Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

يصف هذا العمل استخدام طريقة التعويم لتحديد Toxocara canis و Ancylostoma spp. المكتشفة في عينات البراز التي تم جمعها من في المكسيك من 2017 إلى 2021 في ظل الظروف الميدانية.

Abstract

عادة ما يكون تشخيص طفيليات ذات الإمكانات الحيوانية المنشأ مثل Toxocara canis و Ancylostoma caninum في ظل الظروف الميدانية أمرا صعبا بسبب محدودية الوصول إلى المختبر في المناطق الريفية والضواحي في المكسيك. تهدف هذه الدراسة إلى الكشف عن T. canis و Ancylostoma spp. في عينات البراز التي تم جمعها من في المكسيك من 2017 إلى 2021 في ظل الظروف الميدانية. أدى حساب حجم العينة إلى تسجيل مستهدف ل 534 في جميع أنحاء البلاد.

تم جمع العينات مباشرة من المستقيم أو الأرض بعد التغوط. تم تخزين العينات في أكياس بلاستيكية فردية ومحكمة الغلق عند 4 درجات مئوية. تم تحضير محلول مشبع من كلوريد الصوديوم (الثقل النوعي [SpG] 1.20) في ظل الظروف الحقلية والمختبرية. في غضون 3 أيام من الجمع ، تم اختبار 2-4 غرام من البراز بحثا عن الطفيليات باستخدام طريقة التعويم عن طريق تعليق كل عينة برازية في محلول ملحي. تم خلط البراز مع محلول التعويم وسحقه باستخدام ملعقة معدنية.

بمجرد تحقيق تناسق موحد ، تم سكب عينة البراز في كوب بلاستيكي جديد باستخدام غربال وسمح لها بالجلوس لمدة 10-15 دقيقة. تم جمع ثلاث قطرات من أعلى الخليط باستخدام حلقة تلقيح معقمة. تم وضع الشرائح على المجهر وتم تحديد الطفيليات من قبل علماء الطفيليات المدربين. تم فحص عينات البراز من 1055 مجهريا. كان عدد العينات الإيجابية ل Ancylostoma spp. 833 (تردد 78.95٪) و 222 (21.04٪) ل T. canis. توضح هذه النتائج أهمية تحديد الديدان الحيوانية المنشأ في التي تعيش في المناطق الحضرية والريفية في المكسيك باستخدام تقنية تنظير الطفيليات في المختبر وفي ظل الظروف الميدانية.

Introduction

الطفيليات المعدية المعوية هي واحدة من أكثر المشاكل الصحية شيوعا التي تصيب1. تشير التقديرات إلى أن هناك ~ 700 مليون محلي في جميع أنحاء العالم ، ويمكن تصنيف ما يقرب من 175 مليون على أنها تجوالمجاني 2. يتم مشاركة أكثر من 60 نوعا من الطفيليات بين والبشر ، مما يشير إلى أن يمكن أن تكون مصدرا لعدوى البشر بهذه الطفيليات3. Toxocara canis و Ancylostoma caninum نوعان طفيليان يصيبان ، وعن طريق الخطأ ، المضيفين البشريين. حاليا ، هناك العديد من الدراسات حول المواقع التي تستطيع فيها هذه الديدان الطفيلية البقاء والتكاثر في المكسيك. يختلف انتشار التوكسوكارا في من 0٪ إلى أكثر من 87٪ في جميع أنحاء الولايات المتحدة والمكسيك وأمريكا الوسطى ومنطقة البحر الكاريبي4. تم الإبلاغ سابقا عن Toxocara canis و Ancylostoma spp. ، بالإضافة إلى الأنواع الطفيلية الأخرى في ، في المكسيك5،6،7،8،9،10،11،12،13 (الجدول 1).

الأنواع الطفيليةقطرمعدل الانتشار (٪)مرجع
أنكلستوما كانينومكويريتارو42.905
تاباسكو15.906
كامبيتشي35.7 – 42.97
يوكاتان73.88
بابيزياموريلوس13.609
فيراكروز10.00
بويضات الكوكسيديايوكاتان2.308
كتينوسيفاليدسموريلوس30.310
ديبيليديوم كانينوميوكاتان2.308
ديروفيلاريايوكاتان7.0 – 8.311
الجياردياتاباسكو3.006
يوكاتان18.88
الليشمانياتشياباس19.0012
الديدان الشريطيةباجا كاليفورنيا6.7913
توكسوكارا كانيسكويريتارو22.105
يوكاتان6.208
تريكوريس فولبيسيوكاتان25.408
المثقبياتجاليسكو8.109
كامبيتشي7.60
تشياباس4.5 – 42.8
كوينتانا رو20.1 – 21.3
تولوكا17.50
يوكاتان9.8 – 34

الجدول 1: الانتشار الإقليمي (٪) لطفيليات في المكسيك من 2001 إلى 2020. مكنت نتائج التحقيقات السابقة التي أجريت في الفترة من 2001 إلى 2020 من تحديد توزيع طفيليات عبر العديد من المناطق الحضرية والريفية في المكسيك. توفر هذه الدراسات فهما عميقا للعناصر الوبائية التي تفضي إلى استمرار طفيليات في النظم الإيكولوجية المختلفة ، مما يساهم في إجراء تقييم شامل للتأثير الحيواني المنشأ لبعض أنواع الطفيليات.

يمكن العثور على مراحل دورة حياة الطفيليات المعوية ، مثل البيض أو الخراجات أو البويضات أو اليرقات في عينات البراز. وبالتالي ، فإن فحص المواد البرازية يوفر معلومات قيمة حول طفيليات. أدت الحاجة إلى طريقة للكشف عن بيض Ancylostomidae في البراز البشري إلى استخدام مسحة البراز البسيطة في عام 1878 ، والتي كانت تستخدم لسنوات عديدة للكشف عن الطفيليات المعدية المعوية ولكنها اعتبرت غير حساسة للغاية. وهكذا ، نشأت الحاجة إلى تطوير طرق مجهرية أفضل14. لقد مر أكثر من 100 عام منذ أن تم وصف تقنية التعويم لاستعادة وعد بيض الطفيليات في عينات البراز لأول مرة15. منذ ذلك الحين ، تم اعتبار العديد من الطرق والمتغيرات لتقنية التعويم معيارا للكشف عن بعض الطفيليات في مضيفيها.

على سبيل المثال ، وصف لين طريقة في عام 1924 تتضمن تقنية التعويم بالطرد المركزي المباشر ، والتي تدمج الطرد المركزي متبوعا بتعويم الرواسب في محلول كلوريد الصوديوم المشبع مع SpG 1.2 في 1 جم (Lane) أو 10 g (تعديل Stoll). تم تعديل تقنية التعويم لاحقا باستخدام محاليل ذات SPG14 مختلفة. في عام 1939 ، أبلغ جوردون وويتلوك عن عيوب تقنية ستول بسبب التداخل من المخلفات في تصور بيض الطفيليات وطوروا الطريقة الكمية المعروفة باسم McMaster16. في عام 1979 ، أثبت O'Grady و Slocombe أن الثقل النوعي للمحلول والتوقيت وأحجام الشبكات للمصافي تؤثر على دقة اكتشاف البيض باستخدام تقنية التعويم17. خلال العقود الماضية ، نظرا لإجراء العديد من التعديلات على تقنية التعويم ، هناك حاجة ملحة لتوحيد طرق التعويم. حاليا ، مطلوب الكشف عن عدوى الديدان الطفيلية للكلاب في سياق الوقاية من الطفيليات الحيوانية المنشأ لتطبيق العلاجات المناسبة للديدان للحد من التلوث البيئي بالمراحل المعدية من الديدان الخيطية الحيوانية المنشأ18.

من بين الطرق النوعية ، يتم استخدام تقنية تعويم البراز على نطاق واسع ومقبولة لأنها لا تتطلب الكثير من المعدات ، وهي بسيطة وغير مكلفة وقابلة للتكرار. ومع ذلك ، فإن لها عيبا كبيرا في أنها تفتقر إلى الحساسية عندما تكون شدة العدوى منخفضة19. عادة ما يتم تحديد القدرة على الكشف عن وجود عدد أكبر من العناصر الطفيلية مثل البيض أو البويضات أو الخراجات أو يرقات الديدان الخيطية من خلال كثافة المحلول20.

قارنت التقارير السابقة التقنيات الطفيلية المشتركة للكشف عن بيض الديدان الخيطية للكلاب. فيما يتعلق بالكشف عن البروتوزوا المتحركة ، يتم استخدام مسحات البراز المباشرة. في حين أن طرق الترسيب مفيدة لتشخيص البيض الثقيل من الطفيليات مثل الديدان المثقوبة21. واحدة من الاختبارات التشخيصية الميدانية الأكثر استخداما هي طريقة لطاخة البراز. ومع ذلك ، يمكن أن يعزى انخفاض مستوى حساسية هذه التقنية إلى حقيقة أنها تحتوي على حطام يتداخل مع اكتشاف بيض الطفيليات. من خلال دمج خطوة الغربلة جنبا إلى جنب مع الحلول التي توفر SpG المناسب ، توفر طريقة التعويم ملاحظة أكثر وضوحا وأقل تشوشا لبيض السكاريد والدودة الشصية. هذا يؤدي إلى عملية أكثر دقة وكفاءة للفحص المجهري22. وبالمثل ، يتم استخدام تقنيات التعويم البسيطة والطرد المركزي المباشر بشكل شائع لاستعادة بيض الطفيليات والبويضات14. يمكن اعتبار طرق التعويم الكلاسيكية نوعية أو كمية اعتمادا على استخدام غرفة العد مثل طريقة McMaster15. ومع ذلك ، نظرا لأن تقنية التعويم لها حساسية منخفضة وتركز على اكتشاف الطفيليات في فترة البراءة ، فلا ينبغي اعتبار النتائج السلبية حاسمة. ومع ذلك ، فإن الدقة لا تعتمد فقط على إجراء حفظ عينات البراز أو SpG لحلول التعويم ولكنها تعتمد أيضا على الكفاءة الفنية والخبرة في إجراء فحوصات البراز للمستخدم.

وبالتالي ، تم استكشاف طرق أخرى للكشف عن طفيليات في البراز. من المسلم به عموما أن أحد أكثر الأساليب استخداما لتشخيص عدوى الديدان المعوية في هو تقنية FLOTAC ، وهي طريقة متعددة التكافؤ وحساسة ودقيقة تعطي نتائج دقيقة وموثوقة لتشخيص A. caninum في عند مقارنتها ببروتوكول التعويم في أنبوب وتقنية McMaster19 ، 23. تعد طرق الترسيب مفيدة لاستعادة بيض الصدفة وبيض النيماتودا الجنينية ومعظم بيض الدودة الشريطية ، والتي لا يمكن استعادتها على سطح محلول التعويم لأن هذه الهياكل لا تطفو24. إحدى الطرق التي ثبت أنها متفوقة على تقنيات التعويم / الترسيب هي طريقة التعويم بالطرد المركزي المزدوج المعدل ، لأنها تمكن من اكتشاف بيض العصيدة في البراز ، وهي أقل استهلاكا للوقت ، وتفصل بيض Anoplocephala عن حطام البراز ، وتقلل من التبلور25. علاوة على ذلك ، تم استخدام هذه التقنية بنجاح للكشف عن بيض الإسكاريد بحساسية عالية26. ومع ذلك ، فإن بعض هذه التقنيات المذكورة أعلاه وطرق الطرد المركزي مثل Ovassay ، على عكس بروتوكول التعويم الذي نقترحه في هذه الدراسة ، تتطلب حفظ العينات في الكواشف مثل الفورمالين ، والمجموعات التجارية ، ومعالجة العينات في ظل ظروف المختبر ، واستخدام الكواشف مثل كبريتات الزنك27 وهي مكلفة وتتطلب إجراءات خاصة للتخلص لتجنب السمية البيئية.

