Bu araştırma FAPESP (hibeler 2023/05002-3; 2023/02662-2 ve 2024/09871-9), CAPES (Finans kodu 001), CNPq (304158/2022-4) ve São Paulo Eyalet Üniversitesi Veterinerlik ve Hayvan Bilimleri Fakültesi PROPE (IEPe-RC hibe numarası 149) tarafından finanse edilmiştir.

Hayvanlarla ilgili tüm prosedürler, 0171/2018 sayılı protokol kapsamında "Universidade Estadual Paulista Júlio de Mesquita Filho" - UNESP Botucatu Kampüsü Hayvan Kullanımı Etik Komitesi (CEUA) tarafından belirlenen etik araştırma standartlarına uygundur.
1. Deney hayvanları
<ol><li>Yaşları 20-24 ay arasında değişen 30 adet Nellore boğası (Bos indicus) ve 30 adet F1 Angus-Nellore boğası (Bos taurus × Bos indicus) bir besi yerinde bitirin. Her iki hayvan grubunu da 5 m x 6 m ölçülerinde, beton zeminli ve kabuk tipi su olukları ile donatılmış, kalem başına beş hayvanı barındırabilecek toplu ağıllarda barındırın. Tüm hayvanların aynı yönetim grubuna ait olduğundan (aynı çiftlikte doğup büyüdüğünden) ve aynı besi yeri dönemine tabi tutulduğundan emin olun. NOT: Bu çalışmada, Nellore boğalarının ortalama başlangıç vücut ağırlığı 370.7 kg iken, F1 Angus-Nellore boğalarının ortalama başlangıç vücut ağırlığı 380.8 ± 17 kg idi.</li>
	<li>Besi yeri diyeti<ol><li>Terbiye diyetinin %11,3 kaba yem (Tifton samanı ve şeker kamışı küspesi) ve %88,7 konsantreden (öğütülmüş kuru mısır tanesi, soya fasulyesi unu, mısır ıslak damıtıcı tahılları, kuru mısır glüteni yemi ve mineral çekirdek) içerdiğinden emin olun. Hayvanları 120 gün boyunca besleyin ve diyetleri günde iki kez (10:00 ve 16:00'da) ad libitum yapın.</li>
	</ol></li>
	<li>Katliam<ol><li>Deney süresinin sonunda nihai vücut ağırlığını (BWf) kaydedin. Tüm hayvanları standart denetim prosedürlerine bağlı kalarak yakındaki bir mezbahada işleyin. Kesimden önce, hayvanların hem yemden hem de sudan uzak durarak en az 16 saat oruç tuttuklarından emin olun. NOT: F1 Angus-Nellore boğaları 615.09 ± 57.53 kg nihai vücut ağırlığı sergilerken, Nellore boğaları 545.47 ± 11.45 kg ağırlığa sahipti.</li>
	</ol></li>
	<li>Karkas özelliklerinin değerlendirilmesi<ol><li>Sığır karkaslarını önce tartın ve ardından 48 saat boyunca 2-4 °C'de bir soğutma süresine tabi tutun. Ölçümler, önerildiği gibi 12th/13th kaburga arayüzünde sıcak karkas ağırlığı (HCW), kaburga göz alanı (REA) ve sırt yağı kalınlığını (BFT) içerir13. Küçük bir ızgara (18 cm x 13 cm) ile ızgara yöntemini kullanarak REA'yı belirleyin ve BFT'yi bir kumpas kullanarak milimetre cinsinden ölçün.<ol><li>Her bir karkastaki REA'yı, ortasında bir nokta olacak şekilde 1 cm² karelere bölünmüş ağsı bir ızgara (USDA Verim Derecesi sınıflandırma sisteminde kullanılanla aynı) kullanarak ölçün. Antrikot izleme çevresi içindeki tüm kareleri ve orta noktadan geçen izlemenin konturu boyunca olanları ekleyin.</li>
			<li>BFT'yi değerlendirme bölgesinde 12. / 13. kaburgalar arasında herhangi bir yerde belirli bir konumda ölçün. Bu pozisyonu belirlemek için kaburga gözünün uzunluğunu ölçün; daha sonra, "A" medial sınırından başlayarak, kaburga gözü boyunca yolun dörtte üçü ve "B" nin yarısı boyunca bir nokta belirleyin. Bu noktadan bir kumpas alın ve belirtilen kaburgaya dik açılarda, deri altı yağ ile kas arası yağ arasındaki arayüze alın. Kaliperi arayüz noktasından deri altı yağ çizgisine dik açıyla yerleştirerek deri altı yağını ölçün (Ek Şekil S1).</li>
		</ol></li>
	</ol></li>
	<li>Örnekleme<ol><li> Longissimus thoracis (LT) sol yarım karkastan (12.0 cm'lik etin ± kısmı), kraniyal yönde 11. ve 13. kaburgalar arasında örnekleyin. Laboratuvarda et örneklerini 2,54 cm'lik biftekler halinde porsiyonlara ayırın.</li>
	</ol></li>
	<li>Yaşlandırma<ol><li>Biyolojik oksijen ihtiyacı (BOİ) inkübatöründe 0-2 °C sıcaklıkta 14 günlük bir ıslak yaşlanma döneminden sonra et kalitesi özelliklerini değerlendirin. Et rengi, pH, kas içi yağ, tasfiye kaybı, su tutma kapasitesi, objektif hassasiyet ve pişirme kayıplarının analizi için 2,54 cm kalınlığında biftekler kullanın. Biftekleri yüksek vakum ve düşük oksijen geçirgenliği için plastik torbalarda ayrı ayrı paketleyin ve yaşlanma süresine ulaştıktan sonra analiz zamanına kadar -20 °C'de donmuş halde saklayın. Sığır eti örneklerini 4 °C'de 24 saat çözdürün ve 4 °C'de (çiçeklenme zamanı) 30 dakika oksijene maruz bırakın.</li>
	</ol></li>
</ol>2. Et pH'ı
<ol><li>Etin pH değerini, bir penetrasyon probu ile donatılmış dijital bir pH ölçüm cihazı kullanarak ölçün. 25 °C oda sıcaklığında pH 4.0 ve 7.0 tamponları ile kalibre edin. LT kas örneğinin üç yerinde et pH'ını ölçün. Veri okumalarını manuel olarak kaydedin ve ardından veri sayfasını dışa aktarın; Et pH'ı için üç okumanın ortalamasını hesaplayın.</li>
</ol>3. Kas içi yağ
NOT: Kas içi yağ (IMF) içeriği, yakın kızılötesi (NIR) spektroskopisi14 ve gravimetrik yöntem15 kullanılarak belirlendi.
<ol><li>Bir neşter kullanarak deri altı yağını LT kasından çıkarın. Ardından, yaklaşık 180 g numune içeren bir karıştırıcı kullanarak bifteği 5 dakika öğütün ve homojenize edin. Numuneyi bir kaba yerleştirin, numune haznesinin içine yerleştirin ve numune kabını döndürerek test numunesinin çeşitli bölgelerinin alt taramasını gerçekleştirin; Nihai sonuç için bölgeleri birleştirin.</li>
	<li>Her numune için üç okuma yapın. Homojenizasyondan sonra, numuneleri daha sonraki okuma için plakaya yerleştirin. Cihazı, bölgeyi 850 nm'den 1050 nm'ye kadar tarayan hareketli bir ızgara monokromatör ile NIR iletimine ayarlayın.</li>
	<li>Veri sayfasını dışa aktarın ve ardından IMF için ortalama üç okumayı hesaplayın. Aşağıdaki formülü kullanarak sonuçları yüzde olarak ifade edin: [(IMF ortalama ÷ örnek ağırlığı) × 100].</li>
	<li>LT kas örneklerini (3.0 g) bir kloroform/metanol metanol/kloroform (2:1) çözeltisi ile 2 dakika boyunca homojenize edin ve hidrofilik (üst), katı (orta) ve hidrofobik (alt) fazları ayırmak için santrifüjlemeye (700 × g; 10 dk; 20 °C) tabi tutun.</li>
	<li>Santrifüjleme sonrası elde edilen hidrofobik fazı, hafif emişli bir huni üzerinde bir filtre kağıdı kullanarak süzün. Süzüntüyü (alt faz; kloroformdaki lipitler) lipid fazı olarak etiketlenmiş bir şişeye aktarın ve birkaç dakika beklettikten sonra en az 5 mm süzüntüyü önceden tartılmış bir beher şişesine aktarın. Ardından, kloroform tabakasının hacmini (en az 150 mL) kaydedin ve alkolik tabakayı aspire edin.<ol><li>Taze veya donmuş doku numunesinin 100 g alikotunu 100 mL kloroform ve 200 mL metanol karışımı ile 2 dakika boyunca homojenize edin. Karışıma 100 mL kloroform ekleyin, 30 saniye karıştırın, 100 mL damıtılmış su ekleyin ve 30 saniye daha karıştırın.</li>
		<li>Homojenatı hafif emişli bir huni üzerindeki filtre kağıdından süzün. Çözücünün maksimum geri kazanımını sağlamak için kalıntı kuruduğunda bir beherin alt kısmıyla basınç uygulayın.</li>
		<li>Süzüntüyü 500 mL dereceli bir silindire aktarın ve ayırma ve berraklaştırmaya izin vermek için birkaç dakika bekletin. Kloroform tabakasının hacmini (en az 150 mL) kaydedin ve alkolik tabakayı aspire edin.</li>
		<li>Üst tabakayı tamamen çıkardığınızdan emin olun; Kloroform tabakası saflaştırılmış lipit içerir. Kantitatif lipid ekstraksiyonu için, kalıntı ve filtre kağıdını 100 mL kloroform ile karıştırarak doku kalıntısında sıkışan lipiti geri kazanın.</li>
		<li>Karışımı huniden süzün ve blender sürahisini ve kalıntısını toplam 50 mL kloroform ile durulayın. Alkollü tabakayı çıkarmadan önce bu süzüntüyü orijinal süzüntü ile karıştırın. NOT: Filtreleme genellikle hızlıdır; Çözücünün maksimum geri kazanımını sağlamak için kuru kalıntı üzerine bir beherin alt kısmıyla basınç uygulayın.</li>
	</ol></li>
	<li>Numuneleri bir fırında kurutun, en az 24 saat kurutucuda soğutun, çözücü tamamen buharlaşana kadar 110 °C'de bir fırına koyun, gece boyunca bir kurutucuda daha fazla soğutun ve son olarak tekrar tartın.</li>
	<li>Beherin başlangıç ve son ağırlıkları arasındaki farkı hesaplayarak IMF içeriğini belirleyin.</li>
</ol>4. Et rengi
<ol><li>Cihazı siyah ve beyaz standart bir plaka kullanarak kalibre edin. Beyaz kalibrasyon plakasını plakanın ortasına yakın bir yere yerleştirin. Kalibrasyon yaparken, plakanın ortasına yakın alanı kullanın. Lamba üç kez yanıp söndükten sonra kalibrasyon tamamlanmıştır.</li>
	<li>30 dakika sonra 4 ° C'de (çiçeklenme zamanı) ölçüm yapın. Bağ dokusu ve yağdan dikkatlice kaçınarak LT kas numunesi üzerinde üç farklı yerden renk okumaları elde edin.</li>
	<li>Oda sıcaklığında (20 °C), bu ölçümlerden önerilen şekilde bir ortalama hesaplayın16.</li>
</ol>5. Su kayıpları
<ol><li>Tüm numuneler için temizleme kaybını (PL) değerlendirin. Dondurmadan önceki ilk ağırlık ile dondurma/çözdürme işleminden sonraki son ağırlık arasındaki farkı ölçerek sığır filetosu bölümlerinin PL'sini belirleyin. NOT: Hiç dondurulmamış kontrol sığır filetolarının PL'sini değerlendirmeyin.</li>
	<li>Su tutma kapasitesini (WHC), 1.0 dakika boyunca 10 kg'lık bir basınca maruz kalmadan önce ve sonra bir et numunesinin ağırlık farkıyla (yaklaşık 5 g)ölçün 17.</li>
</ol>6. Objektif et hassasiyeti
NOT: Warner-Bratzler kesme kuvvetinin (WBSF) ölçümü 18,19'da açıklandığı gibi yapılmıştır.
<ol><li>Numuneleri bir cam refraktere bağlı bir ızgaraya yerleştirin ve 71 °C'lik nihai sıcaklığa ulaşana kadar endüstriyel bir elektrikli fırında pişirin. Pişirdikten sonra numuneleri soğutun, tartın ve 4 °C'de 24 saat soğutun.</li>
	<li>Formülü <img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/66764/66764eq01.jpg" style="margin: auto;">kullanarak pişirme kayıplarını (CL) belirleyin.<ol><li>Numuneyi pişirmeden önce ve sonra refrakteri tartarak damlama kaybını belirleyin. Bu amaçla, pişirme sırasında et sularının ve yağın drenajını sağlamak için numuneleri bir cam refrakter üzerine bir ızgara üzerine yerleştirin.</li>
		<li>Pişirmeden önce ve sonra sadece numuneyi tartarak buharlaşma kaybını belirleyin.</li>
		<li>Çiğ ve pişmiş ağırlıkları kaydedin ve DL yüzdesini, pişirmeden sonra damlama ağırlığının çözülmüş et numunesinin ağırlığına bölünmesiyle hesaplayın.</li>
		<li>[100 - (pişirmeden sonraki ağırlık) ÷ ham ağırlık × 100] formülünü kullanarak buharlaşma kaybı yüzdesini (EVP) hesaplayın.</li>
	</ol></li>
	<li>WBSF'nin belirlenmesi için, 3,07 mm Warner-Bratzler Kesme Kuvveti bıçağı ve V şeklinde (60° açılı) kesme kenarı ile donatılmış bir doku analizörü kullanılarak 1,27 cm çapında sekizinci bölüm karotlar.<ol><li>Sonuçları, düşük ve yüksek aşırılıklar hariç tutulduktan sonra, kilogram (kg) cinsinden numune başına ortalama altı değer olarak bildirin19.</li>
	</ol></li>
</ol>7. Biyokimyasal tahlil
NOT: Postmortem proteoliz, Culler ve ark.20 tarafından özetlenen ve Borges ve ark.21 tarafından Bos indicus sığırları için uyarlanan orijinal prosedür izlenerek miyofibril parçalanma indeksi (MFI) tahmin edilerek değerlendirildi.
<ol><li>100 mM potasyum klorür, pH 7'de 20 mM potasyum fosfat, 1 mM etilendiamintetraasetik asit (EDTA), 1 mM magnezyum klorür ve 2 °C'de 1 mM sodyum azid içeren bir tampon çözelti içinde yaklaşık 3 g LT numunesinin (yağdan arındırılmış kas dokusu ve bağ dokusu) parçalarını homojenize edin, ardından santrifüjleme (4 °C'de 15 dakika boyunca 1.000 × g ).<ol><li>Tortuyu bir karıştırma çubuğu kullanarak 10 hacim (h/a) izolasyon ortamında yeniden süspanse edin, ardından 1,000 × g'da 15 dakika boyunca tekrar çökeltin ve süpernatanı boşaltın.</li>
		<li>Tortuyu 2,5 hacim (h/a) izolasyon ortamında yeniden süspanse edin ve bağ dokusunu ve kalıntıları bir polietilen süzgeçten (18 gözenek) geçirerek ayırın. Miyofibrillerin süzgeçten geçmesine izin vermek için ek bir 2,5 hacim (v/w) kullanın.</li>
		<li>Gornall ve ark.22'nin biüret yöntemini kullanarak miyofibrillerin süspansiyonunun protein konsantrasyonunu belirleyin. Miyofibril süspansiyonunun bir alikotunu izolasyon ortamı ile 0.5 ± 0.05 mg / mL'lik bir protein konsantrasyonuna seyreltin.</li>
		<li>Bu süspansiyonun emilimini hemen 540 nm'de ölçün. 540 nm'de spektrofotometri kullanarak MFI'yi belirleyin. Her numune için MFI'yi elde etmek için absorbansı 200 ile çarpın (ve bunu bir ölçüm birimi olmadan bir indeks olarak raporlayın).</li>
	</ol></li>
</ol>8. Moleküler biyoloji deneyi
NOT: Sığır iskelet kasında en bol bulunan protein olan miyozin ağır zincirinin (MyHC) analizi için her iki gruptan LT örnekleri literatürde açıklanan protokole göre işlenmiştir23,24.
<ol><li>Degrade SDS-PAGE jel (%7-10) ve %4 istifleme jeli kullanarak elektroforetik ayırma elde edin. Jele her numuneden 25 μL uygulayın ve 1 saat boyunca 70 V, 28 mA ve 4 ° C'de çalıştırın, ardından 29 saat boyunca 180 V, 12 mA ve 4 ° C'de çalıştırın.</li>
	<li>Çalışmalarda iki farklı tampon kullanın: glisin, Tris(hidroksimetil)aminometan bazı, sodyum dodesil sülfat (SDS) ve damıtılmış su içeren üst jel tamponu, alt jel tamponu ise merkaptoetanol ilavesiyle üst tamponla aynıdır.</li>
	<li>Jelleri Coomassie Blue ile boyayın ve uygun yazılımı kullanarak görüntü yakalayın.</li>
	<li>MyHC izoformlarını (MyHC-I, MyHC-IIa, MyHC-IIx/d) moleküler ağırlıklarına (sırasıyla 223.900, 224.243 ve 223.875 kDa) göre tanımlayın. Uygun yazılımı kullanarak her bir izoforma karşılık gelen bantların dansitometrisi ile yarı kantitatif analiz yapın.</li>
	<li>MyHC izoformlarını sınıflandırmak için pozitif kontroller olarak Sıçan soleus ve Ekstansör digitorum longus (EDL) kasını kullanın ve işlenmiş numunenin 40 μL'sini yüklemek için her jelde bir kuyucuk ayırın.</li>
	<li>Tüm veriler için, aşağıdaki modeli kullanarak F testi ile varyans analizini (ANOVA) gerçekleştirin: Yij = μ + ti + Ɛij burada Yij, j tekrarında tedavi i'ye atıfta bulunan deney biriminin gözlemlenen değeridir; μ, ortalamanın genel etkisidir; t tedavi etkisidir (genetik grup) ve ε deneysel hatadır.</li>
	<li>Student'ın t-testini kullanarak ortalamaları karşılaştırın ve kritik olasılık olarak P değeri < 0.05'i kabul edin.</li>
</ol>

Bos indicus ve melez boğalarda et kalite özelliklerinin değerlendirilmesi 

Yazarların ifşa edecek hiçbir şeyi yok. Fon sağlayıcıların çalışma tasarımı, veri toplama ve analizi, yayınlama kararı veya makalenin hazırlanmasında hiçbir rolü yoktu.

Karkas değerlendirmesi sırasında, tutarlı ve karşılaştırılabilir veriler elde etmek için 48 saatlik bir soğuma periyodunun ardından büyüme ve kalite özelliklerinin doğru bir şekilde ölçülmesi çok önemlidir. İki biyolojik model, diğer çalışmalarda bildirilen bulgularla tutarlı olan, özellikle HCW, REA ve BFT olmak üzere farklı karkas özellikleri sergiledi. Nellore boğalarının ortalama HCW'si, daha az yağ içeriğine sahip hayvan birimi başına daha fazla et üretimine öncelik veren Br...

Brezilya, yaklaşık 220 milyon hayvanla küresel olarak en büyük ticari sığır sürüsüne sahiptir ve yılda 9 milyon metrik tonun üzerinde karkas eşdeğeri üreterek ikinci en büyük et üreticisi olarak yer almaktadır1. Besi sığırı üretim sektörü, toplam yıllık satışları 55 milyar R$'ı aşan ulusal tarım sistemine önemli ölçüde katkıda bulunmaktadır. 2004 yılından bu yana Brezilya, dünya et ticaretinin ~%50'sini temsil eden 180'den fazla ülkeye ihracat yaparak küresel et ticaretinde kilit bir oyuncu olmuştur2.
Et hassasiyeti, tüketici memnuniyetini ve et tüketimini etkileyen en önemli kalite özelliği olarak öne çıkmaktadır3. Araştırmacılar, et hassasiyetini ölçmek için biyokimyasal ve objektif yöntemler kullanarak, hayvan genetiği, işleme teknikleri ve depolama koşulları gibi faktörler hakkında değerli bilgiler sağlamayı ve sonuçta tüketiciler için et ürünlerinin kalitesini ve tutarlılığını artırmayı amaçlıyor. Bu tür bilgiler yararlıdır, çünkü et hassasiyeti, satın alma sırasında tüketici karar vermede artan bir önem kazanmıştır. Ayrıca, et hassasiyet değerlendirmesi, et üretimi ve işleme endüstrilerinde kalite kontrol için değerli bilgiler sağlar. Üreticiler, hassasiyeti sürekli olarak izleyerek et ürünlerinin istenen standartları ve spesifikasyonları karşılamasını sağlayabilir. Bu bağlamda, Brezilyalı besi sığırı üreticileri, sermaye cirosunu artırmak için melez hayvanlarla yoğun besi yeri sistemlerini aşamalı olarak benimsiyor. Bu sistem Brezilya'da yılda üretilen karkasın yaklaşık %10'unu oluşturmaktadır 4,5.
Tüketiciler tarafından et kalitesinin iyileştirilmesine yönelik artan talep, besi sığırı üreticilerini başta Aberdeen Angus6 olmak üzere Avrupa ırklarıyla melezlemeye sevk etti. Bu strateji, saf zebu hayvanlarına kıyasla üstün performans, arzu edilen karkas özellikleri ve gelişmiş et kalitesi ile bilinen F1 Angus-Nellore melezlerini üretmeyi amaçlamaktadır 7,8. Brezilya'nın tropikal bölgelerinde, terbiye çiftliklerinde ileri olgunluğa sahip kısırlaştırılmamış hayvanların (boğalar) kullanılması yaygın bir uygulamadır ve bu da renk, ebru ve hassasiyet gibi et kalitesi özelliklerini potansiyel olarak tehlikeye atar. Özellikle, bir anket, Brezilya besi yerlerinde biten hayvanların %95'inin erkek olduğunu, %73'ünün Nellore olduğunu, ardından %22'sinin melez hayvanlar ve %5'inin diğer genotipleringeldiğini ortaya koymaktadır 9,10.
Et hassasiyetinin altında yatan biyokimyasal mekanizmaları anlamak, et kalitesini artırmak için çok önemlidir. Önemli bir husus, kas liflerinin yapısal bütünlüğünü etkileyen postmortem proteolizdir11. Miyofibril parçalanma indeksi (MFI), miyofibril bozunmasının derecesini ölçen ve etin hassasiyeti hakkında bilgi sağlayan, yaygın olarak kullanılan bir biyokimyasal testtir12. MFI yöntemi, et hassasiyeti ile doğrudan ilişkili olan miyofibriler proteinlerin parçalanmasının ölçülmesini içerir. Bu tahlil, geleneksel et kalitesi değerlendirmelerini tamamlar ve et hassasiyetindeki değişikliklere katkıda bulunan biyokimyasal süreçlerin daha derin bir şekilde anlaşılmasını sağlar.
Bu bağlamda, bu çalışmada Bos indicus ile besi yerinde bitirilen melez (Bos taurus × Bos indicus) boğaların iskelet kası incelenmiş ve et kalite özelliklerindeki farklılıkları açıklamak amaçlanmıştır.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Acetone</td>
			<td>Merk, Darmstadt, Germany</td>
			<td>CAS 67-64-1 | 100014</td>
			<td>solutions used for the electrophoretic separations</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-MYH-1 Antibody</td>
			<td>Merk, Darmstadt, Germany</td>
			<td>MABT846</td>
			<td>Rat soleus</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-Myosin antibody</td>
			<td>Abcam, Massachusetts, United States</td>
			<td>ab37484</td>
			<td>Myosin heavy chain</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-Myosin-2 (MYH2) Antibody</td>
			<td>Merk, Darmstadt, Germany</td>
			<td>MABT840</td>
			<td>Extensor digitorum longus (EDL)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Biological oxygen demand (BOD) incubator</td>
			<td>TECNAL, S&#227;o Paulo, Brazil</td>
			<td>TE-371/240L</td>
			<td>Meat aging</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chloroform; absolute analytical reagent</td>
			<td>Sigma-Aldrich, Missouri, United States</td>
			<td>67-66-3</td>
			<td>Intramuscular fat</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CIELab system</td>
			<td>Konica Minolta Sensing, Tokyo, Japan</td>
			<td>CR-400 colorimeter</td>
			<td>Meat color</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Coomassie Blue</td>
			<td>Sigma-Aldrich, Missouri, United States</td>
			<td>C.I. 42655)</td>
			<td>Myosin heavy chain</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electric oven</td>
			<td>Ven&#226;ncio Aires, Rio Grande do Sul, Brazil</td>
			<td></td>
			<td>Meat tenderness</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol</td>
			<td>Merk, Darmstadt, Germany</td>
			<td>64-17-5</td>
			<td>solutions used for the electrophoretic separations</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethylenediaminetetraacetic acid</td>
			<td>Sigma-Aldrich, Missouri, United States</td>
			<td>60-00-4</td>
			<td>Post-mortem proteolysis</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass flasks</td>
			<td>Sigma-Aldrich, Missouri, United States</td>
			<td></td>
			<td>solutions used for the electrophoretic separations</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glycine</td>
			<td>Sigma-Aldrich, Missouri, United States</td>
			<td>G6761</td>
			<td>Myosin heavy chain</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Infrared spectroscopy - FoodScan</td>
			<td>Foss NIRSystems, Madson, United States</td>
			<td>FoodScan&#8482; 2</td>
			<td>Intramuscular fat</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Magnesium chloride</td>
			<td>Sigma-Aldrich, Missouri, United States</td>
			<td>&#160;7786-30-3</td>
			<td>Post-mortem proteolysis</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mercaptoetanol</td>
			<td>Sigma-Aldrich, Missouri, United States</td>
			<td>M6250</td>
			<td>Myosin heavy chain</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Methanol, absolute analytical reagent</td>
			<td>Sigma-Aldrich, Missouri, United States</td>
			<td>67-56-1</td>
			<td>Intramuscular fat</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pH meter</td>
			<td>LineLab, S&#227;o Paulo, Brazil</td>
			<td>AKLA 71980</td>
			<td>Meat pH</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PlusOne 2-D Quant Kit</td>
			<td>GE Healthcare Product</td>
			<td>Code 80-6483-56</td>
			<td>Post-mortem proteolysis</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polypropylene</td>
			<td>Sigma-Aldrich, Missouri, United States</td>
			<td></td>
			<td>solutions used for the electrophoretic separations</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium chloride</td>
			<td>Sigma-Aldrich, Missouri, United States</td>
			<td>7447-40-7</td>
			<td>Post-mortem proteolysis</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium phosphate</td>
			<td>Sigma-Aldrich, Missouri, United States</td>
			<td>P0662</td>
			<td>Post-mortem proteolysis</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>R software</td>
			<td>Vienna, Austria</td>
			<td>version 3.6.2</td>
			<td>Data analysis</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium azide</td>
			<td>Sigma-Aldrich, Missouri, United States</td>
			<td>26628-22-8</td>
			<td>Post-mortem proteolysis</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium dodecyl sulfate&#160;(SDS)</td>
			<td>Sigma-Aldrich, Missouri, United States</td>
			<td>822050</td>
			<td>Myosin heavy chain</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spectrophotometer</td>
			<td>Perkin Elmer, Shelton, United States</td>
			<td>Perkin Elmer 
			Lambda 25 UV/Vis</td>
			<td>Post-mortem proteolysis</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Statistical Analysis System</td>
			<td>SAS, Cary, North Carolina, United States</td>
			<td>version 9.1,</td>
			<td>Data analysis</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Texture Analyzer</td>
			<td>AMETEK Brookfield, Massachusetts, United 
			States</td>
			<td>CTX</td>
			<td>Meat tenderness</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tris(hydroxymethyl)aminomethane</td>
			<td>Sigma-Aldrich, Missouri, United States</td>
			<td>77-86-1</td>
			<td>Myosin heavy chain</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultrafreezer</td>
			<td>Indrel Scientific, Londrina, Paran&#225;, Brazil.</td>
			<td>INDREL IULT 335 D - LCD</td>
			<td>Sample storage</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultrapure water</td>
			<td colspan="2">Elga PURELAB Ultra Ionic system</td>
			<td>solutions used for the electrophoretic separations</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultra-Turrax high shear mixer</td>
			<td>Marconi &#8211; MA102/E, Piracicaba, S&#227;o Paulo, Brazil</td>
			<td></td>
			<td>Post-mortem proteolysis</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

exploring the longissimus muscle: unraveling its correlation with meat quality in bos indicus and crossbred bulls

Bu çalışma, et kalitesi özelliklerindeki farklılıkları açıklamak için Bos indicus ve melez boğalardaki kas dokusunu araştırdı. Karkas özellikleri, et kalite parametreleri ve miyofibriller proteinlerin biyokimyasal ve moleküler incelemeleri anlatılmıştır. pH, kas içi yağ (IMF), et rengi (L*, a*, b*), su kayıpları, hassasiyet ve moleküler biyoloji testlerini değerlendirme yöntemleri özetlenmiştir. Her bir metot için kalibrasyon, numune hazırlama ve veri analizini detaylandıran özel prosedürler açıklanmaktadır. Bunlar, IMF içeriği için kızılötesi spektroskopi, objektif hassasiyet değerlendirmesi ve MyHC izoformlarının elektroforetik olarak ayrılması gibi teknikleri içerir.
Renk parametreleri, tüketici kararlarını etkileyen çok önemli bir kalite özelliği olan sığır eti hassasiyetini tahmin etmek için potansiyel araçlar olarak vurgulandı. Çalışmada Warner-Bratzler kesme kuvveti (WBSF) yöntemi kullanılmış ve Nellore ve Angus-Nellore için sırasıyla 4.68 ve 4.23 kg değerleri ortaya çıkmıştır (P < 0.01). Toplam pişirme kayıpları ve miyofibril parçalanma indeksi (MFI) dahil olmak üzere biyokimyasal analizler, hassasiyet değişimleri hakkında bilgi sağladı. Kas lifi tipleri, özellikle miyozin ağır zincir (MyHC) izoformları, incelenen Zebu hayvanlarında kayda değer bir MyHC-IIb izoformu yokluğu ile araştırıldı. MyHC-I ile et hassasiyeti arasındaki ilişki, literatürde farklı bulgular ortaya çıkarmış ve bu ilişkinin karmaşıklığını vurgulamıştır. Genel olarak, çalışma, Bos indicus ve melez (Bos taurus × Bos indicus) boğalarda et kalitesini etkileyen faktörler hakkında kapsamlı bilgiler sağlayarak sığır eti endüstrisi için değerli bilgiler sunmaktadır.

Brazil has the largest commercial cattle herd globally, numbering approximately 220 million animals and ranking as the second-largest meat producer, yielding over 9 million metric tons of carcass equivalent annually1. The beef cattle production sector significantly contributes to the national agricultural system, with total annual sales surpassing R$ 55 billion. Since 2004, Brazil has been a key player in the global meat trade, exporting to over 180 countries, which represents ~50% of the world meat trade2.
Meat tenderness stands out as the paramount quality attribute influencing consumer satisfaction and meat consumption3.&#160;By employing biochemical and objective methods to measure meat tenderness, researchers aim to provide valuable insights into factors such as animal genetics, processing techniques, and storage conditions, ultimately enhancing the quality and consistency of meat products for consumers. Such information is useful because meat tenderness has gained increased importance in consumer decision-making during purchases. Moreover, meat tenderness assessment provides valuable information for quality control in meat production and processing industries. By consistently monitoring tenderness, producers can ensure that meat products meet desired standards and specifications. In this context, Brazilian beef cattle producers are progressively embracing intensive feedlot systems with crossbred animals to enhance capital turnover. This system accounts for about 10% tons of carcass produced annually in Brazil4,5.
The escalating demand for improved meat quality by consumers has prompted beef cattle producers to crossbreed with European breeds, primarily Aberdeen Angus6. This strategy aims to produce F1 Angus-Nellore hybrids, known for superior performance, desirable carcass traits, and enhanced meat quality compared to pure zebu animals7,8. In the tropical regions of Brazil, it is common practice to utilize non-castrated animals (bulls) of advanced maturity in finishing farms, potentially compromising meat quality attributes such as color, marbling, and tenderness. Notably, a survey reveals that 95% of animals finished in Brazilian feedlots are males, with 73% being Nellore, followed by 22% crossbred animals and 5% other genotypes9,10.
Understanding the biochemical mechanisms underlying meat tenderness is crucial for improving meat quality. One key aspect is postmortem proteolysis, which affects the structural integrity of muscle fibers11. The myofibril fragmentation index (MFI) is a widely used biochemical assay that quantifies the extent of myofibril degradation, providing insights into the tenderness of meat12. The MFI method involves measuring the fragmentation of myofibrillar proteins, which directly correlates with meat tenderness. This assay complements traditional meat quality assessments and offers a deeper understanding of the biochemical processes that contribute to variations in meat tenderness.
In this context, the present study investigated the skeletal muscle of Bos indicus versus crossbred (Bos taurus &#215; Bos indicus) bulls finished in feedlot, aiming to explain differences in meat quality traits.

Yazar Spotlight: Gelişmiş Biyokimyasal ve Moleküler Tahliller Yoluyla Yem Verimliliği ve Et Kalite Özelliklerine Odaklanarak Besi Sığırlarının Beslenmesini ve Üretimini İyileştirme

Longissimus Kasını Keşfetmek: Bos indicus ve Melez Boğalarda Et Kalitesi ile İlişkisinin Çözülmesi

Our research involves improving beef cattle nutrition and production, with a significant focus on feed efficiency and meat quality traits. Recently, we have investigated several feed efficiency index of cattle. For example, the residual feed intake, to understand their impact on carcass and meat quality traits.We applied biochemical and molecular assays, including proteomics, lipidomics, and metabolomic approach, to investigate beef cattle nutrition strategy, particularly in feedlot diets. Besides, we also aim to explain the difference in meat quality traits between cattle breeds and sex class. The last years, our findings explored the muscle tissue proteome of beef cattle, which allow us to a better understand of our nutritional strategy used in the livestock production systems.Our lab will focus on omic related analytic technologies and bioinformatics to identify proteins related to growth and meat quality traits of livestock species, since they are the main constituents of muscle tissue and also they're responsible for regulation of the main metabolic pathways.

Tablo 1 , bu çalışmada incelenen iki genetik grubun karkas özelliklerini göstermektedir. Özellikle, HCW, REA ve BFT'de farklılıklar (P < 0.01) tespit edildi ve melez hayvanlar daha yüksek değerler sergiledi ve bu da bir heteroz etkisi olduğunu düşündürdü.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td>Değişken¹</td>
			<td>Öğr.</td>
			<td>F1 Angus x Nellore</td>
			<td>SEM</td>
			<td>P değeri</td>
		</...

Et kalitesi özelliklerindeki farklılıkları açıklamak için Bos indicus ve melez boğalardaki iskelet kası dokusunu araştırdık. Warner-Bratzler kesme kuvvetinin (WBSF) 4,7 kg ile 4,2 kg arasında değiştiği bulunmuştur. Miyozin ağır zincir izoformları hayvanlar arasında farklılıklar ortaya çıkardı ve miyofibril parçalanma indeksi, hassasiyet (WBSF) varyasyonları hakkında daha fazla bilgi sağladı.

This study investigated muscle tissue in Bos indicus and crossbred bulls to explain differences in meat quality traits. Carcass traits, meat quality ...

exploring-longissimus-muscle-unraveling-its-correlation-with-meat

Research

JoVE Journal

Biology

Exploring the Longissimus Muscle: Unraveling its Correlation with Meat Quality in Bos indicus and Crossbred Bulls

290 Görüntüleme.  São Paulo State University, Botucatu (São Paulo). Araştırmamız, yem verimliliği ve et kalitesi özelliklerine önemli ölçüde odaklanarak besi sığırlarının beslenmesini ve üretimini iyileştirmeyi içermektedir. Son zamanlarda, sığırların çeşitli yem verimlilik indekslerini araştırdık. Örneğin, karkas ve et kalitesi özellikleri üzerindeki etkilerini anlamak için artık yem alımı.Proteomik, lipidomik ve metabolomik yaklaşım dahil olmak üzere biyokimyasal ve moleküler ana...

Video: Yazar Spotlight: Gelişmiş Biyokimyasal ve Moleküler Tahliller Yoluyla Yem Verimliliği ve Et Kalite Özelliklerine Odaklanarak Besi Sığırlarının Beslenmesini ve Üretimini İyileştirme

This study investigated muscle tissue in Bos indicus and crossbred bulls to explain differences in meat quality traits. Carcass traits, meat quality parameters, and biochemical and molecular investigations of myofibrillar proteins are described. Methods for evaluating pH, intramuscular fat (IMF), meat color (L*, a*, b*), water losses, tenderness, and molecular biology assays have been outlined. Specific procedures detailing calibration, sample preparation, and data analysis for each method are described. These include techniques such as infrared spectroscopy for IMF content, objective tenderness assessment, and electrophoretic separation of MyHC isoforms.
Color parameters were highlighted as potential tools for predicting beef tenderness, a crucial quality trait influencing consumer decisions. The study employed the Warner-Bratzler shear force (WBSF) method, revealing values of 4.68 and 4.23 kg for Nellore and Angus-Nellore (P &#60; 0.01), respectively. Total cooking losses and biochemical analyses, including myofibril fragmentation index (MFI), provided insights into tenderness variations. Muscle fiber types, particularly myosin heavy chain (MyHC) isoforms, were investigated, with a notable absence of MyHC-IIb isoform in the studied Zebu animals. The relationship between MyHC-I and meat tenderness revealed divergent findings in the literature, highlighting the complexity of this association. Overall, the study provides comprehensive insights into the factors influencing meat quality in Bos indicus and crossbred (Bos taurus &#215; Bos indicus) bulls, offering valuable information for the beef industry.

We investigated skeletal muscle tissue in Bos indicus and crossbred bulls to explain differences in meat quality traits. Warner-Bratzler shear force (WBSF) was found to range from 4.7 kg to 4.2 kg. Myosin heavy chain isoforms revealed differences between animals, and myofibril fragmentation index provided further insights into tenderness (WBSF) variations.

Biyoloji

Comprehensive Evaluation of Carcass Traits and Meat Quality Parameters in Beef Cattle

To begin place the longissimus thoracis, or LT muscle, on the working platform. Measure the rib eye area in the 12th and 13th rib interface using a small grid with a dot in the middle. Sum all squares within the rib eye, tracing perimeter, and those along the contour, passing through the middle dot.To measure the back fat thickness, place the caliper at a right angle to the line of the subcutaneous fat from the interface point between the 12th and 13th ribs. Calibrate the pH meter probe with pH-4 and 7 buffers at room temperature. Measure the meat pH at three locations of the longissimus thoracis, or LT muscle.Manually record the data readings, export the data sheet, and calculate the average of the three readings. Homogenize the LT muscle in a methanol chloroform solution for two minutes. Centrifuge the muscle suspension at 700 G for 10 minutes at 20 degrees Celsius to segregate the hydrophilic, solid, and hydrophobic phases.Aspirate the alcoholic layer. Filter the homogenate through filter paper on a funnel with a slight suction. Apply pressure with the bottom of a beaker when the residue becomes dry.Transfer the filtrate to a 500 milliliter graduated cylinder and let it stand for a few minutes. Record the volume of the chloroform layer. Place the sample in an oven at 110 degrees Celsius until complete solvent evaporation.Then, cool the sample in a desiccator overnight. The next day, reweigh the beaker, and determine the intramuscular fat content by calculating the difference between the initial and final weights of the beaker. To calibrate the colorimeter, place the white calibration plate near the middle of the plate.Confirm the calibration once the lamp flashes three times. After 30 minutes of blooming at four degrees Celsius, obtain color readings from three different locations on the LT muscle. Compute the average from three measurements.To determine the purge loss of the beef loin section, measure the variance between the initial weight before freezing, the weight after freezing and thawing, and the final weight. To gauge the water-holding capacity, first, weigh the meat sample before subjecting it to a pressure of 10 kilograms for five minutes. Then, weigh the meat sample again and assess the water holding capacity by calculating the weight differences.Position LT muscles on a grid attached to a glass refractory, place the digital thermometer in the sample, and cook the muscles in an industrial electric oven until reaching a final temperature of 71 degrees Celsius. After cooling, weigh the sample, and refrigerate at four degrees Celsius for 24 hours. Use the given formula to calculate the cooking losses.To determine drip loss, weigh the refractory before cooking the sample. Place the samples on a grid over a glass refractory to allow drainage of meat juices and fat during cooking. After cooking, again, weigh the refractory.Weigh only the sample before and after cooking to determine evaporation loss. After recording raw and cooked weights, calculate the percentage of drip loss as the weight of drip after cooking, divided by the weight of the thawed meat sample. Calculate the evaporation loss percentage using the given formula.For the determination of Warner-Bratzler shear force, section eight cores using a texture analyzer equipped with a Warner-Bratzler blade and V-shaped cutting edge. After excluding the low and high extremes, report the results as the average of six values per sample. Homogenize three grams of LT muscles for 30 seconds in a potassium buffer at two degrees Celsius.Then, centrifuge the sample at 1000 G for 15 minutes at four degrees Celsius, and resuspend the pellet in 10 volumes of isolating medium using a stir rod. Again, centrifuge and resuspend the pellet in 2.5 volumes of isolating medium. Pass the suspension through a polyethylene strainer to separate the connective tissue and debris.Use an additional 2.5 volumes of isolating medium to allow the myofibrils to pass through the strainer. Next, dilute an aliquot of myofibril suspension with an isolating medium. Determine the protein concentration of the suspension of myofibrils using the biuret method.Immediately, measure the absorbance at 540 nanometers. Multiply the absorbance value by 200 to obtain the myofibrillar fragmentation index for each value. Significant differences in hot carcass weight, rib eye area, and back fat thickness were observed with crossbred animals showing higher values, indicating a heterosis effect.Meat quality traits comparisons showed no significant differences in meat pH, purge loss, extractable volume percentage, and cooking loss between Nellore and F1 Angus Nellore bulls. However, crossbred bulls had higher intramuscular fat, yellowness, water holding capacity, and myofibrillar fragmentation index. The meat of Nellore bulls showed reduced tenderness with higher Warner-Bratzular shear force and drip loss, indicating it is tougher than the meat of F1 Angus Nellore bulls.