Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

تقدم هذه المخطوطة بروتوكولا لإنشاء نموذج تمدد الأوعية الدموية الأبهري البطني للفأر باستخدام كلوريد الكالسيوم والإيلاستاز ، والجمع بين مزايا طرق النمذجة السابقة. يمكن استخدام هذا النموذج للتحقيق في الآليات الفيزيولوجية المرضية الكامنة وراء تمدد الأوعية الدموية الأبهري البطني.

Abstract

تمدد الأوعية الدموية الأبهري البطني (AAA) هو مرض يهدد الحياة يرتبط بارتفاع معدلات الوفيات. يتميز بالتمدد الدائم للشريان الأورطي البطني مع زيادة بنسبة 50٪ على الأقل في قطر الشريان. تم تقديم نماذج حيوانية مختلفة من AAA لتقليد التغيرات الفيزيولوجية المرضية ودراسة الآليات الأساسية ل AAA. من بين هذه النماذج ، تستخدم نماذج AAA الناجمة عن كلوريد الكالسيوم (CaCl2) والإيلاستاز بشكل شائع في الفئران. ومع ذلك ، فإن هذه الأساليب لها قيود معينة. يرتبط نضح الإيلاستاز البنكرياس التقليدي داخل اللمعة (PPE) بصعوبة تقنية عالية ومعدل تمزق مرتفع ، بينما يؤدي الإعطاء في محيط الولادة لمعدات الوقاية الشخصية إلى نتائج غير متسقة. بالإضافة إلى ذلك ، يفتقر نموذج AAA الناجم عن CaCl2 إلى ميزات AAA البشرية ، مثل تجلط الشرايين وتمزق تمدد الأوعية الدموية. لذلك ، تم اقتراح التطبيق المشترك لكلور الكالسيم2 ومعدات الوقاية الشخصية كنهج لتعزيز معدلات النجاح والحث على زيادة القطر في النماذج الحيوانية AAA. تقدم هذه المخطوطة بروتوكولا شاملا لإنشاء نموذج AAA للفأر من خلال التسلل حول الأبهر لمعدات الوقاية الشخصية والكلورالكالسيمي 2 في الجزء تحت الكلوي من الشريان الأورطي البطني. باتباع هذا البروتوكول ، يمكننا تحقيق معدل تكوين AAA يبلغ حوالي 90٪ مع البساطة التقنية وقابلية التكاثر. تؤكد المزيد من الموجات فوق الصوتية والتجارب النسيجية أن هذا النموذج يكرر بشكل فعال التغيرات المورفولوجية والمرضية التي لوحظت في AAA البشري.

Introduction

يعرف تمدد الأوعية الدموية الأبهري البطني (AAA) بأنه زيادة في القطر بأكثر من 50٪ أو أقصى قطر أورطي يتجاوز 3 سم في الشريان الأورطي البطني. تشكل هذه الحالة تهديدا كبيرا للحياة ، حيث يبلغ معدل الوفيات حوالي 90٪ عند تمزق تمدد الأوعيةالدموية 1،2،3. حاليا ، يعد الإصلاح الجراحي المفتوح وإصلاح الأبهر داخل الأوعية الدموية (EVAR) التدخلات الوحيدة المتاحة لمرضى AAA4،5،6. ومع ذلك ، لا توجد أدلة كافية لدعم فعالية العلاجات الطبية في تثبيط تكوين تمدد الأوعية الدموية أو إبطاء معدل نمو الشريان الأورطي البطني لدى المرضى الذين ليس لديهم مؤشرات جراحية7. ومع ذلك ، يتم استخدام العلاجات غير المحددة ، بما في ذلك المراقبة المستمرة لأقصى قطر لتمدد الأوعية الدموية ، والتحكم في ضغط الدم ، والعلاج المضاد للصفيحات ، والستاتينات ، لتقليل مخاطر تمزق تمدد الأوعية الدموية المفاجئ والأحداث القلبية الوعائية والعصبية المحتملة قدر الإمكان. على الرغم من ذلك ، فإن دور الأدوية المضادة للصفيحات والستاتين في منع تمزق تمدد الأوعية الدموية لا يزال مثيرا للجدل ويتطلب مزيدا من الدراسات5،7،8،9،10.

يعد نموذج AAA المستقر أمرا حيويا للتحقيق في التسبب في AAA ، وقد تم إدخال العديد من الطرق لإنشاء مثل هذا النموذج11،12،13. حاليا ، يتم استخدام كلوريد الكالسيوم (CaCl2) ، والإيلاستاز ، والأنجيوتنسين II (Ang II) ، والطعوم الغريبة ، والنماذج المعدلة وراثيا في إنشاء نماذج AAA للقوارض11،12،13. من بين هؤلاء ، يعد Ang II هو الأكثر استخداما في الفئران ، بينما يستخدم CaCl2 والإيلاستاز أيضا على نطاق واسع في الفئران والجرذان11،12،13،14. نموذج AAA الناجم عن Ang II هو النموذج الحيواني الوحيد القادر على إحداث تصلب الشرايين الذي يشبه إلى حد كبير أمراض AAA البشرية ، وهو بسيط وقابل للتكرار ويتجنب الحاجة إلى بضع البطن11،12،13. ومع ذلك ، على عكس النماذج التي يسببها CaCl2 أو الإيلاستاز ، فإن موقع تمدد الأوعية الدموية الناجم عن Ang II غير مؤكد ويتم ملاحظته بشكل متكرر في الشريان الأورطي الهابط أو الشريان الأورطي البطني فوق السطحي ، مع زيادة خطر التمزق11،12،13،14. يمكن أن يصل معدل حدوث تمدد الأوعية الدموية لنموذج AAA الناجم عن Ang II في الفئران التي تعاني من نقص الجينات إلى 100٪ ، في حين أن 39٪ فقط من الفئران C57BL / 6 أصيبت بتمدد الأوعية الدموية ، والوقت والتكلفة الاقتصادية للحصول على الفئران التي تعاني من نقص الجينات مرتفعة13،15.

تم تقديم CaCl2 في البداية بواسطة Gertz et al. ، للحث على تكوين تمدد الأوعية الدموية في الشريان السباتي وتم تعديله لاحقا بواسطة Chiou et al. لإنشاء نموذج AAA في الفئران16،17. ومع ذلك ، على الرغم من قدرته على إحداث انهيار الألياف المرنة ، والتهاب الأوعية الدموية ، وتدهور المصفوفة خارج الخلية ، إلا أن CaCl2 يفتقر إلى العديد من ميزات AAA البشرية ، بما في ذلك تخثر الشرايين ، والجلطة داخل اللمعة (ILT) ، وتمزق تمدد الأوعيةالدموية 12،18. بالإضافة إلى ذلك ، لا يزال معدل التكوين ونسبة زيادة القطر لتطبيق CaCl2 حول الأبهر غير مستقر13،19. تم تطوير نموذج نضح الإيلاستاز البنكرياس الخنازير الأولي داخل اللمعة (PPE) لإحداث AAA بواسطة Anidjar et al. في عام 1990 ، تلاه تقرير Bhamidipati et al. عن تسلل معدات الوقاية الشخصية حول الولادة في نموذج الفئران20،21. في الوقت الحاضر ، تستخدم غالبية النماذج الحيوانية AAA التي يسببها الإيلاستاز بروتوكول Bhamidipati نظرا لجدواه وطبيعته طفيفة التوغل. ومع ذلك ، من المهم ملاحظة أن معدل الإصابة والحد الأقصى لقطر AAA يمكن أن يختلفا ويكونان أقل بشكل عام من نضح معدات الوقاية الشخصية داخل الأبهر. علاوة على ذلك ، فإن تمدد الأوعية الدموية الناجم عن تطبيق الإيلاستاز حول الأبهر يمثل ميلا للشفاء تلقائيا11،12،20،21،22،23.

