Hücre Dışı Trakea Greftleri için Düşük Doz Gama Radyasyonu Sterilizasyonu

Özet

Trakea doku nakli için sterilizasyonun sağlanması şarttır. Burada, organlar tarafından tamamen tolere edilen düşük doz gama ışınlaması kullanan bir sterilizasyon protokolü sunuyoruz.

Özet

Bir naklin doğru şekilde gelişmesini sağlamanın ana kilit yönlerinden biri, ortamın sterilitesidir. Desellülarize trakea transplantasyonu, başlangıçta çevre ile temas halinde olan ve böylece başlangıçtan itibaren steril olmayan bir organın implante edilmesini içerir. Desellülarizasyon protokolü (deterjan sunumu [% 2 sodyum dodesil sülfat], sürekli karıştırma ve ozmotik şoklar yoluyla) aseptik önlemlere uygun olarak gerçekleştirilirken, sterilizasyon sağlamaz. Bu nedenle, ana zorluklardan biri, in vivo implantasyondan önce sterilitenin sağlanmasıdır. İnorganik malzemeler için belirlenmiş gama radyasyonu sterilizasyon protokolleri olmasına rağmen, organik malzemeler için böyle bir önlem yoktur. Ek olarak, inorganik malzemeler için yürürlükte olan protokoller organik malzemelere uygulanamaz, çünkü belirlenen radyasyon dozu (25 kGy) implantı tamamen tahrip eder. Bu makale, desellülarize bir tavşan trakeasında artmış bir radyasyon dozunun etkisini incelemektedir. Doz aralığını (kGy) koruduk ve sterilizasyonun sağlandığı minimum dozu bulana kadar yükseltilmiş dozları test ettik. Dozu belirledikten sonra, hem histolojik hem de biyomekanik olarak organ üzerindeki etkilerini inceledik. 0.5 kGy'nin kısırlığa ulaşmamasına rağmen, hem 1 kGy hem de 2 kGy'lik dozların, 1 kGy ile sterilizasyon elde etmek için gerekli minimum doz olduğunu belirledik. Mikroskobik çalışmalar, sterilize edilmemiş organlara kıyasla ilgili bir değişiklik göstermedi. Eksenel biyomekanik özellikler hiç değişmedi ve organın radyal olarak tolere edebileceği birim uzunluk başına kuvvette sadece hafif bir azalma gözlendi. Bu nedenle, 1 kGy'nin, hücre dışı hale getirilmiş tavşan trakeasının organ üzerinde minimum düzeyde bir etkiye sahip olarak tam sterilizasyonunu sağladığı sonucuna varabiliriz.

Giriş

Bir implantın sterilizasyonu, yaşayabilirliği için temel bir gerekliliktir; Aslında başarılı olduğu kanıtlanmış protezler steril bölgelere (kan damarları, kalp, kemik vb.) implante edilen protezlerdir. ¹. Trakeanın iki yüzeyi vardır: dış ortamla temas halinde olan, bu nedenle steril olmayan bir yüzey ve steril olan mediastene doğru bir yüzey. Bu nedenle, trakea çıkarıldığı andan itibaren steril bir organ değildir. Daha sonraki hücre desellülarizasyon işleminin maksimum steril koşullarda gerçekleştirilmesine rağmen, sterilizasyon adımı² değildir. Yabancı maddenin kendi içine implantasyonu, ürettiği probakteriyel mikro çevre nedeniyle enfeksiyon riski taşır³ve materyal sterilize edilmiş olsa bile, donörden alıcıya% 0.014'e kadar hastalık bulaşma riski taşır⁴. Trakeanın doğru vaskülarizasyonunu sağlamak için, hemen hemen tüm deneysel nakil protokollerinde, önce steril bir alana (kas, fasya, omentum, deri altı, vb.) heterotopik implant ^5,6,7 uygulanır; Bunun nedeni, steril olmayan bir elementin bu ortama implante edilmesinin^{, 3.} alanın enfeksiyonuna yol açmasıdır.

Steril bir implant elde etmek için bir dizi olası strateji vardır. Süperkritik CO₂kullanımı, terminal sterilizasyonu ^8,9'u sağlamıştır. Ultraviyole radyasyon veya perasetik asit, etanol, oksijen peroksit ve elektrolize su gibi maddelerle tedavi gibi diğer yöntemler, sterilizasyonda, neredeyse her zaman dozajlarına bağlı olarak farklı başarı oranları elde etmişlerdir, ancak implantların biyomekanik özelliklerini etkiledikleri gösterilmiştir. Gerçekten de, etilen oksit gibi bazı maddeler, implante edilen matrisin yapısını önemli ölçüde değiştirebilir ve hatta istenmeyen immünojenik etkilere neden olabilir. Bu nedenle, bu stratejilerin birçoğu biyolojik modellere uygulanamaz 2,10,11,12,13.

En çok çalışılan ve kabul gören sterilizasyon stratejisi, insanlara implante edilen tıbbi cihazların sterilizasyonu için ISO 11737-1: 2006 standardı tarafından 25 kGy'lik bir gama radyasyon dozu ile oluşturulan stratejidir. Bununla birlikte, bu düzenleme sadece inert, biyolojik olmayan elementlerin sterilizasyonuna odaklanmaktadır^14,15. Ek olarak, karsinomun radikal tedavisinde radyoterapi dozları, tıbbi cihazları sterilize etmek için kullanılanlardan üç kat daha düşüktür¹. Bunu akılda tutarak, söz konusu dozun sadece mikrobiyotayı öldürmekle kalmayıp aynı zamanda implantın biyolojik yapısını tahrip edeceği ve radikal bir şekilde değiştireceği sonucuna varabiliriz. Ayrıca, 1.9 kGy kadar düşük dozlar kullanıldığında ve¹⁷ alınan radyasyon dozuyla doğru orantılı hasar olsa bile, potansiyel olarak sitotoksik olabilen ve iskele 13,14,15,16,17'nin enzimatik bozunmasını hızlandırabilen bozunma üzerine artık lipitler üretme olasılığı da vardır.

Bu nedenle, bu makalenin amacı, ışınlamanın neden olduğu minimum zararlı etkiyle steril bir implantın elde edilmesini sağlayan radyasyon dozunu tanımlamaya çalışmaktır 2,18,19. İzlediğimiz strateji, negatif bir kültür elde edene kadar bir dizi kilogray (0.5, 1, 2, 3 kGy, vb.) içinde farklı dozlarda desellülarize edilmiş ve ışınlanmış trakeaların ışınlanmasını içeriyordu. Sterilizasyonu doğrulamak için negatif kültürlere ulaşan dozlar için ek testler yapılmıştır. Sterilizasyon elde etmek için minimum doz belirlendikten sonra, ışınlamanın trakea üzerindeki yapısal ve biyomekanik etkisi kontrol edildi. Tüm metrikler kontrol yerli tavşan trakeası ile karşılaştırıldı. Yapının sterilizasyonu daha sonra trakeaları Yeni Zelanda beyaz tavşanlarına implante ederek in vivo olarak test edildi.

Protokol

Laboratuvar hayvanlarının bakımı ve kullanımı için 20170/63/EU sayılı Avrupa direktifine uyulmuş ve çalışma protokolü Valencia Üniversitesi Etik Komitesi tarafından onaylanmıştır (Yasa 86/609/EEC ve 214/1997 ve Kod 2018/VSC/PEA/0122 Tip 2 Valencia, İspanya).

1. Trakeal desellülarizasyon

NOT: Hücre sökümsüzleştirme yöntemi başka bir yerde bildirilmiştir²⁰.

1. Ötenazi donör erkek yetişkin Yeni Zelanda beyaz tavşanları (Oryctolagus cuniculus), marjinal kulak damarından 200 mg / mL enjeksiyon kullanılarak, 133 mg / kg pentobarbital sodyum ile 3.5-4.1 kg ağırlığındadır.
2. Aseptik koşulları sağlarken, merkezi uzunlamasına servikotomi yapın, servikal kasları diseke edin ve trakeaya yaklaşın. Organı çevresel ve boyuna olarak diseke edin. Son olarak, ilk halkanın altında ve karinanın hemen üstünde transekt yapın.
3. Bir neşterle, trakeaları 2 cm'lik parçalara ayırın. Makasla, çevredeki bağ dokusunu ve iç mukoza tabakasını^{çıkarın 6}.
4. Numuneleri% 2 sodyum dodesil sülfat (SDS),% 5 penisilin-streptomisin ve% 5 amfoterisin B içeren 12 mL fosfat tamponlu salin (PBS) çözeltisine daldırın.
5. Trakeaları oda sıcaklığında 5 hafta boyunca 400 rpm'de manyetik bir karıştırıcı ile sürekli karıştırmaya maruz bırakın. Desellülarizasyon çözeltisini, trakeanın damıtılmış suya daldırılması yoluyla, 2 saatlik bir ozmotik şoktan sonra haftalık olarak değiştirin.
6. -80 ° C'de bir dondurma kabında% 80 fetal sığır serumu (FBS) ve% 20 dimetil sülfoksit (DMSO) 12 mL'lik bir karışım kullanarak numuneleri kriyojenize edin.
7. Trakealar kullanılacaksa (13-15 gün sonra), 37 ° C'de bir su banyosunda çözün ve çözülme tamamlandıktan sonra PBS'ye batırarak yıkayın.

2. Sterilizasyon

1. Işınlama
   1. PBS ile doldurulmuş T25 kültür şişesine her biri 2 cm büyüklüğünde dört trakea parçasından oluşan partileri, toplam 30 mL hacme ulaşana kadar 20 mL'lik bir metakrilat içine yerleştirin. Hava-sıvı arayüzünde enerji difüzyonuna neden olabilecek kabarcıkların oluşmasını önlemeye dikkat edin.
   2. 10 MV düzleştirici filtresiz ışınların nominal enerjisine sahip fotonlarla doğrusal bir hızlandırıcı kullanarak ışınlama yapın. İzomerkezde dakikada 2.400 monitör ünitesi doz hızı uygulayın, trakeaları ışınlanacak 100 cm'lik bir kaynak-yüzey mesafesine, 10 cm x 10 cm'lik bir radyasyon alanı için 2,5 cm'lik bir alan derinliğine yerleştirin, böylece tüm kabı kaplayacak şekilde - 24 Gy / dak'lık bir doza karşılık gelir.
   3. Her dört parçalı parti ile dozları yükseltin; sterilizasyona ulaşılana kadar dört parça 0,5 kGy, dört ila 1 kGy, dört ila 2 kG, vb.
2. Kültür
   1. Parçaları, antibiyotik veya antifungaller olmadan inaktive edilmiş% 10 FBS ile Dulbecco'nun modifiye Eagle's medium'unun (DMEM) 30 mL'sine yerleştirin.
   2. Onları 2 hafta boyunca 37 ° C'de ve% 5 CO_2'de standart bir doku inkübatöründe kültürleyin ve her 24 saatte bir kontrol edin.
      NOT: Kontaminasyon parametreleri, kültür ortamının pH'ındaki değişiklikler ve buna bağlı olarak ortamın rengindeki ve bulanıklığındaki değişikliklerdir. Trakealar, hasta olmayan ve bu nedenle trakealarında anaerobik bakterilerden yoksun olması beklenen mikropsuz lagomorflardan toplandı.

3. Histolojik analiz

NOT: Hematoksilin ve eozin²¹, Masson'un trikromu ve orcein²² kullanarak parçaları lekeleyin.

1. DAPI boyama
   1. DAPI (4′,6-diamidino-2-fenilindol) kullanarak doku canlılığını belirleyin. Bu mavi-floresan leke, DNA dizilerindeki adenin ve timin bakımından zengin bölgelere güçlü bir şekilde bağlanır ve bu nedenle DNA'nın floresan mikroskobu ile görüntülenmesine izin verir.
   2. Doku numunelerini optimum kesme sıcaklığı (OCT) bileşiğine gömün.
   3. Numuneleri bir kriyostat kullanarak kesin.
   4. OCT'yi çıkarmak için boyanacak numuneyi damıtılmış suda üç kez yıkayın. 30 nM DAPI çözeltisi içeren montaj ortamına yerleştirin.
   5. Floresan mikroskobu kullanarak floresanı görselleştirin.
2. DNA içerik analizi
   1. Bir neşter kullanarak yaklaşık 3 mm uzunluğundaki trakea segmentlerini kesin.
   2. Proteinaz K'da 2 saat inkübe edin (Malzeme Tablosu).
   3. Üreticinin talimatlarını izleyerek DNA'yı bir DNA ekstraksiyon kiti ile çıkarın.
   4. Spektrofotometri sayesinde, bir spektrofotometre kullanarak 260/280'de absorbansı ölçerek DNA konsantrasyonunu belirleyin.
   5. Bir biyoanalizör ile kılcal kromatografi kullanarak ekstrakte edilen DNA örneklerinin boyutunu ölçün.

4. Biyomekanik çalışma

NOT: Uzunlamasına ve enine kuvvetlere karşı trakeal direnç, eksenel çekme ve radyal sıkıştırma testleri ile ölçülür²³.

1. Trakea ölçümü
   1. Bir Vernier kaliperi kullanarak trakea uzunluğunu, duvar kalınlığını ve dış çapı ölçün.
   2. Değişkenlerin her birinin üç rastgele ölçümünden ortalama değerleri hesaplayın.
   3. Radyal sıkıştırma testlerinde, plakanın numune ile temas ettiği noktayı tespit ederek anteroposterior çapı hesaplayın.
   4. Tüm testleri oda sıcaklığında gerçekleştirin.
2. Çekme testleri
   1. 100 N yük (0,1 N kuvvet çözünürlüğü, 0,001 mm konum ve 0,1 sn) ile donatılmış bir çekiş masaüstü üniversal test cihazı (UTM) deplasman kontrolünde çekme testleri gerçekleştirin. Test makinesi kuvvet ve konum sensörleri ile donatılmıştır ve üretici²³ tarafından özel olarak tasarlanmış yazılıma sahip bir bilgisayara bağlanır.
   2. Verileri her 0,4 saniyede bir kaydedin ve bir elektronik tabloya aktarın.
   3. Dış çapı 1 cm ve duvar kalınlığı 1,5 mm olan saf tek katmanlı, toksik olmayan kristal polivinil klorür (PVC) içi boş tüplerden tavşan trakealarının ortalama kalibresine uyarlanmış çekme çeneleri oluşturun.
   4. Bölümler 3 cm uzunluğunda bölümlere ayrılır.
   5. Dikişlerden kaynaklanan sapmayı önlemek için termino-terminal sütür için, çenelerin kenarından 2 mm uzakta ve 2,5 mm'lik bir mesafe ile ayrılmış 12 önceden oluşturulmuş delik açın.
   6. PVC cam tüpleri, termino-terminal anastomoz ile tavşan trakeasına, alternatif önceden oluşturulmuş deliklerden (her 5 mm'de bir), trakeanın kenarından 2 mm uzakta ve 6-0 naylon monofilament sütürle sürekli bir sütür ile tutturun.
   7. Tüm parçaları 5,0 mm/dak deplasman hızında gerin.
   8. Maksimum gerilim (σ maksimum, N/^mm2 cinsinden) ve gerinim (ε_maksimum, birim olmadan) değişkenlerini, trakea hacmi birimi başına depolanan enerji (W/Vol, mJ/mm cinsinden) ve Young modülü (E, MPa cinsinden) ile birlikte kaydedin.
3. Radyal basma testleri
   1. Kuvvet verileri (N), konum (mm) ve zaman (lar) elde etmek için 15 N yük hücresi (kuvvet çözünürlüğü 0,001 N, konum 0,001 mm ve zaman 0,1 s) ile donatılmış bir sıkıştırma masaüstü UTM'sinde radyal sıkıştırma testleri gerçekleştirin. Verileri kaydedin ve 0,5 s aralıklarla elektronik tabloya aktarın.
   2. Trakeaları membranöz alan alt plakaya dayanacak şekilde yerleştirin. Plaka kademeli olarak üst plakaya doğru 5 mm/dak sabit bir hızla yükselir.
   3. Trakeayı tamamen tıkamak için gereken numunenin uzunluk birimi başına her birimi (N / mm cinsinden f), sertliği (Mpa · mm'de R) ve yüzey alanı birimi başına enerjiyi (mJ /^mm2'de W / S) hesaplayın.

5. Cerrahi teknik

NOT: Cerrahi teknik²⁰ başka yerde yaygın olarak bildirilmiştir.

1. Her iki ucunda 3-4 mm'lik bir kenar boşluğu olan 14 Fr boyutunda (duvarları sıkıştırmadan serbestçe kaymasını sağlayan) steril bir intraluminal PVC stent yerleştirin.
2. Stenti, ilk kıkırdağın kıkırdak boşluğundan tek bir 6-0 naylon monofilament dikişle sabitleyin.
3. Tavşanları uyuşturmaya devam edin.
   1. Deneklere (3.65-4.05 kg erkek Yeni Zelanda beyaz tavşanları) kas içi analjeziklerle (35 mg / kg ketamin) yatıştırıcı, kas gevşetici ve analjezik (2.5 mg / kg ksilazin) ile ön ilaç verin.
   2. Kesi bölgesini ameliyat bölgesinden tıraş edin ve saçları çıkarmak için cerrahi bölgeyi temizleyin.
   3. Analjezikler artı antibiyotik profilaksisi uygulayın: 0.05 mg / kg kas içi buprenorfin ve 10 mg / kg enrofloksasin.
   4. Her tavşanın marjinal kulak damarına bir venöz kateter koyun.
   5. İntravenöz 10 mg/kg bolus propofol ile indüksiyon anestezisi.
   6. Üç uçlu elektrokardiyogram, nabız oksimetresi ve invaziv olmayan basınç ölçümü kullanarak hayvanın hayati belirtilerini izleyin. Her 30 dakikada bir, anestezi altındayken kuruluğu önlemek için gözlere fizyolojik serum uygulayın.
   7. Ayak parmağı çimdikleme yöntemini kullanarak anestezik düzlemi doğrulayın.
   8. Spontan ventilasyonu kaybetmeden minimum alveoler konsantrasyonun% 1.5 -% 2'sinde inhale izofluran ile anesteziyi sürdürün ve tavşana bir ısıtma yastığı ile termal destek sağlayın.
4. Kesi bölgesini iyot bazlı bir ovma ile dairesel bir hareketle birkaç kez dezenfekte edin. Her zaman aseptik koşullar altında ve steril malzeme ile, uzunlamasına 3 cm'lik merkezi torasik insizyon yapın ve pektoral fasyadan ve kaslı bir bileşenden oluşan bilateral pediküllü flepleri toplayın.
5. Trakeaları fleple birlikte dört tavşanda, her hemitoraksta bir tane olmak üzere sarın (böylece toplam sekiz trakea).
6. Ameliyat tamamlandığında, izofluran uygulamasını keserek anesteziyi tersine çevirin.
7. Ameliyat sonrası dönem
   1. Hayvanları anesteziden tamamen iyileşene kadar ameliyathanede tutun. Tamamen iyileştiklerinde, onları diğer tavşanlarla birlikte çevrelerine geri getirin.
   2. Tavşanlara 5 gün boyunca her 24 saatte bir antibiyotik (0.5 mL / kg% 2.5 enrofloksasin) ve analjezikler (5 mg / mL meloksikam; 0.05 mL / kg metacam) uygulayın.
   3. İmplantları istediğiniz süre boyunca yerinde bırakın.
   4. Ötanaziden önce, tavşanlara kas içi analjezikler (35 mg / kg ketamin) ve yatıştırıcı, kas gevşetici ve analjezik (2.5 mg / kg ksilazin) ile ön ilaç verin. Daha sonra marjinal kulak damarından 200 mg / mL enjeksiyon kullanarak tavşanları 133 mg / kg pentobarbital sodyum ile ötenazi yapın ve trakeaları toplayın.
   5. Trakealarda biyomekanik ve histolojik testler yapın.

6. İstatistiksel analiz

1. Tüm modelleri R yazılımı, Sürüm 3.5.3 R Core (R Foundation for Statistical Computing. 2019) üzerindeki Bayes yöntemiyle ayarlayın.
2. Birden fazla doğrusal regresyon modeli kullanarak f ve R dışındaki etüt değişkenlerini analiz edin.
3. f ve R değişkenleri için karışık doğrusal regresyon modelleri uygulayın. Bu modellerde, her trakeanın tedavisi ve durumu ile ilgili ilgi değişkenlerine ek olarak, tıkanıklık yüzdesini monotonik bir etki olarak ve trakea başına bağımsız bir terimi rastgele bir faktör olarak tanıtmaktadır.

Sonuçlar

Hücre Giderimciliği
DAPI boyaması, DNA'nın yokluğunu gösterir ve trakeaların hiçbirinde elektroforez ile 50 ng'den yüksek DNA değerleri tespit edilmemiştir, tüm fragmanlar 200 bp^20'den küçüktür.

Mikrobiyal kültür
0.5 kGy'ye maruz bırakılan sekiz parçadan ikisi, 1 haftadan kısa sürede renk değişikliği gösterdi. 1 kGy ve 2 kGy'de ışınlanan parçaların hiçbirinde renk değişikliği görülmedi (

Tartışmalar

Var olan birkaç sterilizasyon stratejisi vardır. Süperkritik CO₂, dokulara tamamen nüfuz eder, ortamı asitleştirir ve implantın basınçsızlaştırılması yoluyla basit eliminasyonla hücresel fosfolipid çift katmanını dekonstrüksiyona uğratır ^8,14,25. Ultraviyole radyasyon da kullanılmıştır ve literatürde sadece birkaç rapor olmasına rağmen, kemirgen trakeasındaki etkinliği yayınlanmıştır...

Malzemeler

Name	Company	Catalog Number	Comments
6-0 nylon monofilament suture	Monosoft. Covidien; Mansfield, MA, USA	SN-5698G
Amphotericin B 5%	Gibco Thermo Fisher Scientific; Waltham, MA USA	15290018
Bioanalyzer	Agilent, Santa Clara, CA, USA	G2939BA
Buprenorphine	Buprex. Reckitt Benckiser Healthcare; Hull, Reino Unido	N02AE01
Compression desktop UTM	Microtest, Madrid, Spain	EM1/10/FR
Cryostate	Leyca CM3059, Leyca Biosystems, Wetzlar, Alemania	CM3059
DAPI (4',6-diamino-2-phenylindole)	DAPI. Sigma-Aldrich, Missouri, USA	D9542
Dimethyl sulfoxide (DMSO)	Sigma-Aldrich; MO, USA	D2650
DMEM	Thermo Fisher Scientific; Waltham, MA, USA	11965084
DNA extraction kit	DNeasy extraction kit Quiagen, Hilden, Germany	4368814
Enrofloxacin, 2.5%	Boehringer Ingelheim, Ingelheim am Rhein, Germany	0035-0002
Fetal bovine serum (FBS)	GE Healthcare Hyclone; Madrid, Spain	SH20898.03IR
Fluorescence microscope	Leyca DM2500 (Leica, Wetzlar, Germany)	DM2500??
Freezing Container	Mr Frosty. Thermo Fisher; Madrid, Spain	5100-0001
Isofluorane	Isoflo; Proyma Ganadera; Ciudad Real, Spain	8.43603E+12
Ketamin	Imalgene. Merial; Toulouse, Francia	BOE127823
Linear accelerator	"True Beam". Varian, Palo Alto, California, USA	H191001
Magnetic stirrer	Orbital Shaker PSU-10i. Biosan; Riga, Letonia	BS-010144-AAN
Meloxicam 5 mg/ml	Boehringer Ingelheim, Ingelheim am Rhein, Germany	6283-MV
OCT (Optimal Cutting Temperature Compound)	Fischer Scientific, Madrid, Spain	12678646
Penicillin-streptomycin 5%	Gibco Thermo Fisher Scientific; Waltham, MA USA	15140122
Pentobarbital sodium	Dolethal. Vetoquinol; Madrid, España	3.60587E+12
Phosphate buffered saline (PBS)	Sigma-Aldrich; MO, USA	P2272
Propofol	Propofol Lipuro. B. Braun Melsungen AG; Melsungen, Alemania	G 151030
Proteinase K	Gibco Thermo Fisher Scientific; Waltham, Massachussetts, USA	S3020
PVC hollow tubes	Cristallo Extra; FITT, Sandrigo, Italy	hhdddyyZ
PVC stent	ArgyleTM Medtronic; Istanbul, Turkey	019 5305 1
R software, Version 3.5.3 R Core	R Foundation for Statistical Computing	R 3.5.3
Sodium dodecyl sulfate (SDS)	Sigma-Aldrich; MO, USA	8,17,034
Spectrophotometer	Nanodrop, Life Technologies; Isogen Life Science. Utrech, Netherlands	ND-ONEC-W
Spreadsheet	Microsoft Excel for Mac, Version 16.23, Redmond, WA, USA	2864993241
Traction Universal Testing Machine	Testing Machines, Veenendaal, Netherlands	84-01
UTM Software	TestWorks 4, MTS Systems Corporation, Eden Prairie, MN, USA	100-093-627 F
VECTASHIELD Mounting Medium	Vector Labs, Burlingame; CA; USA	H-1000-10
Xylacine	Xilagesic. Calier; Barcelona, España	20102-003