تم تفضيل استخدام التقنيات التي تزيد من حساسية طريقة التعويم عن طريق إضافة حلول ذات SPG عالية مؤخرا. ومع ذلك ، يجب اعتبار أن عيب هذه الحلول هو زيادة الحطام في التحضير النهائي وبالتالي الكشف غير الدقيق عن بيض الطفيليات. بالإضافة إلى ذلك ، فإن التوافر التجاري للمواد والكواشف والتكلفة وقضايا التأثير البيئي وصعوبة استخدام طرق الطرد المركزي تؤثر على اختيار تقنية التعويم14 ، والتي يمكن أن تكون صعبة في الظروف الميدانية على عكس البروتوكول الذي نقدمه في هذا العمل. يعد تحضير محاليل التعويم بملح الطعام مفيدا على استخدام السكر لأنه في ظل الظروف الحقلية ، يجذب السكر الحشرات مثل الدبابير والنحل وتصبح المستحضرات لزجة. علاوة على ذلك ، فإن المحاليل مثل الفينول ، الذي يضاف إلى محاليل السكر لتجنب الالتصاق ، أو ZnSO4معقدة للتخلص منها بشكل صحيح وفقا لإرشادات حماية البيئة ولا يمكن التخلص منها في الحقل ؛ على عكس محلول ملح الطعام.

الهدف من هذه المخطوطة هو توضيح خطوات الكشف عن بيض T. canis و Ancylostoma spp. في عينات البراز باستخدام تكييف تقنية التعويم البسيطة في ظل الظروف الحقلية والمعملية. باتباع البروتوكول الموصوف هنا وباستخدام مجهر مزود ببطارية احتياطية ، يمكن تشخيص هذه الطفيليات الحيوانية المصدر للكلاب في المناطق الريفية والضواحي عندما لا تتوفر معدات مختبرية وبنية تحتية. يمكن أن توفر طريقة التعويم البسيطة الموصوفة في هذا العمل نتائج سريعة وهي تقنية غير جراحية وفعالة من حيث التكلفة للفحص الروتيني.

Protocol

تمت الموافقة على استخدام ورعاية من قبل الجامعة الوطنية والمستقلة في المكسيك.

1. جمع عينات البراز

ملاحظة: التعامل مع بمساعدة طبيب بيطري أو صاحب.

  1. في حالة الوحشية (الشكل 1 أ) أو العصبية ، اجمع عينات من الأرض مباشرة بعد التغوط أو بعد أكثر من 10 دقائق.
  2. قم بتشحيم القفازات الجراحية أو أكياس البولي إيثيلين ذات الجدران الرقيقة بالماء أو الفازلين. لجمع عينات البراز من المستقيم ، ارتد قفازات جراحية أو أكياس بولي إيثيلين رقيقة الجدران.
  3. جمع ما لا يقل عن 2 غرام من البراز من كل (الشكل 1 ب).
  4. حدد عينات البراز الفردية على النحو التالي: التاريخ والموقع (إحداثيات نظام تحديد المواقع العالمي [GPS] باستخدام خرائط Google) ، وقم بتعيين رقم تعريف لكل ، والعمر التقريبي للكلب ، وجنس ، والسلالة ، الداخلي أو الخارجي (الوحشي).
  5. أغلق الأكياس التي تحتوي على عينة البراز بعقدة ضيقة. احتفظ بالأكياس مبردة (4-8 درجة مئوية) إذا لم يتم تحليل عينات البراز في غضون 3-4 ساعات بعد جمعها.

2. تحضير محلول ملح مشبع للتشخيص الميداني

ملاحظة: إذا كان الوصول إلى ميزان أو مادة قياس أو مواقد أو غاز لغلي الماء غائبا أو محدودا ، فيمكن تحضير المحلول الملحي المشبع بسهولة باستخدام الماء وملح الطعام العادي وكوب بلاستيكي سعة 12 أونصة (355 مل) وزجاجة بلاستيكية فارغة سعة 1 لتر.

  1. اغسل جيدا زجاجة صودا فارغة سعة 1 لتر. املأ الزجاجة ب 1 لتر من الماء.
  2. املأ كوبا بلاستيكيا سعة 12 أونصة بملح الطعام الشائع.
  3. نقل الملح إلى زجاجة الصودا.
  4. أغلق زجاجة الصودا بإحكام مع غطاء المسمار. هز المحلول بقوة حتى لا يذوب الملح.
    ملاحظة: قد يستغرق هز المحلول في زجاجة الصودا حتى يذوب الملح بالكامل ما يصل إلى 90 دقيقة.

3. تحضير محلول ملح مشبع للتشخيص المختبري

  1. تزن 420 غرام من ملح الطعام المشترك.
  2. حل 420 غرام من الملح في 1 لتر من الماء.
  3. غلي المحلول حتى لا يذوب الملح.
  4. قم بتصفية المحلول للتخلص من الملح غير المذاب.
  5. تحقق من تركيز المحلول باستخدام مقياس كثافة السوائل الثقيل أو مقياس الكثافة.
    ملاحظة: يحتوي التركيز المثالي على SPG يبلغ 1.20 لتحقيق نتائج أفضل (الشكل 2 أ). تتأثر القدرة العائمة للبيضة بتفاعلها مع المحلول ، مما يساهم في تفاوت قدرة البيض على الطفو في محاليل لها نفس الثقل النوعي. ومن ثم ، لتحقيق الاستعادة المثلى للبيض ، من الضروري مراعاة النطاق العلوي للجاذبية النوعية في محلول التعويم ، مما يضمن أنه يتجاوز عناصر الطفيليات المستهدفة6.

4. طريقة التعويم

ملاحظة: إذا كانت عينات البراز جافة جدا أو صلبة ، فقم بنقعها في الهاون.

  1. باستخدام ملعقة ، ضع حوالي 3 غرام من البراز في كوب بلاستيكي واحد (~ 8.5 سم في الطول و ~ 5.5 سم في القطر).
  2. أضف 1 مل من محلول الملح المشبع حتى يتم الحصول على عجينة.
  3. يقلب لمدة 1 دقيقة ويضاف 100 مل من محلول الملح المشبع.
  4. مرر هذا التعليق من خلال مصفاة بلاستيكية إلى كوب بلاستيكي ثان لتجنب الجسيمات الخشنة (الشكل 2 ب).
  5. دع التعليق يقف لمدة 15-20 دقيقة.
  6. ضع حلقة تلقيح في اللهب لمدة 1 ثانية للتأكد من خلوها من البيض أو الخراجات أو البويضات (الشكل 2 ج).
  7. انتظر لمدة 5 ثوان حتى تبرد حلقة التلقيح (الشكل 2 د).
  8. خذ ثلاث قطرات من سطح التعليق مع حلقة التلقيح. ضع كل واحدة من القطرات الثلاث بشكل منفصل على شريحة زجاجية واحدة (الشكل 2E-G)
    ملاحظة: تأكد من أن القطرات ليست على اتصال مع بعضها البعض (الشكل 2H).
  9. راقب تحت المجهر بهدف 10x (الشكل 2I). ضع قسيمة غطاء إذا زاد التكبير إلى 40x.
  10. عندما يتم ملاحظة نتيجة إيجابية في القطرة ، قم بتعيين تقاطع (+) في سجل المختبر لتسجيل وجود الطفيليات في فترة براءة الاختراع في مواقع عشوائية لسطح تعليق البراز.

5. تفسير طريقة التعويم

ملاحظة: النتائج السلبية غير حاسمة.

  1. قم بإجراء سلسلة من ثلاثة اختبارات مع عينات من 3 أيام متتالية لزيادة حساسية الاختبار.
    ملاحظة: تشير النتائج الإيجابية إلى وجود طفيليات في فترة البراءة.

النتائج

في هذا العمل ، يتم وصف إجراءات الجمع والتنظير الطفيلي لتحديد T. canis و Ancylostoma spp. الأساس المنطقي وراء تكييف طريقة تعويم البراز البسيطة للكشف عن بيض الديدان الطفيلية للكلاب هو أن هذه التقنية فعالة من حيث التكلفة لأن الحلول والمعدات والمواد غير مكلفة. وبالتالي ، فإن الطريقة لديها قدرة...

Discussion

يمكن للديدان الخيطية مثل T. canis و Ancylostoma spp. أن تعيش في الأمعاء الدقيقة للكلاب ولديها القدرة على الانتقال إلى البشر. العلامات السريرية التي تسببها T. canis خطيرة في الصغيرة ، وتظهر على شكل نمو ضعيف ، أو مشاكل في الجهاز التنفسي ، أو آفات في الجهاز الهضمي28. في البالغة ، ت?...

Disclosures

ليس لدى المؤلفين أي تضارب في المصالح للكشف عنه.

Acknowledgements

ويعرب صاحبا البلاغ عن امتنانهما للإدارة العامة لأكاديمية الأفراد التابعة للجامعة الوطنية المستقلة في المكسيك لتوفيرها الموارد المالية من خلال منحة PAPIIT IN218720 وللدكتورة كلوديا ميندوزا لمنحها التمديد المطلوب. هذا العمل مخصص لنيكول الجميلة ، التي توفيت في عام 2019. سوف تعيش دائما في قلبي.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
3 x 1.2 V AA rechargeable batteriesEnergizerSold in retail stores
Bunsen burnerViresaFER-M224
Disposable 12-oz glass cupUline MexicoS-22275Sold in retail stores
Glass slidesVelab, MexicoVEP-P20
Inoculating loopVelaQuin, MexicoCRM-5010PH 
Light MicroscopeVelaQuin, MexicoVE-B2
LighterBicJ25Sold in retail stores
One plastic cup (12 oz)AmazonASIN B08C2CRHSHCan be any kitchen plastic reuseable cup
Plastic cups  (size of a dice or urine sample cup) diameter 5.5 cm and height 8.5 cm, two cupsAmazonLayhit-Containers-ZYHD192919Can be any kitchen plastic reuseable cup
Plastic strainer 10 cmEckoASIN B00TUAAVWICan be any kitchen plastic strainer
Soda bottleCoca-Cola1-literSold in retail stores
SpoonAmazon BasicsASIN B00TUAAVWICan be any kitchen spoon
Table saltLa FinaSold in retail stores

References

  1. Duncan, K. T., Koons, N. R., Litherland, M. A., Little, S. E., Nagamori, Y. Prevalence of intestinal parasites in fecal samples and estimation of parasite contamination from dog parks in central Oklahoma. Veterinary Parasitology Regional Studies and Reports. 19, 100362 (2020).
  2. Kisiel, L. M., et al. Owned dog ecology and demography in Villa de Tezontepec, Hidalgo, Mexico. Preventive Veterinary Medicine. 135, 37-46 (2016).
  3. Lyons, M. A., Malhotra, R., Thompson, C. W. Investigating the free-roaming dog population and gastrointestinal parasite diversity in Tulúm, México. PLoS One. 17 (10), e0276880 (2022).
  4. Dantas-Torres, F., et al. TROCCAP recommendations for the diagnosis, prevention and treatment of parasitic infections in dogs and cats in the tropics. Veterinary Parasitology. 283, (2020).
  5. Cantó, G. J., García, M. P., García, A., Guerrero, M. J., Mosqueda, J. The prevalence and abundance of helminth parasites in stray dogs from the city of Querétaro in central Mexico. Journal Of Helminthology. 85 (3), 263-269 (2011).
  6. Torres-Chablé, O. M., et al. Prevalence of gastrointestinal parasites in domestic dogs in Tabasco, Southeastern Mexico. Revista Brasileira de Parasitologia Veterinária. 24 (4), 432-437 (2015).
  7. Cortez-Aguirre, G. R., Jiménez-Coello, M., Gutiérrez-Blanco, E., Ortega-Pacheco, A. Stray dog population in a city of Southern Mexico and its impact on the contamination of public areas. Veterinary Medicine International. 2018, 1-6 (2018).
  8. Rodríguez-Vivas, R. I., et al. An epidemiological study of intestinal parasites of dogs from Yucatán, Mexico, and their risk to public health. Vector Borne Zoonotic Diseases. 11 (8), 1141-1144 (2011).
  9. Maggi, R. G., Krämer, F. A review on the occurrence of companion vector-borne diseases in pet animals in Latin America. Parasites & Vectors. 12 (1), 145 (2019).
  10. Cruz-Vazquez, C., Castro, G., Parada, F., Ramos, P. Seasonal occurrence of Ctenocephalides felis and Ctenocephalides canis (siphonaptera:Pulicidae) infesting dogs and cats in an urban area in Cuernavaca, Mexico. Entomological Society of America. 38 (1), 111-113 (2001).
  11. Bolio-Gonzalez, M. E., et al. Prevalence of the Dirofilaria immitis infection in dogs from Mérida, Yucatán, Mexico. Veterinary Parasitology. 148 (2), 166-169 (2007).
  12. Pastor-Santiago, J. A., Flisser, A., Chávez-López, S., Guzmán-Bracho, C., Olivo-Díaz, A. American visceral leishmaniasis in Chiapas, Mexico. The American Journal of Tropical Medicine and Hygiene. 86 (1), 108-114 (2012).
  13. Trasviña-Muñoz, E., et al. Detection of intestinal parasites in stray dogs from a farming and cattle region of Northwestern Wexico. Pathogens. 9 (7), (2020).
  14. Ballweber, L. R., Beugnet, F., Marchiondo, A. A., Payne, P. A. American Association of Veterinary Parasitologists' review of veterinary fecal flotation methods and factors influencing their accuracy and use--is there really one best technique. Veterinary Parasitology. 204 (1-2), 73-80 (2014).
  15. Nielsen, M. K. What makes a good fecal egg count technique. Veterinary Parasitology. 296, 109509 (2021).
  16. Gordon, H. M., Whitlock, H. V. A new technique for counting nematode eggs in sheep faeces. Journal of the Council for Scientific and Industrial Research. 12 (1), 50-52 (1939).
  17. O'grady, M. R., Slocombe, J. O. D. An investigation of variables in a fecal flotation technique. Canadian Journal of Comparative Medicine. 44 (2), 148 (1980).
  18. ESCCAP. Worm control in dogs and cats. Guideline 01. European Scientific Counsel Companion Animal Parasites. , (2017).
  19. Cringoli, G., et al. Ancylostoma caninum: Calibration and comparison of diagnostic accuracy of flotation in tube, McMaster and FLOTAC in faecal samples of dogs. Experimental Parasitology. 128 (1), 32-37 (2011).
  20. Figueroa, C. J. A. Examen coproparasitoscópico. In: Técnicas para el diagnóstico de parásitos con importancia en salud pública y veterinaria, Consejo Técnico Consultivo Nacional de Sanidad Animal. AMPAVE-CONASA. , 83-105 (2015).
  21. Dryden, M. W., Payne, P. A., Ridley, R., Smith, V. Comparison of common fecal flotation techniques for the recovery of parasite eggs and oocysts. Veterinary Therapeutics. 6 (1), 15-28 (2005).
  22. Adolph, C., et al. Diagnostic strategies to reveal covert infections with intestinal helminths in dogs. Veterinary Parasitology. 247, 108-112 (2017).
  23. Cringoli, G., Rinaldi, L., Maurelli, M. P., Utzinger, J. FLOTAC: New multivalent techniques for qualitative and quantitative copromicroscopic diagnosis of parasites in animals and humans. Nature Protocols. 5 (3), 503-515 (2010).
  24. Katagiri, S., Oliveira-Sequeira, T. C. Comparison of three concentration methods for the recovery of canine intestinal parasites from stool samples. Experimental Parasitology. 126 (2), 214-216 (2010).
  25. Rehbein, S., Lindner, T., Visser, M., Winter, R. Evaluation of a double centrifugation technique for the detection of Anoplocephala eggs in horse faeces. Journal of Helminthology. 85 (4), 409-414 (2011).
  26. Liccioli, S., et al. Sensitivity of double centrifugation sugar fecal flotation for detecting intestinal helminths in coyotes (Canis latrans). Journal of Wildlife Diseases. 48 (3), 717-723 (2012).
  27. Rishniw, M., Liotta, J., Bellosa, M., Bowman, D., Simpson, K. W. Comparison of 4 Giardia diagnostic tests in diagnosis of naturally acquired canine chronic subclinical giardiasis. Journal of Veterinary Internal Medicine. 24 (2), 293-297 (2010).
  28. Barutzki, D., Schaper, R. Endoparasites in dogs and cats in Germany 1999-2002. Parasitology Research. 90, S148-S150 (2003).
  29. Carlin, E. P., Tyungu, D. L. Toxocara: Protecting pets and improving the lives of people. Advances in Parasitology. 109, 3-16 (2020).
  30. Saari, S., NaReaho, A., Nikander, S. . Canine parasites and parasitic diseases. , (2019).
  31. Bowman, D. D., Montgomery, S. P., Zajac, A. M., Eberhard, M. L., Kazacos, K. R. Hookworms of dogs and cats as agents of cutaneous larva migrans. Trends in Parasitology. 26 (4), 162-167 (2010).
  32. Dryden, M. W., Payne, P. A., Ridley, R., Smith, V. Comparison of common fecal flotation techniques for the recovery of parasite eggs and oocysts. Veterinary Therapeutics. 6 (1), 15-28 (2005).
  33. Barutzki, D., Schaper, R. Results of parasitological examinations of faecal samples from cats and dogs in Germany between 2003 and 2010. Parasitology Research. 109, S45-S60 (2011).
  34. Novobilský, A., Novák, J., Björkman, C., Höglund, J. Impact of meteorological and environmental factors on the spatial distribution of Fasciola hepatica in beef cattle herds in Sweden. BMC Veterinary Research. 11, 128 (2015).
  35. Pickles, R. S., Thornton, D., Feldman, R., Marques, A., Murray, D. L. Predicting shifts in parasite distribution with climate change: A multitrophic level approach. Global Change Biology. 19 (9), 2645-2654 (2013).
  36. Pérez-Rodríguez, A., De La Hera, I., Fernández-González, S., Pérez-Tris, J. Global warming will reshuffle the areas of high prevalence and richness of three genera of avian blood parasites. Global Chaneg Biology. 20 (8), 2406-2416 (2014).
  37. Nava-Castro, K., Hernández-Bello, R., Muñiz-Hernández, S., Camacho-Arroyo, I., Morales-Montor, J. Sex steroids, immune system, and parasitic infections: Facts and hypotheses. Annals Of The New York Academy Of Sciences. 1262, 16-26 (2012).
  38. Morales-Montor, J., Escobedo, G., Vargas-Villavicencio, J. A., Larralde, C. The neuroimmunoendocrine network in the complex host-parasite relationship during murine cysticercosis. Current Topics in Medicinal Chemistry. 8 (5), 400-407 (2008).
  39. Olave-Leyva, J., et al. Prevalencia de helmintos gastrointestinales en perros procedentes del servicio de salud de Tulancingo, Hidalgo. Abanico Veterinario. 9 (1), 1-10 (2019).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

JoVE 202 coproparasitoscopic

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved