الفحص غير الجراحي لتحديد حركية التخليق الحيوي للكلوروفيل خلال المراحل المبكرة من إزالة التخليق من أرابيدوبسيس

Veronika Balakhonova; Nadiia Pushkarova; Jan Skalak; Tereza Dobisova; Zuzana Benedikty; Klara Panzarova; Martin Trtilek; Jan Hejátko

doi:10.3791/66087

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

Summary

هنا ، نصف أداة متقدمة مصممة لمراقبة التخليق الحيوي للكلوروفيل خلال المراحل المبكرة من إزالة الشتلات من أرابيدوبسيس . توفر المنهجية الجديدة تصويرا غير جراحي مضان الكلوروفيل في الوقت الفعلي بدقة مكانية وزمانية عالية.

Abstract

التخليق الحيوي للكلوروفيل هو السمة المميزة لإزالة الاتساق ، وهي واحدة من أكثر المراحل دراماتيكية في دورة حياة النبات. يتم تشغيل عملية التخليق الحيوي للكلوروفيل التي يتم التحكم فيها بإحكام وديناميكية للغاية أثناء التحول من الظلام إلى الضوء في النباتات المزهرة. في الوقت الذي تتعرض فيه الشتلات المعزولة للآثار الأولى لأشعة الشمس ، يتم التحويل السريع (بترتيب ثوان) للبروتوكلوروفيليد إلى الكلوروفيليد بواسطة مجمعات بروتينية فريدة تقبل الضوء ، مما يؤدي عبر خطوات التمثيل الغذائي اللاحقة إلى إنتاج الكلوروفيل الذي يعمل بكامل طاقته. تشمل التقنيات القياسية لتحليل محتوى الكلوروفيل استخراج الصباغ من الأنسجة النباتية المنفصلة ، والتي لا تنطبق على دراسة مثل هذه العمليات السريعة. للتحقيق في حركية الكلوروفيل في الجسم الحي بدقة عالية ودقة مكانية زمانية في الساعات الأولى بعد إزالة العدوى المستحثة بالضوء ، تم تطوير أداة وبروتوكول. نقدم هنا إجراء مفصلا مصمما للقياس الكمي القوي إحصائيا للكلوروفيل في المراحل المبكرة من إزالة الأرابيدوبسيس .

Introduction

يمثل إزالة الاتباع المرحلة الأكثر دراماتيكية في دورة حياة النبات ، والتي تتميز بعدد من التغيرات المورفولوجية وإعادة الترتيب الكامل لعملية التمثيل الغذائي للنبات (من غير متجانس إلى استواء ذاتي)¹. التخليق الحيوي للكلوروفيل هو السمة المميزة لإزالة التلوث الناجم عن الضوء في النباتات وعملية ديناميكية للغاية. يجب تنسيق تكوين الكلوروفيل من السلائف الأولية المنتجة بشكل داكن لتجنب الضرر الناجم عن المنتجات الثانوية التفاعلية². يتم تحفيز اختزال البروتوكلوروفيليد إلى الكلوروفيليد بواسطة مؤكسدات البروتوكلوروفيليد المعتمدة على الضوء (PORs) ، وهي إنزيمات فريدة يتم تنشيطها مباشرة بواسطة الضوء. التفاعل سريع جدا ، يحدث بترتيب ms إلى s³ ، مما يؤدي إلى تراكم الكلوروفيل بشكل ملحوظ في غضون دقائق بعد تشعيع الشتلات⁴^،⁵^،⁶. مطلوب مزيد من الوقت (من ساعات إلى أيام) للتكوين الحيوي للبلاستيدات الخضراء لإنشاء جهاز التمثيل الضوئي يعمل بكامل طاقته³.

توجد طرق مختلفة لتحليل محتوى الكلوروفيل ، بما في ذلك الكروماتوغرافيا السائلة عالية الأداء (HPLC) أو القياس الطيفي. عادة ، تتطلب هذه التقنيات تدمير الأنسجة النباتية⁴^،⁵^،⁶ ، مما يقيد تحديد التغيرات في مستويات الكلوروفيل بمرور الوقت. قد تفتح الطرق التي تسمح بإنشاء حركية الكلوروفيل غير الغازية منظورا جديدا تماما لدراسة النباتات في جوانب متنوعة تتراوح من أسئلة البحث الأساسية ، مثل تحليل عملية تخليق الكلوروفيل في الزمان والمكان ، إلى تطبيقات أكثر عملية ، مثل تقييم تحمل الإجهاد أو تأثير المنشطات الحيوية على حركية الكلوروفيل. بالنظر إلى ذلك ، قدمنا نظاما لمراقبة تكوين الكلوروفيل ، iReenCAM⁷. وهو يشتمل على كاميرا CCD ، ومرشحات الانبعاثات ، ومصادر الضوء ، وخط أنابيب لتحليل التألق الآلي (الشكل 1). الميزة الرئيسية للجهاز المطور هي الدقة المكانية والزمانية العالية ، والتفوق في المعلمات المستخدمة في الأساليب الحالية ، والحساسية والنوعية الكافية عند مقارنتها بالطرق التحليلية القياسية⁷.

يتطلب الإجراء غير الجراحي الموصوف هنا الحد الأدنى من الكواشف ويتضمن خطوات بسيطة ، مما يسمح بالحصول على ملف حركي الكلوروفيل في شتلات أرابيدوبسيس الحية خلال المراحل المبكرة جدا من إزالة الالتهاب. يمكن أن يكون البروتوكول مفيدا لدراسة العملية الديناميكية للغاية لتخليق الكلوروفيل المتأثرة بعدد من العوامل ، سواء الخارجية (الملح ، الجفاف ، المنشطات الحيوية ، المعادن الثقيلة ، إلخ) والداخلية (المرتبطة عادة بالتغيرات في نشاط الجينات) في الأصل دون الحاجة إلى فصل أي نسيج نباتي ، وبالتالي تجنب الإجهاد الإضافي.

Protocol

1. إعداد المتوسطة

تحضير وسط الزراعة عن طريق خلط 0.75 جم من عامل التبلور مع 50 مل من الماء منزوع الأيونات المعقم في زجاجة زجاجية لتحقيق تركيز 1.5٪ (وزن / حجم) للوحة بتري واحدة (120 × 120 × 17 مم). هز الخليط برفق ثم سخنه في الميكروويف حتى الغليان لإذابة عامل التبلور (يصبح المحلول واضحا).
اترك الوسط يبرد إلى 58-60 درجة مئوية قبل المتابعة إلى الخطوات التالية. يجب تنفيذ جميع الخطوات اللاحقة في ظل ظروف معقمة داخل غطاء التدفق الصفحي لمنع التلوث.
استخدم ألواح بتري ذات الحواف الضيقة للضوء لتجنب انعكاس الضوء الأكتيني المفرط والتألق الذاتي العالي للخلفية أثناء القياسات. لهذا ، ضع شريطا لاصقا أسود (أو أي وسيلة أخرى متاحة) لتغطية جميع جوانب لوحة بتري الفارغة (الشكل 2).
قم بإجراء تعقيم اللوحة (اللوحات) بعد تطبيق الشريط عن طريق التشعيع باستخدام مصباح الأشعة فوق البنفسجية المبيد للجراثيم لمدة 20-30 دقيقة.
إذا كانت التجربة تتضمن معالجة كيميائية (أي الضغوطات اللاأحيائية / الحيوية ، والهرمونات النباتية و / أو منظمات النمو ، وما إلى ذلك) ، أضف الكمية المناسبة من المادة الكيميائية المقابلة مباشرة إلى الوسط. كن على دراية بالاستقرار الكيميائي المختار الذي يتم إضافته إلى الوسائط (على سبيل المثال ، إذا كانت المادة الكيميائية غير قابلة للحرارة ، فقم بإضافتها إلى الوسط عندما يتم تبريدها مباشرة قبل صبها في اللوحة). امزج الوسط جيدا عن طريق الهز لضمان التوزيع المتساوي للمادة الكيميائية.
تجنب إضاءة الألواح للأشعة فوق البنفسجية بعد سكب الوسائط (قد يؤدي إلى إنتاج الأكسجين الجذري الذي قد يتداخل مع التجربة).
صب الوسط المحضر في لوحة (لوحات) بتري المربعة واترك الوسط يتجمد في درجة حرارة الغرفة.

2. تعقيم سطح البذور وظروف نمو النبات

احصل على الكمية المطلوبة من بذور Arabidopsis thaliana Col-0 من مخزون الساق (10-20 مجم) وأضفه إلى أنبوب طرد مركزي دقيق سعة 2 مل.
ملاحظة: لا توجد تعديلات محددة ضرورية أثناء العمل مع خطوط أرابيدوبسيس المختلفة (النمط البيئي / خطوط الطافرة). يجب إجراء مراجعة لشبكة النشر وخطوات القياس للأنواع النباتية الأخرى مع مراعاة الاختلاف في حجم البذور ومعدل الإنبات وحجم الشتلات.
تعقيم بذور أرابيدوبسيس السطحية بإضافة 70٪ إيثانول إلى الأنبوب لمدة 2 دقيقة. هز الأنابيب برفق أثناء التعقيم.
قم بإزالة الإيثانول عن طريق السحب بعناية ، مع الحرص على عدم فقد أي بذور. اغسل البذور بإضافة الماء المعقم إلى الأنبوب لمدة 5 دقائق لإزالة أي إيثانول متبقي (هز الأنابيب برفق أثناء فترة الغسيل).
دع البذور تتسرب إلى قاع الأنبوب عن طريق الجاذبية ، وقم بإزالة الماء المتبقي.
اشطف البذور مرة أخرى 2x بالماء المعقم كما هو موضح في الخطوة 2.3 للتأكد من خلوها من أي سمات الإيثانول. دع البذور تتسرب إلى قاع الأنبوب عن طريق الجاذبية ، وقم بإزالة الماء المتبقي.
أضف كمية متساوية من الماء المعقم إلى الأنبوب الذي يحتوي على البذور لإنشاء تعليق ماء البذور.
استخدم شبكة بذر لتوزيع معلق ماء البذور بالتساوي للنمط الوراثي المعطى على المناطق المختارة من الصفيحة المتوسطة (الشكل 2 والشكل التكميلي 1). توزيع البذور (حوالي 30-40) على التوالي في كل منطقة باستخدام طرف ماصة واسعة.
اترك الماء يجف في مناطق البذور لمدة 30 دقيقة تقريبا ، مع إبقاء اللوحة (الأطباق) مفتوحة في غطاء تدفق رقائقي لمنع التلوث. أغلق اللوحة بشريط micropore ولفها بورق الألمنيوم.
قم بتقسيم البذور إلى طبقات لمدة 3 أيام عند 4 درجات مئوية في الظلام (اعتمادا على النمط البيئي المستخدم) للتغلب على سكون البذور و / أو لتعزيز الإنبات المنتظم.
انقل اللوحة ذات البذور الطبقية إلى الضوء الأبيض (150 ميكرومول / م² / ثانية) لمدة 1 ساعة للحث على الإنبات (قم بفك ورق القصدير فقط للمعالجة بالضوء).
بعد المعالجة بالضوء ، لف الطبق بورق الألمنيوم لحماية البذور من الضوء ووضعها في وضع عمودي في غرفة النمو وزرعها لمدة 4 أيام في الظلام عند 21 درجة مئوية.

3. قياس وتحليل مضان الكلوروفيل

قم بتشغيل نظام iReenCAM وتأكد من أن النظام جاهز ومهيأ بشكل صحيح في برنامج خادم PS الذي يتم تشغيله تلقائيا (على سبيل المثال ، إذا كانت هناك مساحة تخزين كافية لبيانات التجربة ، إذا كانت الكاميرا الفلورية متصلة بجهاز الكمبيوتر ، وما إلى ذلك).
قم بتنشيط برنامج المجدول لإنشاء الخطة التجريبية للقياس بالنقر فوق التجارب > تجربة جديدة. أدخل اسما وصفيا للتجربة واملأ التفاصيل (الوصف).
اضبط الإجراءات المطلوبة للتجربة بالنقر فوق إضافة إجراء سيؤدي إلى جدول الإجراءات التجريبية.
ملاحظة: تعني كلمة إجراء هنا إجراء تجربة كاملة (أي بما في ذلك جميع الخطوات اللازمة لإجراء قياس لوحة واحدة).
حدد شروط قياس جولة واحدة (أي طول فترة الضوء / الظلام).
بالنقر فوق إنشاء قائمة ، حدد الفترات الزمنية بين جولات القياس. اختر الوقت الذي ستبدأ فيه الجولة وتنتهي (4 ساعات في المجموع) والفترات الفاصلة بين الجولات (في الإعداد الحالي جولة واحدة كل 2 دقيقة).
انقر فوق إنشاء وتأكد من صحة الإطار الزمني والفترات الزمنية بين نبضات الضوء عن طريق التحقق من القائمة التي تم إنشاؤها على الجانب الأيسر من الشاشة.
اختر بروتوكول القياس (الشكل التكميلي 2). احفظ جميع التعديلات على قاعدة البيانات للرجوع إليها في المستقبل.
قبل بدء القياس مباشرة ، استخدم ضوءا أخضر منخفض الكثافة (انظر جدول المواد) داخل الغرفة المظلمة واضبط مستوى الرف داخل غرفة القياس أو قم بإجراء خطوات تحضيرية أخرى قبل إزالة الرقاقة من لوحة بتري. ثم أطفئ الضوء وانقل الألواح إلى غرفة القياس في الظلام الدامس.
قم بإزالة ورق الألمنيوم الذي يغطي صفيحة بتري التي تحتوي على الشتلات البالغة من العمر 4 أيام بعناية. ضع لوحة بتري أفقيا داخل غرفة قياس الجهاز. داخل الغرفة ، قم بتحفيز نبضات الضوء الأكتيني ، وقم بإجراء التصوير وفقا لخطة التجربة (الإجراءات) المحددة في الخطوات 3.1-3.7.
ملاحظة: من الأهمية بمكان تجنب أي إضاءة للألواح بالشتلات المعزولة قبل وضعها في غرفة القياس. يجب إجراء التلاعب باللوحة مع الشتلات etiolated في الغرفة / الغرفة المظلمة (لإعداد تجريبي محتمل ، انظر الشكل التكميلي 3).

4. استخراج البيانات وتحليلها

بعد الانتهاء من القياس ، افتح التجربة المقابلة في برنامج المحلل.
لتحليل مضان الشتلات ، قم بإنشاء نوعين من الأقنعة - قناع خشن (صينية) يغطي المنطقة التي توجد بها الشتلات ، وقناع (نبات) دقيق يغطي فقط الأنسجة ذات الأهمية (عادة النبتات).
قم بإنشاء قناع صينية بالنقر فوق خيار إنشاء نوع درج جديد . قم بتعيين أسماء النمط الجيني المناسبة للمناطق المعنية على صورة اللوحة.
لتعيين النمط الجيني ، اختر رقم صورة في Round ثم انقر فوق تحميل الصورة في الجزء العلوي من الشاشة. سيتم عرض صورة اللوحة على الشاشة. بالنقر فوق أي من مجموعة الأزرار التي تمثل أدوات رسم أشكال مختلفة (الشكل التكميلي 4) ، أدخل وضع الشكل الجديد الذي يسمح برسم منطقة الاهتمام على صورة اللوحة. اختر المناطق الضرورية (على سبيل المثال ، الأنماط الجينية المختلفة على اللوحة) وقدم تسميتها المناسبة.
انقر فوق Esc للخروج من وضع الشكل. احفظ قناع الدرج الذي تم إنشاؤه (بعد توفير اسم له) بالنقر فوق تخزين نوع الدرج.
ارجع خطوة إلى الوراء وقم بتطبيق القناع الذي تم إنشاؤه في الخطوات السابقة عن طريق تحديد اسمه من خيار التغيير حسب نوع الدرج .
لإنشاء قناع نباتي بدقة عالية ، استخدم الصورة التي تم الحصول عليها بعد 180 دقيقة من القياس (الجولة 91) لتعيين الحد الأدنى لقيمة العتبة لشدة إشارة التألق ، مما يتيح طرح ضوضاء الخلفية. لهذا ، قم بإزالة العلامة من العتبة التلقائية وقم بتعيين عتبة يدوية عند 0 (الشكل التكميلي 4).
انقر معاينة للتأكد من أن قناع الدرج يغطي كل المساحات الضرورية (الأنماط الجينية) على صورة اللوحة. لهذا اختر الجولة 91 وانقر فوق تحديث المعاينة.
أدخل قائمة التشغيل بالنقر فوق تشغيل. قم بتشغيل التحليل حصريا للجولة 91 عن طريق وضع علامة فقط على الجولة 91. ثم اختر مسار الإخراج وانقر فوق بدء التحليل.
بعد الانتهاء من التحليل ، سيتم فتح قائمة "إنهاء" تلقائيا. اختر الجولة المنفذة (ستكون الوحيدة) من التجارب وانقر فوق تبديل المحلل إلى البيانات المحللة لتصدير البيانات لهذه النقطة الزمنية المحددة (الجولة 91).
قم باستخراج ملف .xsel من الأرشيف المصدر ، حيث يحتوي هذا الملف على معلومات قناع النبات الأساسية بالنقر فوق رمز فتح جزء التصدير .
أعد فتح التجربة بالنقر فوق رمز فتح جزء التحليل المحلي . أدخل قائمة Mask Builder مرة أخرى ، وانقر فوق تحميل الصورة ، واختر الجولة 1 ثم تحميل من ملف في الزاوية اليمنى العليا من الشاشة وقم بتحميل ملف .xsel المستخرج مسبقا. سيتم عرض صورة اللوحة مع تطبيق قناع الدرج.
احفظ القناع بالنقر فوق تخزين نوع الدرج وقم بتطبيقه عن طريق تحديد اسمه في خيار التغيير حسب نوع الدرج .
قم بإنشاء قناع النبات عن طريق ضبط عتبة شدة الإشارة الفلورية. قم بزيادة قيمة العتبة اليدوية حتى يتناسب القناع الذي تم إنشاؤه في قائمة المعاينة تماما مع عائد الاستثمار (على سبيل المثال ، الفلقة) في كل من الأنماط الجينية (الشكل التكميلي 4). تحقق مما إذا كان القناع مناسبا لجميع جولات القياسات عن طريق التمرير خلال الجولات (يجب أن يكون التحقق من موضع القناع المناسب في الجولة 1 و 61 و 121 كافيا) في قائمة المعاينة .
إجراء التحليل لجميع جولات القياس وتصدير البيانات.
ملاحظة: يتضمن ملف المخرجات قيم مضان الكلوروفيل لنمط وراثي معين لكل نقطة زمنية، مما يمكن من بناء مخططات الاختيار وتسهيل إجراء مزيد من التقييم الإحصائي.

النتائج

يظهر في الشكل 3 الناتج النموذجي الذي تم الحصول عليه باستخدام الإجراء المطور حديثا في شتلات أرابيدوبسيس منزوعة الرتبة من النوع البري (WT) عمرها 4 أيام ، النمط البيئي Columbia-0 (Col-0). في ظل ظروف التحكم (وسائط MS المكملة ب DMSO) ، يبدأ منحنى التخليق الحيوي للكلوروفيل بانفجار أولي لت?...

Discussion

الخطوات الحاسمة للبروتوكول واستكشاف الأخطاء وإصلاحها - لا يوجد ضوء والعناية بالقناع
كما هو موضح مباشرة في وصف البروتوكول أعلاه ، فإن تجنب حتى الكميات الضئيلة من الضوء سواء أثناء زراعة شتلات النباتات etiolated أو قبل بدء البروتوكول مباشرة له أهمية^{حاسمة 11}. في إعدادنا ، ن...

Disclosures

Z.B. و K.P. موظفان في PSI ومارتن ترتيليك هو الرئيس التنفيذي ومالك شركة PSI المنتجة ل iReenCAM. شارك جميع هؤلاء المؤلفين في تطوير الصك كما هو موضح سابقا⁷.

Acknowledgements

تم دعم هذا العمل من الصندوق الأوروبي للتنمية الإقليمية - مشروع SINGING PLANT (No. CZ.02.1.01/0.0/0.0/16_026/0008446). حصل هذا المشروع على تمويل من خلال مشروع MSCA4Ukraine (ID 1233580) ، الذي يموله الاتحاد الأوروبي. نحن ممتنون للينكا سوشوركوفا على التصميم الرسومي للشكل 1.

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
6-benzylaminopurine	Duchefa Biochemie	B0904.0001
Aluminum foil	Merck	Z691577
Arabidopsis thaliana Col-0 seeds	NASC collection	N1092
Cultivation chamber	PSI		custom made
Dimethilsulfoxid	Thermo Fisher Scientific	042780.AK
Eppendorf single-channeled, variable (100-1000 μL)	Merck	EP3123000063
Gelrite	Duchefa Biochemie	G1101
iReenCAM device	PSI		custom made/prototype
Laboratory bottles, with caps (Duran), 100mL	Merck	Z305170-10EA
Laminar-flow box	UniGreenScheme	ITEM-31156
Linerless Rubber Splicing Tape, 19 mm width, black, Scotch	3M Science. Applied to Life	7000006085
Microcentrifuge tube, 2 mL with lid, PPT, BRAND	Merck	BR780546-500EA
Micropore tape	3M Science. Applied to Life	7100225115
Osram lumilux green l18w/66	Ovalamp	200008833
Petri plates - Greiner dishes, square, 120 x 120 x17mm, vented	Merck	Z617679-240EA
Pipet tips, 1000 μL, Axygen	Merck	AXYT1000B
The Plant Screen Data Analyzer software	PSI		delivered as a part of the iReenCAM

References

Arsovski, A. A., Galstyan, A., Guseman, J. M., Nemhauser, J. L. Photomorphogenesis. Arabidopsis Book. 10, e0147 (2012).
Reinbothe, S., Reinbothe, C., Apel, K., Lebedev, N. Evolution of chlorophyll biosynthesis--the challenge to survive photooxidation. Cell. 86 (5), 703-705 (1996).
Heyes, D. J., et al. Photocatalysis as the 'master switch' of photomorphogenesis in early plant development. Nat Plants. 7 (3), 268-276 (2021).
Hu, X. Y., Tanaka, A., Tanaka, R. Simple extraction methods that prevent the artifactual conversion of chlorophyll to chlorophyllide during pigment isolation from leaf samples. Plant Methods. 9 (1), 19 (2013).
Chazaux, M., Schiphorst, C., Lazzari, G., Caffarri, S. Precise estimation of chlorophyll a, b and carotenoid content by deconvolution of the absorption spectrum and new simultaneous equations for chl determination. Plant J. 109 (6), 1630-1648 (2022).
Marr, I. L., Suryana, N., Lukulay, P., Marr, M. I. Determination of chlorophyll-a and chlorophyll-b by simultaneous multicomponent spectrophotometry. Fresenius J Anal Chem. 352 (5), 456-460 (1995).
Balakhonova, V., et al. Ireencam: Automated imaging system for kinetic analysis of photosynthetic pigment biosynthesis at high spatiotemporal resolution during early deetiolation. Front Plant Sci. 14, 1093292 (2023).
Virgin, H. I., Kahn, A., Vonwettstein, D. The physiology of chlorophyll formation in relation to structural changes in chloroplasts. Photochem Photobiol. 2 (2), 83-91 (1963).
Reinbothe, C., et al. Chlorophyll biosynthesis: Spotlight on protochlorophyllide reduction. Trends Plant Sci. 15 (11), 614-624 (2010).
Kobayashi, K., Masuda, T. Transcriptional regulation of tetrapyrrole biosynthesis in arabidopsis thaliana. Front Plant Sci. 7, 1811 (2016).
Wang, Y., Folta, K. M. Contributions of green light to plant growth and development. Am J Bot. 100 (1), 70-78 (2013).
Brzezowski, P., Richter, A. S., Grimm, B. Regulation and function of tetrapyrrole biosynthesis in plants and algae. Biochim Biophys Acta. 1847 (9), 968-985 (2015).
Pipitone, R., et al. A multifaceted analysis reveals two distinct phases of chloroplast biogenesis during de-etiolation in arabidopsis. eLife. 10, e62709 (2021).
Stirbet, A. G. On the relation between the kautsky effect (chlorophyll a fluorescence induction) and photosystem ii: Basics and applications of the ojip fluorescence transient. J Photochem Photobiol B-Biol. 104 (1-2), 236-257 (2011).
Kupper, H., et al. Analysis of ojip chlorophyll fluorescence kinetics and q(a) reoxidation kinetics by direct fast imaging. Plant Physiol. 179 (2), 369-381 (2019).
Avin-Wittenberg, T., et al. Global analysis of the role of autophagy in cellular metabolism and energy homeostasis in arabidopsis seedlings under carbon starvation. Plant Cell. 27 (2), 306-322 (2015).
Kósa, A., Preininger, &. #. 2. 0. 1. ;., Böddi, B. Nitrogen deficiency hinders etioplast development in stems of dark-grown pea (pisum sativum) shoot cultures. Physiol Plant. 155 (3), 330-337 (2015).
Liang, Y., et al. A nondestructive method to estimate the chlorophyll content of arabidopsis seedlings. Plant Met. 13 (1), 26 (2017).
Pérez-Patricio, M., et al. Optical method for estimating the chlorophyll contents in plant leaves. Sensors. 18 (2), 650 (2018).
Spyroglou, I., et al. Mixed models as a tool for comparing groups of time series in plant sciences. Plants (Basel). 10 (2), (2021).
Tanaka, R., Kobayashi, K., Masuda, T. Tetrapyrrole metabolism in arabidopsis thaliana. The Arabidopsis book / Am Soc Plant Biol. 9. 9, e0145 (2011).
De Wit, M., Galvao, V. C., Fankhauser, C. Light-mediated hormonal regulation of plant growth and development. Annu Rev Plant Biol. 67, 513-537 (2016).
Liu, X., Li, Y., Zhong, S. Interplay between light and plant hormones in the control of arabidopsis seedling chlorophyll biosynthesis. Front Plant Sci. 8, 1433 (2017).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

203

This article has been published

Video Coming Soon

Keep me updated:

Method Article