لمعالجة هذه القيود ، تاناكا وآخرون اقترح نهجا مركبا يتضمن نضح معدات الوقاية الشخصية داخل اللمعة وتسلل CaCl2 لإنشاء نموذج AAA في الفئران ، والذي أسفر عن نتائجمرضية 24. بالإضافة إلى ذلك ، Zhu et al. أظهر أن نموذج PPE + CaCl2 يوفر مزايا مثل معدلات البقاء على قيد الحياة المرتفعة وزيادة معدلات تكوين تمدد الأوعية الدموية مقارنة بكل من مجموعة معدات الوقاية الشخصية الفردية ومجموعة PPE + BAPN25. يظهر هذا النهج المشترك أيضا استقرارا جيدا وقابلية للتكرار. علاوة على ذلك ، Bi et al. نجح في إنشاء نموذج AAA للأرانب من خلال الجمع بين CaCl2 حول الأبهر وحضانة الإيلاستاز. كان متوسط نسبة التمدد 65.3٪ ± 8.9٪ في اليوم 5 ، والتي ارتفعت إلى 86.5٪ ± 28.7٪ في اليوم 15 وتصاعدت بشكل كبير إلى 203.6٪ ± 39.1٪ في اليوم 3026. ومع ذلك ، لا توجد حاليا أدبيات موجودة تشير إلى تحريض AAA في القوارض من خلال الجمع بين CaCl2 حول الأبهر وتطبيق الإيلاستاز.

تقدم هذه المخطوطة بروتوكولا قياسيا لإنشاء نموذج AAA للفئران من خلال الاستخدام المشترك ل CaCl2 حول الولادة وتسلل الإيلاستاز. توفر الأقسام اللاحقة إجراءات جراحية مفصلة وتقدم نتائج تمثيلية لنموذج AAA للفئران.

Protocol

امتثل بروتوكول التجارب على مع دليل المعهد الوطني للصحة لرعاية واستخدام المختبر (حانة المعاهد الوطنية للصحة رقم 86/23 ، 1985) وتمت الموافقة عليه من قبل اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدام في مستشفى غرب الصين ، جامعة سيتشوان (رقم الموافقة 202311300012). تم استخدام ذكور الفئران C57 / B6J التي تتراوح أعمارها بين ثمانية إلى عشرة أسابيع في هذه الدراسة. تفاصيل الكواشف والمعدات المستخدمة مدرجة في جدول المواد.

1. التحضير قبل الجراحة

  1. احصل على وأطعمها نظاما غذائيا طبيعيا بالماء النظيف في ظل الظروف القياسية (درجة الحرارة 24 درجة مئوية ، الرطوبة 40٪ -50٪ ، دورة الضوء والظلام لمدة 12 ساعة).
  2. قم بتقطيع وسادة قطنية إلى شرائح مقاس 40 مم × 4 مم وقم بتعقيمها مع المقص والملقط والمعدات الجراحية الأخرى.
  3. ضع في غرفة الحث بآلة التخدير واستخدم 3٪ -3.5٪ إيزوفلوران للحث على التخدير بسرعة (باتباع البروتوكولات المعتمدة مؤسسيا). بالإضافة إلى ذلك ، يصف بوتورفانول (1 مجم / كجم ، الحقن العضلي) كدواء وقائي للتسكين الألماني.
    1. أخرج الماوس من الغرفة عندما لا يستجيب لتحفيز الألم ، ثم ضع قناعا على الماوس وحافظ على عمق التخدير بنسبة 1٪ -1.5٪ من الأيزوفلوران. راقب معدل التنفس وعمقه كل 5-10 دقائق.
  4. ضع الماوس في وضع ضعيف على وسادة التسخين ، واستخدم شريطا لاصقا لشل حركة الأطراف ، وقم بتطبيق مرهم العين لمنع الجفاف.
  5. استخدمي ماكينة حلاقة كهربائية أو غسول لإزالة الشعر تماما في منطقة البطن ، ثم قومي بتطهير هذه المنطقة بمسحات قطنية مبللة بالبوفيدون واليود والإيثانول بحركة دائرية ثلاث مرات على الأقل.

2. الإجراء الجراحي

  1. ضع الماوس تحت مجهر مجسم. استخدم المقص لعمل شق طولي يبلغ طوله حوالي 2-2.5 سم على طول خط الوسط للبطن.
  2. أدخل التجويف البريتوني من خلال الخط البريتوني (النهج عبر البطن) ، ضع ضاعما لفضح التجويف البريتوني ، وقم بتعبئة الأمعاء والقولون في النصف الأيمن من البطن باستخدام شاش عادي مبلل بالمحلول الملحي.
  3. قم بإجراء فصل حاد للأنسجة الضامة والدهنية المجاورة للشريان الأورطي البطني تحت الكلوي والوريد الأجوف السفلي (IVC) باستخدام الملقط ومسحات القطن. قم بتشريح الشريان الأورطي البطني برفق وكشف الفجوة بين الشريان الأورطي البطني والعضلة القطنية الكبرى المغطى ، كما هو مشار إليهسابقا 25.
    1. أدخل شرائط الوسادة القطنية المعقمة في تلك الفجوة ، مع الحرص الشديد على عدم إتلاف الشريان القطني أو الوريد. ليس من الضروري عزل الشريان الأورطي البطني عن IVC.
  4. انقعي كرة القطن مع 0.9 M CaCl2 وضعيها على ظهور الشريان الأورطي البطني لمدة 15 دقيقة. استخدم شاشا معقما لتغطية تجويف البطن أثناء عملية التسلل.
  5. قم بإزالة كرة القطن المنقوعة ب CaCl2 برفق واغسل الجزء المتسرب بمحلول ملحي بنسبة 0.9٪.
  6. خفف الإيلاستاز إلى 2 ملغم/مل (8 واحد/مل) باستخدام ddH2O. استخدم حقنة الأنسولين لوضع 50 ميكرولتر من الإيلاستاز المخفف على الجزء تحت الكلوي من الشريان الأورطي البطني ولف شرائط الوسادة القطنية لتغطية الشريان الأورطي البطني و IVC. استخدم شاشا معقما لتغطية تجويف البطن أثناء عملية التسلل. في مجموعة الشام ، استخدم محلول ملحي عادي بنسبة 0.9٪ لاستبدال CaCl2 و PPE.
  7. بعد 15 دقيقة ، قم بإزالة شرائح الشاش والوسادة القطنية بعناية. حرك الأمعاء والقولون مرة أخرى إلى مواقعهما الأصلية ، وقم بتغطية الشريان الأورطي المعالج بالمساريق ، وبلل الأمعاء لمنع الالتصاق.
  8. أغلق طبقة العضلات والجلد بشكل منفصل باستخدام خياطة بولي بروبيلين 6-0 غير قابلة للامتصاص. تطهير المنطقة الجراحية بالبوفيدون واليود والإيثانول.
  9. ضع الماوس على وسادة تدفئة وراقب حالته التنفسية حتى يستعيد وعيه. سجل وقت العملية وعدد التجارب. وصف كاربروفين (5 ملغم / كجم ، تحت الجلد) كمسكن بعد الجراحة لمدة 3 أيام على الأقل بعد الجراحة ، وفقا للتوصية البيطرية.

3. الفحص بالموجات فوق الصوتية

  1. بعد 21 يوما من الجراحة ، قم بإجراء فحص بالموجات فوق الصوتية لتقييم معدل حدوث AAA.
  2. تخدير الفأر (باتباع البروتوكولات المعتمدة مؤسسيا) وإزالة شعر البطن كما هو موضح سابقا.
  3. ضع الماوس على وسادة التسخين لآلة الموجات فوق الصوتية للقوارض. ضع أداة التوصيل بالموجات فوق الصوتية على البطن وقم بقياس الحد الأقصى لقطر تمدد الأوعية الدموية وقطر الجزء الطبيعي من الشريان الأورطي البطني.
    1. احسب النسبة المئوية المتزايدة للشريان الأورطي البطني تحت الكلى. معيار تكوين AAA الناجح هو أن الحد الأقصى لقطر AAA قد زاد بنسبة 50٪ أو أكثر مقارنة بقطر الجزء الطبيعي من الشريان الأورطي البطني تحت الكلى.
  4. استخدم منديلا لمسح المقرنة المتبقية بالموجات فوق الصوتية بعد الفحص ، وضع الماوس على وسادة التسخين حتى يتعافى تماما.

4. حصاد الشريان الأورطي البطني والتجارب المرضية

  1. التضحية بالفأر عن طريق جرعة زائدة من الأيزوفلوران في اليوم التالي لفحص الموجات فوق الصوتية (باتباع البروتوكولات المعتمدة مؤسسيا).
  2. افتح تجاويف الصدر والبطن وقم بإجراء التروية باستخدام 1x PBS من خلال البطين الأيسر حتى تتحول الرئتان والكبد إلى اللون الأبيض ، باتباع الإجراء الموصوف في الأدبيات السابقة27.
  3. استخدم الفرجار الرقمي لقياس القطر الخارجي للشريان الأورطي تحت الكلى. حصاد الشريان الأورطي البطني تحت الكلى تحت مجهر مجسم وتخزين الوعاء في 4٪ بارافورمالدهيد لمدة 24-48 ساعة.
  4. قم بإزالة النسيج الضام والدهني المحيط بالشريان الأورطي البطني. قم بتضمين الشريان الأورطي في البارافين لتحضير الأقسام ، وتقطيع الأقسام إلى شرائح 3-5 ميكرومتر كما هو موضح سابقا18،28.
  5. قم بإجراء تلطيخ الهيماتوكسيلين واليوزين (H & E) ، ثلاثي الألوان من ماسون ، وتلوين Elastic-Van Gieson (EVG) على الشرائح منزوعة البرافينات باستخدام مجموعات التلوين الخاصة وفقا لتعليمات الشركة المصنعة.
    1. قم بتحليل بنية الأوعية الدموية والتهابها باستخدام تلطيخ H & E ، ولاحظ تدهور المصفوفة خارج الخلية (ECM) وألياف الكولاجين مع تلطيخ ماسون ثلاثي الألوان ، وفحص الألياف المرنة مع تلطيخ EVG.

النتائج

في هذه الدراسة ، تم تضمين ما مجموعه 24 فأرا وتعيينها عشوائيا: 12 في مجموعة الشام و 12 في مجموعة PPE + CaCl2 ، على التوالي. يتم تقديم جميع البيانات كوسيلة ± انحرافات معيارية ما لم ينص على خلاف ذلك. كان متوسط وقت التشغيل 55.67 دقيقة ± 4.08 دقيقة. لم تكن هناك وفيات أثناء الجراحة أو تم?...

Discussion

يتطلب البحث في الآليات الجزيئية ل AAA نموذجا حيوانيا مستقرا. وبالتالي ، تم إنشاء العديد من النماذج الحيوانية AAA منذ تطويرها الأولي من قبل Economou et al. في الستينيات29. من بين هذه النماذج ، يتم استخدام CaCl2 بشكل متكرر في القوارض نظرا لفعاليته من حيث التكلفة والب?...

Disclosures

ويعلن المؤلفون أن البحث أجري في غياب أي علاقات تجارية أو مالية يمكن تفسيرها على أنها تضارب محتمل في المصالح.

Acknowledgements

تم دعم هذا العمل من قبل المؤسسات الوطنية للعلوم الطبيعية في الصين (رقم 82300542 ، 81770471) ، وبرنامج سيتشوان للعلوم والتكنولوجيا (رقم 2022YFS0359 ، 2019JDRC0104) ومشروع أبحاث ما بعد الدكتوراه ، مستشفى غرب الصين ، جامعة سيتشوان (رقم 2023HXBH108). لم تلعب جهات التمويل أي دور في تصميم الدراسة وجمع البيانات وتحليلها وتفسيرها وكتابة المخطوطة.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Anesthesia MachineRWDR550
ButorphanolJiangsu Hengrui Pharmaceutical Co., Ltd220608BP1ml: 1mg
C57BL/6JGpt Male MiceGemPharmatechN000013
Calcium ChlorideSigma AldrichC4901100 g
CarprofenMCEHY-B1227100 mg
Chow DietDossy Experimental Animals Co.Ltd
Digital CaliperGreenerIP54
EthanolJinhe Pharmaceutical Co.Ltd53968275%/500 mL
EVG Staining KitSolarbioG1597
GraphPad PrismGraphpadVer 9.0.0
H&E Staining KitServicebioG1076
Insulin SyringeBD2143420
IsofluraneRWDR510-22-4100 mL
Masson Staining KitServicebioG1006
Normal SalineServicebioG4702500 mL
ParaformaldehydeBiosharpBL539A4%/500 mL
PBS, 1xServicebioG4202500 mL
Porcine Pancreatic ElastaseSigma AldrichE1250100 mg
Povidine IodineYongan Pharmaceutical Co.Ltd5%/100 mg
Prolene Polypropylene SutureEthicon LLC8709H
Rodent Ultrasound SystemFujifilmVevo 3100LT
Stereo MicroscopeOlympusSZ61
Ultrasonic CouplantKepplerKL-250250 g

References

  1. Chaikof, E. L., et al. The Society for Vascular Surgery practices guidelines on the care of patients with an abdominal aortic aneurysm. J Vasc Surg. 67 (1), 2-77 (2018).
  2. Johnston, K. W., et al. Suggested standards for reporting on arterial aneurysms. Subcommittee on reporting standards for arterial aneurysms, ad hoc committee on reporting standards, society for vascular surgery and north American chapter, international society for cardiovascular surgery. J Vasc Surg. 13 (3), 452-458 (1991).
  3. Bown, M. J., Sutton, A. J., Bell, P. R. F., Sayers, R. D. A meta-analysis of 50 years of ruptured abdominal aortic aneurysm repair. Br J Surg. 89 (6), 714-730 (2002).
  4. Erbel, R., et al. Esc guidelines on the diagnosis and treatment of aortic diseases: Document covering acute and chronic aortic diseases of the thoracic and abdominal aorta of the adult. The task force for the diagnosis and treatment of aortic diseases of the European Society of Cardiology (ESC). Eur Heart J. 35 (41), 2873-2926 (2014).
  5. Wanhainen, A., et al. Editor's choice - European Society for Vascular Surgery (ESVS) 2019 clinical practice guidelines on the management of abdominal aorto-iliac artery aneurysms. Eur J Vasc Endovasc Surg. 57 (1), 8-93 (2019).
  6. Veith, F. J., Ohki, T., Lipsitz, E. C., Suggs, W. D., Cynamon, J. Treatment of ruptured abdominal aneurysms with stent grafts: A new gold standard. Semin Vasc Surg. 16 (2), 171-175 (2003).
  7. Golledge, J., Thanigaimani, S., Powell, J. T., Tsao, P. S. Pathogenesis and management of abdominal aortic aneurysm. Eur Heart J. 44 (29), 2682-2697 (2023).
  8. Wanhainen, A., et al. Editor's choice -- European Society for Vascular Surgery (ESVS) 2024 clinical practice guidelines on the management of abdominal aorto-iliac artery aneurysms. Eur J Vasc Endovasc Surg. 67 (2), 192-331 (2024).
  9. Golledge, J., et al. Lack of an effective drug therapy for abdominal aortic aneurysm. J Intern Med. 288 (1), 6-22 (2020).
  10. Li, R., Liu, Y., Jiang, J. Research advances in drug therapy for abdominal aortic aneurysms over the past five years: An updated narrative review. Int J Cardiol. 372, 93-100 (2023).
  11. Lysgaard Poulsen, J., Stubbe, J., Lindholt, J. S. Animal models used to explore abdominal aortic aneurysms: A systematic review. Eur J Vasc Endovasc Surg. 52 (4), 487-499 (2016).
  12. Sénémaud, J., et al. Translational relevance and recent advances of animal models of abdominal aortic aneurysm. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 37 (3), 401-410 (2017).
  13. Patelis, N., et al. Animal models in the research of abdominal aortic aneurysm development. Physiol Res. 66 (6), 899-915 (2017).
  14. Golledge, J., Krishna, S. M., Wang, Y. Mouse models for abdominal aortic aneurysm. Br J Pharmacol. 179 (5), 792-810 (2022).
  15. Deng, G. G., et al. Urokinase-type plasminogen activator plays a critical role in angiotensin II-induced abdominal aortic aneurysm. Circ Res. 92 (5), 510-517 (2003).
  16. Gertz, S. D., Kurgan, A., Eisenberg, D. Aneurysm of the rabbit common carotid artery induced by periarterial application of calcium chloride in vivo. J Clin Invest. 81 (3), 649-656 (1988).
  17. Chiou, A. C., Chiu, B., Pearce, W. H. Murine aortic aneurysm produced by periarterial application of calcium chloride. J Surg Res. 99 (2), 371-376 (2001).
  18. Zhang, S., Cai, Z., Zhang, X., Ma, T., Kong, W. A calcium phosphate-induced mouse abdominal aortic aneurysm model. J Vis Exp. (189), e64173 (2022).
  19. Isenburg, J. C., Simionescu, D. T., Starcher, B. C., Vyavahare, N. R. Elastin stabilization for treatment of abdominal aortic aneurysms. Circulation. 115 (13), 1729-1737 (2007).
  20. Anidjar, S., et al. Elastase-induced experimental aneurysms in rats. Circulation. 82 (3), 973-981 (1990).
  21. Bhamidipati, C. M., et al. Development of a novel murine model of aortic aneurysms using peri-adventitial elastase. Surgery. 152 (2), 238-246 (2012).
  22. Xue, C., Zhao, G., Zhao, Y., Chen, Y. E., Zhang, J. Mouse abdominal aortic aneurysm model induced by perivascular application of elastase. J Vis Exp. (180), e63608 (2022).
  23. Origuchi, N., et al. Aneurysm induced by periarterial application of elastase heals spontaneously. Int Angiol. 17 (2), 113-119 (1998).
  24. Tanaka, A., Hasegawa, T., Zhi, C., Okita, Y., Okada, K. A novel rat model of abdominal aortic aneurysm using a combination of intraluminal elastase infusion and extraluminal calcium chloride exposure. J Vasc Surg. 50 (6), 1423-1432 (2009).
  25. Zhu, J. X., et al. Establishment of a new abdominal aortic aneurysm model in rats by a retroperitoneal approach. Front Cardiovasc Med. 9, 808732 (2022).
  26. Bi, Y., et al. Development of a novel rabbit model of abdominal aortic aneurysm via a combination of periaortic calcium chloride and elastase incubation. PLoS One. 8 (7), e68476 (2013).
  27. Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole animal perfusion fixation for rodents. J Vis Exp. (65), e3564 (2012).
  28. Ishida, Y., et al. Prevention of CaCl2-induced aortic inflammation and subsequent aneurysm formation by the CCL3-CCR5 axis. Nat Commun. 11 (1), 5994 (2020).
  29. Economou, S. G., Taylor, C. B., Beattie, E. J., Davis, C. B. Persistent experimental aortic aneurysms in dogs. Surgery. 47, 21-28 (1960).
  30. Freestone, T., Turner, R. J., Higman, D. J., Lever, M. J., Powell, J. T. Influence of hypercholesterolemia and adventitial inflammation on the development of aortic aneurysm in rabbits. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 17 (1), 10-17 (1997).
  31. Carsten, C. G., et al. Elastase is not sufficient to induce experimental abdominal aortic aneurysms. J Vasc Surg. 33 (6), 1255-1262 (2001).
  32. Yue, J., Yin, L., Shen, J., Liu, Z. A modified murine abdominal aortic aneurysm rupture model using elastase perfusion and angiotensin II infusion. Ann Vasc Surg. 67, 474-481 (2020).
  33. Ailawadi, G., et al. Gender differences in experimental aortic aneurysm formation. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 24 (11), 2116-2122 (2004).
  34. Furubayashi, K., et al. The significance of chymase in the progression of abdominal aortic aneurysms in dogs. Hypertens Res. 30 (4), 349-357 (2007).
  35. Bi, Y., et al. Performance of a modified rabbit model of abdominal aortic aneurysm induced by topical application of porcine elastase: 5-month follow-up study. Eur J Vasc Endovasc Surg. 45 (2), 145-152 (2013).
  36. Wu, X. F., Zhang, J., Paskauskas, S., Xin, S. J., Duan, Z. Q. The role of estrogen in the formation of experimental abdominal aortic aneurysm. Am J Surg. 197 (1), 49-54 (2009).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

AAA

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved