Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

نقدم بروتوكولا باستخدام محاكي التلاعب بالتوينا لإجراء علاج التوينا "ثلاثي التلاعب وثلاثة نقاط الإبر" للفئران المصابة بانقباض مزمن بسيط وتقييم النقاط الزمنية المسكنة الفعالة للتوينا في غضون 24 ساعة عن طريق اختبار تغيرات الألم من خلال التحليل السلوكي والتغيرات في تعبير العامل الالتهابي باستخدام مقايسة الممتز المناعي المرتبط بالإنزيم.

Abstract

ثبت أن Tuina ، كطريقة علاج خارجية للطب الصيني التقليدي ، لها تأثير مسكن على آلام الأعصاب المحيطية (pNP) في الأبحاث السريرية والأساسية. ومع ذلك ، قد تختلف النقطة الزمنية المثلى للتأثير المسكن للتوينا وفقا لأحاسيس الإصابة المختلفة ، مما يؤثر على استكشاف آلية بدء تسكين التوينا.

استخدم البحث فئران نموذجية لإصابة انقباض مزمنة طفيفة (CCI طفيفة) لمحاكاة pNP واستخدم محاكي معالجة التوينا الذكي لمحاكاة الطرق الثلاث (الضغط على النقاط ، والنتف ، والعجن) وثلاث نقاط وخز (Yinmen BL37 و Chengshan BL57 و Yanglingquan GB34) لأداء علاج tuina. قيمت الدراسة التغيرات في الألم خلال 24 ساعة والنقطة الزمنية المثلى لفعالية تسكين التوينا في الفئران ذات نماذج CCI الثانوية عن طريق اختبار عتبة الحساسية الباردة (CST) وعتبة السحب الميكانيكية (MWT) وزمن انتقال السحب الحراري (TWL). علاوة على ذلك ، قيمت الدراسة تغيرات تعبير IL-10 و TNF-α من خلال اكتشاف إليسا. تظهر النتائج أن tuina له تأثيرات مسكنة فورية ومستدامة. بالنسبة لعتبات حساسية الإصابة الثلاثة المختلفة ل CST و MWT و TWL واثنين من السيتوكينات من IL-10 و TNF-α ، تختلف الفعالية المسكنة للتوينا في غضون 24 ساعة بعد التدخل اختلافا كبيرا في نقاط زمنية مختلفة.

Introduction

يشير ألم الأعصاب المحيطية (pNP) إلى الألم الناجم عن آفة أو مرض في الجهاز العصبي الحسي الجسدي المحيطي ، والذي يتجلى في سلسلة من الأعراض والعلامات ، مع فرط التألم كأحد الأعراض الرئيسية 1,2. فرط التألم هو تجربة متزايدة من الألم الناجم عن محفز ضار ، بما في ذلك وخز الدبوس والبرودة والحرارة3. أجريت دراسات وبائية كبيرة ، والتي تظهر أن pNP هو الأكثر شيوعا ، بمعدل انتشار 6.9٪ -10٪ في آلام الأعصاب4. يمكن أن يحدث pNP بسبب أمراض متعددة ، بما في ذلك إصابة العصب ، والألم العصبي التالي للهربس ، واعتلال الأعصاب السكري المؤلم ، والتصلب المتعدد ، والسكتة الدماغية ، والسرطان ، وما إلى ذلك.5. في الوقت الحاضر ، الطريقة الرئيسية لعلاج pNP هي الدواء ، ولكن التأثير ليس مثاليا. والآثار الجانبية كبيرة وهو السبب الرئيسي في ارتفاع العبء الاقتصادي على الأفراد والمجتمع6.

Tuina هي طريقة علاج خارجية خضراء واقتصادية وآمنة وفعالة للطب الصيني التقليدي7. أثبتت العديد من الدراسات السريرية التأثير المسكن للتوينا على pNP ، وقد تحققت الدراسات الأساسية من الآثار المسكنة الفورية والتراكمية ل tuina 8,9. الآلية المسكنة التراكمية الرئيسية للتوينا هي تقليل مستويات العوامل الالتهابية وتمنع تنشيط الخلايا الدبقية10,11. أكد البحث السابق التأثير المسكن التراكمي للتوينا ووجد جينات معبر عنها بشكل تفاضلي (DEGs) في العقد الجذرية الظهرية (DRG) والقرن الظهري الشوكي (SDH) للفئران المصابة بإصابة العصب الوركي بعد 20 مرة من علاج التوينا ، وتتعلق بشكل أساسي بربط البروتين والاستجابة للضغط والإسقاط العصبي12. في الدراسات الحديثة ، تم التأكيد على أن tuina له تأثير مسكن فوري وأن تدخل tuina مرة واحدة يمكن أن يخفف من فرط التألم لدى فئران CCI الصغيرة ويخفف بشكل خاص من فرط التألم الحراري بشكل أكثر فعالية13. ومع ذلك ، قد تختلف النقطة الزمنية المثلى للتأثير المسكن للتوينا اعتمادا على الإحساس بالإصابة (البرد والحرارة والميكانيكية) ، مما يؤثر على استكشاف آلية بدء تسكين التوينا.

يمكن للوسطاء الالتهابيين توعية وتنشيط مستقبلات الألم ، مما يؤدي إلى انخفاض عتبات التفريغ والتصريفات خارج الرحم ، وبالتالي المساهمة في التحسس المحيطي14,15. بعد إصابة الأعصاب الطرفية ، يعد TNF-α محفزا للاستجابة الالتهابية ، والتي يمكن أن تعزز تخليق العوامل الالتهابية مثل IL-10 و IL-1β ، مما يتسبب في إصابة التهابية مباشرة في الأنسجة ، وتحفيز النهايات العصبية المحلية ، والتسبب في الألم16،17،18. يمكن أن يحقق Tuina تأثيرات مسكنة عن طريق تقليل التعبير عن العوامل الالتهابية مثل TNF-α و IL-10 و IL-6 و IL-1β19،20،21. اختارت الدراسة فئران نموذج CCI ثانوية لمحاكاة pNP السريري واختارت نقاطا زمنية مختلفة للاختبار السلوكي لألم التحفيز البارد والحراري والميكانيكي بعد تدخل tuina مرة واحدة بواسطة عتبة الحساسية الباردة (CST) ، عتبة الانسحاب الميكانيكية (MWT) ، كمون الانسحاب الحراري (TWL) ، واختيار IL-10 و TNF-α في المصل بواسطة مقايسة الممتز المناعي المرتبط بالإنزيم (ELISA) ، من أجل تحديد النقطة الزمنية التي يكون فيها التأثير المسكن للتوينا كبيرا ، مما يوفر أساسا لدراسة آلية بدء تسكين التوينا في المرحلة اللاحقة.

Protocol

وافقت لجنة حماية واستخدامه بجامعة بكين للطب الصيني (BUCM-4-2022082605-3043) على جميع الإجراءات المستخدمة في هذه الدراسة.

1. وتصميم الدراسة

  1. احصل على 49 ذكرا من فأر Sprague-Dawley (SD) يبلغ من العمر 8 أسابيع ، ويزن 200 ± 10 جم.
  2. باستخدام طريقة جدول الأرقام العشوائية ، قسم الفئران إلى مجموعة عملية صورية (n = 7) ، ومجموعة نموذجية (n = 7) ، ومباشرة بعد مجموعة tuina (n = 7) ، 6 h بعد مجموعة tuina (n = 7) ، 12 h بعد مجموعة tuina (n = 7) ، 18 h بعد مجموعة tuina (n = 7) ، و 24 h بعد مجموعة tuina (n = 7).

2. إنشاء نموذج الفئران من CCI الصغرى (الشكل 1)

ملاحظة: كانت طريقة نمذجة CCI الصغرى كما هو موضح في الدراسات السابقة22،23،24.

  1. السماح بالتغذية التكيفية للفئران SD لمدة 7 أيام. دع الجرذ يصوم لمدة 2-3 ساعات قبل النمذجة.
  2. ضع الجرذ في صندوق مملوء ب 3-5٪ إيزوفلوران للتخدير بواسطة آلة التخدير. بعد التخدير ، ضع مرهما للعيون على كلتا العينين لمنع الجفاف.
  3. ثبت الفئران في وضعية الانبطاح على طاولة ، واحلق فرو منطقة مفصل الورك الأيمن ، وقم بتطهير المنطقة باليود (الشكل 1 ب).
  4. تأكيد المستوى الجراحي للتخدير عن طريق قرصة إصبع القدم. قم بعمل شق جلدي يبلغ حوالي 0.5-1 سم على طول اتجاه المشي للعصب الوركي ، وافصل طبقة العضلات بصراحة ، وكشف الحافة السفلية لعضلة الكمثري بالكامل (الشكل 1C).
  5. اربط بشكل فضفاض خياطة معوية من الكروم قابلة للامتصاص (نوع 4-0) حول العصب دون مقاطعة الدورة الدموية للأوعية الخارجية. كشف العصب الوركي لفئران المجموعة الوهمية لمدة 3 دقائق دون ربط (الشكل 1A ، D ، E).
  6. استخدم حقنة بدون إبرة لتطبيق 1 قطرة من محلول كلوريد الصوديوم 0.9٪ على العصب الوركي للمساعدة في إعادة ضبطه. خياطة طبقة تلو الأخرى ، وإعطاء كمية مناسبة من الأدوية المضادة للالتهابات مثل مسحوق أموكسيسيلين ، وخياطة طبقة العضلات مع 1 غرزة ، وخياطة الجلد مع غرزة 2 (الشكل 1F).
    ملاحظة: من الخطوة 2.3 إلى الخطوة 2.6 ، حافظ على تدفق 2٪ -3٪ إيزوفلوران إلى أفواه وأنوف الفئران للحفاظ على التخدير.
  7. حافظ على دفء الفئران وانتظر حتى يستيقظ. إعادة الفئران إلى غرفة التكاثر.

3. تدخل ذكي لمحاكاة التلاعب بالتوينا (الشكل 2)

ملاحظة: بدأ العلاجفي اليوم 7 بعد إنشاء النموذج.

  1. اضبط معلمات الجهاز على قوة تحفيز تبلغ 4 نيوتن ، وتردد تحفيز 60 مرة / دقيقة ، ودرجة حرارة 36 درجة مئوية على واجهة تشغيل الكمبيوتر. ضع الجرذ في مثبت الفئران وكشف موقع نقاط الوخز في الأطراف الخلفية (الشكل 2 أ ، آلة مطورة ذاتيا ، براءة اختراع رقم. ZL 2023 20511277.5)25.
  2. قم بتنشيط الأداة لأداء طرق الضغط على النقاط والنتف والعجن (الجدول 1). انقر فوق نقطة الضغط والنتف والعجن المعروضة على شاشة الكمبيوتر بالتسلسل على نقاط Yinmen (BL37) و Chengshan (BL57) و Yanglingquan (GB34) (الجدول 2) على جانب نموذج فأر مجموعة tuina (الشكل 2B ، C) 26.
    1. بالنسبة لمجموعة tuina ، قم بإجراء تدخل واحد مرة واحدة يوميا لمدة 1 يوم ، بقوة 4 N ، وتردد 60 مرة / دقيقة ، وما مجموعه 9 دقائق لكل نقطة لكل طريقة.
    2. قم بتقييد المجموعات الوهمية والنموذجية لمدة 9 دقائق ، بنفس عدد المرات مثل مجموعة tuina.

4. القياس السلوكي

ملاحظة: بعد التدخل ، تم اختبار عتبة الحساسية الباردة (CST) وعتبة السحب الميكانيكية (MWT) وزمن انتقال السحب الحراري (TWL) في 5 مجموعات فرعية tuina ومجموعة النماذج ومجموعة العمليات الوهمية ، على التوالي. وقت الاختبار للنموذج والمجموعات الوهمية هو نفسه بالنسبة لمجموعة tuina (أي 24 ساعة).

  1. عتبة الحساسية للبرودة (CST)
    1. ضع الجرذ على كاشف ذكي للألم على لوح بارد وساخن بدرجة حرارة سطح تبلغ 4 ± 1 درجة مئوية (انقر فوق START > SET) ، وقم بتغطيته بقفص بلاستيكي شفاف.
    2. راقب الأنشطة الاستكشافية للفئران لمدة 5 دقائق حتى تتأقلم مع القفص البلاستيكي الشفاف.
    3. راقب وسجل عدد مصاعد القدم في الجانب الجراحي للطرف الخلفي خلال ال 5 دقائق التالية.
      ملاحظة: لا يتم تضمين عدد عمليات رفع القدم الناتجة عن التغييرات في نشاط الفئران أو وضعها.
  2. عتبة السحب الميكانيكية (MWT)
    1. ضع الجرذ على السطح السفلي كشبكة (0.5 سم × 0.5 سم) في صندوق اختبار لمدة 15-30 دقيقة قبل الاختبار.
    2. حرك مسبار الألم (نوع EVF 5) إلى مركز المنطقة الأخمصية الخلفية اليمنى للفأر ، وقم بزيادة الضغط خطيا باليد ، وسجل العتبة المعروضة على شاشة الجهاز عندما يرفع الجرذ ويلعق قدميه. قم بالقياس بشكل مستمر 5 مرات ، مع فاصل قياس 10 دقائق لكل منهما.
  3. زمن انتقال السحب الحراري (TWL)
    1. ضع الجرذ في صندوق اختبار بسطح زجاجي سفلي واتركه يتكيف لمدة 15 دقيقة قبل بدء الاختبار.
      ملاحظة: تم الكشف عن الفترة الكامنة لمنعكس القدم الانكماش الحراري باستخدام أداة ألم التحفيز الحراري (نوع PL200).
    2. تعيين المعلمات: الحد الأقصى لوقت الاختبار هو 30 ثانية ، والشدة 50٪. انقر فوق أزرار START والاتجاه.
    3. انقل مسبار الأشعة تحت الحمراء إلى مركز المنطقة الأخمصية الخلفية اليمنى للفأر وابدأ الكشف.
    4. سجل زمن انتقال منعكس تراجع القدم عندما يرفع الجرذ ويلعق قدميه. قم بقياس زمن الوصول بشكل مستمر 5 مرات ، مع فاصل زمني قدره 10 دقائق بين كل قياس.

5. إليسا

  1. تخدير الفئران بجرعة 35 مل / 100 جم من هيدرات الكلور 4٪ للتخدير بالحقن داخل الصفاق بعد الاختبار السلوكي. قطع الجلد والعضلات طوليا على طول منتصف بطن الفئران لفضح أعضائها الداخلية.
  2. استخدم صابورة وحامل إبرة للفصل النقي ، وحدد الشريان الأورطي البطني ، وأخذ دم جديد ، واحتفظ بعينة للاختبار. استخدم أنبوب فصل لفصل المصل. خذ عينة المصل للكشف الفوري ، أو قم بتعبئتها بشكل منفصل وتخزينها في الثلاجة عند -80 درجة مئوية.
    ملاحظة: قبل الانفصال ، اترك عينة الدم تتراكم لمدة 30 دقيقة.
  3. تحضير مصل الفئران لعملية الاختبار وتخزينها في درجة حرارة الغرفة (RT) لمدة 30 دقيقة على الأقل.
  4. قم بإعداد الآبار الفارغة وآبار العينات القياسية للعينة المراد اختبارها. أضف ما مجموعه 50 ميكرولتر من العينات القياسية إلى اللوحة المرتبطة بالإنزيم. أضف 40 ميكرولتر من المادة المخففة أولا ثم أضف 10 ميكرولتر من العينة إلى بئر العينة المراد اختبارها.
    ملاحظة: عند إضافة عينات ، من الضروري إضافتها إلى قاع البئر المسمى بالإنزيم ، مع التأكد من أنها لا تلمس جدار البئر قدر الإمكان ، وتهز بلطف وتخلط جيدا. لا يحتوي البئر الفارغ على عينات أو كواشف موسومة بالإنزيم ، والخطوات الأخرى هي نفسها. التخفيف النهائي للعينة هو 5 مرات.
  5. بعد إغلاق اللوحة بغشاء مانع للتسرب ، ضعها في حاضنة 37 درجة مئوية لمدة 30 دقيقة.
  6. تمييع 30 مرة محلول الغسيل المركز بالماء المقطر ووضعه جانبا.
  7. قم بإزالة فيلم الختم ، واسكب السائل من البئر ، ثم رجه حتى يجف. املأ كل بئر بسائل الغسيل ، واتركه لمدة 30 ثانية ، ثم اسكبه. كرر هذه الخطوة 5 مرات ، وأخيرا ، رجها حتى تجف.
  8. أضف أفيدين الفجل المسمى بيروكسيديز (100 ميكرولتر لكل بئر).
  9. أضف 50 ميكرولتر من مطور الألوان A إلى كل بئر ، ثم أضف 50 ميكرولتر من مطور الألوان B. رجه واخلطه برفق ، وضعه في بيئة 37 درجة مئوية لمدة 10 دقائق في الظلام.
  10. أضف 50 ميكرولتر من محلول التوقف لكل بئر لإنهاء التفاعل.
    ملاحظة: في هذه المرحلة ، سيتحول اللون الأزرق إلى اللون الأصفر.
  11. صفر الآبار الفارغة وقياس الكثافة الضوئية (قيمة OD) لكل بئر بالتسلسل بطول موجي 450 نانومتر.

النتائج

لجنة العلم والتكنولوجيا : بالمقارنة مع المجموعة النموذجية ، انخفض عدد مصاعد القدم في المجموعة 6 ساعات بعد tuina بشكل كبير ، وكان الفرق ذا دلالة إحصائية (P < 0.05). بالمقارنة مع المجموعة الوهمية ، زاد عدد مصاعد القدم في المجموعة النموذجية بشكل كبير ، وكان الفرق ذا د...

Discussion

استخدمت الدراسة نموذج CCI الثانوي لمحاكاة pNP الناجم عن إصابة العصب الوركي السريرية. يتضمن نموذج CCI الثانوي الضغط المستمر والمزمن وضبط النفس لجذع العصب من خلال الربط ، مصحوبا بتورم تدريجي في الرباط ، مما يؤدي إلى وذمة داخل العصب الوركي وتشكيل ألم مزمن مستقر في 3-5 أيام

Disclosures

لم يعلن المؤلفون عن أي تضارب في المصالح ، مالي أو غير ذلك.

Acknowledgements

تلقى المؤلفون تمويلا للبحث والكتابة ونشر هذه الورقة من المؤسسة الوطنية للعلوم الطبيعية في الصين (رقم 82074573 و 82274675) ومؤسسة بكين للعلوم الطبيعية (رقم 7232278).

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Anesthesia machineRuiwode Life Technology Co., Ltd., Shenzhen, ChinaR500Animal respiratory anesthesia related equipment
Chromic intestinal sutureShandong Boda Medical Products Co., Ltd., ChinaBD210903An absorbable surgical suture mainly made from collagen protein processed from the intestines of healthy young goats
Electronic Von Frey instrumentBioseb, USABIO-EVF5An instrument for detecting mechanical withdrawal threshold
Intelligent cold and hot plate pain detectorAnhui Zhenghua Biological Instrument Equipment Co., Ltd,China.ZH-6CAn instrument for detecting cold sensitivity threshold
IsofluraneRuiwode Life Technology Co., Ltd., Shenzhen, ChinaR510-22-10An anesthetic
Multi-function full-wavelength microplate readerMolecular Devices (Shanghai) Co., Ltd.SpectraMax M2An instrument for detecting optical density (OD)
Thermal analgesia deviceChengdu Techman Software Co., Ltd., ChinaPL-200An instrument for detecting thermal withdrawal latency

References

  1. IASP taxonomy. ISAP Available from: https://www.iasp-pain.org/resources/terminology/#.2022 (2022)
  2. Baron, R., Binder, A., Wasner, G. Neuropathic pain: diagnosis, pathophysiological mechanisms, and treatment. Lancet Neurol. 9 (8), 807-819 (2010).
  3. Colloca, L., et al. Neuropathic pain. Nat Rev Dis Primers. 3, 17002 (2017).
  4. Liu, Z., et al. A review on the mechanism of tuina promoting the recovery of peripheral nerve injury. Evid Based Complement Alternat Med. 2021, 6652099 (2021).
  5. Scholz, J., et al. The IASP classification of chronic pain for ICD-11: chronic neuropathic pain. Pain. 160 (1), 53-59 (2019).
  6. Finnerup, N. B., et al. Pharmacotherapy for neuropathic pain in adults: a systematic review and meta-analysis. Lancet Neurol. 14 (2), 162-173 (2015).
  7. Field, T. Massage therapy research review. Complement. Ther Clin Pract. 24, 19-31 (2016).
  8. Gok Metin, Z., et al. Aromatherapy massage for neuropathic pain and quality of life in diabetic patients. J Nurs Scholarsh. 49, 379-388 (2017).
  9. Izgu, N., et al. Effect of aromatherapy massage on chemotherapy-induced peripheral neuropathic pain and fatigue in patients receiving oxaliplatin: An open label quasi-randomized controlled pilot study. Cancer Nurs. 42, 139-147 (2019).
  10. Li, Y., et al. Mild mechanic stimulate on acupoints regulation of CGRP-positive cells and microglia morphology in spinal cord of sciatic nerve injured rats. Front Integr Neurosci. 13, 58 (2019).
  11. Liu, Z. F., et al. Tuina for peripherally-induced neuropathic pain: A review of analgesic mechanism. Front Neurosci. 16, 1096734 (2022).
  12. Lv, T., et al. Using RNA-seq to explore the repair mechanism of the three methods and three-acupoint technique on DRGs in sciatic nerve injured rats. Pain Res Manag. 2020, 7531409 (2020).
  13. Xing, F., et al. MZF1 in the dorsal root ganglia contributes to the development and maintenance of neuropathic pain via regulation of TRPV1. Neural Plast. 2019, 2782417 (2019).
  14. Cohen, S. P., Mao, J. Neuropathic pain: mechanisms and their clinical implications. BMJ. 348, 7656 (2014).
  15. Tao, Y., et al. Effect of Bo'fa method on the expression of IL-1β in peripheral serum and 5-HT2A in spinal cord of CCI model rats. Global Traditional Chinese Medicine. 10, 905-909 (2017).
  16. Yang, J., et al. Study on curative effect of Duhuo Jisheng decoction combined with Tuina in patients with lumbar disc herniation and changes of TXB2, TNF-α and IL-1β. Chin Arch Tradit Chin Med. 38, 44-46 (2020).
  17. Yao, C., et al. Effects of acupressure at 'Shenshu' (BL 23)on lumbar intervertebral disc degeneration and related pain in aging rats. Chin J Tradit Chin Med Pharm. 37, 4360-4365 (2022).
  18. Wang, H., et al. Exploring the mechanism of immediate analgesic effect of 1-time tuina intervention in minor chronic constriction injury rats using RNA-seq. Front Neurosci. 16, 1007432 (2022).
  19. Yao, C., et al. Exploring the mechanism of tuina-induced central analgesia in rats with lumbar disc herniation based on the p38MAPK signaling pathway. Chin J Tradit Chin Med Pharm. 38 (07), 3348-3352 (2023).
  20. Li, P. Study on the effects of modified Chuanqianghuo Decoction combined with tuina and physiotherapy on shoulder joint function and inflammation in patients with shoulder joint pain. New Chinese Medicine. 54 (13), 93-97 (2022).
  21. Ding, C., et al. Clinical efficacy of acupuncture and moxibustion, tuina and external application of traditional Chinese medicine on lumbar disc herniation and serum TXB2, IL-1β, Comparison of IL-10 levels. Advances in Modern Biomedicine. 21 (14), 2730-2734 (2021).
  22. Bennett, G. J., Xie, Y. K. A peripheral mononeuropathy in rat that produces disorders of pain sensation like those seen in man. Pain. 33, 87-107 (1988).
  23. Grace, P. M., et al. A novel animal model of graded neuropathic pain: Utility to investigate mechanisms of population heterogeneity. J Neurosci Methods. 193, 47-53 (2010).
  24. Wang, H., et al. Comparison of the characteristics of minor and classic CCI models. J Chin J Comp Med. 32 (10), 1-7 (2022).
  25. Zhang, Y., et al. . An intelligent massage and tuina technique simulator. , (2023).
  26. . Effects of three methods and three points stimulation on sensory function in rats with sciatic nerve injury Available from: https://kns.cnki.net (2017)
  27. Grace, P. M., et al. Adoptive transfer of peripheral immune cells potentiates allodynia in a graded chronic constriction injury model of neuropathic pain. Brain Behav Immun. 25 (3), 503-513 (2011).
  28. MacDonald, D. I., et al. Silent cold-sensing neurons contribute to cold allodynia in neuropathic. Brain. 144 (6), 1711-1726 (2021).
  29. Pan, F., et al. Chinese tuina downregulates the elevated levels of tissue plasminogen activator in sciatic nerve injured Sprague-Dawley rats. Chinese J Integr Med. 23 (8), 617-624 (2017).
  30. Lv, T., et al. An investigation into the rehabilitative mechanism of tuina in the treatment of sciatic nerve injury. Evid Based Complement Alternat Med. 2020, 5859298 (2020).
  31. Lv, T., et al. Applying RNA sequencing technology to explore repair mechanism of Tuina on gastrocnemius muscle in sciatic nerve injury rats. Chin Med J. 135 (19), 2378-2379 (2022).
  32. Ruan, Y., et al. An effective and concise device for detecting cold allodynia in mice. Sci Rep. 8 (1), 14002 (2018).
  33. Kim, S. O., Kim, H. J. Berberine ameliorates cold and mechanical allodynia in a rat model of diabetic neuropathy. J Med Food. 16 (6), 511-517 (2013).
  34. Deuis, J. R., Dvorakova, L. S., Vetter, I. Methods used to evaluate pain behaviors in rodents. Front Mol Neurosci. 10, 284 (2017).
  35. Ruscheweyh, R., et al. Long-term potentiation in spinal nociceptive pathways as a novel target for pain therapy. Mol Pain. 7, 20 (2011).
  36. Hargreaves, K., et al. A new and sensitive method for measuring thermal nociception in cutaneous hyperalgesia. Pain. 32 (1), 77-88 (1988).
  37. Cheah, M., et al. Assesment of thermal pain sensation in rats and mice using the hargreaves test. Bio Protoc. 7 (16), 2506 (2017).
  38. Challa, S. R. Surgical animal models of neuropathic pain: pros and cons. Int J Neurosci. 125 (3), 170-174 (2015).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

Tuina IL 10 TNF

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved