Authors
Contact Us

Sign In

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

يصف هذا البروتوكول نظاما مخصصا للهواء بالضغط الزائد مصمم للحث على إصابات الجهاز العصبي المركزي المغلق (CNS) في الفئران ، بما في ذلك صدمات العين والدماغ والحبل الشوكي. الهدف من هذا البروتوكول هو توفير إطار عمل للباحثين للتكيف بسهولة وتوسيع النظام لدراسات الصدمات الفريدة الخاصة بهم في الجهاز العصبي المركزي.

Abstract

يؤكد انتشار إصابات الجهاز العصبي المركزي المغلق (CNS) على الحاجة إلى فهم معزز لهذه الصدمات لتحسين التدخلات الوقائية والعلاجية. من الأمور الحاسمة في هذا البحث النماذج الحيوانية التي تكرر إصابات الجهاز العصبي المركزي المغلق. في هذا السياق ، تم تصميم نظام هواء مخصص للضغط الزائد لإعادة إنتاج مجموعة من إصابات الجهاز العصبي المركزي للنظام المغلق في نماذج الفئران ، بما في ذلك صدمات العين والدماغ والحبل الشوكي. حتى الآن ، تم استخدام النظام لإدارة هواء الضغط الزائد الموجه بالعين أو الرأس أو العمود الفقري لنمذجة إصابة القطب الأمامي الخلفي في العين ، والاعتلال العصبي البصري الرضحي غير المباشر (ITON) ، وإصابات الدماغ الرضحية البؤرية ، وإصابة الحبل الشوكي. توفر هذه الورقة بروتوكولا مفصلا يحدد تصميم النظام وتشغيله ويشارك النتائج التمثيلية التي توضح فعاليته. يوفر الإطار القوي المقدم هنا أساسا قويا للبحث المستمر في صدمة الجهاز العصبي المركزي. من خلال الاستفادة من السمات المرنة للنظام ، يمكن للمحققين تعديل موقع الإصابات وشدتها وتوقيتها. يسمح ذلك بإجراء مقارنات شاملة للآليات الجزيئية والفعالية العلاجية عبر إصابات الجهاز العصبي المركزي المتعددة للنظام المغلق.

Introduction

إصابات الجهاز العصبي المركزي المغلق (CNS) هي إصابات ناتجة عن تلف الدماغ أو الحبل الشوكي دون التسبب في كسر في الجمجمة أو العمود الفقري. تشمل هذه الإصابات إصابات الدماغ الرضحية (TBI) وإصابة الحبل الشوكي (SCI) ويمكن أن تحدث من مجموعة متنوعة من الحوادث ، بما في ذلك إصابات القوة الحادة (على سبيل المثال ، السقوط والإصابات الرياضية وحوادث السيارات) والانفجارات المتفجرة. تعتبر إصابات الجهاز العصبي المركزي للنظام المغلق أقل حدة بشكل عام مقارنة بإصابات الجهاز العصبي المركزي المخترقة ، ومع ذلك فهي تحدث في كثير من الأحيان. ومع ذلك ، على غرار الإصابات المخترقة ، يمكن أن تؤدي إصابات الجهاز العصبي المركزي المغلق إلى مشاكل صحية طويلة الأمد وتقدمية ، خاصة بعد تكرارالأحداث 1،2،3،4،5،6. ومما يثير القلق أن الأدلة الناشئة تشير إلى أنه حتى إصابات الجهاز العصبي المركزي تحت الإكلينيكية المغلقة ، والتي تنخفض إلى ما دون معايير التشخيص لإصابات الدماغ الرضية أو اصابات النخاع الشوكي بعد حدوث واحد7،8،9،10،11،12،13 ، قد تتطور إلى أمراض تنكسية عصبية مزمنة بعد الإصابة المتكررة6،14،15 ،16- وهذا يؤكد الحاجة الملحة إلى فهم أفضل لآليات وعواقب إصابات الجهاز العصبي المركزي الفردي والمتكرر.  هذه المعرفة ضرورية لتحسين الأساليب الوقائية والعلاجية. من الأمور الحاسمة في هذا المسعى النماذج الحيوانية التي تكرر إصابات الجهاز العصبي المركزي المغلق.

لعبت النماذج الحيوانية الحالية لإصابات الجهاز العصبي المركزي المغلق دورا أساسيا في تعزيز فهمنا للفيزيولوجيا المرضية والتدخلات الوقائية والعلاجية المحتملة لهذه الصدمات. تحظى القوارض بشعبية خاصة بسبب تكلفتها المنخفضة ، وتوافرها ، وقابليتها للتلاعب الجيني ، وسهولة التعامل معها ، والمقايسات السلوكية والفسيولوجية الراسخة ، والاعتبارات الأخلاقية الأكثر ملاءمة17. تشمل الطرق الشائعة لإحداث إصابات الدماغ الرضية ذات النظام المغلق في القوارض أجهزة إنزال الوزن18،19 ، وأجهزة التأثير القشري المتحكم فيه (CCI)20 ، وأنابيب الصدمات التي تعمل بالهواء المضغوط21. بالنسبة لإصابات النخاع الشوكي ، تتطلب نماذج الصدمات الحادة عادة استئصال الصفيحةالفقرية 22،23 أو تقنيات جراحية أخرى24 للوصول إلى الحبل الشوكي أو الفضاء فوق الجافية مباشرة. ومع ذلك ، تم تطوير نماذج إصابات الانفجار SCI ذات الجسم المغلق باستخدام أنابيب الصدمات التي تعمل بالهواء المضغوط 25. على الرغم من توفير رؤى قيمة ، إلا أن كل نموذج من هذه النماذج له قيود فريدة. يمكن أن يكون لنماذج إنقاص الوزن تباين كبير وتحكم محدود في موقع الإصابة وشدتها ، مما ينتج عنه مخاوف تجريبية وأخلاقية للتسبب في إصابة خطيرة غيرمنضبطة 26. توفر أجهزة CCI الدقة ولكنها تتطلب تدريبا للعمل ، وقد تنطوي على بضع القحف ، ويمكن أن تعاني من التباين الميكانيكي الذي يؤثر على التكاثر27. تعتبر أنابيب الصدمات بشكل عام أقل توغلا ولكن قد يكون من الصعب الحصول عليها ، ومعقدة في الإعداد والتشغيل ، ويمكن أن تخلق ظروف إصابة غير واقعية ومتغيرة للغاية بسبب العوامل البيئية وانعكاسات الموجات وتفاعلات الضغط المعقدة28.

لدراسة آليات وتأثيرات إصابات الجهاز العصبي المركزي المفردة والمتكررة وعلاجاتها بشكل أفضل ، تقدم هذه الورقة طريقة معيارية وسهلة الاستخدام وفعالة من حيث التكلفة وغير جراحية. الهدف الأساسي من هذا النهج هو تمكين التحكم الدقيق والتعديل المرن لمعلمات الإصابة ، بما في ذلك الموقع والشدة والتوقيت. لدعم هذا الهدف ، توفر هذه المخطوطة بروتوكولا مفصلا لبناء ومعايرة واستكشاف أخطاء نظام الهواء عالي الضغط وإصلاحها ، والذي يعالج بعض القيود المفروضة على أجهزة إصابة الجهاز العصبي المركزي الحالية للنظام المغلق. لا يوفر هذا النظام فعالية من حيث التكلفة والحد الأدنى من وقت الإعداد فحسب ، بل إنه متعدد الاستخدامات للغاية ، ويوفر نتائج متسقة وقابلة للتكرار مع تقليل المخاوف الأخلاقية وتعظيم الأهمية السريرية. بالإضافة إلى ذلك ، تم وصف قدرة النظام على إنتاج مجموعة من إصابات الجهاز العصبي المركزي للنظام المغلق في نماذج الفئران ، إلى جانب تطبيقاته المحتملة في الدراسات المستقبلية. والجدير بالذكر أن الهدف من هذه المخطوطة هو توفير إطار عمل يمكن الباحثين من الحصول بسهولة على هذا النظام وتكييفه وتوسيع احتياجاتهم الخاصة ، وبالتالي تعزيز البحث المستمر في صدمة الجهاز العصبي المركزي. كما يتم تقديم نتائج تمثيلية توضح فعالية النظام في إحداث الصدمة المحورية.

Protocol

تم تنفيذ جميع الإجراءات بموجب البروتوكولات المعتمدة من قبل لجنة رعاية واستخدام المؤسسية بجامعة فاندربيلت (IACUC)التابعة لجامعة فاندربيلت وبموجب إرشادات جمعية تقييم واعتماد رعاية المختبر (AAALAC) وجمعية أبحاث الرؤية وطب العيون (ARVO). تم إيواء جميع الفئران بشكل جماعي والحفاظ عليها في دورة إضاءة / ظلام مدتها 12 ساعة وقدمت الطعام والماء بشكل متاح. تم استخدام الفئرانC57 Bl / 6 البالغة من العمر ثلاثة أشهر في هذا البروتوكول.

1. بناء النظام

  1. احصل على مسدس كرات الطلاء المتاح تجاريا (انظر جدول المواد) الذي يحتوي على منظم ضغط هواء متكامل.
  2. قم بتعديل البرميل (الشكل 1 أ) إذا لزم الأمر.
    1. إذا كان البرميل الأصلي مغطى بفتحات أو ثقوب على طوله، يمكن أن يتسرب الهواء المضغوط ويتبدد في الهواء، مما يقلل من الحد الأقصى لمستوى ضغط الإخراج. استبدله بشراء برميل صلب غير مسطح لزيادة نطاق ضغط الإخراج (الشكل 1 ، I).
    2. إذا كان البرميل الأصلي طويلا ومرهقا ، فقم بتقصيره عن طريق شراء برميل أقصر بطول مخصص أو باستخدام قاطع أنابيب أو منشار.
    3. إذا كان البرميل الأصلي لا ينتج مستوى ضغط الإخراج المطلوب ، فقم بتعديل القطر الداخلي (حجم التجويف) للبرميل عن طريق شراء برميل بقطر تجويف مخصص. سيؤدي تقليل قطر حجم التجويف الأصلي إلى زيادة نطاق ضغط الخرج ، والعكس صحيح.
  3. قم بتعديل المنظم (الشكل 1 ب) إذا لزم الأمر.
    1. قم بإزالة غطاء التوجيه لتوفير وصول مباشر إلى برغي الضبط (الشكل 1 ، II) إذا كان المنظم الأصلي مزودا بغطاء توجيه.
    2. استبدل برغي المقبس ذو الرأس ألين ببرغي مقبس مسطح الرأس إذا كان برغي الضبط الأصلي مزودا بمقبس رأس ألين.
  4. قم بإزالة محمل تغذية الجاذبية القياسي (أي الخزان لحمل كرات الطلاء وتغذيتها في البندقية) وأغلق أنبوب التغذية الرأسي (الشكل 1 ، الثالث) لتجنب تسرب الضغط.
    1. تأكد من تفريغ مسدس كرات الطلاء وفصل مصدر الهواء (ثاني أكسيد الكربون2 أو خزان الهواء المضغوط) قبل إزالة محمل تغذية الجاذبية.
    2. حدد موقع عنق التغذية (الشكل 1C) حيث يتم توصيل محمل تغذية الجاذبية. قم بفك مشبك عنق التغذية باستخدام الأداة المناسبة.
    3. قم بإزالة محمل تغذية الجاذبية القياسي عن طريق سحبه لأعلى.
    4. أدخل غطاء أو سدادة عنق التغذية لإغلاق الفتحة. تتوفر هذه عادة في متاجر كرات الطلاء أو عبر الإنترنت وهي مصممة لتناسب بشكل مريح في عنق التغذية ، مما يؤدي إلى إغلاقها.
  5. قم بتجميع منصة (الشكل 1D) لمسدس كرات الطلاء وطاولة تحديد المواقع للحيوانات xy.
    1. قم ببناء قاعدة المنصة عن طريق قطع قطعتين من اللوح الليفي متوسط الكثافة.
      ملاحظة: اعتمادا على توافر المواد وتفضيلها ، يمكن أيضا استخدام مواد بديلة (مثل الخشب الرقائقي).
    2. قص قطعة مربعة أصغر لقياس 1.5 × 1.5 قدم.
    3. قص قطعة مستطيلة أكبر بقياس 2.5 × 1.5 قدم.
    4. ارفع المنصة الأصغر وقم بتثبيتها بمقدار 3.5 بوصات فوق المنصة الأكبر باستخدام مشكلتين متوازيتين مقاس 2 × 4 ثوان.
  6. قم بتأمين مسدس كرات الطلاء المعدل على المنصة.
    1. ضع مسدس كرات الطلاء على جانبه على المنصة الأصغر بحيث تمتد نهاية البرميل نصف بوصة فوق الحافة.
    2. قم بتأمين مسدس كرات الطلاء باستخدام أقواس التثبيت أو المشابك التي تناسب برميل ومخزون مسدس كرات الطلاء.
    3. قم بتوصيل خزان هواء مضغوط (الشكل 1E ؛ انظر جدول المواد) بمنظم مسدس كرات الطلاء. بدلا من ذلك ، قم بتوصيل خط ضغط مباشر من خزان نيتروجين مضغوط لزيادة نطاق مستويات ضغط الإخراج الموثوقة.
    4. إذا كنت تستخدم خزان هواء مضغوط ، فقم بتثبيته على اللوح الليفي بحزام قماش متين. قم بتوصيل الحزام بمسامير أو مسامير وقم بتضمين آلية ضبط لسهولة الشد والفك.
  7. قم بتأمين طاولة تحديد المواقع xy على القطعة الأكبر من اللوح الليفي المستطيل المقابل لبرميل مسدس كرات الطلاء باستخدام مسامير أو مسامير (الشكل 1F).
    ملاحظة: يمكن شراء جدول تحديد المواقع x-y (انظر جدول المواد) ، المعروف أيضا باسم مرحلة xy ، من العديد من الموردين ، بما في ذلك تجار التجزئة عبر الإنترنت والموردين الصناعيين وموردي المعدات العلمية. عند شراء جدول تحديد المواقع xy ، ضع في اعتبارك نطاق السفر وسعة الحمولة والدقة والاختيار بين الضبط اليدوي أو التحكم الآلي. سيسمح جدول تحديد المواقع x-y هذا بالحركة الدقيقة وتحديد موضع على طول محورين: المحور x (أفقيا باتجاه البرميل أو بعيدا عنه) والمحور y (عموديا لأعلى أو لأسفل من البرميل).
  8. قم بتعديل جدول تحديد المواقع xy عن طريق تثبيت ثلاثة مشابك PVC.
    1. قم بتأمين مشابك PVC بسمك 1 سم على جانبي الجزء الأمامي من البرميل باستخدام مسامير أو براغي. تأكد من أن المشابك واسعة بما يكفي لاستيعاب حامل من الخطوتين 1.9 و 1.10 (على سبيل المثال ، 1.5 بوصة).
    2. قم بتأمين مشبك PVC أكثر سمكا (4 سم) عموديا ومعاكسا للمشبكين بسمك 1 سم باستخدام مسامير أو براغي. تأكد من أن المشبك عريض بما يكفي لاستيعاب محول الضغط من الخطوة 2.4 (على سبيل المثال ، 1.5 بوصة).
    3. قم بحفر فتحتين في الجزء العلوي من المشبك الثالث وأدخل براغي بلاستيكية لمزيد من التثبيت لمحول الضغط أثناء معايرة النظام في الخطوة 2.
  9. قم بتخصيص الجزء الداخلي من حامل (الشكل 2 أ).
    1. قم بشراء وقطع قطعة من أنبوب PVC (قطر خارجي 35 مم ، قطر داخلي 26 مم ، طول 6.75 بوصة) لغرفة الاحتواء الداخلية للماوس.
    2. قم بإنشاء ثقب مستطيل الشكل (3 × 5 سم) على بعد 1 بوصة من نهاية الأنبوب لفضح رأس الماوس والكتفين الخلفيين العلويين بينما يظل باقي الجسم محميا.
      ملاحظة: إذا كان موقع إصابة الجهاز العصبي المركزي أقل على ظهر الفأر (على سبيل المثال ، العمود الفقري الصدري أو القطني) ، فاجعل الثقب المستطيل أكبر.
  10. قم بتخصيص الجزء الخارجي من حامل (الشكل 2 ب).
    1. قم بشراء وقطع قطعة من الأنبوب PVC (القطر الخارجي 44 مم ، القطر الداخلي 35 مم ، طوله 6 بوصات) لغرفة الاحتواء الخارجية للماوس.
    2. قم ببناء فتحة تعرض (الشكل 2C) داخل غرفة الاحتواء الخارجية للتحكم الدقيق في موقع إصابة الجهاز العصبي المركزي.
    3. قم بإنشاء فتحة متبادلة على الجانب الآخر لإدخال ماسورة محول الضغط أثناء معايرة النظام في الخطوة 2 (على سبيل المثال ، ثقب 9 مم).
  11. قم بتعديل الجزء الخارجي من حامل لاستيعاب توصيل التخدير بالغاز. إذا تم استخدام مخدر عن طريق الحقن بدلا من ذلك ، فتخط هذه الخطوة.
    1. أغلق أحد طرفي الجزء الخارجي من حامل باستخدام شريط لاصق. تأكد من ملاءمة محكمة لمنع تسرب الغاز.
    2. قم بإنشاء ثقب صغير في الختم لإدخال خط التخدير.
    3. ضع خط التخدير لإدخال الأيزوفلوران في بيئة الأنبوب دون اتصال مباشر بالحيوان.

2. معايرة النظام

  1. قم بتوصيل محول ضغط (الشكل 2D ؛ انظر جدول المواد للحصول على الخيارات) بنظام الحصول على البيانات (DAQ) والكمبيوتر لترجمة قراءات الضغط المادي إلى بيانات رقمية.
    1. قم بتوصيل محول الضغط بوحدة DAQ (انظر جدول المواد) ، مما يضمن القطبية المناسبة والتوصيلات الآمنة.
    2. أدخل وحدة DAQ النمطية في هيكل DAQ (انظر جدول المواد) للسماح لها بتلقي الطاقة والاتصال بالكمبيوتر.
    3. استخدم كبل USB لتوصيل هيكل DAQ بالكمبيوتر.
    4. تأكد من تثبيت البرامج وبرامج التشغيل اللازمة على الكمبيوتر للتفاعل مع أجهزة DAQ والحصول على البيانات (انظر جدول المواد للحصول على الخيارات).
  2. تكوين إعدادات نظام DAQ.
    1. افتح برنامج DAQ المثبت.
    2. تأكد من التعرف على نظام DAQ بواسطة الكمبيوتر.
    3. راجع أوراق بيانات المواصفات والمعايرة لوحدة DAQ / الهيكل ومحول الضغط المحدد وقم بتكوين إعدادات نظام DAQ:
      ملاحظة: إعدادات DAQ لأجهزة DAQ المستخدمة في هذه المخطوطة متاحة للجمهور على GitHub. يمكن للقراء المهتمين الوصول إلى المستودع في https://github.com/amystahl19/RexLab-ITON.
      1. الإدخال التناظري: حدد قناة الإدخال المادية في وحدة DAQ حيث يتم توصيل محول الضغط.
      2. مصدر الإثارة (مصدر Vex): حدد مصدر الإثارة لوحدة DAQ (على سبيل المثال، داخلي أو خارجي).
      3. جهد الإثارة (قيمة Vex): اضبط قيمة vex على القيمة المحددة من قبل الشركة المصنعة لمحول الضغط (على سبيل المثال ، 5 أو 10 فولت).
      4. نوع الجسر: اختر نوع الجسر المناسب لوحدة DAQ النمطية (على سبيل المثال، جسر كامل أو نصف جسر أو جسر رباعي).
      5. مقاومة الجسر: اضبط مقاومة الجسر على القيمة المحددة من قبل الشركة المصنعة لمحول الضغط (على سبيل المثال ، 350).
      6. عامل المعايرة/القياس المخصص: قم بتكوين القياس استنادا إلى ورقة بيانات المعايرة التي توفرها الشركة المصنعة لمحول الضغط. تقوم الشركة المصنعة بمعايرة محول الضغط عن طريق تطبيق وحدة فيزيائية معروفة (psi) وقياس الوحدات الكهربائية الناتجة (mV / V). قم بإنشاء منحنى معايرة عن طريق رسم الوحدات الفيزيائية المعروفة مقابل الوحدات الكهربائية التي تم الحصول عليها.
      7. معدل أخذ العينات (هرتز): اضبط معدل أخذ العينات مرتفعا بما يكفي لالتقاط ديناميكيات تغيرات الضغط دون التعرج (على سبيل المثال ، 1 أو 10 كيلو هرتز اعتمادا على سرعة تغيرات الضغط في تجربتك).
        ملاحظة: كلما كان شكل موجة الهواء بالضغط الزائد أضيق (أي كلما تغير الضغط بسرعة أكبر) ، كلما اتسع نطاق التردد الذي يثيره وبالتالي كلما زاد معدل أخذ العينات. هذا مهم بشكل خاص في التجارب التي تنطوي على نماذج إصابة الجهاز العصبي المركزي حيث يمكن أن تحدث تغيرات الضغط بسرعة.
  3. قم بإنشاء أداة رقمية في برنامج DAQ للحصول على البيانات.
    ملاحظة: سيتم استخدام هذه الأداة الرقمية لقياس ضغوط خرج النظام وتسجيلها وعرضها وتحليلها بدقة. الأداة الرقمية المستخدمة في هذه المخطوطة متاحة للجمهور على GitHub. يمكن للقراء المهتمين الوصول إلى المستودع على https://github.com/amystahl19/RexLab-ITON.x
    1. قم بتنفيذ خوارزميات معالجة الإشارات لتصفية البيانات الأولية من محول الطاقة أو تضخيمها أو معالجتها بطريقة أخرى.
    2. أضف أدوات تحليل لحساب المقاييس مثل ذروة الضغط ومتوسط الضغط ومدة أحداث الضغط.
    3. قم بدمج العناصر المرئية (مثل الرسوم البيانية) لإظهار بيانات الضغط في الوقت الفعلي وعناصر التحكم لبدء الحصول على البيانات وإيقافها وإعادة تعيينها.
    4. احفظ الأداة الرقمية.
  4. قياس ضغط خرج النظام
    1. أدخل محول الضغط في المشبك السميك الموجود على طاولة xy وبرميله من خلال فتحة حامل (تم إنشاؤه في الخطوة 1.10.3).
    2. اضبط برميل محول الضغط حتى يصبح الطرف بالضبط في موقع إصابة الجهاز العصبي المركزي.
    3. قم بتأمين محول الضغط ببراغي بلاستيكية (مثبتة في الخطوة 1.8.3).
  5. قم بتشغيل الأداة الرقمية في برنامج الحصول على البيانات أثناء تحرير مشغل مسدس كرات الطلاء لالتقاط ضغط خرج النظام وتحليله وتصوره.
  6. اضبط برغي الضبط حتى يصل ضغط خرج النظام إلى المستوى المطلوب.
    ملاحظة: بعد تعديل ماسورة مسدس كرات الطلاء لتكون غير مكسبة ، بطول 1.5 بوصة وقطر 6.5 مم ، يكون النظام قادرا على توفير مستويات هواء الضغط الزائد بشكل موثوق في حدود 15-50 رطل لكل بوصة مربعة عند 5 مم من مقدمة البرميل34. تظهر مستويات الهواء ذات الضغط الزائد التي تقل عن 15 رطل لكل بوصة مربعة وأعلى من 50 رطل لكل بوصة مربعة تباينا كبيرا في الكثافة. للحصول على عرض شامل لضغط خرج النظام (psi) كدالة لضغط الإدخال (psi) ، والمسافة من البرميل (سم) ، والوقت (مللي ثانية) ، انظر الشكل 2 من Hines-Beard et al.34. استخدم النيتروجين المضغوط بدلا من الهواء المضغوط للحصول على مستويات هواء ذات ضغط زائد أعلى من 50 رطل لكل بوصة مربعة بشكل موثوق باستخدام هذا النظام.

3. تحضير والتعرض للهواء بالضغط الزائد

  1. قم بتخدير الفأر باستخدام الأيزوفلوران في غرفة الحث مع 1.5-3٪ 30،31،32،33 إيزوفلوران في الأكسجين حتى يتم تخديره بالكامل.
    1. تأكد من التخدير عن طريق تقييم عدم وجود استجابة لقرص إصبع القدم.
    2. قم بتأمين الفأر في حامل الداخلي مع كشف رأسه وكتفيه الخلفيتين العلويين من خلال الفتحة المستطيلة ، بينما يظل الظهر والأطراف الخلفية السفلية محمية.
    3. ادعم رأس الماوس بوسادة مثبتة على الجزء السفلي السليم من حامل الداخلي.
    4. قم بتأمين الماوس عن طريق وضع شريط جراحي على الكتفين الخلفيين العلويين.
    5. أدخل حامل الداخلي في حامل الخارجي.
    6. افتح خط التخدير الثانوي لتوصيل الأيزوفلوران داخل حامل.
    7. ضع وسادة إضافية في نهاية حامل لمنع تسرب المخدر من الأنبوب ولمنع الفأر من التحرك أثناء التعرض للهواء الزائد الضغط.
  2. توصيل الهواء بالضغط الزائد
    1. قم بمحاذاة فتحة العدسة الدائرية لحامل الخارجي مقاس 4 مم مباشرة فوق العين اليسرى للماوس.
    2. ضع حامل باستخدام مقابض التحكم على طاولة xy بحيث تتماشى فتحته مع ماسورة مسدس كرات الطلاء والسطح الخارجي على بعد 5 مم من نهاية البرميل.
      ملاحظة: اضبط مسافة من نهاية البرميل لتغيير مستوى هواء الضغط الزائد (psi) والشكل. حرك بعيدا عن البرميل لخفض مستوى الهواء عالي الضغط وإنشاء موجة هوائية أكثر انتشارا للضغط الزائد.
    3. بدء تسلسل الهواء بالضغط الزائد للحث على ITON:
      1. قم بتوصيل رشقتين من الهواء بضغط زائد 15 رطل لكل بوصة مربعة بفاصل 0.5 ثانية متكررة يوميا لمدة 3 أيام29،30،31،32.
        ملاحظة: يمكن تحفيز ITON مماثل عن طريق توصيل ثلاث رشقات نارية متتالية من هواء الضغط الزائد 15 رطل لكل بوصة مربعة مفصولة بفواصل 0.5 ثانية23. تظهر هنا درجة ITON الناتجة عن ست رشقات نارية متتالية من هواء الضغط الزائد 15 رطل لكل بوصة مربعة مفصولة بفواصل 0.5 ثانية في النتائج التمثيلية.
      2. قم بتعريض الفئران الزائفة لضوضاء هواء الضغط الزائد ، ولكن ليس هواء الضغط الزائد نفسه عن طريق تدوير حامل بحيث لا تكون الفتحة تواجه البرميل وتسد الهواء بدرع من الورق المقوى.
  3. استعادة الماوس
    1. دع الفئران تتعافى من التخدير.
      1. قم بتطبيق قطرات العين المزلقة (انظر جدول المواد) لمنع العينين من الجفاف من التخدير.
      2. وفر الدفء باستخدام دعامة تسخين متحكم فيها (انظر جدول المواد).
    2. راقب الفئران بصريا حتى تحافظ على وضعية مستقيمة وتمشي بشكل طبيعي. اسمح لهم بأن يكونوا بصحبة زملائهم في القفص.
    3. زود جميع الفئران المعرضة للهواء بالضغط الزائد بغذاء استعادة الهلام (انظر جدول المواد) لأول 3 أيام بعد الإصابة لمنع فقدان الوزن.

4. جمع الأنسجة ومعالجتها

  1. القتل الرحيم للفئران عن طريق الحقن داخل الصفاق من Avertin Working Solution.
    1. اصنع مخزون أفرتين عن طريق خلط 10 جم من 2،2،2 ، -ثلاثي البروم الإيثانول (انظر جدول المواد) مع 10 مل من 1-البنتانول (انظر جدول المواد). يحفظ في الظلام عند 4 درجات مئوية.
    2. اصنع محلول عمل Avertin عن طريق الجمع بين 1.25 مل من مخزون Avertin ، و 45 مل من الماء المقطر المزدوج ، و 5 مل من 10x PBS (انظر جدول المواد) في أنبوب سعة 50 مل. الفلتر وتعقيم الخليط وتخزينه في الظلام عند 4 درجات مئوية.
  2. قم ببث الفئران عبر القلب بنسبة 4٪ بارافورمالدهيد (انظر جدول المواد) في 1x PBS (انظر جدول المواد).
  3. قم باستئصال العين المعرضة للهواء عالي الضغط باستخدام ملقط دقيق (انظر جدول المواد) والمقص (انظر جدول المواد) ، مما يضمن الحفاظ على العصب البصري (ON).
  4. اجمع ON مع أنسجة العين المنزوع لمزيد من التحليل.
  5. تتناثر على الأنسجة.
    1. Postfix ON الأنسجة بين عشية وضحاها في 4٪ بارافورمالدهيد و 2٪ جلوتارالديهايد (انظر جدول المواد) في 1x PBS. إذا كنت تعمل مع أنسجة غير ممتلئة (كما في الخطوة 4.2) ، فقم بالإصلاح لمدة 5 أيام بدلا من الليل.
    2. انقل الأنسجة اللاصقة إلى صفيحة ذات 12 أو 24 بئرا (انظر جدول المواد) باستخدام 1x PBS باستخدام فرشاة رسم (انظر جدول المواد) أو عصا خشبية حادة.
    3. في غطاء الدخان ، استبدل 1xPBS ب 2٪ من رابع أكسيد الأوزميوم (انظر جدول المواد) في مخزن مؤقت cacodylate 0.2 M (الوصفة متاحة للجمهور على GitHub. يمكن للقراء المهتمين الوصول إلى المستودع في https://github.com/amystahl19/RexLab-ITON) باستخدام ماصة النقل. احتضن على الجليد لمدة 2 ساعة.
    4. قم بإجراء ثلاث غسلات مع 1x PBS
      1. تخلص من نفايات الأوزميوم بشكل مناسب.
      2. اترك الطبق في غطاء الدخان لمدة ليلتين بعد غسل PBS الثالث.
  6. تجفيف الأنسجة في سلسلة الإيثانول المتدرجة.
    1. انقل الأعصاب إلى طبق جديد يحتوي على 50٪ من الإيثانول واحتضانه لمدة 30 دقيقة.
    2. استبدلها ب 70٪ إيثانول لمدة 30 دقيقة.
    3. استبدل بنسبة 95٪ من الإيثانول لمدة 30 دقيقة.
    4. استبدل بالإيثانول بنسبة 100٪ لمدة 30 دقيقة.
  7. تضمين ON الأنسجة في epon.
    ملاحظة: وصفة Epon متاحة للجمهور على GitHub. يمكن للقراء المهتمين الوصول إلى المستودع على https://github.com/amystahl19/RexLab-ITON. انظر جدول المواد للمواد المدرجة في الوصفة.
    1. اليوم 1: نقل الأنسجة إلى قارورة سعة 2 مل مع أكسيد البروبيلين (انظر جدول المواد) / 100٪ إيثانول (1: 1) ورجها لمدة 30 دقيقة في درجة حرارة الغرفة. استبدلها بأكسيد البروبيلين النقي ورجيها لمدة 15 دقيقة ، وكرر مرة واحدة. استبدلها بأكسيد البروبيلين / إيبون (1: 1) ورجها طوال الليل في الغرفة الباردة.
    2. اليوم 2: انقل الأنسجة إلى طبق 12 أو 24 بئرا مع 100٪ إيبون ورجه لمدة 4 ساعات في درجة حرارة الغرفة. استبدلها بإيبون طازج بنسبة 100٪ واحتضانها طوال الليل في درجة حرارة الغرفة في فراغ.
    3. اليوم 3: كرر حضانة epon كما في اليوم 2.
    4. اليوم 4: انقل الأنسجة إلى قالب مسطح يحتوي على إيبون بنسبة 100٪ ، وأعد توجيه المنديل ، وضعه في فرن 60 درجة مئوية لمدة 48 ساعة.
  8. قسم على الأنسجة.
    1. تقليم القوالب تحت نطاق تشريح إلى هرم مزدوج مع وجود العصب في المنتصف.
    2. اجمع المقاطع العرضية بسمك 700 نانومتر باستخدام ميكروتوم فائق الصغر وسكين ماسي (انظر جدول المواد).
    3. اجمع الأقسام على شرائح المجهر الزجاجي الأبيض المشحونة باستخدام الماء المقطر.
    4. يجف في فرن 60 درجة مئوية حتى يتبخر الماء. تبرد في درجة حرارة الغرفة.
  9. وصمة عار على الأنسجة.
    1. اغمر الشرائح في 1٪ بارافينيلين ديامين (PPD) (انظر جدول المواد) في خليط 1: 1 من الميثانول و 2-البروبانول لمدة 28 دقيقة.
    2. اشطف الشرائح في خليطين متتاليين من الميثانول 1: 1 (انظر جدول المواد) و 2-بروبانول (انظر جدول المواد) لمدة 1 دقيقة لكل منهما.
    3. اشطف الشرائح بالإيثانول بنسبة 100٪ لمدة 1 دقيقة واتركها تجف في الهواء.
    4. ضع الشرائح في صندوق رطب وقم بتغطية الأقسام باللون الأزرق 1٪ من التولودين (انظر جدول المواد) باستخدام ماصة النقل.
    5. احتضن في فرن 60 درجة مئوية لمدة 20 دقيقة.
    6. اشطف الشرائح بالماء المقطر المزدوج واتركها حتى تجف في الهواء.
  10. قم بتركيب وتصوير الأنسجة.
    1. قم بتحريك شرائح الغطاء باستخدام وسائط التركيب (انظر جدول الطرق) ، وإزالة الوسائط الزائدة.
    2. اترك الشرائح تجف طوال الليل.
    3. صور المقاطع العرضية باستخدام الفحص المجهري للمجال الساطع مع هدف الغمر بالزيت 100x.
  11. تضمين أنسجة الشبكية وتقطعها وتلطيخها كيميائيا مناعيا.
    1. بعد الإصلاح أنسجة العين الكاملة في 4٪ بارافورمالدهيد لمدة 2-4 ساعات.
    2. حماية أنسجة العين بأكملها بالتبريد في 30٪ سكروز (انظر جدول المواد في 1x PBS بين عشية وضحاها عند 4 درجات مئوية.
    3. قم بتضمين أنسجة العين في وسط تجميد (انظر جدول المواد).
    4. اجمع المقاطع العرضية لشبكية العين بسمك 10 ميكرومتر على ناظم البرد وقم بتركيب الأقسام على شرائح مجهر زجاجي أبيض مشحونة (انظر جدول المواد).
    5. اغسل الشرائح في 1x PBS واحتضنها في مخزن مؤقت مانع (5٪ Triton X-100 و 2٪ ألبومين مصل بقري (BSA) (انظر جدول المواد) في 1x PBS) مع مصل حمار عادي بنسبة 5٪ (NDS) (انظر جدول المواد) في درجة حرارة الغرفة لمدة 30 دقيقة.
    6. احتضان الشرائح بين عشية وضحاها عند 4 درجات مئوية (أو في درجة حرارة الغرفة لمدة 4 ساعات) في الجسم المضاد الأولي (انظر جدول المواد) في 0.5٪ Triton X-100 (انظر جدول المواد) في 1xPBS (PBT).
    7. اغسل الشرائح في PBT واحتضن في الجسم المضاد الثانوي (انظر جدول المواد) في مانع المخزن المؤقت بنسبة 5٪ NDS.
    8. اغسل الشرائح في PBT ، وقم بتطبيق وسيط التثبيت باستخدام DAPI (انظر جدول المواد) ، والغطاء ، وختمها بطلاء الأظافر.
    9. تنزلق الصورة على مجهر اللفائف الفلوري.
    10. في حالة تحديد شدة التألق ، تأكد من التقاط الصور من نفس منطقة الشبكية مع إعدادات تكبير وكسب وتعريض متطابقة.
  12. اعتمد على المحاور.
    1. احسب عدد المحاور يدويا باستخدام برنامج تحليل الصور (انظر جدول المواد) عن طريق أخذ عينات 20٪ من إجمالي مساحة المقطع العرضي للعصب باستخدام تراكب شبكي ثابت لتقدير كثافة المحاور العصبية (المحاور / مم2).
    2. قم بقياس مساحة المقطع العرضي ON.
      1. استخدم الدالة Set Scale لتعيين وحدات البكسل/ميكرون للهدف المستخدم في الصورة.
      2. استخدم أداة اختيار Polygon لتتبع غمد المايلين للعصب البصري ، باستثناء الأوعية الدموية.
      3. قم بقياس مساحة ON باستخدام الدالة Measure .
      4. حدد 20٪ من المساحة الإجمالية بضرب المساحة المقاسة في 0.2.
    3. تراكب الشبكة الثابتة على المقطع العرضي ON.
      1. قم بتنزيل المكون الإضافي Counting Array (مصفوفة العد).
        ملاحظة: هذا المكون الإضافي متاح للجمهور على GitHub. يمكن للقراء المهتمين الوصول إلى المستودع في https://github.com/amystahl19/RexLab-ITON.
      2. افتح المكون الإضافي Counting Array لتراكب شبكة ثابتة أعلى المقطع العرضي ، تتكون من 9 متباعدة بشكل متساو على شكل مربع في تكوين علامة زائد.
      3. قم بتحرير المساحة لكل منطقة من المناطق ال 9 بقسمة 20٪ من المساحة الإجمالية للمقطع العرضي ON (محسوبة في الخطوة 4.6.2.4) على 9.
      4. قم بتوسيط الشبكة الثابتة بحيث يكون مركز علامة الجمع في منتصف المقطع العرضي ON.
    4. عد المحاور الحية والمتحللة بشكل منفصل.
      1. قم بتنزيل المكون الإضافي Cell Counter وافتحه.
        ملاحظة: هذا المكون الإضافي متاح للجمهور على GitHub. يمكن للقراء المهتمين الوصول إلى المستودع في https://github.com/amystahl19/RexLab-ITON.
      2. لكل منطقة من المناطق التسع ، احسب عدد ملفات تعريف المحاور الحية والمتدهورة بشكل منفصل من خلال تصور حالة غمد المايلين. تأكد من إجراء القياس الكمي للمحور العصبي أثناء التعمية عن المجموعة التجريبية للحيوان لتجنب التحيز.
      3. بالنسبة للمحاور الحية ، ابحث عن تلك التي يظهر فيها غمد المايلين سليما ، ملطخا بشكل موحد ، ومحاطا بسلاسة وبشكل متساو حول المحور العصبي.
      4. بالنسبة للمحاور المتدهورة ، ابحث عن تلك التي تعاني من سماكة أو بصل أو انهيار غمد المايلين.
      5. إذا تم قطع المحور العصبي جزئيا بواسطة الشبكة المتراكبة ، فقم بتضمينه فقط في عدد المحاور العصبي إذا شوهد التجويف.
      6. تأكد من عدم عد المحاور المستطيلة عن طريق الخطأ أكثر من مرة ، ولا تخطئ في اعتبار الحطام أو الغبار ملف تعريف محور عصبي متدهور.
    5. قم بإجراء تحليلات إحصائية لاختبار الاختلافات الدلالية في متوسط عدد المحاور بين المجموعات. تأكد من تضمين ما لا يقل عن أربعة ONs في كل مجموعة لمراعاة التباين الطبيعي الذي لوحظ في التحليلات السابقة.
      1. قم بإجراء اختبار t للعينات المستقلة (المعروف أيضا باسم اختبار t للطالب للعينات المستقلة) لتقييم الاختلافات الدلالية بين متوسط مجموعتين مستقلتين.
      2. قم بإجراء البديل غير البارامتري ، اختبار Mann-Whitney U ، إذا تعذر استيفاء شروط اختبار العينات المستقلة (على سبيل المثال ، إذا لم يتم توزيع البيانات بشكل طبيعي أو كانت أحجام العينات صغيرة جدا).

النتائج

باستخدام نظام إنتاج الهواء بالضغط الزائد الموصوف هنا ، تم استنباط الاعتلال العصبي البصري الرضحي غير المباشر (ITON) عن طريق تعريض العين اليسرى للفئران البالغة (3 أشهر) من ذكور C57Bl / 6 (ن = 4) إلى ست رشقات نارية متتالية من هواء الضغط الزائد 15 رطل لكل بوصة مربعة مفصولة بفواصل 0.5 ثانية. تم تخدير الوهمة (ن = 8 ؛ البيانات المأخوذة من Vest et al.33) ، ووضعها في حامل ، وتعريضها للصوت ولكن ليس للهواء الزائد الضغط.

بدت الأعصاب البصرية القريبة للحيوانات الزائفة (الشكل 3 أ) بصحة جيدة مع محاور كثيفة الحجم وذات حجم موحد محاطة بخلايا دبقية ذات مورفولوجيا وتوزيع طبيعيين. بالمقارنة ، يبدو أن الأعصاب البصرية القريبة للفئران المعرضة ل ITON (أي 6 رشقات نارية متتالية من هواء الضغط الزائد 15 رطل لكل بوصة مربعة مفصولة بفواصل 0.5 ثانية) (الشكل 3 ب) تتدهور مع علامات فقدان المحاور العصبية ، مثل زيادة التباعد بين المحاور المتبقية ، وعلامات تنكس المحاور العصبية ، بما في ذلك التورم ، والمخالفات في شكل المحور العصبي ، وانهيار غمد المايلين المحاور ، وعلامات الدبقة ، بما في ذلك تضخم وتضخم الخلايا الدبقية. أكدت اختبارات Mann-Whitney U اختلافا كبيرا في إجمالي المحاور (p = 0.0040) (الشكل 3C) والملامح التنكسية (p = 0.0028) (الشكل 3D) بين ITON والفئران الزائفة. تشير هذه النتائج إلى أن ITON يقلل بشكل كبير من إجمالي المحاور ويزيد بشكل كبير من الملامح التنكسية. تم إجراء اختبارات Mann-Whitney U لأن بيانات مجموعة ITON لم يكن لها حجم عينة كبير بما يكفي لاختبار Independent Samples t.

تم إجراء تلطيخ كيميائي مناعي للمقاطع العرضية لشبكية العين باستخدام مضاد Iba1 (انظر جدول المواد) ، وهو علامة للخلايا الدبقية الصغيرة (الخلايا المناعية الأولية للجهاز العصبي المركزي) ، على كل من الفئران الزائفة (الشكل 4 أ) و ITON (الشكل 4 ب). كشف التلوين أن الخلايا الدبقية الصغيرة كانت في حالة الراحة لجميع الفئران ، وتتميز بأجسام خلايا صغيرة ذات عمليات طويلة ورقيقة ومتشعبة للغاية. والجدير بالذكر أنه لوحظ وجود عدد متزايد من الخلايا الدبقية الصغيرة في فئران ITON (الشكل 4 ب) ، مما يشير إلى تكاثر الخلايا الدبقية الصغيرة استجابة للإصابة. بالإضافة إلى ذلك ، في فئران ITON ، لوحظ أن الخلايا الدبقية الصغيرة تمتد بشكل غير طبيعي إلى الطبقة النووية الخارجية (ONL) ، حيث توجد أجسام الخلايا المستقبلة للضوء (الشكل 4 ب). يتناقض هذا مع الزائفة (الشكل 4 أ) ، حيث تم توطين الخلايا الدبقية الصغيرة في طبقة الخلايا العقدية (GCL) ، والطبقة الضفيرية الداخلية (IPL) ، والطبقة النووية الداخلية (INL) ، والطبقة الخارجية (OPL) - الطبقات التي توجد فيها الخلايا الدبقية الصغيرة عادة في شبكية العين السليمة غير المصابة.

كشفت التلوين الكيميائي المناعي اللاحق باستخدام anti-PKC-α (انظر جدول المواد) ومضاد المشبكي (انظر جدول المواد) ، وعلامات الخلايا ثنائية القطب القضيبية والمشابك الشريطية المستقبلة للضوء ، على التوالي ، عن روابط متشابكة سليمة في كل من الفئران الزائفة (الشكل 5 أ) و ITON (الشكل 5 ب). على وجه التحديد ، لوحظ أن تشعبات الخلايا ثنائية القطب القضيب تمتد وتتداخل مع الأطراف المشبكية للمستقبلات الضوئية للقضيب. تتناقض هذه النتيجة مع دراسة مبكرة35 ، والتي أظهرت تراجعا لتشعبات الخلايا ثنائية القطب نحو أجسام الخلايا بعد أربعة أسابيع من ITON من رشقتين متتاليتين بمعدل 15 رطل لكل بوصة مربعة من الهواء عالي الضغط (0.5 ثانية) مرة واحدة يوميا لمدة 3 أيام. يمكن أن يعزى هذا التناقض إلى النقاط الزمنية المختلفة لجمع الأنسجة بين الدراستين. تم جمع العينات الحالية بعد أسبوعين من ITON مقارنة ب 4 أسابيع بعد ITON في الدراسة السابقة. على الرغم من عدم اكتشاف اعتلال التشابك المشابك في التحليل الحالي ، فقد لاحظنا امتداد عمليات الخلايا الدبقية الصغيرة إلى ONL (الشكل 4 ب) ، حيث توجد أجسام الخلايا المستقبلة للضوء. تشير هذه الملاحظة إلى أن اضطراب الروابط المشبكية بين الخلايا ثنائية القطب والمستقبلات الضوئية قد يظهر كتأثير ثانوي للإصابة ، في حين أن فقدان المحور العصبي وتنكس المحور العصبي والدبقي يشكلان آثارا أولية للضرر.

figure-results-4281
الشكل 1: نظام لإصابة الجهاز العصبي المركزي البؤري المغلق. يتم تكبير المستطيلات المتقطعة في الصورة العلوية وعرضها على شكل B و C و A في الصورتين أدناه (كما هو موضح بأسهم بيضاء). (أ) برميل مخصص مقاس 1.5 بوصة غير مسطح (I) في نهاية مسدس كرات الطلاء. (ب) منظم الضغط مع إزالة غطاء التوجيه لفضح برغي الضبط (II). (ج) عنق التغذية مع إزالة محمل تغذية الجاذبية وتركيب غطاء عنق التغذية (III). (د) منصة أساسية تتكون من قطعة من اللوح الليفي مقاس 1.5 قدم × 1.5 قدم مرتفعة فوق قطعة أكبر من اللوح الليفي 2.5 قدم × 1.5 قدم. (ه) خزان هواء مضغوط متصل بمنظم الضغط لمسدس كرات الطلاء ومثبته بمنصة اللوح الليفي باستخدام حزام متين. (F) طاولة تحديد المواقع الحيوانية x-y. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-5354
الشكل 2: حامل مخصص للتوصيل البؤري للهواء عالي الضغط. (أ) داخل حامل يتكون من أنبوب PVC ضيق به ثقب مستطيل الشكل (3 × 5 سم) لكشف رأس وأعلى كتفيه الخلفيتين. (ب) خارج حامل يتكون من أنبوب PVC أوسع ينزلق إليه الأنبوب البولي كلوريد الفينيل الأضيق ، مما يحمي جسم بالكامل بصرف النظر عن الأنسجة المكشوفة داخل فتحة التعرض. (ج) فتحة التعرض للتوصيل البؤري للهواء عالي الضغط إلى موقع إصابة الجهاز العصبي المركزي محل الاهتمام. (د) محول ضغط لمعايرة ضغط خرج النظام. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-6213
الشكل 3: ITON بسبب التوصيل البؤري للهواء عالي الضغط. (أ ، ب) صور مجهرية تمثيلية للمقاطع العرضية للعصب البصري القريب من (أ) وهم و (ب) ITON. (ج) التقدير الكمي لإجمالي عدد المحاور. (د) القياس الكمي لملامح المحاور العصبية التنكسية. ن = 4 ل ITON. ن = 9 للزائفة. تم أخذ بيانات عدد المحاور لمجموعة الوسام من Vest et al.33. ** ص < 0.005. تمثل أشرطة الخطأ الانحراف المعياري. أشرطة المقياس = 20 ميكرومتر. الاختصار: ITON = اعتلال الأعصاب البصري الرضحي غير المباشر. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-7163
الشكل 4: تكاثر الخلايا الدبقية الصغيرة غير الطبيعي والهجرة إلى ONL بسبب ITON الناجم عن النظام. (أ ، ب) صور مجهرية مضان تمثيلية للمقاطع العرضية لشبكية العين مع وضع العلامات المضادة ل Iba1 للخلايا الدبقية الصغيرة (الحمراء) من (أ) الوهم و (ب) ITON. أشرطة المقياس = 100 ميكرومتر. الاختصارات: ITON = اعتلال الأعصاب البصري الرضحي غير المباشر. GCL = طبقة الخلية العقدية ، INL = الطبقة النووية الداخلية ، ONL = الطبقة النووية الخارجية. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-7985
الشكل 5: المثابرة المبكرة للوصلات المشبكية بين الخلايا ثنائية القطب القضيبية والمستقبلات الضوئية بسبب ITON الذي يسببه النظام ، على الرغم من احتمالية تأخر اعتلال التشابك. (أ ، ب) صور مجهرية مضان تمثيلية للمقاطع العرضية لشبكية العين مع وضع العلامات المضادة للسينابتوسين لنقاط الاشتباك العصبي للمستقبل الضوئي (أحمر) ووضع العلامات المضادة ل PKC-α للخلايا ثنائية القطب القضيبية (أخضر) من (أ) زائف و (ب)) ITON. أشرطة المقياس = 100 ميكرومتر. الاختصارات: ITON = اعتلال الأعصاب البصري الرضحي غير المباشر. PKC = بروتين كيناز C. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

Discussion

يعد نظام الهواء المخصص للضغط الزائد أداة مفيدة لدراسة إصابات الجهاز العصبي المركزي للنظام المغلق في نماذج الفئران. توضح النتائج التمثيلية من تجربة المثال أن التوصيل البؤري للهواء عالي الضغط باستخدام هذا النظام يمكن أن يحفز ITON بشكل فعال ، مما يؤدي إلى فقدان كبير للمحور العصبي وتنكسه. هذا يسلط الضوء على قدرة النظام على إنتاج إصابة دقيقة وقابلة للتكرار في الجهاز العصبي المركزي.

تتمثل إحدى نقاط القوة الرئيسية لهذا النظام في قابليته للتخصيص للحث على مجموعة من إصابات الجهاز العصبي المركزي. يمكن تعديل شدة الإصابة عن طريق تعديل ضغط الخرج الكلي للنظام ، ومسافة من نهاية البرميل باستخدام مرحلة تحديد المواقع xy ، وحجم وشكل فتحة التعرض ، وعدد حالات التعرض للهواء عالي الضغط ، والفاصل الزمني بين التعرضات. بالإضافة إلى ذلك ، يمكن تعديل موقع إصابة الجهاز العصبي المركزي عن طريق تعديل موقع فتحة التعرض داخل حامل. مكن هذا التنوع النظام من إنتاج مجموعة من إصابات الجهاز العصبي المركزي للنظام المغلق في نماذج الفئران. في البداية ، تم استخدام النظام لنمذجة إصابات الكرة الأرضية المغلقة ، مع التركيز على تلف القطب الأمامي والخلفي والعجز ذي الصلة34،36 ، بما في ذلك تأثيرات استجابة الجهاز المناعي37 ، والنتائج الخاصة بالسلالة38 ، وفعالية عوامل الحماية العصبية39. في النهاية ، توسع هذا التطبيق لتقييم عواقب التعرض المتكرر الموجه للعين لنمذجة الاعتلال العصبي البصري الرضحي غير المباشر (ITON) 30 واستكشاف تأثير العدد والفاصل الزمني بين التعرض المتكرر33. منذ ذلك الحين ، توسع تطبيق النظام ليشمل نمذجة إصابات الدماغ الرضحية الخفيفة المغلقة (mTBI) من خلال التعرض الموجه للرأس40،41 وإصابة الحبل الشوكي مغلق الجسم (SCI) من خلال التعرض الموجه للظهر42 ، مما يؤكد قدرة الجهاز على التكيف وتعدد استخداماته في دراسة مجالات إصابات الجهاز العصبي المركزي المتنوعة.

عند استخدام هذا النظام ، من الأهمية بمكان اتخاذ تدابير لتقليل التباين في نتائج الإصابة لضمان قابلية تكرار النتائج التجريبية وموثوقيتها. تشمل التدابير الرئيسية معايرة مستويات ضغط خرج النظام قبل وبعد كل سلسلة من التعرضات الثلاثة لضمان توصيل الضغط بشكل متسق. على الرغم من أن التباين منخفض عند تشغيل النظام بين 15 رطل لكل بوصة مربعة و 50 رطل لكل بوصة مربعة عند استخدام الهواءالمضغوط 34 ، إلا أن المعايرة المتسقة تساعد في اكتشاف الأخطاء غير المتوقعة ، مثل انخفاض البطارية أو انخفاض الهواء. بالإضافة إلى ذلك ، ضع كل على نفس المسافة من نهاية البرميل لضمان حجم ضغط زائد ثابت ، حيث تقل شدة موجة الضغط مع المسافة. يضمن تحديد المواقع المنتظم أيضا تأثر كل بنفس الجزء من الموجة الهوائية. علاوة على ذلك ، يضمن تأمين بشكل موحد داخل الحامل استهداف الأنسجة ذات الأهمية باستمرار ، خاصة في نماذج التعرض المتكرر عندما يكون هناك خطر الحركة. أخيرا ، يعد التوحيد في العمر والجنس والخلفية الجينية للحيوانات أمرا بالغ الأهمية لأن هذه العوامل تؤثر على الاستجابة للإصابة. على سبيل المثال ، قارنت الدراسات السابقة التي تستخدم هذا النظام تأثيرات الهواء عالي الضغط الموجه للعين على سلالات الفئران المختلفة ، مما يسلط الضوء على الاختلافات الكبيرة في الاستجابة للإصابة بين C57Bl / 6J36 و DBA / 2J37 و Balb / c38 الفئران. أظهرت الفئران DBA / 2J و Balb / c أمراض القطب الأمامي الأكثر حدة ، وتلف أكبر في الشبكية ، وإجهاد تأكسدي أعلى ، واستجابات التهابية عصبية أكثر وضوحا مقارنة بالفئران C57Bl / 6J مع فئران Balb / c التي تظهر ملامح إصابة قوية ودائمةبشكل خاص 38.

استكشاف أخطاء النظام وإصلاحها
إذا كانت قيم الضغط منخفضة بشكل غير معهود لإعداد مقياس ضغط معين ، فاسحب الزناد 5-10x ، مما يسمح للهواء بالمرور عبر النظام والمنظم للتكيف مع إعداد جديد. يجب ألا يكون هناك تسرب في خزان الهواء. يجب عدم تلف الحلقة O الموجودة في خزان الهواء أو تآكلها ، ويجب أن يحتوي خزان الهواء على هواء كاف ، ويجب عدم استنفاد بطارية البندقية. لا ينبغي أن تتحول طاولة xy بعيدا عن موضعها المعتاد من نهاية البرميل ويجب أن تصطف فتحة التعرض للهواء بالضغط الزائد مع ماسورة البندقية وعدم إغلاقها. يجب تثبيت المنظم بإحكام في قبضة البندقية. إذا كانت قيم الضغط منخفضة جدا على الرغم من استخدام أعلى إعداد على مقياس الضغط ، فيجب عدم زيادة مقياس الضغط إلى ما بعد 200 رطل لكل بوصة مربعة ، ويجب ضبط إعداد السرعة على البندقية إلى الحد الأقصى للإعداد. إذا كانت إعدادات الضغط غير متسقة (على سبيل المثال ، مرتفعة ثم منخفضة) ، فتأكد من أن خزان الهواء يحتوي على هواء كاف ، وأن المنظم مثبت بإحكام بقبضة البندقية ، ولا توجد تسريبات في خزان الهواء وأنه مشدود بإحكام ، والحلقة O الموجودة في خزان الهواء غير تالفة أو متآكلة.

لفهم القدرات الكاملة لهذا النظام بشكل شامل ، من المهم التعرف على حدوده. لا يزال تقليد سيناريوهات العالم الحقيقي في بيئة المختبر أمرا صعبا. على الرغم من أن هذا النظام يولد هواء عالي الضغط ، إلا أنه لا يكرر الديناميكيات المعقدة لحدث متفجر ، مثل تدرجات الضغط ودرجة الحرارة المتغيرة ، ووجود الحطام والأمواج المنعكسة ، والطبيعة متعددة الأطوار. بالإضافة إلى ذلك ، فإنه لا يحاكي شكل موجة فريدلاندر ("موجة الانفجار الأولية") ، والتي تتميز بذروة حادة وشبه فورية في الضغط متبوعة باضمحلال أسي سريع ينخفض إلى ما دون الضغط المحيط قبل العودة إلى خط الأساس43. بدلا من ذلك ، يمثل الشكل الموجي الذي ينتجه هذا النظام ملفا شخصيا أبسط وأكثر تناسقا حيث يوجد ارتفاع وانخفاض تدريجي في الضغط مع عدم وجود مرحلة سلبية مميزة (انظر الشكل 2C في Hines-Beard et al.34). من المفيد إلى حد ما أن هذا الشكل الموجي يجمع بين عناصر كل من الانفجار والإصابات الحادة. يوفر "نبض الضغط" على شكل جرس تأثيرا ثابتا للضغط الزائد ، على غرار "جدار الهواء" الذي يضرب الهدف. ومع ذلك ، فإن الهواء عالي الضغط الذي توفره الموجة هو أيضا جانب مميز رئيسي لإصابات الانفجار. قد يجادل البعض بأنه في حين أن هذا الشكل الموجي يتضمن جوانب من كلا النوعين من الإصابات ، إلا أنه لا يلتقط تعقيد أي منهما بشكل كامل. ومع ذلك ، فإن "نبضة الضغط" المتسقة والقابلة للتكرار مثالية للتجارب الخاضعة للرقابة في بيئة معملية لدراسة إصابة الجهاز العصبي المركزي للنظام المغلق البؤري. لقد أظهرنا الطبيعة البؤرية للإصابة سابقا. على سبيل المثال ، لا يسبب التعرض لعين واحدة تلفا لظهارة الأنف الأولية أوالدماغ 44. أيضا ، عند توجيهها إلى جانب رأس الفأر ، تتأثر منطقة صغيرة من الدماغ45. أخيرا ، لم تؤثر الطاقة من هواء الضغط الزائد من هذا النظام عند مستوى الضغط المستخدم ل ITON على الماوس ما لم تتكرر بفاصل زمنيقصير 33. وبالتالي ، فإن الضغط غير ضار وبالتالي لا يكرر قوة نهاية نفاثة. علاوة على ذلك ، حتى مع التعرض المتكرر للهواء بالضغط الزائد للعين ، لم يكن هناك أي تأثير على هياكل العين الأمامية33. حدث تنكس كبير في العصب البصري وفقدان البصر فقط مع التعرض المتكرر مع فاصل التعرض بين التعرض أقل من 1 دقيقة33.

بالمقارنة مع الأجهزة المختبرية الأخرى لإنشاء إصابات الجهاز العصبي المركزي المغلق ، يوفر هذا النظام مزايا فريدة. يمكن أن يوفر رشقات نارية متسلسلة من الهواء عالي الضغط في تتابع سريع (فواصل 0.5 ثانية)33 ، مما يحاكي الظروف في البيئات المهنية عالية الخطورة حيث يكون التعرض السريع للانفجار خطرا شائعا. على سبيل المثال ، يستخدم العسكريون ، في سيناريوهات التدريب والقتال ، مجموعة من الأسلحة النارية الآلية القادرة على إطلاق النار المتكرر السريع ، بما في ذلك البنادق الآلية (على سبيل المثال ، M16 ، AK-47) ، والمدافع الرشاشة (على سبيل المثال ، عيار M2 .50) ، وبنادق جاتلينج ، والمدافع الصغيرة. تشمل الأسلحة الأخرى الأبطأ والمتكررة التي يستخدمها العسكريون المدفعية وقذائف الهاون والقنابل اليدوية والعبوات الناسفة. كما أن عمال الهدم المشاركين في عمليات الهدم الخاضع للرقابة وعمال المناجم المشاركين في عمليات التفجير لتفتيت الصخور واستخراج المعادن يتعرضون أيضا لانفجارات متتالية في تتابع سريع. أخيرا ، يمكن لعمال البناء الذين يستخدمون الأدوات الهوائية أو محركات الخوازيق أو غيرها من المعدات الثقيلة التي تولد قوى إيقاعية قوية أن يواجهوا تأثيرات متكررة سريعة تحاكي التعرض للانفجار. والجدير بالذكر أن التوصيل السريع للهواء بالضغط الزائد غير ممكن باستخدام أجهزة مثل أنابيب الصدمات التي تتطلب إعادة تشكيل واسعة النطاق أو إعادة ضغط بين كل حدث. تستخدم أنابيب الصدمة أغشية تنفجر لتوليد موجات صدمة ، وبعد كل انفجار ، يجب استبدال الحجاب الحاجز. تستغرق هذه العملية وقتا ، حيث يجب فتح أنبوب الصدمة ، وإزالة الحجاب الحاجز المستهلك ، وتثبيت غشاء جديد ، والسماح للنظام بالوقت لإعادة الضبط وإعادة الضغط. وبالتالي ، خاصة بالنسبة للدراسات التي تبحث في إصابة الجهاز العصبي المركزي بعد التعرض السريع للانفجار المتكرر ، فإن النظام الذي لا يتطلب إعادة تشكيل واسعة النطاق أو إعادة الضغط بين كل حدث هو النظام المثالي.

التطبيقات المستقبلية لهذا النظام المعدل وسهل الاستخدام والفعال من حيث التكلفة واعدة. من خلال الاستفادة من سماته القابلة للتكيف والفريدة من نوعها ، يفتح هذا النظام العديد من السبل الواعدة للدراسات العلاجية قبل السريرية المستقبلية. يمكن الاستفادة من قدرتها على تقديم رشقات نارية سريعة ومتسلسلة من الهواء عالي الضغط لدراسة الآثار التراكمية للتعرض المتكرر للانفجارات ، وهو أمر مناسب لفهم الاعتلال الدماغي الرضحي المزمن والحالات التنكسية العصبية الأخرى طويلة الأمد. بالإضافة إلى ذلك ، يمكن استخدام هذا النظام لاستكشاف فعالية التدخلات الدوائية المختلفة التي تهدف إلى التخفيف من إصابات الجهاز العصبي المركزي المغلق ، بما في ذلك توقيت وجرعات الأدوية الواقية من الأعصاب لتحديد نوافذ العلاج المثلى. علاوة على ذلك ، فإن دقة النظام في محاكاة جوانب كل من آليات الإصابات الحادة والانفجارية تسمح بتطوير نماذج إصابات شاملة تعكس الصدمات المعقدة التي يعاني منها الأفراد في سيناريوهات العالم الحقيقي. يمكن أن يسهل ذلك اختبار العلاجات متعددة الوسائط التي تعالج الجوانب العالمية الشائعة للإصابة ، مثل الالتهاب والإجهاد التأكسدي وموت الخلايا العصبية. بشكل عام ، يوفر هذا الجهاز منصة متعددة الاستخدامات وقوية لتعزيز فهمنا لإصابات الجهاز العصبي المركزي المغلق وتطوير تدخلات علاجية فعالة.

Disclosures

ليس لدى المؤلفين أي تضارب في المصالح للإفصاح عنه.

Acknowledgements

تم دعم هذا العمل بتمويل من NIH NEI P30 EY008126 ، ومنحة Potocsnak Discovery في الطب التجديدي ، واللواء المتقاعد ستيفن إل جونز ، MD Fund ، و Research Prevent Blindness، Inc Unrestricted Funds (VEI).

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
1-PentanolFisher ScientificAC160600250Used to make Avertin solution 
2,2,2-tribomoethanolSigma AldrichT48402Used to make Avertin solution 
24-well plates with lidVWR76520-63424-well plate
2-Propanol Fisher ScientificA451-1 
50 kS/s/channel Bridge Analog Input Module National InstrumentsNI-9237DAQ module
Albumin Bovine Fraction V (BSA) Research Products International A30075BSA
Anti-Iba1 Primary Antibody (Goat polyclonal) Abcam ab5076Marker for microglia, Used at 1:500 concentration 
Anti-Synaptophysin Primary Antibody (Mouse monoclonal) Abcam ab8049Marker for photoreceptor ribbon synapses, Used at 1:20 concentration
Araldite GY 502 Electron Microscopy Sciences10900
Cacodylate bufferElectron Microscopy Sciences11652
Charcoal Filter CanisterE-Z SystemsEZ-258Collection of anesthetic waste
Clear H20 DietGel 76AClear H2O 72-07-5022Used post blast to aid animal recovery
CompactDAQ ChassisNational InstrumentsUSB-9162DAQ chassis
Compressed AirA-L GasGSMCA300 Used to refill pressurized air tank
DAPI Fluoromount-G Southern BiotechMounting media with DAPI
Diamond knifeMicro Star Technologies, Group of Bruker Nano, Inc. For sectioning optic nerves, 3 mm/45 degrees/Style H 
Donkey Anti-Goat IgG (H+L) High Cross Adsorbed Secondary Antibody, Alex Fluor 594Invitrogen (Supplier: Fisher Scientific)A-11058Secondary antibody for microglia, Used at 1:200 concentration
Donkey Anti-Mouse IgG (H+L) High Cross Adsorbed Secondary Antibody, Alex Fluor 594Invitrogen (Supplier: Fisher Scientific)A-21203Secondary antibody for photoreceptor ribbon synapses, Used at 1:200 concentration
Donkey Anti-Rabbit IgG (H+L) High Cross Adsorbed Secondary Antibody, Alex Fluor 488Invitrogen (Supplier: Fisher Scientific)A-21206Secondary antibody for rod bipolar cells, Used at 1:200 concentration 
Donkey Serum Sigma Aldrich D9662NDS
Dumont #3 ForcepsFine Science Tools11231-30Fine forceps for whole eye enucleation 
Ethanol (200 proof) KOPTEC (Supplier: VWR) 89125-188Ethanol 
Fluoromount-G Invitrogen (Supplier: Fisher Scientific)00-4958-02Mounting media
Genteal Tears Ophthalmic GelCovetrus72359Eye lubricant to prevent eyes from drying out during/after anesthesia 
GlutaraldehydeElectron Microscopy Sciences16200
Graduated Cylinder 1000 mLFisher Scientific08-572G
Graduated Cylinder 250 mLFisher Scientific08-572E
Graduated Cylinder 500 mLFisher Scientific08-572F
Heating pad Braintree ScientificAP-R 26EControlled heating support
High Pressure Fill StationNinja PaintballHPFSV2Used to refill pressurized air tank
ImageJNational Institutes of Health Image analysis software
Invert MiniEmpire PaintballPaintball gun
IsofluraneCovetrus29405Inhalation anesthetic
Isoflurane VaporizerVetEquip901806Animal anesthesia
Masterflex PumpCole-ParmerUsed for animal perfusion
Methanol Sigma Aldrich322415-2L 
Microscope SlidesGlobe Scientific1358WWhite glass microscope slides
NI LabVIEW National InstrumentsSoftware to acquire data from DAQ system (other examples include Matlab, Python, or other softwares provided by different DAQ hardware manufacturers)
NI Measurement and Automation Explorer (NI MAX) National InstrumentsSoftware to configure DAQ system settings
NI-DAQmx drivers National InstrumentsDriver for interacing with DAQ system 
Nikon Eclipse Ni-E microscopeNikon Instruments
Osmium tetroxide 2%Electron Microscopy Sciences19152
Paraformaldehyde 32%Electron Microscopy Sciences15714-SPFA diluted down to 4%
Paraphenylenediamine Sigma AldrichP6001
PBS (10x), pH 7.4Thermo Fisher Scientific70011044PBS diluted down to 1x
Propylene oxide Electron Microscopy Sciences20401
PROV3 48 L, 48 in3 Aluminum 3000 psi Rated TankNinja PaintballPressurized air tank
Pyrex Reusable Media Storage Bottle 1000 mLFisher Scientific06-414-1D
Pyrex Reusable Media Storage Bottle 500 mLFisher Scientific06-414-1C
Pyrex Reusable Media Storage Bottles 250 mLFisher Scientific06-414-1B
Recombinant Anti-PKC-a Primary Antibody (Rabbit monoclonal) Abcam ab32376Marker for rod bipolar cells, Used at 1:500 concentration 
Resin 812Electron Microscopy Sciences14900
Series TJE Pressure Transducer, 100 psi Honeywell 060-0708-10TJGConsider the range when selecting pressure transducer to optimize resolution of measurements 
SucroseSigma AldrichS5016
Super TJE Pressure Transducer, 7500 psi Honeywell Consider the range when selecting pressure transducer to optimize resolution of measurements 
Syringe/Needle ComboCovetrus 60728Syringe/Needle to perform IP injections
Tissue-Plus OCT CompoundFisher Scientific23-730-571 Freezing medium 
Toluidine blueFisher ScientificBP107-10
Triton X-100Sigma AldrichT8787
UniSlide XY TableVelmex AXY40 SeriesXY positioning table 
University Brush - Series 233- Round, Size 000Winsor and Newton Paintbrush
Vannas Spring Scissors - 2.5mm Cutting EdgeFine Science Tools15000-08Scissors for whole eye enucleation
Virtual InstrumentNational Instruments Digital tool for data acquisition software 

References

  1. Schneiderman, A. I., Braver, E. R., Kang, H. K. Understanding sequelae of injury mechanisms and mild traumatic brain injury incurred during the conflicts in Iraq and Afghanistan: Persistent postconcussive symptoms and posttraumatic stress disorder. Am J Epidemiol. 167 (12), 1446-1452 (2008).
  2. Terrio, H., et al. Traumatic brain injury screening: Preliminary findings in a us army brigade combat team. J Head Trauma Rehabil. 24 (1), 14-23 (2009).
  3. Morissette, S. B., et al. Deployment-related tbi, persistent postconcussive symptoms, ptsd, and depression in oef/oif veterans. Rehabil Pyschol. 56 (4), 340 (2011).
  4. Cooper, D. B., et al. Treatment of persistent post-concussive symptoms after mild traumatic brain injury: A systematic review of cognitive rehabilitation and behavioral health interventions in military service members and veterans. Brain Imaging Behav. 9, 403-420 (2015).
  5. Elder, G. A. Update on tbi and cognitive impairment in military veterans. Curr Neurol Neurosci Rep. 15 (10), 68 (2015).
  6. Vincent, A. S., Roebuck-Spencer, T. M., Cernich, A. Cognitive changes and dementia risk after traumatic brain injury: Implications for aging military personnel. Alzheimers Dement. 10, S174-S187 (2014).
  7. St Onge, P., Mcilwain, D. S., Hill, M. E., Walilko, T. J., Bardolf, L. B. Marine corps breacher training study: Auditory and vestibular findings. US Army Med Dep J. , 97-107 (2011).
  8. Capó-Aponte, J. E., et al. Effects of repetitive low-level blast exposure on visual system and ocular structures. J Rehabil Res Dev. 52 (3), 273-290 (2015).
  9. Tate, C. M., et al. Serum brain biomarker level, neurocognitive performance, and self-reported symptom changes in soldiers repeatedly exposed to low-level blast: A breacher pilot study. J Neurotrauma. 30 (19), 1620-1630 (2013).
  10. Carr, W., et al. Repeated low-level blast exposure: A descriptive human subjects study. Mil Med. 181 (suppl_5), 28-39 (2016).
  11. Caplan, B., et al. Relation of repeated low-level blast exposure with symptomology similar to concussion. J Head Trauma Rehabil. 30 (1), 47-55 (2015).
  12. Woodall, J. L., et al. Repetitive low-level blast exposure and neurocognitive effects in army ranger mortarmen. Mil Med. 188 (3-4), e771-e779 (2023).
  13. Stone, J. R., et al. Functional and structural neuroimaging correlates of repetitive low-level blast exposure in career breachers. J Neurotrauma. 37 (23), 2468-2481 (2020).
  14. Gavett, B. E., Stern, R. A., Cantu, R. C., Nowinski, C. J., Mckee, A. C. Mild traumatic brain injury: A risk factor for neurodegeneration. Alzheimers Res Ther. 2, 1-3 (2010).
  15. Smith, D. H., Johnson, V. E., Stewart, W. Chronic neuropathologies of single and repetitive tbi: Substrates of dementia. Nat Rev Neurol. 9 (4), 211-221 (2013).
  16. Juan, S. M., Daglas, M., Adlard, P. A. Tau pathology, metal dyshomeostasis and repetitive mild traumatic brain injury: An unexplored link paving the way for neurodegeneration. J Neurotrauma. 39 (13-14), 902-922 (2022).
  17. Kundi, S., Bicknell, R., Ahmed, Z. Spinal cord injury: Current mammalian models. Am J Neurosci. 4 (1), 1-12 (2013).
  18. Flierl, M. A., et al. Mouse closed head injury model induced by a weight-drop device. Nat Protoc. 4 (9), 1328-1337 (2009).
  19. Khalin, I., et al. A mouse model of weight-drop closed head injury: Emphasis on cognitive and neurological deficiency. Neural Regen Res. 11 (4), 630-635 (2016).
  20. Jamnia, N., et al. A clinically relevant closed-head model of single and repeat concussive injury in the adult rat using a controlled cortical impact device. J Neurotrauma. 34 (7), 1351-1363 (2017).
  21. Mishra, V., et al. Primary blast causes mild, moderate, severe and lethal tbi with increasing blast overpressures: Experimental rat injury model. Sci Rep. 6 (1), 1-14 (2016).
  22. Hu, C. -. K., Chen, M. -. H., Wang, Y. -. H., Sun, J. -. S., Wu, C. -. Y. Integration of multiple prognostic predictors in a porcine spinal cord injury model: A further step closer to reality. Front Neurol. 14, 1136267 (2023).
  23. Lim, J. -. H., et al. Establishment of a canine spinal cord injury model induced by epidural balloon compression. J Vet Sci. 8 (1), 89 (2007).
  24. Fukuda, S., et al. New canine spinal cord injury model free from laminectomy. Brain Res Protoc. 14 (3), 171-180 (2005).
  25. Norris, C., et al. A closed-body preclinical model to investigate blast-induced spinal cord injury. Front Mol Neurosci. 16, 1199732 (2023).
  26. Zhao, Q., Zhang, J., Li, H., Li, H., Xie, F. Models of traumatic brain injury-highlights and drawbacks. Front Neurol. 14, 1151660 (2023).
  27. Osier, N. D., Dixon, C. E. The controlled cortical impact model: Applications, considerations for researchers, and future directions. Front Neurol. 7, 214364 (2016).
  28. Chen, Y., Constantini, S. Caveats for using shock tube in blast-induced traumatic brain injury research. Front Neurol. 4, 117 (2013).
  29. Bernardo-Colón, A., et al. Antioxidants prevent inflammation and preserve the optic projection and visual function in experimental neurotrauma. Cell Death Dis. 9 (11), 1097 (2018).
  30. Bernardo-Colón, A., et al. Progression and pathology of traumatic optic neuropathy from repeated primary blast exposure. Front Neurosci. 13, 719 (2019).
  31. Thomas, C. N., et al. Assessment of necroptosis in the retina in a repeated primary ocular blast injury mouse model. Exp Eye Res. 197, 108102 (2020).
  32. Naguib, S., Bernardo-Colón, A., Rex, T. S. Intravitreal injection worsens outcomes in a mouse model of indirect traumatic optic neuropathy from closed globe injury. Exp Eye Res. 202, 108369 (2021).
  33. Vest, V., Bernardo-Colón, A., Watkins, D., Kim, B., Rex, T. S. Rapid repeat exposure to subthreshold trauma causes synergistic axonal damage and functional deficits in the visual pathway in a mouse model. J Neurotrauma. 36 (10), 1646-1654 (2019).
  34. Hines-Beard, J., et al. A mouse model of ocular blast injury that induces closed globe anterior and posterior pole damage. Exp Eye Res. 99, 63-70 (2012).
  35. Naguib, S., Bernardo-Colon, A., Cencer, C., Rex, T. S. Galantamine confers neuroprotection in a model of indirect traumatic optic neuropathy. Invest Ophthalmol Vis Sci. 60 (9), 4407-4407 (2019).
  36. Bricker-Anthony, C., Hines-Beard, J., Rex, T. S. Molecular changes and vision loss in a mouse model of closed-globe blast trauma. Invest Ophthalmol Vis Sci. 55 (8), 4853-4862 (2014).
  37. Bricker-Anthony, C., Hines-Beard, J., D'surney, L., Rex, T. S. Exacerbation of blast-induced ocular trauma by an immune response. J Neuroinflammation. 11 (1), 1-15 (2014).
  38. Bricker-Anthony, C., Hines-Beard, J., Rex, T. S. Eye-directed overpressure airwave-induced trauma causes lasting damage to the anterior and posterior globe: A model for testing cell-based therapies. J Ocul Pharmacol Ther. 32 (5), 286-295 (2016).
  39. Bricker-Anthony, C., et al. Erythropoietin either prevents or exacerbates retinal damage from eye trauma depending on treatment timing. Optom Vis Sci. 94 (1), 20-32 (2017).
  40. Heldt, S. A., et al. A novel closed-head model of mild traumatic brain injury caused by primary overpressure blast to the cranium produces sustained emotional deficits in mice. Front Neurol. 5, 2 (2014).
  41. Guley, N. H., et al. A novel closed-head model of mild traumatic brain injury using focal primary overpressure blast to the cranium in mice. J Neurotrauma. 33 (4), 403-422 (2016).
  42. Del Mar, N., et al. A novel closed-body model of spinal cord injury caused by high-pressure air blasts produces extensive axonal injury and motor impairments. Exp Neurol. 271, 53-71 (2015).
  43. Wolf, S. J., Bebarta, V. S., Bonnett, C. J., Pons, P. T., Cantrill, S. V. Blast injuries. Lancet. 374 (9687), 405-415 (2009).
  44. Bricker-Anthony, C., Rex, T. S. Neurodegeneration and vision loss after mild blunt trauma in the c57bl/6 and dba/2j mouse. PLoS One. 10 (7), e0131921 (2015).
  45. Heldt, S. A., et al. A novel closed-head model of mild traumatic brain injury caused by primary overpressure blast to the cranium produces sustained emotional deficits in mice. Front Neurol. 5, 2 (2014).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

213

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved