NSF (0854551) tarafından finanse edilmiştir.

1. Ön-deneysel Hazırlama <ol><li> Aşağıdaki çözeltiler (kompozisyonlar için bakınız Tablo 1) hazırlanması: (a) 1 litre NFR (Normal Kurbağa Ringer), (b) ve 100 ml% 10 salin, (c) ve 100 ml CMF (Ca2 + / Mg2 +-serbest çözelti ), (d) 1 ml ITS (insülin transferin selenyum-, Sigma I1884), (e) ve 100 ml L-15 kültür ortamı, (f) 10 ml HCG (insan koryonik gonadotropin Sigma CG-10), (g) 100 ml K +-iç çözüm, çözüm 1 osmotik gücü bir buhar basıncı Osmometer (örn. Wescor model # 5100C) kullanarak yaklaşık 260 mOsm olduğundan emin olmak için kontrol edilmelidir Amfoterisin B (h) 100 ml K +-iç çözüm . </li><li> (B) çözümleri sterilize filtreleyin ve (c). Solutions (a) (b) ve (c) 4 ° C&#39;de üç aya kadar saklanabilir Bir 25 gauge iğne şırınga ve şırınga filtresi üzerinden liyofilize toz içeren şişe 1 ml deiyonize H2O ilave edilerek çözelti (d) hazırlayın. Bu nihai çözüm cBir 30 gün boyunca 4 ° C&#39;de saklanabilir. </li><li> Bir kabı veya şişesi tüm bileşenleri bir araya getirerek bir laminer akış kaputu çözeltisi (e) hazırlayın. Nihai çözüm sterilize ve steril santrifüj tüpleri içine 10 ml alikotları aktarmak filtreleyin. -20 ° C&#39;de saklayın </li><li> 25 gauge şırınga, iğne ve şırınga filtresi ile liyofilize toz içeren flakon H 2 0 deiyonize 10 ml ekleyerek HCG (çözüm (f)) hazırlayın. Bu, nihai çözelti 30 gün boyunca 4 ° C &#39;de muhafaza edilebilir. </li><li> Tutkallama siyanoakrilat yapıştırıcı ile cam bir Pasteur pipeti ucuna bir Minutien pim (26002-10, İnce Science araçları) ile en az iki mikrodisseksiyon araç imal. Pipet yaklaşık 0.5 cm sonunun uzatmak piminin sivri ucunu ver. </li><li> Hazırlama kültürleri İki gün önce, aşağıdaki prosedür ile üreme neden. Düzlemsel su üzerinde kadın ve koyu pigmentasyon göze çarpan, kırmızımsı kloaka gözlemleyerek Xenopus bir üreme hazır çifti tanımlayınerkek ön pençeleri rface. Kaçamayacağım böylece bir zaman, net her kurbağa Tek ve net bir lavabo üzerine ventral tarafında basılı tutun. Dorsal lenf keseler net ve deri altından içine biri ile çözeltinin 1 mL&#39;si (f) enjekte edilir. </li><li> Su ve bir kapalı on galon tank içinde bir arada üreme çifti yerleştirin. Hayvanların yeni koydu ve döllenmiş yumurta trample olmayacak emin olmak için, yaklaşık bir örgü boyutu ½ tankın alt (Şekil 1A) Yukarıdaki &quot;takılı yaklaşık 1-2 inç ekranlı bir zemin yüklemek. </li><li> Hayvanlar amplexus olan ve döllenmiş yumurta ekranının altındaki kat (Şekil 1B) gözlemlendi kadar 12-48 saat boyunca bozulmadan kurbağaları bırakın. </li><li> Tankından hayvanlar çıkarın, ama daha uzun en azından 24 saat için yumurta rahatsız bırakın. Kurbağa bu çifti altı hafta sonra yeniden yetiştirilen olabilir. </li><li> Tankın dibinden embriyolar gevşetin ve dört ya da beş 60X15 mm kült aktarabilirsiniz% 10 tuzlu su (çözüm b) içeren ure yemekleri. Niewkoop ve Faber (ref. 20) şemasına göre evre tarafından embriyolar sıralayın. Faydalı embriyo aşamasında 22-24 az olanlar olacaktır. Şekil 2B (yaklaşık aşamada 28) yararlı olduğu gelişme boyunca çok uzak bir embriyo gösterirken Şekil 2A yaklaşık aşamada 22 embriyo gösterir. Bu sağlıklı embriyolar seçmek önemlidir: açık kahverengi ve beyaz beneklenme ile görünüşte düzgün olanları idealdir. Büyük siyah ya da beyaz lekeler var Embriyolar genellikle sağlıksız ve kullanışsız. </li></ol> 2. Xenopus Embryolarının Mikrodisseksiyon <ol><li> Bir laminer akış kaputu, etiket içinde ve yaklaşık yarım üç 60X15 mm steril kültür% 10 tuzlu yemekleri ile doldurun ve CMF ile bir. </li><li> % 10 tuzlu su içeren yemekler birine steril, cam Pasteur pipeti transferi 09:55 aşamada 22-24 embriyo kullanma. Bir stereo zoom yardımıyla teşrih ilekaput içinde ing mikroskobu (10 x oküler ile 0.6-5x), steril # 5 forseps (11251-30, Güzel Bilim Araçları) iki çift kullanarak her embriyodan jöle ceket ve vitellin membran kaldırmak. (Şekil 3A ve 3B, bakınız.) </li><li> % 10 salin kalan iki yemekleri ile ve nihayet CMF içeren yemeğin içine, bir defada bir ileterek çıplak embriyolar yıkayın. Her transfer için yeni bir steril pipet kullanın ve çanak çanak transfer çözeltisinin hacmi en aza indirmek. </li><li> Buna karşılık, adım 1.5 sitemliyiz mikrodiseksiyon aracını kullanarak, forseps bir çift ile nazikçe ama sıkıca her embriyonun tutun ve nöral tüp ve hayvanın en dorsalinde yer almaktadır ilişkili Miyotom kaldırın. Üç dilim, nöral tüp konumu ve (Şekil 4A) için üçüncü sadece ventral iki ucundan birini yaparak bunu yapın. Uzaklıkta sarısı granül gelen çanak temiz bir parçası her disseke nöral tüp / myotome Taşıes ve diğer enkaz (Şekil 4B). Dorsal-ventral eksen, ve nöral tüp ve miyotomlarında ve konumları Şekil 4 içinde gösterilmektedir. </li><li> Bu çözüm yaklaşık on beş dakika sonra (CMF) kullanımı forseps disseke doku serbest pigmente deri kaldırın ve atmak. Birbirlerine (Şekil 4C) ayrışmış hale olarak bir ilave 30-60 dakika sonra, hücreler, bir &quot;kum yığını&quot; oluşturacak. </li></ol> 3. Sinir-kas Co-kültürlerin hazırlanması <ol><li> Kültür ortamı bir 10 ml tüp çözülme ve aseptik 70 ul ekleyin ITS ve 35 ng / ml &#39;BDNF (Sigma B3795). </li><li> Etiket ve steril 35 mm kültür kaplarına (FD35-100 Dünya Hassas Aletler) yaklaşık yarım L-15 kültür ortamı (çözüm (e)), disseke her bir embriyo için biri ile doldurun. </li><li> Bir alev üzerinde şevli kısım tutulurken, bir cam Pasteur pipeti her iki ucunda tutarak bir kaplama pipet imal. Yaklaşık 1 ila uçlarında ayrı çek0 cm ve daha sonra yaklaşık 0.2 &#39;lik bir uç elde etmek için son kopar. </li><li> Çizilmiş çözüm miktarını minimize tek embriyo &quot;kum yığını&quot; yalakalık kaplama pipet kullanın. Bir kültür çanağı alt üzerine hücreleri Expel. Birkaç satır içine Levha hücreleri. Kaplama farklılaşmamış hücreler (Şekil 5A ve 5B) uyun. </li><li> Hücreler zaman çanak takmak için izin vermek için en az on beş dakika boyunca rahatsız edilmeden kaplı hücreler bulaşık bırakın. </li></ol> 4. Patch Sıkma Sinir-kas Sinapslar <ol><li> Kas hücreleri iğ şeklinde olur ve spinal nöronlar uzun süreçler (Şekil 6) uzatmak: kültüründe 12-24 saat sonra, kaplama hücreleri belirgin morfolojik özellikleri üzerine alır. Nörit varisler ve kas hücreleri arasındaki fonksiyonel sinaptik iletişim simultane eşleştirilmiş elektrofizyolojik kayıtlar ile teyit edilebilir. &quot;M&quot;, &quot;S&quot; ve &quot;V&quot; nöronal, kas hücresi sırasıyla bakınsoma ve presinaptik varisler. </li><li> Presinaptik varisler için ve kas hücresi için bir: Kayıt için iki yama elektrot hazırlayın. </li><li> Presinaptik elektrot için, aşağıdaki gibi bir amfoterisin B içeren çözeltinin hazırlanması: 5 mg amfoterisin B (Sigma A4888) ihtiva eden 1.5 ml mikrosantrifüj tüpüne 100 ul DMSO ekleyin. 10 sn vorteksleyin bu çözüm. Sonraki, Amfoterisin B (çözüm (h)) için +-iç çözüm 625 ul K içeren ikinci bir mikrosantrifüj tüpüne bu çözeltinin 10 ul ekleyin. Yukarıdaki gibi Vortex. </li><li> Amfoterisin B ihtiva eden K basamak 4.3 &#39;de hazırlanmış +-iç çözelti ile K +-iç çözeltisi (çözeltisi (g)) ile birlikte post-sinaptik elektrot ile pre-sinaptik elektrot doldurun. </li><li> NFR ile kültür çanak medya değiştirin ve faz kontrast optik ile donatılmış bir inverted mikroskop gittiğinizde. </li><li> Sadece kendi hedeflerinin üzerinde her iki elektrot yerleştirin. Tüm-hücre eş edininvarisler elektrot ile delikli yama yapılandırma önce kas hücresi elektrot ile nfiguration. </li><li> Sinaps işlevselliğini doğrulamak için, yazılım denetimi altında (örn. Axopatch 200B, Moleküler Cihazlar) bir yama kelepçe amplifikatör ile varisler depolarize (pCLAMP 9, Molecular Devices örneğin) ve eşzamanlı presinaptik ve postsinaptik akımları gözlemlemek. Şekil 7 görülen akımlar gösterilir +40 mV&#39;ye -30 mV 10 mV artışlarla presinaptik varis verilen gerilimi adımlar depolarize yanıt olarak. Presinaptik hücre görülen içe akımları Na + ve Ca 2 + ve K + ile dış akımlar tarafından yürütülmektedir. Postsinaptik akımlar hücre içinde kaydedilmiş varis serbest nörotransmitter yanıtları vardır ve nikotinik asetilkolin reseptörü kanallar vasıtasıyla Na + tarafından çoğunlukla taşınmaktadır. </li></ol>

<ol>
	<li>Augustine, G. J., Eckert, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Divalent+cations+differentially+support+transmitter+release+at+the+squid+giant+synapse.">Divalent cations differentially support transmitter release at the squid giant synapse.</a> J. Physiol. 346, 257-271 (1984).</li><li>Spitzer, N. C., Lamborghini, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+development+of+the+action+potential+mechanism+of+amphibian+neurons+isolated+in+culture.">The development of the action potential mechanism of amphibian neurons isolated in culture.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 73, 1641 (1976).</li><li>Weldon, P. R., Cohen, M. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+synaptic+ultrastructure+at+neuromuscular+contacts+in+an+amphibian+cell+culture+system.">Development of synaptic ultrastructure at neuromuscular contacts in an amphibian cell culture system.</a> J. Neurocytol. 8, 239-259 (1979).</li><li>Tabti, N., Poo, M. -. M., Banker, G., Goslin, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Culturing Nerve Cells. , 137-153 (1991).</li><li>Yazejian, B., DiGregorio, D. A., Vergara, J. L., Poage, R. E., Meriney, S. D., Grinnell, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+measurements+of+presynaptic+calcium+and+calcium-activated+potassium+currents+regulating+neurotransmitter+release+at+cultured+Xenopus+nerve-muscle+synapses.">Direct measurements of presynaptic calcium and calcium-activated potassium currents regulating neurotransmitter release at cultured Xenopus nerve-muscle synapses.</a> J. Neurosci. 17, 2990 (1997).</li><li>DiGregorio, D. A., Peskoff, A., Vergara, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Measurement+of+action+potential-induced+presynaptic+calcium+domains+at+a+cultured+neuromuscular+junction.">Measurement of action potential-induced presynaptic calcium domains at a cultured neuromuscular junction.</a> J. Neurosci. 19, 7846 (1999).</li><li>Yazejian, B., Sun, X. P., Grinnell, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tracking+presynaptic+Ca2++dynamics+during+neurotransmitter+release+with+Ca2+-activated+K++channels.">Tracking presynaptic Ca2+ dynamics during neurotransmitter release with Ca2+-activated K+ channels.</a> Nat. Neurosci. 3, 566 (2000).</li><li>Sun, X. P., Chen, B. M., Sand, O., Kidokoro, Y., Grinnell, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Depolarization-induced+Ca2++entry+preferentially+evokes+release+of+large+quanta+in+the+developing+Xenopus+neuromuscular+junction.">Depolarization-induced Ca2+ entry preferentially evokes release of large quanta in the developing Xenopus neuromuscular junction.</a> J. Neurophysiol. 104 (5), 2730-2740 (2010).</li><li>Xie, S. P., Poo, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Initial+events+in+the+formation+of+neuromuscular+synapse:+rapid+induction+of+acetylcholine+release+from+embryonic+neurons.">Initial events in the formation of neuromuscular synapse: rapid induction of acetylcholine release from embryonic neurons.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 83, 7069 (1986).</li><li>Li, P. P., Chen, C., Lee, C. W., Madhavan, R., Peng, H. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Axonal+filopodial+asymmetry+induced+by+synaptic+target.">Axonal filopodial asymmetry induced by synaptic target.</a> Mol. Biol Cell. 22 (14), 2480-2490 (2011).</li><li>Feng, Z., Ko, C. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Schwann+cells+promote+synaptogenesis+at+the+neuromuscular+junction+via+transforming+growth+factor-beta1.">Schwann cells promote synaptogenesis at the neuromuscular junction via transforming growth factor-beta1.</a> J. Neurosci. 28 (39), 9599-9609 (2008).</li><li>Song, H. J., Ming, G. L., Poo, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=cAMP-induced+switching+in+turning+direction+of+nerve+growth+cones.">cAMP-induced switching in turning direction of nerve growth cones.</a> Nature. 17 (6639), 275-279 (1997).</li><li>Morimoto, T., Wang, X. H., Poo, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Overexpression+of+synaptotagmin+modulates+short-term+synaptic+plasticity+at+developing+neuromuscular+junctions.">Overexpression of synaptotagmin modulates short-term synaptic plasticity at developing neuromuscular junctions.</a> Neuroscience. 82 (4), 969-978 (1998).</li><li>Lu, B., Czernik, A. J., Popov, S., Wang, T., Poo, M. M., Greengard, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Expression+of+synapsin+I+correlates+with+maturation+of+the+neuromuscular+synapse.">Expression of synapsin I correlates with maturation of the neuromuscular synapse.</a> Neuroscience. 74 (4), 1087-1097 (1996).</li><li>Schaeffer, E., Alder, J., Greengard, P., Poo, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Synapsin+IIa+accelerates+functional+development+of+neuromuscular+synapses.">Synapsin IIa accelerates functional development of neuromuscular synapses.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 26 (9), 3882-3886 (1994).</li><li>Liou, J. C., Tsai, F. Z., Ho, S. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Potentiation+of+quantal+secretion+by+insulin-like+growth+factor-1+at+developing+motoneurons+in+Xenopus+cell+culture.">Potentiation of quantal secretion by insulin-like growth factor-1 at developing motoneurons in Xenopus cell culture.</a> J. Physiol. 553 (Pt. 3), 719-7128 (2003).</li><li>Peng, H. B., Yang, J. F., Dai, Z., Lee, C. W., Hung, H. W., Feng, Z. H., Ko, C. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differential+effects+of+neurotrophins+and+schwann+cell-derived+signals+on+neuronal+survival/growth+and+synaptogenesis.">Differential effects of neurotrophins and schwann cell-derived signals on neuronal survival/growth and synaptogenesis.</a> J. Neurosci. 23 (12), 5050-5060 (2003).</li><li>Dan, Y., Poo, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hebbian+depression+of+isolated+neuromuscular+synapses+in+vitro.">Hebbian depression of isolated neuromuscular synapses in vitro.</a> Science. 12 (5063), 1570-1573 (1992).</li><li>Xiao, Q., Xu, L., Spitzer, N. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Target-dependent+regulation+of+neurotransmitter+specification+and+embryonic+neuronal+calcium+spike+activity.">Target-dependent regulation of neurotransmitter specification and embryonic neuronal calcium spike activity.</a> J. Neurosci. 30 (16), 5792-5801 (2010).</li><li>Niewkoop, P. D., Faber, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Normal table of Xenopus laevis (Daudin). , (1967).</li></ol>

Çıkar çatışması ilan etti.

Motonöronlar ve kas hücrelerinin Başarılı co-kültür Key adımları uygun Xenopus kurbağaların indüklenen üreme üretilen embriyolar sahnelenen kullanımı ve farklılaşmamış spinal nöronlar ve iskelet hücreleri dikkatli aseptik diseksiyonu vardır. Er sık ​​onların gelişimi onları durdurur hareket gibi onlar yaklaşık 10 ya da öylesine aşamasına ulaşıncaya kadar Döllenen yumurtalar, bozulmamış bırakılmalıdır. Sağlıklı embriyoların pürüzsüz bir görünüm ve kahverengi ve beyaz benekli boyama ile tanımlanır. Bu miyositlerin önemli ölçüde farklılaştığını sadece nöral tüp kapanır sonra ve öncesinde geliştirme sırasında noktasıdır, çünkü Evre 22-24 embriyoların çok yararlıdır. Buna ek olarak, daha yaşlı edilen hücrelerden CMF iyi ayrıştırmak için başarısız. Bu embriyo kuvvetle yapışır gibi vitellin membran sökerken dikkat edilmelidir. Embriyonun bozulmadan ortaya böylece membran keskin forseps kullanarak parçalandı edilmelidir. Bir başka önemli precaution kültür çanak (yerine onları oraya yerleşmek icar fazla) alt üzerine hücreler dikkatle yerleştirmektir. Bu hücrelerin kültür çanak uyulması yönündeki olasılığını artırır gibi bu yöntem tercih edilir. Sinir ve kas arasındaki Fonksiyonel nörotransmisyonu sadece postsinaptik kaydı ile tespit edilebilir ve sık sık innervasyon sonra spontan kas kasılması gözlem tarafından tespit edilebilir. Un-innerve kas hücreleri kültür içinde seğirme yoktur. Yalnız postsinaptik kayıt minyatür son plak akımları ya da potansiyelleri ancak uyarılmış boşalma ölçümleri öncesi ve postsinaptik akımların presinaptik uyarımı ve korelasyon patch-klemp çift gerektirir gerektirir kayıt için yararlıdır. Burada açıklanan paired-yama kayıt yöntemi yanısıra, bu hazırlık Bu sayede nöronal soma 5 üçüncü bir pipet tanıtma fırsatı sunan bir aksiyon potansiyeli tha nesilt presinaptik varisler yaymak ve nörotransmitter salınımına yol açabilir. Buna ek olarak, arabuluculuk düşünce veya sinaptik iletimi modüle edilir olası ajanlar sinaps iki tarafına da tanıttı olabilir: kas hücresi pipet aracılığıyla veya soma yerleştirilmiş üçüncü bir pipetle difüzyon yoluyla.

<table border="1"><tbody><tr><td> Ekipman / Malzemeleri </td><td> Satıcı </td><td> Katalog / Model Numarası </td><td></td></tr><tr><td> İnsülin-Transferrin-Selenyum </td><td> Sigma </td><td> I1884 </td><td></td></tr><tr><td> İnsan koryonik gonadotropin </td><td> Sigma </td><td> CG-10 </td><td></td></tr><tr><td> Buhar Basıncı Ozmometre </td><td> Wescor </td><td> 5100C </td><td></td></tr><tr><td> Minutien Pins </td><td> Güzel Bilim Araçları </td><td> 26002-10 </td><td></td></tr><tr><td> Amfoterisin B </td><td> Sigma </td><td> A4888 </td><td></td></tr><tr><td> Forseps </td><td> Güzel Bilim Araçları </td><td> 11251-30 </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td><table border="1"><tbody><tr><td> Çözüm Adı </td><td> Yemek tarifi </td></tr><tr><td> (A) NFR (Normal Kurbağa Ringer (mM) </td><td> 116 NaCl, 2 KCl, 1.8 CaCl2, 5 Na-HEPES, pH 7.35. </td></tr><tr><td> (B)% 10 salin </td><td> 10 ml NFR +90 ml H2O deiyonize </td></tr><tr><td> (C) CMF (Ca2 + / Mg2 +-serbest çözelti) </td><td> 125 NaCl, 2 KCl, 1.2 EDTA, 5 Na +-HEPES, pH 7.35. </td></tr><tr><td> (E) L-15 Kültür ortamı </td><td> 50 ml L-15 ortamı (Sigma L1518) + 50 ml NFR. </td></tr><tr><td> (G) K +-iç solüsyonu (mM cinsinden) </td><td> 116 KCl, 1 NaCl, 1 MgCl2, 10 EGTA, 5 HEPES, pH 7.3 </td></tr><tr><td> Amfoterisin B (h) K +-iç solüsyonu (mM cinsinden) </td><td> 52 K 2 SO 4, 38 KCl, 1 EGTA, 5 HEPES, pH 7.3 </td></tr></tbody></table></td></tr></tbody></table> Table 1.

simultaneous pre- and post-synaptic electrophysiological recording from xenopus nerve-muscle co-cultures

Nörotransmitter serbest bırakılması ile presinaptik iyonik akımların kaplin hakkında çok bilgi en önemlisi omurgasız hazırlıkları, kalamar dev sinaps 1 elde edilmiştir. Bununla birlikte, hazırlama hariç burada açıklandığı gibi, az omurgalı preparatlar bu nörotransmitter serbest ve presinaptik iyonik akımlarının eşzamanlı ölçümler yapmak mümkündür ki içinde bulunmaktadır. (Dek 12-24 saat içinde işlevsel sinaps oluşturacak ve birkaç gün boyunca sinir ve kas hücre gelişimi ve sinaptik etkileşimleri çalışmak için de kullanılabilir; Embriyonik Xenopus motor nöronlar ve kas hücreleri oda sıcaklığında basit bir kültür ortamı içinde yetiştirilen bir arada büyümesi) oluşur. Diğer omurgalı preparatlar içinde bu ko-kültürler bazı avantajları hazırlama kolaylığı, oda sıcaklığında kültürleri ve çalışma muhafaza etme özelliğine sahiptir, ve 2 oluşturduğu sinaps hazır erişilebilirlik-4. Hazırlık presinaptik iyon kanalları ve verici sürümü 5-8 yönetmeliğin biyofiziksel özelliklerini incelemek için yaygın olarak kullanılmaktadır. Buna ek olarak, hazırlık 9-12 akson uzantısı ve sinaptogenez çalışma, nörotransmitter salınımını 13-15, nöromodülasyon 16,17 içinde difüze haberciler rolünü moleküler mekanizmaları ve in vitro sinaptik plastisite 18 de dahil olmak üzere diğer kullanımlar için kendini vermiştir - 19.

Şekil 4B hemen 22 Xenopus embriyosunun. Şekil 4C olduğunu, Ca 2 +-Mg 2 + ücretsiz bir çözüm cilt kaldırma ve inkübasyon (CMF, çözümden sonra (gösteren bir sahne alanından çıkarılmasını sonrası kordon / myotome izole spinal dorsal görünümü gösterir c)), hücreleri bir &quot;kum yığını&quot; içine ayrışır ve kaplama için hazır. Kültür ortamı hücreleri içine kaplama biraz morfolojik değişkenliği (Şekil 5B) gösterirler ancak kültür yirmi dört saat sonra farklı şekiller almaktadırlar hemen sonra. Nöronlar uzanan neurites iken küresel kalırken kas hücreleri iğ şeklinde haline kas hücreleri ile sinaps (Şekil 6) de ayrıntılı variköz. Varis presinaptik ve postsinaptik kas hücresi (Şekil 7) aynı anda eşleştirilmiş yama kayıt nörotransmiterin salınışı ve resulta ile ilişkili presinaptik içe ve dışa doğru akımlar ortaya koymaktadırnt postsinaptik akımlar eksitatör. <img src="/files/ftp_upload/50253/50253fig1.jpg" alt="Şekil 1"/> Şekil 1 A:.. Ekranda tepesinde çiftleşme kova kurbağa Damızlık çifti B: döllenmiş yumurta ile amplexus kurbağalar. <img src="/files/ftp_upload/50253/50253fig2.jpg" alt="Şekil 2,"/> Şekil 2 A:.. &quot;Uygun&quot; aşaması 22 embriyo B: &quot;uygunsuz&quot; aşaması 28 embriyo. Ölçek çubuğu 1 mm temsil eder. <img src="/files/ftp_upload/50253/50253fig3.jpg" alt="Şekil 3"/> Şekil 3 A:. Aşama 22 embriyo vitellin membran ve jöle kat temizlenmeden önce. Ok jöle kat dış kenarına işaret. Vitellin membran embr yakından yapışıryo ve neredeyse görünmez B:. Bare embriyo. Ölçek çubuğu 1 mm temsil eder. <img src="/files/ftp_upload/50253/50253fig4.jpg" alt="Şekil 4,"/> Şekil 4 A: to-be disseke B kısmı gösteren kesikli çizgi ile Sahne 22 embriyo:.. Embriyonun Akut izole dorsal kısmı; &quot;d&quot; ve &quot;v&quot; embriyoların dorsal ve ventral yönlerini bakın, ise &quot;m&quot; ve &quot;n&quot; mytomes ve nöral tüp yaklaşık konumları belirtin C:. CMF 60 dk sonra hücrelerin &quot;Kum yığını&quot;. Ölçek çubuğu A için 1 mm ve B ve C için 0.5 mm temsil eder. <img src="/files/ftp_upload/50253/50253fig5.jpg" alt="Şekil 5,"/> Şekil 5 A:. Hemen sonra kaplama kültürdeki hücre 5x güç görünümü. B: 40x de aynı kültür. Ölçekçubuğu A için 40 mikron ve B için 5 mikron temsil <img src="/files/ftp_upload/50253/50253fig6.jpg" alt="Şekil 6"/> Şekil 6. Nöronal soma (S), presinaptik varisler (V) ve postsinaptik kas hücresi (M) kimlik ile kültür Nöromusküler kavşak. Ölçek çubuğu: 5 mm. <img src="/files/ftp_upload/50253/50253fig7.jpg" alt="Şekil 7" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/50253/50253fig7highres.jpg"/> 10 mV artan voltaj uygulaması yanıt olarak görüldü Şekil 7. Presinaptik (üst) ve postsinaptik (alt) akımları -30 mV dan +40 mV presinaptik varisler sunulan adımları. Gerilim adımlar presinaptik izleri bazı yanında gösterilir. Hem hücreler için tutma potansiyeli -70 mV idi.

Watch this Scientific Journal Video about Simultaneous Pre- and Post-synaptic Electrophysiological Recording from Xenopus Nerve-muscle Co-cultures at JoVE.com

Simultaneous Pre- and Post-synaptic Electrophysiological Recording from Xenopus Nerve-muscle Co-cultures

Bu video embriyonik primer kültürlerinde büyümek için kullanılan prosedürleri gösterir<em&gt; Xenopus</em&gt; Sinir ve kas hücreleri ve eşzamanlı öncesi ve post-sinaptik yama kelepçe kayıt yapmak için bu hazırlık kullanışlılığı.

Eşzamanlı Öncesi ve Sonrası-sinaptik Elektrofizyolojik Recording<em&gt; Xenopus</em&gt; Sinir-kas Co-kültürlerin

Much information about the coupling of  presynaptic ionic currents with the release of neurotransmitter has been obtained  from invertebrate preparations, ...

simultaneous-pre-post-synaptic-electrophysiological-recording-from

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Simultaneous Pre- and Post-synaptic Electrophysiological Recording from Xenopus Nerve-muscle Co-cultures

10.9K Görüntüleme.  David Geffen School of Medicine at UCLA. Bu video embriyonik primer kültürlerinde büyümek için kullanılan prosedürleri gösterir Xenopus Sinir ve kas hücreleri ve eşzamanlı öncesi ve post-sinaptik yama kelepçe kayıt yapmak için bu hazırlık kullanışlılığı.

Video: Simultaneous Pre- and Post-synaptic Electrophysiological Recording from Xenopus Nerve-muscle Co-cultures

Derivation of Enriched Oligodendrocyte Cultures and Oligodendrocyte/Neuron Myelinating Co-cultures from Post-natal Murine Tissues

Identifying the molecular mechanisms underlying OL development is not only critical to furthering our knowledge of OL biology, but also has implications for understanding the pathogenesis of demyelinating diseases such as Multiple Sclerosis (MS). Cellular development is commonly studied with primary cell culture models. Primary cell culture facilitates the evaluation of a given cell type by providing a controlled environment, free of the extraneous variables that are present in vivo. While OL cultures derived from rats have provided a vast amount of insight into OL biology, similar efforts at establishing OL cultures from mice has been met with major obstacles. Developing methods to culture murine primary OLs is imperative in order to take advantage of the available transgenic mouse lines. 
Multiple methods for extraction of OPCs from rodent tissue have been described, ranging from neurosphere derivation, differential adhesion purification and immunopurification 1-3. While many methods offer success, most require extensive culture times and/or costly equipment/reagents. To circumvent this, purifying OPCs from murine tissue with an adaptation of the method originally described by McCarthy &amp; 
de Vellis 2 is preferred. This method involves physically separating OPCs from a mixed glial culture derived from neonatal rodent cortices. The result is a purified OPC population that can be differentiated into an OL-enriched culture. This approach is appealing due to its relatively short culture time and the unnecessary requirement for growth factors or immunopanning antibodies. 
While exploring the mechanisms of OL development in a purified culture is informative, it does not provide the most physiologically relevant environment for assessing myelin sheath formation. Co-culturing OLs with neurons would lend insight into the molecular underpinnings regulating OL-mediated myelination of axons. For many OL/neuron co-culture studies, dorsal root ganglion neurons (DRGNs) have proven to be the neuron type of choice. They are ideal for co-culture with OLs due to their ease of extraction, minimal amount of contaminating cells, and formation of dense neurite beds. While studies using rat/mouse myelinating xenocultures have been published 4-6, a method for the derivation of such OL/DRGN myelinating co-cultures from post-natal murine tissue has not been described. Here we present detailed methods on how to effectively produce such cultures, along with examples of expected results. These methods are useful for addressing questions relevant to OL development/myelinating function, and are useful tools in the field of neuroscience.

This article describes methods to derive enriched populations of murine oligodendrocyte precursor cells (OPCs) in primary culture, which differentiate to produce mature oligodendrocytes (OLs). In addition, this report describes techniques to produce murine myelinating co-cultures by seeding mouse OPCs onto a neurite bed of mouse dorsal root ganglion neurons (DRGNs).

Post-natal murin Dokular Co-kültürler Myelinating zenginleştirilmiş oligodendrosit Kültürleri ve oligodendrosit / Nöron türetilmesi

Identifying the molecular mechanisms underlying OL development is not only critical to furthering our knowledge of OL biology, but also has implications ...

Nörobilim

Simultaneous Recording of Calcium Signals from Identified Neurons and Feeding Behavior of Drosophila melanogaster

To study neuronal networks in terms of their function in behavior, we must analyze how neurons operate when each behavioral pattern is generated. Thus, simultaneous recordings of neuronal activity and behavior are essential to correlate brain activity to behavior. For such behavioral analyses, the fruit fly, Drosophila melanogaster, allows us to incorporate genetically encoded calcium indicators such as GCaMP1, to monitor neuronal activity, and to use sophisticated genetic manipulations for optogenetic or thermogenetic techniques to specifically activate identified neurons2-5. Use of a thermogenetic technique has led us to find critical neurons for feeding behavior (Flood et al., under revision). As a main part of feeding behavior, a Drosophila adult extends its proboscis for feeding6 (proboscis extension response; PER), responding to a sweet stimulus from sensory cells on its proboscis or tarsi. Combining the protocol for PER7 with a calcium imaging technique8 using GCaMP3.01, 9, I have established an experimental system, where we can monitor activity of neurons in the feeding center &#x2013; the suboesophageal ganglion (SOG), simultaneously with behavioral observation of the proboscis. I have designed an apparatus ("Fly brain Live Imaging and Electrophysiology Stage": "FLIES") to accommodate a Drosophila adult, allowing its proboscis to freely move while its brain is exposed to the bath for Ca2+ imaging through a water immersion lens. The FLIES is also appropriate for many types of live experiments on fly brains such as electrophysiological recording or time lapse imaging of synaptic morphology. Because the results from live imaging can be directly correlated with the simultaneous PER behavior, this methodology can provide an excellent experimental system to study information processing of neuronal networks, and how this cellular activity is coupled to plastic processes and memory.

Simultaneous Recording of Calcium Signals from Identified Neurons and Feeding Behavior of Drosophila melanogaster

The fruit fly, Drosophila melanogaster, extends its proboscis for feeding, responding to a sugar stimulus from its proboscis or tarsus. I have combined observations of the proboscis extension response (PER) with a calcium imaging technique, allowing us to monitor the activity of neurons in the brain, simultaneously with behavioral observation.

Belirlenen Nöronlar ve Beslenme Davranışı Kalsiyum sinyaller aynı anda kayıt Drosophila melanogaster</em

To study neuronal networks in terms of their function in behavior, we must analyze how neurons operate when each behavioral pattern is generated.  Thus, ...

Neural Explant Cultures from Xenopus laevis

The complex process of axon guidance is largely driven by the growth cone, which is the dynamic motile structure at the tip of the growing axon. During axon outgrowth, the growth cone must integrate multiple sources of guidance cue information to modulate its cytoskeleton in order to propel the growth cone forward and accurately navigate to find its specific targets1. How this integration occurs at the cytoskeletal level is still emerging, and examination of cytoskeletal protein and effector dynamics within the growth cone can allow the elucidation of these mechanisms. Xenopus laevis growth cones are large enough (10-30 microns in diameter) to perform high-resolution live imaging of cytoskeletal dynamics (e.g.2-4 ) and are easy to isolate and manipulate in a lab setting compared to other vertebrates. The frog is a classic model system for developmental neurobiology studies, and important early insights into growth cone microtubule dynamics were initially found using this system5-7 . In this method8, eggs are collected and fertilized in vitro, injected with RNA encoding fluorescently tagged cytoskeletal fusion proteins or other constructs to manipulate gene expression, and then allowed to develop to the neural tube stage. Neural tubes are isolated by dissection and then are cultured, and growth cones on outgrowing neurites are imaged. In this article, we describe how to perform this method, the goal of which is to culture Xenopus laevis growth cones for subsequent high-resolution image analysis. While we provide the example of +TIP fusion protein EB1-GFP, this method can be applied to any number of proteins to elucidate their behaviors within the growth cone.

Neural Explant Cultures from Xenopus laevis

Culturing neural explants from dissected Xenopus laevis embryos that express fluorescent fusion proteins allows for imaging of growth cone cytoskeletal dynamics.

Dan Sinir Eksplantasyon Kültürleri<em&gt; Xenopus laevis</em

The complex process of axon guidance is largely driven by the growth cone, which is the dynamic motile structure at the tip of the growing axon. During ...

Forebrain Electrophysiological Recording in Larval Zebrafish

Epilepsy affects nearly 3 million people in the United States and up to 50 million people worldwide. Defined as the occurrence of spontaneous unprovoked seizures, epilepsy can be acquired as a result of an insult to the brain or a genetic mutation. Efforts to model seizures in animals have primarily utilized acquired insults (convulsant drugs, stimulation or brain injury) and genetic manipulations (antisense knockdown, homologous recombination or transgenesis) in rodents. Zebrafish are a vertebrate model system1-3 that could provide a valuable alternative to rodent-based epilepsy research. Zebrafish are used extensively in the study of vertebrate genetics or development, exhibit a high degree of genetic similarity to mammals and express homologs for ~85% of known human single-gene epilepsy mutations. Because of their small size (4-6 mm in length), zebrafish larvae can be maintained in fluid volumes as low as 100 &mu;l during early development and arrayed in multi-well plates. Reagents can be added directly to the solution in which embryos develop, simplifying drug administration and enabling rapid in vivo screening of test compounds4. Synthetic oligonucleotides (morpholinos), mutagenesis, zinc finger nuclease and transgenic approaches can be used to rapidly generate gene knockdown or mutation in zebrafish5-7. These properties afford zebrafish studies an unprecedented statistical power analysis advantage over rodents in the study of neurological disorders such as epilepsy. Because the "gold standard" for epilepsy research is to monitor and analyze the abnormal electrical discharges that originate in a central brain structure (i.e., seizures), a method to efficiently record brain activity in larval zebrafish is described here. This method is an adaptation of conventional extracellular recording techniques and allows for stable long-term monitoring of brain activity in intact zebrafish larvae. Sample recordings are shown for acute seizures induced by bath application of convulsant drugs and spontaneous seizures recorded in a genetically modified fish.

A simple method to record extracellular field potentials in the larval zebrafish forebrain is described. The method provides a robust in vivo read-out of seizure-like activity. This technique can be used with genetically modified zebrafish larvae carrying epilepsy-related genes or seizures evoked by administration of convulsant drugs.

Larva Zebra balığı olarak önbeyin Elektrofizyolojik Kaydı

Epilepsy affects nearly 3 million people in the United States and up to 50 million people worldwide. Defined as the occurrence of spontaneous unprovoked ...

Simultaneous Electrophysiological Recording and Calcium Imaging of Suprachiasmatic Nucleus Neurons

Simultaneous electrophysiological and fluorescent imaging recording methods were used to study the role of changes of membrane potential or current in regulating the intracellular calcium concentration. Changing environmental conditions, such as the light-dark cycle, can modify neuronal and neural network activity and the expression of a family of circadian clock genes within the suprachiasmatic nucleus (SCN), the location of the master circadian clock in the mammalian brain. Excitatory synaptic transmission leads to an increase in the postsynaptic Ca2+ concentration that is believed to activate the signaling pathways that shifts the rhythmic expression of circadian clock genes. Hypothalamic slices containing the SCN were patch clamped using microelectrodes filled with an internal solution containing the calcium indicator bis-fura-2. After a seal was formed between the microelectrode and the SCN neuronal membrane, the membrane was ruptured using gentle suction and the calcium probe diffused into the neuron filling both the soma and dendrites. Quantitative ratiometric measurements of the intracellular calcium concentration were recorded simultaneously with membrane potential or current. Using these methods it is possible to study the role of changes of the intracellular calcium concentration produced by synaptic activity and action potential firing of individual neurons. In this presentation we demonstrate the methods to simultaneously record electrophysiological activity along with intracellular calcium from individual SCN neurons maintained in brain slices.

Procedures are described to perform simultaneous recordings of membrane potential or current and changes of intracellular calcium concentration. Suprachiasmatic nucleus neurons are filled with the calcium indicator bis-fura-2 using a patch clamp electrode in the whole cell patch clamp configuration.

Eşzamanlı Elektrofizyolojik Kayıt ve Suprakiazmatik Nucleus Nöronlar Kalsiyum Görüntüleme

Simultaneous electrophysiological and fluorescent imaging recording methods were used to study the role of changes of membrane potential or current in ...

Electrophysiological Recording in the Brain of Intact Adult Zebrafish

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram recordings. This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments, allowing recording of neural activity. Immobilization of the adult requires a mechanism to deliver dissolved oxygen to the gills in lieu of buccal and opercular movement. With our technique, animals are immobilized and perfused with habitat water to fulfill this requirement. A craniotomy is performed under tricaine methanesulfonate (MS-222; tricaine) anesthesia to provide access to the brain. The primary electrode is then positioned within the craniotomy window to record extracellular brain activity. Through the use of a multitube perfusion system, a variety of pharmacological compounds can be administered to the adult fish and any alterations in the neural activity can be observed. The methodology not only allows for observations to be made regarding changes in neurological activity, but it also allows for comparisons to be made between larval and adult zebrafish. This gives researchers the ability to identify the alterations in neurological activity due to the introduction of various compounds at different life stages.

This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments to allow recordings and manipulation of neural activity in an intact animal.

Sağlam Yetişkin Zebra balığı Beyin Elektrofizyolojik Kayıt

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram ...

A Method for Systematic Electrochemical and Electrophysiological Evaluation of Neural Recording Electrodes

New materials and designs for neural implants are typically tested separately, with a demonstration of performance but without reference to other implant characteristics.&#160;This precludes a rational selection of a particular implant as optimal for a particular application and the development of new materials based on the most critical performance parameters.&#160;This article develops a protocol for in vitro and in vivo testing of neural recording electrodes.&#160;Recommended parameters for electrochemical and electrophysiological testing are documented with the key steps and potential issues discussed.&#160;This method eliminates or reduces the impact of many systematic errors present in simpler in vivo testing paradigms, especially variations in electrode/neuron distance and between animal models.&#160;The result is a strong correlation between the critical in vitro and in vivo responses, such as impedance and signal-to-noise ratio.&#160;This protocol can easily be adapted to test other electrode materials and designs.&#160;The in vitro techniques can be expanded to any other nondestructive method to determine further important performance indicators.&#160;The principles used for the surgical approach in the auditory pathway can also be modified to other neural regions or tissue.

Different electrode coatings affect neural recording performance through changes to electrochemical, chemical and mechanical properties. Comparison of electrodes in vitro is relatively simple, however comparison of in vivo response is typically complicated by variations in electrode/neuron distance and between animals. This article provides a robust method to compare neural recording electrodes.

Sinir Kayıt Elekrtotların Sistematik Elektrokimyasal ve Elektrofizyolojik Değerlendirme için Bir Yöntem

New materials and designs for neural implants are typically tested separately, with a demonstration of performance but without reference to other implant ...

Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

The peripheral taste response of insects can be powerfully investigated with electrophysiological techniques. The method described here allows the researcher to measure gustatory responses directly and quantitatively, reflecting the sensory input that the insect nervous system receives from taste stimuli in its environment. This protocol outlines all key steps in performing this technique. The critical steps in assembling an electrophysiology rig, such as selection of necessary equipment and a suitable environment for recording, are delineated. We also describe how to prepare for recording by making appropriate reference and recording electrodes, and tastant solutions. We describe in detail the method used for preparing the insect by insertion of a glass reference electrode into the fly in order to immobilize the proboscis. We show traces of the electrical impulses fired by taste neurons in response to a sugar and a bitter compound. Aspects of the protocol are technically challenging and we include an extensive description of some common technical challenges that may be encountered, such as lack of signal or excessive noise in the system, and potential solutions. The technique has limitations, such as the inability to deliver temporally complex stimuli, observe background firing immediately prior to stimulus delivery, or use water-insoluble taste compounds conveniently. Despite these limitations, this technique (including minor variations referenced in the protocol) is a standard, broadly accepted procedure for recording Drosophila neuronal responses to taste compounds.

Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

This protocol describes extracellular recording of the action potential responses fired by labellar taste neurons in Drosophila.

Elektrofizyolojik Kayıt<em&gt; Drosophila</em&gt; Labellar Sensilla Taste

The peripheral taste response of insects can be powerfully investigated with electrophysiological techniques. The method described here allows the ...

Simultaneous Electrophysiological Recording and Micro-injections of Inhibitory Agents in the Rodent Brain

Here we describe a method for the construction of a single-use &#8220;injectrode&#8221; using commercially accessible and affordable parts. A probing system was developed that allows for the injection of a drug while recording electrophysiological signals from the affected neuronal population. This method provides a simple and economical alternative to commercial solutions. A glass pipette was modified by combining it with a hypodermic needle and a silver filament. The injectrode is attached to commercial microsyringe pump for drug delivery. This results in a technique that provides real-time pharmacodynamics feedback through multi-unit extracellular signals originating from the site of drug delivery. As a proof of concept, we recorded neuronal activity from the superior colliculus elicited by flashes of light in rats, concomitantly with delivery of drugs through the injectrode. The injectrode recording capacity permits the functional characterization of the injection site favoring precise control over the localization of drug delivery. Application of this method also extends far beyond what is demonstrated here, as the choice of chemical substance loaded into the injectrode is vast, including tracing markers for anatomic experiments.

Here, we craft a glass pipette with dual functions: inhibition of deep brain structures by microinjections of drugs and real-time monitoring of their effects through simultaneous electrophysiological recordings.

Eşzamanlı Elektrofizyolojik Kayıt ve kemirgen Beyindeki inhibitör Ajanların Mikro-enjeksiyon

Here we describe a method for the construction of a single-use &#8220;injectrode&#8221; using commercially accessible and affordable parts. A probing ...

Simultaneous Recording of Electroretinography and Visual Evoked Potentials in Anesthetized Rats

The electroretinogram (ERG) and visual evoked potential (VEP) are commonly used to assess the integrity of the visual pathway. The ERG measures the electrical responses of the retina to light stimulation, while the VEP measures the corresponding functional integrity of the visual pathways from the retina to the primary visual cortex following the same light event. The ERG waveform can be broken down into components that reflect responses from different retinal neuronal and glial cell classes. The early components of the VEP waveform represent the integrity of the optic nerve and higher cortical centers. These recordings can be conducted in isolation or together, depending on the application. The methodology described in this paper allows simultaneous assessment of retinal and cortical visual evoked electrophysiology from both eyes and both hemispheres. This is a useful way to more comprehensively assess retinal function and the upstream effects that changes in retinal function can have on visual evoked cortical function.

This protocol describes simultaneous measurement of electroretinogram and visual evoked potentials in anesthetized rats.

Elektroretinografi Eşzamanlı Kayıt ve Anestezi Sıçanlar Görsel Uyarılmış Potansiyeller

The electroretinogram (ERG) and visual evoked potential (VEP) are commonly used to assess the integrity of the visual pathway. The ERG measures the ...

Eşzamanlı Öncesi ve Sonrası-sinaptik Elektrofizyolojik Recording

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Bu videodaki bölümler