazer ile ters çevrilmiş bir mikroskop kullanılmıştır.
    1. Numune odasının kapak kapağına bir damla daldırma yağı ekleyin. Aşırı yağ mikroskop hedefine zarar verebilir. Numune odasının kapak kaydırma tarafı aşağı bakacak şekilde, görüntülenecek numuneyi mikroskop platformuna yerleştirin.
    2. Hedefi yavaşça yukarı kaldırın, böylece hem kapak kayması hem de amaç arasında yağ yoluyla temas olur. Objektif yüksekliği, numune odasının kapak kaydırma yüzeyi odakta olacak şekilde ayarlayın.
    3. Numunenin tek karelik görüntülerini üç kanalın hepsine kaydedin. Buradaki deneyler için, her üç kanalda da optimal görüntüleme süresi olarak 100-200 ms maruz kalma kullanın; daha uzun pozlama süreleri fotobeyazlatmanın artmasına neden olabilir.
    4. Numunelerden iyi bir sinyal-gürültü oranı elde etmek için lazer gücünü ayarlayın ve bireysel demet test edildiğinde 2-5 dakika boyunca fotobeyazlatmayı en aza indirin. Burada kullanılan lazer için (Şekil 4 ve Şekil 5), GFP kanalı için 5 mW ve her iki mikrotübül kanalı için 3 mW'lık bir lazer gücü optimum olarak kullanın.
      NOT: Başarılı bir şekilde monte edilmiş demetler, uzak kırmızı kanalda bir yüzey immobilize mikrotübül, önemli GFP-protein sinyaline sahip birkaç mikronluk bir kogentansiyon bölgesi ve bu bölgelerle örtüşen ve daha sonra demetten birkaç mikron uzağa uzanan bir rodamin mikrotübülünden oluşmalıdır (Şekil 5B, C ve Şekil 6 ). Rodamin mikrotübülünün canlı görüntülenmesi, çapraz bağlı olmayan mikrotübül ucundaki ince dalgalanmaları ortaya çıkarmalı ve bu filamentin yüzeye veya odadaki diğer proteinlere bağlı olmadığını göstermelidir.
    5. Görüş alanı başına mikrotübül demetlerinin frekansını gözlemleyin. Başarılı bir şekilde hazırlanmış bir numune için, oda başına 100 μL x 100 μL görüş alanı başına yaklaşık 3-4 mikrotübül demeti bulunmalıdır.

6. Mikrotübül demetleri üzerinde optik tuzak deneyleri yapılması

  1. Şartların deney öncesi kalibrasyonu
    1. Bu deneyleri gerçekleştirmek için, sertliği 0,05-0,1 pN/nm olan tek ışınlı bir optik tuzak kullanın. Sırasıyla hedefin hemen altına ve kondenserin üstüne kısa geçirgen filtreler ekleyerek yakalama optiklerini ve konuma duyarlı fotodetektörü, TIRF özellikli bir ters mikroskopa dahil edin (Şekil 4).
    2. Ek olarak, kullanıcının bu tahliller sırasında mikrotübülleri nanometre ölçeğinde hassasiyetle kontrollü bir şekilde hareket ettirmesine izin vermek için numunenin oturduğu bir nanokonumlandırma aşaması ekleyin. Burada temsili verileri elde etmek için kullanılan sistem, yayınlanmış 27,53,54,56,57 çalışmasında açıklanmıştır.
      NOT: Bu protokolün kapsamı dışında olsa da, tek ışınlı optik tuzak58,59,60'ın yapımını ve kalibrasyonunu detaylandıran birden fazla kaynak mevcuttur.
    3. Bir parlak alan veya DIC kanalı ve mikroskoptaki 100x hedefini kullanarak numunedeki boncukların yoğunluğunu gözlemleyin. Parlak alan mikroskobunu yalnızca boncukları tanımlamak ve manipüle etmek için kullanın, floresan görüntü alımı ile aynı anda kayıt yapmayın. Boncukları ortalama olarak birbirlerinden en az 10 μm olacak şekilde ayırın ve her türlü yüzey hapsinden veya bağlantısından arındırılmış olduklarından ve birbirlerine bağlı olmadıklarından veya başka bir şekilde kümelenmediklerinden emin olun.
    4. Biyotinile edilmiş uzak kırmızı mikrotübüllerin, mikrotübül ekseni boyunca hareketler veya çözelti içinde dalgalanan mikrotübüllerin serbest uçları gibi görünür bir Brownian hareketi olmadan, kapak kaymasının yüzeyine sıkıca tutturulduğundan emin olun.
    5. Rodamin mikrotübüllerinin çapraz bağlama MAP aracılığıyla biyotinile mikrotübüllere bağlandığından ve serbest uçlarında gözle görülür şekilde dalgalandığından emin olun. Biyotinillenmemiş mikrotübüllerin yüzeye tutturulması genellikle PEGilasyonun başarısız olabileceğini veya PEG kaplamanın bozulduğunu gösterir.
  2. Motor tahrikli mikrotübül kayma ölçümleri
    1. Yayınlanan protokolleri takiben ilgilenilen motor proteini ifade edin ve saflaştırın. Örneğin, tam uzunlukta GFP etiketli kinesin-5 proteinleri, 53,61'in yanı sıra etiketlenmemiş kinesin-12 62 ve kinesin-14 63'ün yanı sıra bu tahlillerde başarıyla saflaştırılmış ve kullanılmıştır. Motor-protein çapraz bağlı demetleri yukarıda adım 4 ve 5'te açıklandığı gibi birleştirin ve görselleştirin.
    2. Optik tuzakla, Brownian hareketi sergileyen çözeltide serbest bir tek boncuk yakalayın. Boncuğu görüş alanının ortasına taşımak için tuzak optiklerini gerektiği gibi ayarlayın. Tuzak ışınından yansıyan girişim deseninin simetrik olduğundan emin olun ve herhangi bir ışın asimetrisini çözmek için tuzak optiklerini ayarlayın.
    3. Numune aşamasını hareket ettirin, böylece bir demet içindeki bir rodamin mikrotübülünün serbest ucu doğrudan boncuğun altındadır ve boncuk, tuzak ışını kaynaklı fotobeyazlatmayı en aza indirmek için çapraz bağlanma proteinleri içeren örtüşme bölgesinden birkaç mikron uzaktadır. Boncuğu mikrotübülle çarpışana kadar Z ekseninde indirin. Boncuğu nazikçe indirmeye özen gösterin ve boncuğu örtü kayma yüzeyine doğru itmeyin, çünkü bu kapak kayması yüzeyine yapışmaya neden olabilir.
    4. Parlak alan kanalı ile sürgülü mikrotübüle bağlı boncuğun hareketliliğini gözlemlemek için tuzağı kısaca kapatın. Motor protein tahlilleri yapılırken, ekli boncuk, mikrotübüller birbirinden uzaklaştıkça yönlü olarak hareket edecektir. Tuzağı yeniden etkinleştirin ve boncuğu tekrar yakalayın.
    5. Yukarıdaki 5. adımda optimize edilen lazer gücünü ve pozlama sürelerini kullanarak üç (488 nm, 561 nm, 640 nm) kanala floresan verilerini s başına 1-2 kare hızında kaydetmeye başlayın.
    6. Yakalama bilgisayarı yazılımını kullanarak, konuma duyarlı fotodetektörden (X, Y ve SUM yoğunluk sinyalleri), nanokonumlandırma aşamasından (X, Y ve Z koordinatları) ve TIRF kamera deklanşör durumundan voltaj verilerini kaydedin. Deneysel gereksinimlere bağlı olarak, uygun yazılım (özel olarak yazılmış LabView kodu gibi) tarafından kontrol edilen özel bir voltaj girişi veri toplama kartı kullanarak bu tuzak voltaj değerlerini 1-10 kHz hızında dijitalleştirmeye başlayın.
    7. Veri elde edildikçe kuvvet sinyalini izleyin ve başarılı veri toplamaya müdahale edebilecek anormalliklere çok dikkat edin.
      NOT: Anormallikler arasında (1) tuzağa giren diğer boncuklar, (2) tuzaktan erken kaçan boncuk ve (3) ani kuvvet düşüşleri ve ardından boncuk yüzeyindeki rigor kinesin molekülleriyle ilgili sorunları gösteren tuzağa karşı kuvvetin yeniden başlatılamaması yer alır ancak bunlarla sınırlı değildir.
    8. Ölçümden sonra, boncuğu serbest bırakmak için tuzağı devre dışı bırakın ve gerekli sayıda deneysel tekrar elde edilene kadar yeni bir boncuk ve yeni bir mikrotübül ile tekrarlayın.
  3. Pasif çapraz bağlama direnci ölçümleri
    1. Yayınlanan protokolleri takiben ilgilenilen motor olmayan çapraz bağlama proteinlerini eksprese edin ve saflaştırın. Örneğin, tam uzunlukta GFP etiketli PRC1 43,54,57 ve dimerik NuMA kesilmiş yapı 56 bu tahlillerde başarıyla kullanılmıştır. Çapraz bağlı demetleri yukarıda adım 4 ve 5'te açıklandığı gibi birleştirin ve görselleştirin.
    2. Sadece iki mikrotübül içeren, biri tam yüzey bağlantısı ile biyotinile edilmiş ve çözelti içinde kısmen serbest olan bir biyotinillenmemiş mikrotübül içeren uygun bir mikrotübül demeti tanımlayın; bu, bir boncuk takmak için serbest bir uç verir ve boncuğun yüzeye bağlı mikrotübüle bağlı olmadığını ve X veya Y ekseninde hizalandığını garanti eder, böylece sahne hareketi yalnızca bir eksen boyunca olacaktır.
    3. Brownian hareketine maruz kalan serbest bir boncuk yakalamak için optik tuzağı kullanın. Boncuk sıkıştıktan sonra, boncuğu dikkatlice seçilen mikrotübül demetine doğru hareket ettirin ve işlem sırasında başka hiçbir boncuğun tuzağa çekilmemesini sağlayın. GFP etiketinin fotobeyazlatmasını en aza indirmek için boncuğun çapraz bağlanma proteinleri içeren örtüşme bölgesinden birkaç mikron uzakta olduğundan emin olun.
    4. Boncuğu, rodamin mikrotübülünün serbest segmentinin kenarı ile temas edene kadar Z ekseninde dikkatlice indirin. Yavaşça yukarı çekin ve rodamin mikrotübül bükülmesini gözlemleyerek ve boncuk pozisyonunu takip ederek yapışmayı kontrol etmek için mikrotübül eksenine dik olarak hareket edin. Takılı değilse, boncuğun mikrotübül üzerine hafifçe çarpmasını takılana kadar tekrarlayın.
    5. Nanokonumlandırma aşamasını hareket ettirerek rodamin mikrotübülünü, yüzeye bağlı mikrotübülün mikrotübül ekseni boyunca dikkatlice yeniden hizalayın ve mikrotübül demetinin otomatik olarak çekilmesi için parametreleri ayarlayın. Mikrotübüllerin paralel ekseni boyunca yönü ayarlayın, örtüşme uzunluğuna bağlı olarak istenen çekme hızını (25-200 nm / s yararlı bir hız aralığıdır) ve istenen çekme süresini (yaklaşık 30 s ila 2 dakika) ayarlayın.
    6. Üç (488 nm, 561 nm, 640 nm) kanalda floresan verilerini saniyede 1-2 kare hızında kaydetmeye başlayın. Yukarıdaki 5. adımda optimize edilmiş lazer güçlerini ve pozlama sürelerini kullanın.
    7. Otomatik sahne alanı hareketini başlatın ve konuma duyarlı dedektör, sahne alanı ve TIRF kamera durumundan yakalama verilerini kaydedin. (1) tuzağa giren başka bir boncuk, (2) mikrotübül çapraz bağlanmasının erken kaybı veya (3) rodamin mikrotübülünden boncuk ayrılması dahil ancak bunlarla sınırlı olmamak üzere veri toplamaya müdahale edebilecek herhangi bir faktörü izleyin.
    8. Boncuğu serbest bırakmak için tuzağı devre dışı bırakın ve denemeyi istediğiniz gibi tekrarlayın. Tipik bir numune odası, demetlerin bozulmasından ve protein aktivitesi kaybından önce yaklaşık 30 dakika boyunca kullanılabilir.
      NOT: Bozunma etkileri, kullanılan çapraz bağlayıcıya göre değişecektir, ancak mikrotübüllerde veya yüzeyde statik punkta oluşumu, spesifik olmayan bağlanmayı gösteren mikrotübül dalgalanmalarının kaybı veya mikrotübüllere boncukların istikrarlı bir şekilde bağlanamaması olarak ortaya çıkabilir.

7. Verilerin analizi ve floresan görüntülerin optik tuzak kayıtlarıyla korelasyonu

NOT: Veri toplamayı optimize etmek için, iki ayrı bilgisayar kontrol sistemi kullanmak yararlıdır: biri optik yakalama yazılımı ve diğeri floresan görüntüleme için. Bu kurulum, hem deneysel modalitelerde yüksek hızlı veri toplanmasına izin verir hem de tek bir CPU kullanıldığında ortaya çıkabilecek verilere tanıtılan işlem yürütmedeki nano ve mikrosaniyelik gecikmeleri ortadan kaldırır.

  1. Optik yakalama verilerini, kullanılan motor veya motor olmayan çapraz bağlama proteinleri ve beklenen adım atma hızları için optimize edilmiş bir hızda dijitalleştirin (örneğin, tipik olarak 1-10 kHz arasında).
  2. Konuma duyarlı fotodetektörden X, Y ve SUM voltaj sinyallerinin yanı sıra optik tuzağı kontrol etmek ve bu bileşenlerden dijital voltaj sinyallerini örneklemek için özel bir yazılım kullanarak nano konumlandırma aşamasının X, Y ve Z konumsal verilerini kaydedin.
  3. Fotoğraf makinesinden gelen deklanşör açık durumdaki dijital sinyali, optik yakalama veri toplama kartına ek bir voltaj giriş kanalı ile kaydedin. Bu, floresan görüntüleme verilerinin optik yakalama süresi izleriyle korelasyonunu sağlar. Görüntülemenin başlatılmasından önce optik tuzakla veri toplamaya başlayın, böylece ilk karedeki kamera sinyali düzgün bir şekilde kaydedilir.
  4. İhtiyaçlara bağlı olarak, kayan pencere, medyan filtre veya Gauss filtresi gibi uygun bir filtreleme yöntemi kullanılarak yüksek örnekleme hızlarında elde edilen ham zaman serisi verilerinin ortalaması.
  5. Floresan görüntü zaman serisi verilerini, mikrotübül bölgesinin uzunluğu boyunca piksel yoğunluğu değerinin hesaplandığı linecan analizi gibi yöntemleri kullanarak ölçün. Bu çizgilerden yörüngeler, mikrotübül kenarlarını ve dolayısıyla örtüşen bölgeleri tanımlayın. Ek olarak, protein lokalizasyonunu, konsantrasyonunu ve yoğunluğunu hesaplamak için çapraz bağlayıcı protein kanalından floresan yoğunluğunu kullanın.
  6. Kuvvet ve görüntü verilerinin korelasyonu, bu deneysel sistemin temel bir çıktısıdır. Örneğin, ilgili floresan görüntü çerçevesiyle doğrudan karşılaştırmak için belirli bir kamera pozlama bölgesindeki (kamera kanalındaki karşılık gelen dijital sinyal artışıyla gösterilir) tüm kuvvet veri noktalarını seçin ve ortalamasını alın. Daha sonra, kuvvet büyüklüğü ile çapraz bağlanan proteinlerin sayısı, örtüşme uzunluğu veya çapraz bağlayıcı dağılımı arasındaki ilişkileri ayıklayın.

Sonuçlar

Biyofiziksel analiz için uygun mikrotübül demetlerinin hazırlanması, anahtar kriterlerin birçoğunun karşılanması durumunda başarılı kabul edilir. İlk olarak, üç renkte görüntüleme, tercihen örtüşme bölgesini süsleyen çapraz bağlama proteini konsantrasyonuna sahip iki hizalanmış mikrotübül ortaya çıkarmalıdır (Şekil 5B, C ve Şekil 6B). İdeal olarak, örtüşen kenar ile rodamin mikrotübülün...

Tartışmalar

Mikrotübül ağları, doğada temel olarak mekanik olan çok çeşitli görevleri yerine getirmek için sayısız hücre tipi tarafından kullanılır. Hücrelerin hem sağlıklı hem de hastalık durumlarında nasıl çalıştığını tanımlamak için, bu mikron ölçekli ağların toplu olarak onları oluşturan nanometre boyutundaki proteinler tarafından nasıl organize edildiğini ve düzenlendiğini anlamak çok önemlidir. Optik cımbız gibi biyofiziksel araçlar, bu ölçekte anahtar proteinlerin mekanokimyas...

Açıklamalar

Yazarların açıklayacak hiçbir şeyleri yoktur.

Teşekkürler

Yazarlar, R21 AG067436 (JP ve SF'ye), T32 AG057464 (ET'ye) ve Rensselaer Politeknik Enstitüsü Bilim Okulu Başlangıç Fonları'ndan (SF'ye) destek almak istemektedir.

Malzemeler

NameCompanyCatalog NumberComments
10W Ytterbium Fiber Laser, 1064nmIPG PhotonicsYLR-10-1064-LP
405/488/561/640nm Laser Quad Band Set for TIRF applicationsChromaTRF89901v2
6x His Tag Antibody, Biotin ConjugateInvitrogen#MA1-21315-BTIN
Acetone, HPLC gradeFisher Scientific18-608-395
Alpha casein from bovine milkSigma1002484390
ATPFisher ScientificBP413-25
BenzonaseNovagen70746-3
Biotin-PEG-SVA-5000Laysan Bio, Inc.NC0479433
BL21 (DE3) Rosetta CellsMillipore Sigma71-400-3
CatalaseMP Biomedicals LLC190311
CFI Apo 100X/1.49NA oil immersion TIRF objectiveNikonN/A
ChloramphenicolACROS Organics227920250
Coverslip Mini-Rack, for 8 coverslipsFisher ScientificC14784
Delicate Task WipersKimberly-Clark34120
Dextrose AnhydrousFisher ScientificBP3501
D-SucroseFisher ScientificBP220-1
DTTFisher ScientificBP172-25
Ecoline Immersion Thermostat E100 with 003 BathLAUDA-Brinkmann27709
EDTAFisher ScientificBP118-500
EGTAMillipore Corporation32462-25GM
FIJI / Image Jhttps://fiji.sc/N/A
Frosted Microscope SlidesCorning12-553-1075mmx25mm, with thickness of 0.9-1.1mm
Glucose OxidaseMP Biomedicals LLC195196Type VII, without added oxygen
GMPCPPJena BiosciencesJBS-NU-405SCan be stored for several months at -20 °C and up to a year at -80 °C
Gold Seal-Cover GlassThermo Scientific3405
HEPESFisher ScientificBP310-500
ImidazoleFisher Scientific03196-500
IPTGFisher ScientificBP1755-10
Laboratory dessicatorBel-Art999320237190mm plate size
Kanamycin SulfateFischer ScientificBP906-5
KIF5A K439 (aa:1-439)-6HisGilbert Lab, RPIN/Adoi.org/10.1074/jbc.RA118.002182
KimwipeKimberley ClarkZ188956lint-free tissue
Immersion Oil, Type BCargille16484
Lens TissueThorLabsMC-5
LuNA Laser launch (4 channel: 405, 488, 561, 640nm)NikonN/A
LysozymeMP Biomedicals LLC100834
Magnesium Acetate TetrahydrateFisher ScientificBP215-500
Microfuge 18Beckman Coulter367160
MPEG-SVA MW-5000Laysan Bio, Inc.NC0107576
NeutravadinInvitrogenPI31000
Nikon Ti-E inverted microscopeNikonN/ANikon LuN4 Laser
Ni-NTA ResinThermo Scientific88221
Oligonucleotide - CACCTATTCTGAGTTTGCGCGA
GAACTTTCAAAGGC		IDTN/A
Oligonucleotide - GCCTTTGAAAGTTCTCGCGCAA
ACTCAGAATAGGTG		IDTN/A
Open-top thickwall polycarbonate tube, 0.2 mL, 7 mm x 22 mmBeckman Coulter343755
Optima-TLX UltracentrifugeBeckman Coulter361544
Paclitaxel (Taxol equivalent)Thermo Fisher ScientificP3456
PIPESACROS Organics172615000
PMSFMillipore7110-5GM
Porcine Tubulin, biotin labelCytoskeleton, Inc.T333P
Porcine Tubulin, HiLyte 647 FluorCytoskeleton, Inc.TL670Mfar red labelled
Porcine Tubulin, RhodamineCytoskeleton, Inc.TL590M
Porcine Tubulin, Tubulin ProteinCytoskeleton, Inc.T240
Potassium AcetateFisher ScientificBP364-500
Prime 95B sCMOS cameraPhotometricN/A
Quadrant Detector Sensor HeadThorLabsPDQ80A
Quikchange Lightning KitAgilent Technologies210518
Sodium BicarbonateFisher ScientificS233-500
Sodium Phosphate Dibasic AnhydrousFisher ScientificBP332-500
Square Cover GlassesCorning12-553-45018 mm x 18 mm, with thickness of 0.13-0.17 mm
Streptavidin MicrospheresPolysciences Inc.24162-1
Superose-6 ColumnGE Healthcare29-0915--96
TCEPThermo Scientific77720
TLA-100 Fixed-Angle RotorBeckman Coulter343840
Ultrasonic Cleaner (Sonicator)VevorJPS-08A(DD)304 stainless steel, 40 kHz frequency, 60 W power
Vectabond APTES solutionVector LaboratoriesSP-1800-7
Windex Powerized Glass Cleaner with Ammonia-DS.C. JohnsonSJN695237

Referanslar

  1. Bentley, M., Banker, G. The cellular mechanisms that maintain neuronal polarity. Nature Reviews Neuroscience. 17 (10), 611-622 (2016).
  2. Yang, R., et al. A novel strategy to visualize vesicle-bound kinesins reveals the diversity of kinesin-mediated transport. Traffic. 20 (11), 851-866 (2019).
  3. Hirokawa, N., Niwa, S., Tanaka, Y. Molecular motors in neurons: Transport mechanisms and roles in brain function, development, and disease. Neuron. 68 (4), 610-638 (2010).
  4. Helmke, K. J., Heald, R., Wilbur, J. D. Interplay between spindle architecture and function. International Review of Cell and Molecular Biology. 306, (2013).
  5. Elting, M. W., Suresh, P., Dumont, S. The spindle: integrating architecture and mechanics across scales. Trends in Cell Biology. 28 (11), 896-910 (2018).
  6. Kapoor, T. Metaphase spindle assembly. Biology. 6 (1), 8 (2017).
  7. Svoboda, K., Block, S. M. Force and velocity measured for single kinesin molecules. Cell. 77 (5), 773-784 (1994).
  8. Svoboda, K., Schmidt, C. F., Schnapp, B. J., Block, S. M. Direct observation of kinesin stepping by optical trapping interferometry. Nature. 365 (6448), 721-727 (1993).
  9. Schnitzer, M. J., Visscher, K., Block, S. M. Force production by single kinesin motors. Nature Cell Biology. 2 (10), 718-723 (2000).
  10. Andreasson, J. O. L., Shastry, S., Hancock, W. O., Block, S. M. The mechanochemical cycle of mammalian kinesin-2 KIF3A/B under load. Current Biology. 25 (9), 1166-1175 (2015).
  11. Bensel, B. M. The mechanochemistry of the kinesin-2 kif3ac heterodimer is related to strain-dependent kinetic properties of kif3a and kif3c. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 117 (27), 15632-15641 (2020).
  12. Gilbert, S. P., Guzik-Lendrun, S., Rayment, I. Kinesin-2 motors: kinetics and biophysics. Journal of Biological Chemistry. 293 (12), 4510-4518 (2018).
  13. Okada, Y., Higuchi, H., Hirokawa, N. Processivity of the single-headed kinesin KIF1A through binding to tubulin. Nature. 424 (6948), 574-577 (2003).
  14. Budaitis, B. G., et al. Pathogenic mutations in the kinesin-3 motor KIF1A diminish force generation and movement through allosteric mechanisms. Journal of Cell Biology. 220 (4), 202004227 (2021).
  15. Tomishige, M., Klopfenstein, D. R., Vale, R. D. Conversion of Unc104/KIF1A kinesin into a processive motor after dimerization. Science. 297 (5590), 2263-2267 (2002).
  16. Siddiqui, N., et al. Force generation of KIF1C is impaired by pathogenic mutations. bioRxiv. , (2021).
  17. Valentine, M. T., Fordyce, P. M., Krzysiak, T. C., Gilbert, S. P., Block, S. M. Individual dimers of the mitotic kinesin motor Eg5 step processively and support substantial loads in vitro. Nature Cell Biology. 8 (5), 470-476 (2006).
  18. Valentine, M. T., Gilbert, S. P. To step or not to step? How biochemistry and mechanics influence processivity in Kinesin and Eg5. Current Opinion in Cell Biology. 19 (1), 75-81 (2007).
  19. Jannasch, A., Bormuth, V., Storch, M., Howard, J., Schäffer, E. Kinesin-8 is a low-force motor protein with a weakly bound slip state. Biophysical Journal. 104 (11), 2456-2464 (2013).
  20. Bormuth, V., Varga, V., Howard, J., Schäffer, E. Protein friction limits diffusive and directed movements of kinesin motors on microtubules. Science. 325 (5942), 870-873 (2009).
  21. Gennerich, A., Carter, A. P., Reck-Peterson, S. L., Vale, R. D. Force-induced bidirectional stepping of cytoplasmic dynein. Cell. 131 (5), 952-965 (2007).
  22. Mallik, R., Carter, B. C., Lex, S. A., King, S. J., Gross, S. P. Cytoplasmic dynein functions as a gear in response to load. Nature. 427 (6975), 649-652 (2004).
  23. Redwine, W. B., et al. The human cytoplasmic dynein interactome reveals novel activators of motility. eLife. 6, 28257 (2017).
  24. Belyy, V., Hendel, N. L., Chien, A., Yildiz, A. Cytoplasmic dynein transports cargos via load-sharing between the heads. Nature Communications. 5 (1), 5544 (2014).
  25. Belyy, V., et al. The mammalian dynein-dynactin complex is a strong opponent to kinesin in a tug-of-war competition. Nature Cell Biology. 18 (9), 1018-1024 (2016).
  26. Subramanian, R., Kapoor, T. M. Building complexity: insights into self-organized assembly of microtubule-based architectures. Developmental Cell. 23 (5), 874-885 (2012).
  27. Forth, S., Kapoor, T. M. The mechanics of microtubule networks in cell division. Journal of Cell Biology. 216 (6), 1525-1531 (2017).
  28. Dumont, S., Mitchison, T. J. Force and length in the mitotic spindle. Current Biology. 19 (17), 749-761 (2009).
  29. McIntosh, J. R., Molodtsov, M. I., Ataullakhanov, F. I. Biophysics of mitosis. Quarterly Reviews of Biophysics. 45 (2), 147-207 (2012).
  30. McIntosh, J., Hays, T. A brief history of research on mitotic mechanisms. Biology. 5 (4), 55 (2016).
  31. Ferenz, N. P., Gable, A., Wadsworth, P. Mitotic functions of kinesin-5. Seminars in Cell and Developmental Biology. 21 (3), 255-259 (2010).
  32. Kapitein, L. C., et al. The bipolar mitotic kinesin Eg5 moves on both microtubules that it crosslinks. Nature. 435 (7038), 114-118 (2005).
  33. Vukušić, K., Ponjavić, I., Buđa, R., Risteski, P., Tolić, I. M. Microtubule-sliding modules based on kinesins EG5 and PRC1-dependent KIF4A drive human spindle elongation. Developmental Cell. 56 (9), 1253-1267 (2021).
  34. Sturgill, E. G., Ohi, R. Kinesin-12 differentially affects spindle assembly depending on its microtubule substrate. Current Biology. 23 (14), 1280-1290 (2013).
  35. Drechsler, H., McHugh, T., Singleton, M. R., Carter, N. J., McAinsh, A. D. The Kinesin-12 Kif15 is a processive track-switching tetramer. eLife. 3, 01724 (2014).
  36. Tanenbaum, M. E., et al. Kif15 Cooperates with Eg5 to promote bipolar spindle assembly. Current Biology. 19 (20), 1703-1711 (2009).
  37. Mountain, V., et al. Cross-links microtubules in the mammalian mitotic spindle. Journal of Cell Biology. 147 (2), 351-365 (1999).
  38. Norris, S. R., et al. Microtubule minus-end aster organization is driven by processive HSET-tubulin clusters. Nature Communications. 9 (1), 2659 (2018).
  39. Cai, S., Weaver, L. N., Ems-McClung, S. C., Walczak, C. E. Proper organization of microtubule minus ends is needed for midzone stability and cytokinesis. Current Biology. 20 (9), 880-885 (2010).
  40. Pamula, M. C., et al. High-resolution imaging reveals how the spindle midzone impacts chromosome movement. Journal of Cell Biology. 218 (8), 2529-2544 (2019).
  41. Bieling, P., Telley, I. A., Surrey, T. A minimal midzone protein module controls formation and length of antiparallel microtubule overlaps. Cell. 142 (3), 420-432 (2010).
  42. Zhu, C., Lau, E., Schwarzenbacher, R., Bossy-Wetzel, E., Jiang, W. Spatiotemporal control of spindle midzone formation by PRC1 in human cells. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 103 (16), 6196-6201 (2006).
  43. Subramanian, R., et al. Insights into antiparallel microtubule crosslinking by PRC1, a conserved nonmotor microtubule binding protein. Cell. 142 (3), 433-443 (2010).
  44. Elting, M. W., Prakash, M., Udy, D. B., Dumont, S. Mapping load-bearing in the mammalian spindle reveals local kinetochore fiber anchorage that provides mechanical isolation and redundancy. Current Biology. 27 (14), 2112-2122 (2017).
  45. Fant, X., Merdes, A., Haren, L. Cell and molecular biology of spindle poles and NuMA. International Review of Cytology. 238, 1-57 (2004).
  46. Merdes, A., Heald, R., Samejima, K., Earnshaw, W. C., Cleveland, D. W. Formation of spindle poles by dynein/dynactin-dependent transport of NuMA). Journal of Cell Biology. 149 (4), 851-861 (2000).
  47. Maddox, P., Straight, A., Coughlin, P., Mitchison, T. J., Salmon, E. D. Direct observation of microtubule dynamics at kinetochores in Xenopus extract spindles: Implications for spindle mechanics. Journal of Cell Biology. 162 (3), 377-382 (2003).
  48. Maddox, P., Desai, A., Oegema, K., Mitchison, T. J., Salmon, E. D. Poleward microtubule flux is a major component of spindle dynamics and anaphase A in mitotic Drosophila embryos. Current Biology. 12 (19), 1670-1674 (2002).
  49. LaFountain, J. R., Cohan, C. S., Siegel, A. J., LaFountain, D. J. Direct visualization of microtubule flux during metaphase and anaphase in crane-fly spermatocytes. Molecular Biology of the Cell. 15 (12), 5724-5732 (2004).
  50. Pavin, N., Tolić, I. M. Mechanobiology of the mitotic spindle. Developmental Cell. 56 (2), 192-201 (2021).
  51. Vukušić, K., Tolić, I. M. Anaphase B: Long-standing models meet new concepts. Seminars in Cell and Developmental Biology. 117, 127-139 (2021).
  52. Vukušić, K., et al. Microtubule sliding within the bridging fiber pushes kinetochore fibers apart to segregate chromosomes. Developmental Cell. 43 (1), 11-23 (2017).
  53. Shimamoto, Y., Forth, S., Kapoor, T. M. Measuring pushing and braking forces generated by ensembles of kinesin-5 crosslinking two microtubules. Developmental Cell. 34 (6), 669-681 (2015).
  54. Gaska, I., Armstrong, M. E., Alfieri, A., Forth, S. The mitotic crosslinking protein PRC1 acts like a mechanical dashpot to resist microtubule sliding. Developmental Cell. 54 (3), 367-378 (2020).
  55. Woll, K. A., et al. An allosteric propofol-binding site in kinesin disrupts kinesin-mediated processive movement on microtubules. Journal of Biological Chemistry. 293 (29), 11283-11295 (2018).
  56. Forth, S., Hsia, K. C., Shimamoto, Y., Kapoor, T. M. Asymmetric friction of nonmotor MAPs can lead to their directional motion in active microtubule networks. Cell. 157 (2), 420-432 (2014).
  57. Alfieri, A., Gaska, I., Forth, S. Two modes of PRC1-mediated mechanical resistance to kinesin-driven microtubule network disruption. Current Biology. 31 (12), 2495-2506 (2021).
  58. Koch, M. D., Shaevitz, J. W. Introduction to optical tweezers. Methods in Molecular Biology. 1486, 3-24 (2017).
  59. Sarshar, M., Wong, W. T., Anvari, B. Comparative study of methods to calibrate the stiffness of a single-beam gradient-force optical tweezers over various laser trapping powers. Journal of Biomedical Optics. 19 (11), 115001 (2014).
  60. Van Mameren, J., Wuite, G. J. L., Heller, I. Introduction to optical tweezers: Background, system designs, and commercial solutions. Methods in Molecular Biology. 783, 1-20 (2011).
  61. Bodrug, T., et al. The kinesin-5 tail domain directly modulates the mechanochemical cycle of the motor domain for anti-parallel microtubule sliding. eLife. 9, 51131 (2020).
  62. Reinemann, D. N., et al. Collective force regulation in anti-parallel microtubule gliding by dimeric Kif15 kinesin motors. Current Biology. 27 (18), 2810-2820 (2017).
  63. Reinemann, D. N., Norris, S. R., Ohi, R., Lang, M. J. Processive kinesin-14 HSET exhibits directional flexibility depending on motor traffic. Current Biology:CB. 28 (14), 2356-2362 (2018).
  64. Shimamoto, Y., Forth, S., Kapoor, T. M. Measuring pushing and braking forces generated by ensembles of kinesin-5 crosslinking two microtubules. Developmental Cell. 34 (6), 669-681 (2015).
  65. . SMART - Servier Medical ART Available from: https://smart.servier.com/ (2022)
  66. Gaska, I., Armstrong, M., Alfieri, A., Forth, S. The mitotic crosslinking protein PRC1 acts as a mechanical dashpot to resist microtubule sliding. Developmental Cell. 54 (3), 1-14 (2020).
  67. Janson, M. E., De Dood, M. E., Dogterom, M. Dynamic instability of microtubules is regulated by force. Journal of Cell Biology. 161 (6), 1029-1034 (2003).
  68. Kerssemakers, J. W. J., et al. Assembly dynamics of microtubules at molecular resolution. Nature. 442 (7103), 709-712 (2006).
  69. Powers, A. F., et al. The Ndc80 kinetochore complex forms load-bearing attachments to dynamic microtubule tips via biased diffusion. Cell. 136 (5), 865-875 (2009).
  70. Akiyoshi, B., et al. Tension directly stabilizes reconstituted kinetochore-microtubule attachments. Nature. 468 (7323), 576-579 (2010).
  71. Fong, K. K., et al. Direct measurement of the strength of microtubule attachment to yeast centrosomes. Molecular Biology of the Cell. 28 (14), 1853-1861 (2017).
  72. Kikumoto, M., Kurachi, M., Tosa, V., Tashiro, H. Flexural rigidity of individual microtubules measured by a buckling force with optical traps. Biophysical Journal. 90 (5), 1687-1696 (2006).
  73. Memet, E., et al. Microtubules soften due to cross-sectional flattening. eLife. 7, 34695 (2018).

Yeniden Basımlar ve İzinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya resimlerini yeniden kullanma izni talebi

Izin talebi

Daha Fazla Makale Keşfet

BiyolojiSay 183mikrot b lleroptik yakalamamitoztek molek limekanikkinezinmikrot b lle ili kili proteinlerfloresan mikrosopi

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Bize Ulaşın

KÜTÜPHANEYE TAVSİYE ET

JoVE HABER BÜLTENLERİ

Araştırma

Eğitim

Yazarlar

Kütüphaneciler

JoVE Hakkında

Telif Hakkı © 2020 MyJove Corporation. Tüm hakları saklıdır