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摘要

该协议描述了一种定制的超压空气系统，旨在诱导小鼠的闭路系统中枢神经系统 （CNS） 损伤，包括眼部、大脑和脊髓创伤。该协议的目标是为研究人员提供一个框架，以便轻松适应和扩展系统以进行他们独特的 CNS 创伤研究。

摘要

闭合系统中枢神经系统 （CNS） 损伤的普遍性强调了加强对这些创伤的理解以改进保护和治疗干预的必要性。这项研究的关键是复制封闭系统 CNS 损伤的动物模型。在这种情况下，设计了一个定制的超压空气系统，以在小鼠模型中重现一系列封闭系统的 CNS 损伤，包括眼部、大脑和脊髓创伤。迄今为止，该系统已用于管理眼睛、头部或脊柱导向的超压空气，以模拟眼睛前后杆损伤、间接创伤性视神经病变 （ITON）、局灶性创伤性脑损伤和脊髓损伤。本文提供了一个详细的协议，概述了该系统的设计和操作，并分享了证明其有效性的代表性结果。这里介绍的稳健框架为 CNS 创伤的持续研究提供了坚实的基础。通过利用系统的灵活属性，调查人员可以修改和仔细控制受伤的位置、严重程度和时间。这允许全面比较多种封闭系统 CNS 损伤的分子机制和治疗效果。

引言

闭路系统中枢神经系统 （CNS） 损伤是由大脑或脊髓损伤引起的损伤，但不会导致颅骨或脊柱断裂。这些损伤包括创伤性脑损伤 （TBI） 和脊髓损伤 （SCI），可能由各种事件引起，包括钝器损伤（例如跌倒、运动损伤、机动车事故）和爆炸性爆炸。与穿透性 CNS 损伤相比，闭合系统 CNS 损伤通常被认为不太严重，但它们发生的频率更高。然而，与穿透伤类似，封闭系统 CNS 损伤会导致长期和进行性的健康问题，尤其是在反复发生之后 1,2,3,4,5,6。令人担忧的是，新出现的证据表明，即使是亚临床闭合系统中枢神经系统损伤，在单次发生后低于 TBI 或 SCI 的诊断标准 7,8,9,10,11,12,13，也可能在反复受伤后演变成慢性神经退行性疾病 6,14,15，16. 这凸显了迫切需要更好地了解单一和反复闭合系统 CNS 损伤的机制和后果。 这些知识对于改进保护和治疗方法是必不可少的。这项工作的关键是复制封闭系统 CNS 损伤的动物模型。

当前封闭系统 CNS 损伤的动物模型有助于促进我们对这些创伤的病理生理学和潜在保护和治疗干预措施的理解。啮齿动物因其低成本、可用性、遗传可操作性、易于处理、完善的行为和生理测定以及更有利的伦理考虑而特别受欢迎17。在啮齿动物中诱导闭式系统 TBI 的常用方法包括体重下降装置18,19、受控皮质冲击 （CCI） 装置20 和压缩空气驱动电击管21。对于 SCI，钝挫伤模型通常需要椎板切除术22,23 或其他手术技术24 才能直接进入脊髓或硬膜外腔。然而，已经使用压缩空气驱动的减震管开发了闭体 SCI 爆炸损伤模型 25。尽管提供了有价值的见解，但这些模型中的每一个都有其独特的局限性。体重下降模型可能具有很高的可变性，并且对受伤位置和严重程度的控制有限，从而产生导致严重、不受控制的伤害的实验和伦理问题26。CCI 设备提供精度，但需要培训才能操作，可能涉及开颅手术，并且可能会受到机械可变性的影响，从而影响可重复性27。休克管通常侵入性较小，但可能难以获得，设置和操作复杂，并且由于环境因素、波反射和复杂的压力相互作用，可能会造成不切实际且高度可变的损伤情况28。

为了更好地研究单次和重复闭合系统 CNS 损伤的机制和影响及其治疗，本文提出了一种模块化、用户友好、经济高效且无创的方法。这种方法的主要目标是实现对损伤参数的精确控制和灵活修改，包括位置、严重程度和时间。为了支持这一目标，本手稿提供了构建、校准和排除超压空气系统故障的详细协议，解决了现有封闭系统 CNS 损伤装置的一些局限性。该系统不仅具有成本效益和最短的设置时间，而且用途广泛，可提供一致且可重复的结果，同时最大限度地减少伦理问题并最大限度地提高临床相关性。此外，还描述了该系统在小鼠模型中产生一系列封闭系统 CNS 损伤的能力，以及其在未来研究中的潜在应用。值得注意的是，这份手稿的目标是提供一个框架，使研究人员能够根据他们的特定需求轻松获取、调整和扩展该系统，从而进一步推进对 CNS 创伤的持续研究。还提出了证明该系统在诱导轴突创伤方面的有效性的代表性结果。

研究方案

所有程序均根据范德堡大学 29,30,31,32 机构动物护理和使用委员会 （IACUC） 批准的协议以及实验动物护理评估和认证协会 （AAALAC） 和视觉与眼科研究协会 （ARVO） 的指导方针进行。所有小鼠均分组饲养并保持 12 小时的光照/黑暗循环，并随意提供食物和水。该方案使用三个月龄的 30,31,33 只 C57 Bl/6 小鼠。

1. 系统建设

  1. 获得具有集成气压调节器的市售彩弹枪（请参阅 材料表）。
  2. 如有必要，修改桶（图 1A）。
    1. 如果原始料筒沿其长度有开孔或穿孔，则压缩空气可能会泄漏并消散到空气中，从而降低最大输出压力水平。通过购买坚固的、无孔的桶来更换它，以增加输出压力范围（图 1，I）。
    2. 如果原来的枪管又长又笨重，可以通过购买定制长度的较短枪管或使用切管机或锯子来缩短它。
    3. 如果原始筒体没有产生所需的输出压力水平，请通过购买具有自定义孔径的筒体来修改筒体的内径（孔径）。减小原始孔径尺寸的直径将增加输出压力的范围， 反之亦然。
  3. 如有必要，修改调节器（图 1B）。
    1. 如果原来的调节器带有导向盖，请取下导向盖，以便直接接触调节螺钉（图 1、II）。
    2. 如果原来的调整螺钉带有内六角头内六角螺钉，请将内六角头螺钉更换为平头内六角螺钉。
  4. 拆下标准重力进料装载器（即用于容纳彩弹并将其送入枪中的储液器）并密封垂直进料管（图 1、III）以避免压力泄漏。
    1. 在卸下重力进料装载机之前，确保彩弹枪已卸下子弹并且断开气源（CO2 或压缩空气罐）。
    2. 找到连接重力进料装载机的进料颈（图 1C）。使用适当的工具松开进料颈夹。
    3. 向上拉动标准重力进料装载机，将其拆下。
    4. 插入进料颈盖或塞子以密封开口。这些通常在彩弹射击商店或网上有售，旨在紧贴进料颈部，将其密封。
  5. 为彩弹枪组装一个平台（图 1D）和一个 xy 动物定位台。
    1. 通过切割两块中密度纤维板来构建平台底座。
      注意：根据材料的可用性和偏好，也可以使用替代材料（例如胶合板）。
    2. 切一个较小的方形块，尺寸为 1.5 x 1.5 英尺。
    3. 切割一个较大的矩形块，尺寸为 2.5 x 1.5 英尺。
    4. 使用两个平行的 2 x 4 秒将较小的平台抬高并固定在较大平台上方 3.5 英寸处。
  6. 将改装后的彩弹枪固定到平台上。
    1. 将彩弹枪侧放到较小的平台上，使枪管的末端在边缘上方延伸半英寸。
    2. 使用适合彩弹枪枪管和枪托的安装支架或夹子固定彩弹枪。
    3. 将加压气瓶（图 1E;参见 材料表）连接到彩弹枪的调节器上。或者，连接来自压缩氮气罐的直接压力管路，以增加可靠输出压力水平的范围。
    4. 如果使用加压气瓶，请用耐用的织物带将其固定在纤维板上。用螺钉或螺栓固定腕带，并包括一个调节机构，以便于拧紧和松开。
  7. 使用螺钉或螺栓将 xy 定位台固定到彩弹枪枪管对面的较大矩形纤维板上（图 1F）。
    注：x-y 定位台（参见 材料表），也称为 x-y 平台，可以从各种供应商处购买，包括在线零售商、工业供应商和科学设备供应商。购买 x-y 定位台时，请考虑行程范围、负载能力、精度以及手动调整或电动控制之间的选择。这个 x-y 定位台将允许动物沿两个轴精确移动和定位：x 轴（水平朝向或远离枪管）和 y 轴（垂直向上或向下离开枪管）。
  8. 通过安装三个 PVC 夹具来修改 x-y 定位台。
    1. 使用螺钉或螺栓将两个 1 cm 厚的 PVC 夹固定在枪管前部的两侧。确保夹具足够宽以容纳步骤 1.9 和 1.10 中的动物支架（例如，1.5 英寸）。
    2. 使用螺钉或螺栓固定一个较厚 （4 cm） 的 PVC 夹，该夹子垂直于两个 1 cm 厚的夹子。确保夹具足够宽，以容纳步骤 2.4 中的压力传感器（例如，1.5 英寸）。
    3. 在步骤 2 中，在第三个夹具的顶部钻两个孔，并插入两个塑料螺钉，以便在系统校准期间进一步稳定压力传感器。
  9. 定制动物支架的内部（图 2A）。
    1. 购买并切割一根 PVC 管（外径 35 毫米，内径 26 毫米，长 6.75 英寸），用于鼠标的内部安全壳。
    2. 在距离管子末端 3 英寸处创建一个矩形孔 （5 x 1 cm），以露出老鼠的头部和上后肩，而身体的其他部分仍然受到保护。
      注意：如果 CNS 损伤部位位于小鼠背部较低（例如，胸椎或腰椎），请放大矩形孔。
  10. 定制动物支架的外部（图 2B）。
    1. 购买并切割一根 PVC 管（外径 44 毫米，内径 35 毫米，长 6 英寸），用于鼠标的外部安全壳室。
    2. 在外部密封室内构建一个曝光孔径（图 2C），以精确控制 CNS 损伤部位。
    3. 在第 2 步的系统校准期间，在另一侧创建一个往复孔，以插入压力传感器的筒（例如，一个 9 毫米的孔）。
  11. 修改动物支架的外部以适应气体麻醉输送。如果要改用注射麻醉剂，请跳过此步骤。
    1. 用胶带密封动物支架外侧的一端。确保紧密配合以防止气体泄漏。
    2. 在密封件上开一个小孔以插入麻醉线。
    3. 放置麻醉管，将异氟醚引入管环境中，而不直接接触动物。

2. 系统校准

  1. 将压力传感器（图 2D;选项见 材料表 ）连接到数据采集 （DAQ） 系统和计算机，以将物理压力读数转换为数字数据。
    1. 将压力传感器连接到 DAQ 模块（参见 材料表），确保极性正确和安全连接。
    2. 将 DAQ 模块 插入 DAQ 机箱（参见 材料表），使其能够接收电源并与计算机通信。
    3. 使用 USB 数据线将 DAQ 机箱连接到计算机。
    4. 确保计算机安装了必要的软件和驱动程序，以便与 DAQ 硬件连接和采集数据（有关选项 ，请参阅材料表 ）。
  2. 配置 DAQ 系统设置。
    1. 打开已安装的 DAQ 软件。
    2. 确保计算机能够识别 DAQ 系统。
    3. 请查阅特定 DAQ 模块/机箱和压力传感器的规格和校准数据表，并配置 DAQ 系统设置：
      注意：本手稿中使用的 DAQ 硬件的 DAQ 设置在 GitHub 上公开提供。有兴趣的读者可以在 https://github.com/amystahl19/RexLab-ITON 访问存储库。
      1. 模拟输入：在 DAQ 模块上选择连接压力传感器的物理输入通道。
      2. 激励源（Vex 源）：指定 DAQ 模块的激励源（例如，内部或外部）。
      3. 激励电压（Vex 值）：将 vex 值设置为压力传感器制造商指定的值（例如，5 或 10 V）。
      4. 网桥类型：为您的 DAQ 模块选择合适的网桥类型（例如，全桥、半桥或四分之一桥）。
      5. 电桥电阻：将电桥电阻设置为压力传感器制造商指定的值（例如，350）。
      6. 校准因子/自定义缩放：根据压力传感器制造商提供的校准数据表配置缩放。制造商通过应用已知的物理单位 （psi） 并测量得到的电气单位 （mV/V） 来校准压力传感器。通过将已知物理单位与获得的电气单位进行绘制来创建校准曲线。
      7. 采样率 （Hz）：将采样率设置得足够高，以捕获压力变化的动态而不会产生混叠（例如，1 或 10 kHz，具体取决于实验中压力变化的速度）。
        注意：超压空气波形越窄（即压力变化越快），它激发的频率范围就越宽，因此需要的采样率就越高。这在涉及 CNS 损伤模型的实验中尤为重要，因为压力变化会很快发生。
  3. 在 DAQ 软件中创建用于数据采集的数字工具。
    注意：此数字工具将用于准确测量、记录、显示和分析系统的输出压力。该手稿中使用的数字工具在 GitHub 上公开提供。有兴趣的读者可以在 https://github.com/amystahl19/RexLab-ITON.x
    1. 实施信号处理算法，以过滤、放大或以其他方式处理来自传感器的原始数据。
    2. 添加分析工具以计算峰值压力、平均压力和压力事件持续时间等指标。
    3. 结合视觉元素（例如图表）来显示实时压力数据，并控制元素来开始、停止和重置数据采集。
    4. 保存数字工具。
  4. 测量系统的输出压力
    1. 将压力传感器插入 xy 工作台及其桶上的厚夹子中，穿过动物支架的孔（在步骤 1.10.3 中创建）。
    2. 调整压力传感器的筒，直到尖端正好位于 CNS 损伤部位的位置。
    3. 用两个塑料螺钉（在步骤 1.8.3 中安装）固定压力传感器。
  5. 在松开彩弹枪的扳机的同时，运行数据采集软件中的数字工具，以捕获、分析和可视化系统的输出压力。
  6. 调整调节螺钉，直到系统的输出压力达到所需的水平。
    注意： 将彩弹枪的枪管改装为无门、长 1.5 英寸、直径 6.5 毫米后，该系统能够在距离枪管前 5 毫米处可靠地提供 15-50 psi 范围内的超压空气水平34.低于 15 psi 和高于 50 psi 的超压空气水平表现出很大的强度变化。有关系统输出压力 （psi） 与输入压力 （psi）、距桶的距离 （cm） 和时间 （ms） 的函数关系的全面显示，请参见 Hines-Beard 等人的图 234。使用压缩氮气代替压缩空气，使用此系统可靠地获得高于 50 psi 的超压空气水平。

3. 动物准备和超压空气暴露

  1. 在含有 1.5-3% 30,31,32,33 异氟醚的氧气诱导室中用异氟醚麻醉小鼠，直至完全镇静。
    1. 通过评估对脚趾捏无反应来确认麻醉。
    2. 将鼠标固定在动物内部支架中，其头部和上后肩通过矩形开口露出，而背部和下后肢保持屏蔽。
    3. 用固定在内部动物支架完整下部的垫子支撑鼠标的头部。
    4. 通过在上后肩上贴上手术胶带来固定鼠标。
    5. 将内部动物支架插入外部动物支架中。
    6. 打开二级麻醉管路，在动物支架内输送异氟醚。
    7. 在动物支架的末端放置一个额外的垫子，以防止麻醉剂从管中泄漏出来，并防止鼠标在暴露于超压空气期间移动。
  2. 超压空气输送
    1. 将外部动物支架的 4 毫米圆形孔直接对准鼠标的左眼。
    2. 使用 xy 工作台上的控制旋钮定位动物支架，使其孔径与彩弹枪的枪管对齐，并且外表面距离枪管末端 5 毫米。
      注意： 调整动物与枪管末端的距离以更改超压空气水平 （psi） 和形状。将动物从枪管中移得更远，以降低超压空气水平并产生更弥散的超压气波。
    3. 启动超压空气序列以诱导 ITON：
      1. 以 0.5 秒的间隔输送两次 15 psi 的超压空气，每天重复 3 天29、30、31、32。
        注意：类似的 ITON 可以通过连续输送 15 psi 超压空气的三次连续爆发来诱导，间隔为 0.5 秒23。代表性结果显示了在连续六次间隔 15 psi 超压空气喷射后产生的 ITON 程度。
      2. 通过转动动物支架，使孔不再面向枪管并用纸板防护罩阻挡空气，使假小鼠暴露在超压空气的噪音中，而不是超压空气本身。
  3. 鼠标恢复
    1. 让小鼠从麻醉中恢复。
      1. 使用润滑滴眼液（ 材料 表）以防止眼睛因麻醉而干燥。
      2. 使用受控加热支架提供保暖（见 材料表）。
    2. 目视监测小鼠，直到它们保持直立姿势并正常行走。让他们在笼中伙伴的陪伴下。
    3. 在受伤后的前 3 天，为所有暴露于超压空气中的小鼠提供凝胶恢复食物（参见 材料表），以防止体重减轻。

4. 组织采集和处理

  1. 通过腹膜内注射 Avertin 工作溶液对小鼠实施安乐死。
    1. 通过将 10 克 2,2,2，-三溴乙醇（参见 材料表）与 10 mL 1-戊醇（参见 材料表）混合来制备 Avertin 原液。在 4 °C 的黑暗中储存。
    2. 将 1.25 mL Avertin 原液、45 mL 双蒸水和 5 mL 10x PBS（参见 材料表）混合在 50 mL 试管中，制成 Avertin 工作溶液。过滤，对混合物进行消毒，并在 4 °C 的黑暗中储存。
  2. 在 1x PBS 中用 4% 多聚甲醛（参见 材料表）经心脏灌注小鼠（参见 材料表）。
  3. 使用细镊子（见 材料表）和剪刀（见 材料表）将暴露于超压空气中的眼睛摘除，确保保留视神经 （ON）。
  4. 收集 ON 以及去核的眼组织以进行进一步分析。
  5. Osmicate ON 组织。
    1. 在 1x PBS 中的 4% 多聚甲醛和 2% 戊二醛（参见 材料表）中将 ON 组织后固定过夜。如果处理未灌注的组织（如步骤 4.2），则后固定 5 天而不是过夜。
    2. 使用画笔（参见材料表）或锋利的木棍，用 1x PBS 将 ON 组织转移到 12 孔或 24 孔板（参见材料表）上。
    3. 在通风橱中，在 0.2 M 二甲胂酸盐缓冲液中用 2% 四氧化锇（参见 材料表）替换 1xPBS（配方在 GitHub 上公开提供。有兴趣的读者可以在 https://github.com/amystahl19/RexLab-ITON） 使用移液管访问存储库。在冰上孵育 2 小时。
    4. 用 1x PBS 进行 3 次洗涤
      1. 适当丢弃锇废料。
      2. 第三次 PBS 洗涤后，将板放在通风橱中两晚。
  6. 在分级乙醇系列中脱水 ON 组织。
    1. 将神经转移到含有 50% 乙醇的新板中并孵育 30 分钟。
    2. 用 70% 乙醇更换 30 分钟。
    3. 用 95% 乙醇更换 30 分钟。
    4. 用 100% 乙醇更换 30 分钟。
  7. 将 ON 组织包埋在 epon 中。
    注意：Epon 配方在 GitHub 上公开提供。有兴趣的读者可以在 https://github.com/amystahl19/RexLab-ITON;有关配方中列出的材料，请参阅材料表 。
    1. 第 1 天：将组织转移到含有环氧丙烷（参见 材料表）/100% 乙醇 （1：1） 的 2 mL 小瓶中，并在室温下摇动 30 分钟。更换为纯环氧丙烷并摇动 15 分钟，重复一次。更换为环氧丙烷/epon （1：1），并在冷藏室中摇动过夜。
    2. 第 2 天：将组织转移到含有 100% epon 的 12 孔或 24 孔板中，并在室温下摇动 4 小时。更换为新鲜的 100% epon，并在室温下真空中孵育过夜。
    3. 第 3 天：像第 2 天一样重复 epon 孵育。
    4. 第 4 天：将组织转移到具有 100% epon 的扁平模具中，重新定位组织，并置于 60 °C 的烘箱中 48 小时。
  8. Section ON 组织。
    1. 在解剖镜下将模具修剪成双金字塔，神经位于中心。
    2. 使用超薄切片机和金刚石刀收集 700 nm 厚的横截面（参见 材料表）。
    3. 使用蒸馏水在带电的白色玻璃显微镜载玻片上收集切片。
    4. 在 60 °C 烘箱中干燥载玻片，直到水蒸发。在室温下冷却。
  9. 染色组织。
    1. 将载玻片浸入甲醇和 2-丙醇的 1：1 混合物中的 1% 对苯二胺 （PPD）（参见 材料表）中 28 分钟。
    2. 用 1：1 甲醇（参见 材料表）和 2-丙醇（参见 材料表）的两种连续混合物冲洗玻片，每次 1 分钟。
    3. 用 100% 乙醇冲洗玻片 1 分钟，然后风干。
    4. 将载玻片放入潮湿的盒子中，并使用移液管用 1% 甲苯胺蓝（参见 材料表）覆盖切片。
    5. 在 60 °C 烘箱中孵育 20 分钟。
    6. 用双蒸水冲洗玻片并风干。
  10. 在组织上安装和成像。
    1. 使用封固剂的盖玻片（参见方法表），去除多余的培养基。
    2. 让玻片干燥过夜。
    3. 使用具有 100 倍油浸物镜的明场显微镜对横截面进行成像。
  11. 包埋、切片和免疫组织化学对视网膜组织进行染色。
    1. 将整个眼组织在 4% 多聚甲醛中固定 2-4 小时。
    2. 在 30% 蔗糖中冷冻保护整个眼组织（参见 材料表 在 1x PBS 中在 4 °C 下过夜。
    3. 将眼组织包埋在冷冻培养基中（参见 材料表）。
    4. 在低温恒温器上收集 10 μm 厚的视网膜横截面，并将切片安装在带电的白色玻璃显微镜载玻片上（参见 材料表）。
    5. 在 1x PBS 中洗涤载玻片，并在封闭缓冲液（5% Triton X-100 和 2% 牛血清白蛋白 （BSA）（参见 材料表）在 1x PBS 中）与 5% 正常驴血清 （NDS）（参见 材料表）中孵育 30 分钟在室温下。
    6. 在 4 °C（或室温下 4 小时）在 0.5% Triton X-100（参见 材料表）的一抗（参见 材料表）和 1xPBS （PBT） 中孵育载玻片过夜。
    7. 在 PBT 中洗涤载玻片，并在含 5% NDS 的封闭缓冲液中与二抗（参见 材料表）孵育。
    8. 在 PBT 中洗涤载玻片，用 DAPI 涂抹封固剂（参见 材料表），盖玻片，并用指甲油密封。
    9. 落射荧光显微镜上的图像载玻片。
    10. 如果量化荧光强度，请确保从相同的视网膜区域拍摄图像，具有相同的放大倍率、增益和曝光设置。
  12. 依靠轴突。
    1. 使用图像分析软件手动计数轴突的数量（参见 材料表），方法是使用固定网格叠加对总神经横截面积的 20% 进行采样以估计轴突密度（轴突/mm2）。
    2. 测量 ON 横截面的面积。
      1. 使用 Set Scale（设置缩放） 功能设置用于成像的物镜的像素/微米。
      2. 使用 Polygon 选择 工具沿视神经的髓鞘（不包括脉管系统）进行追踪。
      3. 使用 Measure 功能测量 ON 的面积。
      4. 通过将测量面积乘以 0.2 来确定总面积的 20%。
    3. 将固定网格叠加到 ON 横截面上。
      1. 下载 Counting Array 增效工具。
        注意：此插件在 GitHub 上公开提供。有兴趣的读者可以在 https://github.com/amystahl19/RexLab-ITON 访问存储库。
      2. 打开 Counting Array 插件，在横截面上叠加一个固定的网格，该网格由 9 个均匀分布的正方形组成，形成一个加号。
      3. 通过将 ON 截面总面积的 20%（在步骤 4.6.2.4 中计算）除以 9 来编辑 9 个区域中每个区域的面积。
      4. 将固定网格居中，使加号的中心位于 ON 横截面的中间。
    4. 分别计算活轴突和退化轴突。
      1. 下载并打开 Cell Counter 插件。
        注意：此插件在 GitHub 上公开提供。有兴趣的读者可以在 https://github.com/amystahl19/RexLab-ITON 访问存储库。
      2. 对于 9 个区域中的每一个区域，通过可视化髓鞘的状况来分别计算活体和退化轴突谱的数量。确保在对动物的实验组不知情的情况下进行轴突定量，以避免偏倚。
      3. 对于活的轴突，寻找髓鞘看起来完整、染色均匀、围绕轴突光滑均匀的轴突。
      4. 对于退化的轴突，寻找髓鞘增厚、洋葱状或塌陷的轴突。
      5. 如果轴突被叠加的网格部分切断，则仅在看到管腔时将其包含在轴突计数中。
      6. 确保长方形轴突不会被意外计数超过一次，并且不要将碎屑或灰尘误认为是退化的轴突轮廓。
    5. 进行统计分析以测试组间平均轴突计数的显着差异。确保每组中至少包含四个 ON，以解释在先前分析中观察到的正常变异性。
      1. 执行独立样本 t 检验（也称为独立样本的学生 t 检验）以评估两个独立组的均值之间的显著差异。
      2. 如果无法满足独立样本 t 检验的条件（即，如果数据不是正态分布或样本量太小），则执行非参数备选方案 Mann-Whitney U 检验。

代表性结果

使用此处描述的超压空气产生系统，通过将成年（3 个月大）雄性 C57Bl/6 小鼠 （n = 4） 的左眼暴露于间隔 0.5 秒的 15 psi 超压空气连续爆发中来引发间接创伤性视神经病变 （ITON）。对假动物 （n = 8;数据来自 Vest 等人 33） 进行麻醉，放入动物支架中，并暴露在声音中，但不暴露在超压空气中。

假动物的近端视神经（图 3A）看起来健康，轴突密集排列且大小均匀，周围环绕着形态和分布正常的神经胶质细胞。相比之下，暴露于 ITON 的小鼠的近端视神经（即，连续 6 次 15 psi 超压空气，间隔 0.5 秒）（图 3B）似乎退化并伴有轴突丢失的迹象，例如剩余轴突之间的间距增加，轴突退化的迹象，包括肿胀、轴突形状不规则和轴突髓鞘的破坏， 以及神经胶质增生的体征，包括神经胶质细胞的肥大和增生。Mann-Whitney U 测试证实 ITON 和假小鼠之间的总轴突 （p = 0.0040） （图 3C） 和退行性概况 （p = 0.0028） （图 3D） 存在显着差异。这些结果表明，ITON 显着降低总轴突并显着增加退行性概况。之所以进行 Mann-Whitney U 检验，是因为 ITON 组的数据没有足够大的样本量来进行独立样本 t 检验。

在假（图 4A）和 ITON（图 4B）小鼠上用抗 Iba1（见材料表）对视网膜横截面进行免疫组织化学染色，这是小胶质细胞（中枢神经系统的主要免疫细胞）的标志物。染色显示，所有小鼠的小胶质细胞都处于静止状态，其特征是小细胞体具有长、薄且高度分叉的突起。值得注意的是，在 ITON 小鼠中观察到小胶质细胞数量增加（图 4B），表明小胶质细胞在受伤后增殖。此外，在 ITON 小鼠中，观察到小胶质细胞异常延伸到感光细胞体所在的外核层 （ONL） 中（图 4B）。这与假动物形成鲜明对比（图 4A），其中小胶质细胞定位于神经节细胞层 （GCL）、内丛状层 （IPL）、内核层 （INL） 和外丛状层 （OPL） - 小胶质细胞通常位于健康、未受伤的视网膜中的层。

随后用抗 PKC-α （见 材料表） 和抗突触素 （见 材料表），杆状双极细胞和感光器带状突触的标志物进行免疫组织化学染色，分别揭示了假小鼠 （图 5A） 和 ITON 小鼠 （图 5B） 的完整突触连接。具体来说，观察到杆状双极细胞的树突与杆状光感受器的突触末端延伸和重叠。这一发现与早期研究35 形成鲜明对比，该研究显示，在 ITON 后 4 周，杆状双极细胞树突从连续两次 15 psi 超压空气爆发（间隔 0.5 秒）中向其细胞体缩回，每天一次，持续 3 天。这种差异可能归因于两项研究之间不同的组织收集时间点。当前样本是在 ITON 后 2 周收集的，而在早期研究中，ITON 后 4 周收集。尽管在目前的分析中没有检测到突触病，但我们确实注意到小胶质细胞过程延伸到感光细胞体所在的 ONL （图 4B）。这一观察结果表明，双极细胞和光感受器之间的突触连接的破坏可能是损伤的次要影响，而轴突丢失、轴突变性和神经胶质增生是损伤的主要影响。

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图 1：局灶性、闭合系统性中枢神经系统损伤系统。 上图中的虚线矩形被放大，并在下面的两个图像中显示为 B、C 和 A（如白色箭头所示）。（A） 彩弹枪末端的定制 1.5 英寸无孔枪管 （I）。（B） 拆下导盖以露出调节螺钉 （II） 的压力调节器。（C） 拆下重力进料装载机并安装进料颈盖的进料颈 （III）。（D） 由一块 1.5 英尺 x 1.5 英尺的纤维板组成的底座平台，高高高于一块较大的 2.5 英尺 x 1.5 英尺的纤维板。（E） 压缩空气罐连接到彩弹枪的压力调节器，并使用耐用的带子固定在纤维板平台上。（F）x-y 动物定位台。 请单击此处查看此图的较大版本。

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图 2：用于聚焦输送超压空气的定制动物支架。 （A） 动物支架内部由一根狭窄的 PVC 管组成，该管带有矩形孔 （3 x 5 cm），用于露出动物的头部和上后肩。（B） 动物支架外部，由较宽的 PVC 管组成，较窄的 PVC 管滑入该管，将动物的整个身体与曝光孔内的暴露组织隔开。（C） 用于将超压空气局部输送到感兴趣的 CNS 损伤部位的曝光孔径。（D） 压力传感器，用于校准系统的输出压力。 请单击此处查看此图的较大版本。

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图 3：由于超压空气的局灶性输送而导致的 ITON。 （A，B）来自 （A） 假和 （B） ITON 的近端视神经横截面的代表性明场显微照片。（C） 总轴突计数的定量。（D） 退行性轴突轮廓的量化。 对于 ITON，n = 4。 n = 9 表示假。假组的轴突计数数据来自 Vest 等人33。**p < 0.005。误差线表示标准差。比例尺 = 20 μm。缩写：ITON = 间接创伤性视神经病变。 请单击此处查看此图的较大版本。

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图 4：由于系统诱导的 ITON 导致异常的小胶质细胞增殖和迁移到 ONL。 （A，B） 来自 （A） 假动物和 （B） ITON 动物的小胶质细胞（红色）的抗 Iba1 标记的视网膜横截面的代表性荧光显微照片。比例尺 = 100 μm。缩写： ITON = 间接创伤性视神经病变;GCL = 神经节细胞层，INL = 内核层，ONL = 外核层。 请单击此处查看此图的较大版本。

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图 5：由于系统诱导的 ITON，杆状双极细胞和光感受器之间的突触连接早期持续存在，尽管可能存在延迟性突触病。（A，B） 视网膜横截面的代表性荧光显微照片，光感受器带状突触的抗突触素标记（红色）和杆状双极细胞的抗 PKC α标记（绿色），来自 （A） 假和 （B） ITON 动物。比例尺 = 100 μm。缩写： ITON = 间接创伤性视神经病变;PKC = 蛋白激酶 C。请点击此处查看此图的较大版本。

讨论

这种定制的超压空气系统是研究小鼠模型中封闭系统 CNS 损伤的有用工具。示例实验的代表性结果表明，使用该系统的超压空气的局灶性输送可以有效诱导 ITON，导致显着的轴突丢失和变性。这突出了该系统产生精确和可重复的 CNS 损伤的能力。

该系统的主要优势之一是其可定制性，以诱发一系列 CNS 损伤。可以通过修改系统的整体输出压力、使用 x-y 定位台调整动物与枪管末端的距离、曝光孔径的大小和形状、暴露于超压空气的次数以及暴露之间的间隔来调整伤害的严重程度。此外，可以通过修改动物支架内曝光孔径的位置来调整 CNS 损伤的位置。这种多功能性使该系统能够在小鼠模型中产生一系列封闭系统的 CNS 损伤。最初，该系统用于模拟闭合性眼球损伤，重点关注前杆和后杆损伤和相关缺陷34,36，包括免疫系统反应的影响37、菌株特异性结果38 和神经保护剂的功效39。最终，此应用程序扩展到评估反复眼睛定向暴露的后遗症，以模拟间接创伤性视神经病变 （ITON） 30 并探索重复暴露之间的次数和间隔的影响33。从那时起，该系统的应用已扩展到通过头部定向暴露40,41 建模闭头轻度创伤性脑损伤 （mTBI） 和通过背侧定向暴露42 建模闭体脊髓损伤 （SCI），强调了该设备在研究不同 CNS 损伤领域的适应性和多功能性。

使用该系统时，采取措施最大限度地减少伤害结果的 可变性 以确保实验结果的可重复性和可靠性至关重要。关键措施包括在每系列三次曝光之前和之后校准系统的输出压力水平，以确保一致的压力输送。尽管使用压缩空气时，当系统在 15 psi 和 50 psi 之间运行时，可变性较低34，但一致的校准有助于检测意外错误，例如电池电量不足或空气不足。此外，将每只动物放置在距枪管末端相同距离的位置，以确保一致的超压幅度，因为压力波的强度会随着距离的增加而降低。统一定位还可以确保每只动物都受到电波的相同部分的影响。此外，将动物均匀地固定在支架内可确保目标组织始终处于目标位置，尤其是在存在移动风险的重复暴露模型中。最后，动物年龄、性别和遗传背景的一致性至关重要，因为这些因素会影响对损伤的反应。例如，之前使用该系统的研究比较了眼睛定向超压空气对不同小鼠品系的影响，突出了 C57Bl/6J36、DBA/2J37 和 Balb/c38 小鼠之间损伤反应的显着差异。与 C57Bl/6J 小鼠相比，DBA/2J 和 Balb/c 小鼠表现出更严重的前极病变、更大的视网膜损伤、更高的氧化应激和更明显的神经炎症反应，其中 Balb/c 小鼠表现出特别强大和持久的损伤特征38。

系统故障排除
如果给定压力表设置的压力值异常低，请扣动扳机5-10次，让空气通过系统和调节器调整到新的设置。储气罐中不得有泄漏。气瓶上的 O 形圈不得损坏或磨损，气瓶应有足够的空气，枪的电池不应耗尽。xy 工作台不应从枪管末端移开其通常位置，并且超压空气暴露孔应与枪管对齐，而不是遮挡它。调节器应紧紧固定在喷枪的把手上。如果尽管使用压力表上的最高设置，但压力值太低，则压力表不得增加到 200 psi 以上，并且喷枪上的速度设置应调整到最大设置。如果压力设置不一致（例如，先高后低），请确保储气罐有足够的空气，调节器紧紧固定在喷枪的把手上，储气罐中没有泄漏，并且拧紧，储气罐上的 O 形圈没有损坏或磨损。

要全面了解该系统的全部功能，重要的是要认识到它的局限性。在实验室环境中模拟真实世界的场景仍然具有挑战性。尽管该系统会产生超压空气，但它不会复制爆炸事件的复杂动力学，例如变化的压力和温度梯度、碎片和反射波的存在以及多相性质。此外，它不模拟弗里德兰德波形（“初级冲击波”），其特征是压力出现尖锐、近乎瞬时达到峰值，然后快速呈指数衰减，下降到环境压力以下，然后返回基线43。相反，该系统产生的波形代表了一个更简单、更对称的曲线，其中压力更缓慢地上升和下降，没有明显的负相位（参见 Hines-Beard 等人的图 2C34）。在某种程度上，这种波形结合了爆炸伤和钝器伤的元素。钟形的“压力脉冲”提供一致的超压影响，类似于“空气墙”撞击拍摄对象。然而，波传递的超压空气也是爆炸伤害的一个关键特征。有些人可能会争辩说，虽然这种波形包括两种伤害类型的各个方面，但它并不能完全捕捉到任何一种的复杂性。然而，这种一致且可重复的“压力脉冲”非常适合在实验室环境中进行对照实验，以研究局灶性闭合系统 CNS 损伤。我们之前已经证明了损伤的局灶性。例如，暴露于一只眼睛不会对原代鼻上皮或大脑造成损害44。此外，当指向小鼠头部的一侧时，大脑的一小部分区域会受到影响45。最后，来自该系统的超压空气在用于 ITON 的压力水平上的能量不会影响鼠标，除非以较短的时间间隔重复33。因此，压力是无害的，因此不会复制射流端力。此外，即使反复超压空气暴露于眼睛，对前眼结构也没有影响33。显着的视神经变性和视力丧失仅发生在重复暴露时，两次暴露间隔小于 1 分钟33。

与其他用于造成封闭系统 CNS 损伤的实验室设备相比，该系统具有独特的 优势。它可以快速连续（间隔 0.5 秒）33 连续喷射超压空气，模拟快速爆炸暴露是常见危险的高风险职业环境中的条件。例如，军事人员在训练和战斗场景中都使用大量能够快速重复射击的自动枪支，包括自动步枪（例如 M16、AK-47）、机枪（例如 M2 .50 口径）、加特林机枪和迷你枪。军事人员使用的其他速度较慢但重复的武器包括火炮、迫击炮、手榴弹和简易爆炸装置 （IED）。参与受控拆除的拆除工人和参与爆破作业以破碎岩石和提取矿物的矿工也会经历快速连续的连续爆炸。最后，使用气动工具、打桩机或其他产生强大冲击力的重型设备的建筑工人可能会经历模拟爆炸暴露的快速重复冲击。值得注意的是，使用激波管等设备无法快速输送超压空气，这些设备需要在每次事件之间进行广泛的重新配置或再加压。激波管使用爆裂的隔膜产生激波，每次爆裂后，必须更换隔膜。这个过程需要时间，因为必须打开减震管，取出用过的隔膜，安装新的隔膜，并且系统有时间重置和重新加压。因此，特别是对于快速重复爆炸暴露后调查 CNS 损伤的研究，不需要在每次事件之间进行大量重新配置或重新加压的系统是理想的。

这种模块化、用户友好、经济高效的系统的未来应用前景广阔。利用其适应性强和独特的属性，该系统为未来的临床前治疗研究开辟了几条有前途的途径。它提供快速、连续的超压空气爆发的能力可用于研究反复爆炸暴露的累积效应，这与理解慢性创伤性脑病和其他长期神经退行性疾病有关。此外，该系统可用于探索旨在减轻闭合系统 CNS 损伤的各种药物干预的有效性，包括神经保护药物的时间和剂量以确定最佳治疗窗口。此外，该系统在模拟钝伤和爆炸伤机制方面的精确性允许开发全面的伤害模型，以反映个人在现实世界场景中经历的复杂创伤。这可以促进多模式疗法的测试，以解决常见的整体损伤方面，例如炎症、氧化应激和神经元死亡。总体而言，该设备提供了一个多功能且强大的平台，用于促进我们对封闭系统 CNS 损伤的理解并开发有效的治疗干预措施。

披露声明

作者没有需要披露的利益冲突。

致谢

这项工作得到了 NIH NEI P30 EY008126、Potocsnak 再生医学发现补助金、退役少将 Stephen L. Jones 医学博士基金和研究预防失明公司不受限制基金 （VEI） 的资助。

材料

NameCompanyCatalog NumberComments
1-PentanolFisher ScientificAC160600250Used to make Avertin solution 
2,2,2-tribomoethanolSigma AldrichT48402Used to make Avertin solution 
24-well plates with lidVWR76520-63424-well plate
2-Propanol Fisher ScientificA451-1 
50 kS/s/channel Bridge Analog Input Module National InstrumentsNI-9237DAQ module
Albumin Bovine Fraction V (BSA) Research Products International A30075BSA
Anti-Iba1 Primary Antibody (Goat polyclonal) Abcam ab5076Marker for microglia, Used at 1:500 concentration 
Anti-Synaptophysin Primary Antibody (Mouse monoclonal) Abcam ab8049Marker for photoreceptor ribbon synapses, Used at 1:20 concentration
Araldite GY 502 Electron Microscopy Sciences10900
Cacodylate bufferElectron Microscopy Sciences11652
Charcoal Filter CanisterE-Z SystemsEZ-258Collection of anesthetic waste
Clear H20 DietGel 76AClear H2O 72-07-5022Used post blast to aid animal recovery
CompactDAQ ChassisNational InstrumentsUSB-9162DAQ chassis
Compressed AirA-L GasGSMCA300 Used to refill pressurized air tank
DAPI Fluoromount-G Southern BiotechMounting media with DAPI
Diamond knifeMicro Star Technologies, Group of Bruker Nano, Inc. For sectioning optic nerves, 3 mm/45 degrees/Style H 
Donkey Anti-Goat IgG (H+L) High Cross Adsorbed Secondary Antibody, Alex Fluor 594Invitrogen (Supplier: Fisher Scientific)A-11058Secondary antibody for microglia, Used at 1:200 concentration
Donkey Anti-Mouse IgG (H+L) High Cross Adsorbed Secondary Antibody, Alex Fluor 594Invitrogen (Supplier: Fisher Scientific)A-21203Secondary antibody for photoreceptor ribbon synapses, Used at 1:200 concentration
Donkey Anti-Rabbit IgG (H+L) High Cross Adsorbed Secondary Antibody, Alex Fluor 488Invitrogen (Supplier: Fisher Scientific)A-21206Secondary antibody for rod bipolar cells, Used at 1:200 concentration 
Donkey Serum Sigma Aldrich D9662NDS
Dumont #3 ForcepsFine Science Tools11231-30Fine forceps for whole eye enucleation 
Ethanol (200 proof) KOPTEC (Supplier: VWR) 89125-188Ethanol 
Fluoromount-G Invitrogen (Supplier: Fisher Scientific)00-4958-02Mounting media
Genteal Tears Ophthalmic GelCovetrus72359Eye lubricant to prevent eyes from drying out during/after anesthesia 
GlutaraldehydeElectron Microscopy Sciences16200
Graduated Cylinder 1000 mLFisher Scientific08-572G
Graduated Cylinder 250 mLFisher Scientific08-572E
Graduated Cylinder 500 mLFisher Scientific08-572F
Heating pad Braintree ScientificAP-R 26EControlled heating support
High Pressure Fill StationNinja PaintballHPFSV2Used to refill pressurized air tank
ImageJNational Institutes of Health Image analysis software
Invert MiniEmpire PaintballPaintball gun
IsofluraneCovetrus29405Inhalation anesthetic
Isoflurane VaporizerVetEquip901806Animal anesthesia
Masterflex PumpCole-ParmerUsed for animal perfusion
Methanol Sigma Aldrich322415-2L 
Microscope SlidesGlobe Scientific1358WWhite glass microscope slides
NI LabVIEW National InstrumentsSoftware to acquire data from DAQ system (other examples include Matlab, Python, or other softwares provided by different DAQ hardware manufacturers)
NI Measurement and Automation Explorer (NI MAX) National InstrumentsSoftware to configure DAQ system settings
NI-DAQmx drivers National InstrumentsDriver for interacing with DAQ system 
Nikon Eclipse Ni-E microscopeNikon Instruments
Osmium tetroxide 2%Electron Microscopy Sciences19152
Paraformaldehyde 32%Electron Microscopy Sciences15714-SPFA diluted down to 4%
Paraphenylenediamine Sigma AldrichP6001
PBS (10x), pH 7.4Thermo Fisher Scientific70011044PBS diluted down to 1x
Propylene oxide Electron Microscopy Sciences20401
PROV3 48 L, 48 in3 Aluminum 3000 psi Rated TankNinja PaintballPressurized air tank
Pyrex Reusable Media Storage Bottle 1000 mLFisher Scientific06-414-1D
Pyrex Reusable Media Storage Bottle 500 mLFisher Scientific06-414-1C
Pyrex Reusable Media Storage Bottles 250 mLFisher Scientific06-414-1B
Recombinant Anti-PKC-a Primary Antibody (Rabbit monoclonal) Abcam ab32376Marker for rod bipolar cells, Used at 1:500 concentration 
Resin 812Electron Microscopy Sciences14900
Series TJE Pressure Transducer, 100 psi Honeywell 060-0708-10TJGConsider the range when selecting pressure transducer to optimize resolution of measurements 
SucroseSigma AldrichS5016
Super TJE Pressure Transducer, 7500 psi Honeywell Consider the range when selecting pressure transducer to optimize resolution of measurements 
Syringe/Needle ComboCovetrus 60728Syringe/Needle to perform IP injections
Tissue-Plus OCT CompoundFisher Scientific23-730-571 Freezing medium 
Toluidine blueFisher ScientificBP107-10
Triton X-100Sigma AldrichT8787
UniSlide XY TableVelmex AXY40 SeriesXY positioning table 
University Brush - Series 233- Round, Size 000Winsor and Newton Paintbrush
Vannas Spring Scissors - 2.5mm Cutting EdgeFine Science Tools15000-08Scissors for whole eye enucleation
Virtual InstrumentNational Instruments Digital tool for data acquisition software 

参考文献

  1. Schneiderman, A. I., Braver, E. R., Kang, H. K. Understanding sequelae of injury mechanisms and mild traumatic brain injury incurred during the conflicts in Iraq and Afghanistan: Persistent postconcussive symptoms and posttraumatic stress disorder. Am J Epidemiol. 167 (12), 1446-1452 (2008).
  2. Terrio, H., et al. Traumatic brain injury screening: Preliminary findings in a us army brigade combat team. J Head Trauma Rehabil. 24 (1), 14-23 (2009).
  3. Morissette, S. B., et al. Deployment-related tbi, persistent postconcussive symptoms, ptsd, and depression in oef/oif veterans. Rehabil Pyschol. 56 (4), 340 (2011).
  4. Cooper, D. B., et al. Treatment of persistent post-concussive symptoms after mild traumatic brain injury: A systematic review of cognitive rehabilitation and behavioral health interventions in military service members and veterans. Brain Imaging Behav. 9, 403-420 (2015).
  5. Elder, G. A. Update on tbi and cognitive impairment in military veterans. Curr Neurol Neurosci Rep. 15 (10), 68 (2015).
  6. Vincent, A. S., Roebuck-Spencer, T. M., Cernich, A. Cognitive changes and dementia risk after traumatic brain injury: Implications for aging military personnel. Alzheimers Dement. 10, S174-S187 (2014).
  7. St Onge, P., Mcilwain, D. S., Hill, M. E., Walilko, T. J., Bardolf, L. B. Marine corps breacher training study: Auditory and vestibular findings. US Army Med Dep J. , 97-107 (2011).
  8. Capó-Aponte, J. E., et al. Effects of repetitive low-level blast exposure on visual system and ocular structures. J Rehabil Res Dev. 52 (3), 273-290 (2015).
  9. Tate, C. M., et al. Serum brain biomarker level, neurocognitive performance, and self-reported symptom changes in soldiers repeatedly exposed to low-level blast: A breacher pilot study. J Neurotrauma. 30 (19), 1620-1630 (2013).
  10. Carr, W., et al. Repeated low-level blast exposure: A descriptive human subjects study. Mil Med. 181 (suppl_5), 28-39 (2016).
  11. Caplan, B., et al. Relation of repeated low-level blast exposure with symptomology similar to concussion. J Head Trauma Rehabil. 30 (1), 47-55 (2015).
  12. Woodall, J. L., et al. Repetitive low-level blast exposure and neurocognitive effects in army ranger mortarmen. Mil Med. 188 (3-4), e771-e779 (2023).
  13. Stone, J. R., et al. Functional and structural neuroimaging correlates of repetitive low-level blast exposure in career breachers. J Neurotrauma. 37 (23), 2468-2481 (2020).
  14. Gavett, B. E., Stern, R. A., Cantu, R. C., Nowinski, C. J., Mckee, A. C. Mild traumatic brain injury: A risk factor for neurodegeneration. Alzheimers Res Ther. 2, 1-3 (2010).
  15. Smith, D. H., Johnson, V. E., Stewart, W. Chronic neuropathologies of single and repetitive tbi: Substrates of dementia. Nat Rev Neurol. 9 (4), 211-221 (2013).
  16. Juan, S. M., Daglas, M., Adlard, P. A. Tau pathology, metal dyshomeostasis and repetitive mild traumatic brain injury: An unexplored link paving the way for neurodegeneration. J Neurotrauma. 39 (13-14), 902-922 (2022).
  17. Kundi, S., Bicknell, R., Ahmed, Z. Spinal cord injury: Current mammalian models. Am J Neurosci. 4 (1), 1-12 (2013).
  18. Flierl, M. A., et al. Mouse closed head injury model induced by a weight-drop device. Nat Protoc. 4 (9), 1328-1337 (2009).
  19. Khalin, I., et al. A mouse model of weight-drop closed head injury: Emphasis on cognitive and neurological deficiency. Neural Regen Res. 11 (4), 630-635 (2016).
  20. Jamnia, N., et al. A clinically relevant closed-head model of single and repeat concussive injury in the adult rat using a controlled cortical impact device. J Neurotrauma. 34 (7), 1351-1363 (2017).
  21. Mishra, V., et al. Primary blast causes mild, moderate, severe and lethal tbi with increasing blast overpressures: Experimental rat injury model. Sci Rep. 6 (1), 1-14 (2016).
  22. Hu, C. -. K., Chen, M. -. H., Wang, Y. -. H., Sun, J. -. S., Wu, C. -. Y. Integration of multiple prognostic predictors in a porcine spinal cord injury model: A further step closer to reality. Front Neurol. 14, 1136267 (2023).
  23. Lim, J. -. H., et al. Establishment of a canine spinal cord injury model induced by epidural balloon compression. J Vet Sci. 8 (1), 89 (2007).
  24. Fukuda, S., et al. New canine spinal cord injury model free from laminectomy. Brain Res Protoc. 14 (3), 171-180 (2005).
  25. Norris, C., et al. A closed-body preclinical model to investigate blast-induced spinal cord injury. Front Mol Neurosci. 16, 1199732 (2023).
  26. Zhao, Q., Zhang, J., Li, H., Li, H., Xie, F. Models of traumatic brain injury-highlights and drawbacks. Front Neurol. 14, 1151660 (2023).
  27. Osier, N. D., Dixon, C. E. The controlled cortical impact model: Applications, considerations for researchers, and future directions. Front Neurol. 7, 214364 (2016).
  28. Chen, Y., Constantini, S. Caveats for using shock tube in blast-induced traumatic brain injury research. Front Neurol. 4, 117 (2013).
  29. Bernardo-Colón, A., et al. Antioxidants prevent inflammation and preserve the optic projection and visual function in experimental neurotrauma. Cell Death Dis. 9 (11), 1097 (2018).
  30. Bernardo-Colón, A., et al. Progression and pathology of traumatic optic neuropathy from repeated primary blast exposure. Front Neurosci. 13, 719 (2019).
  31. Thomas, C. N., et al. Assessment of necroptosis in the retina in a repeated primary ocular blast injury mouse model. Exp Eye Res. 197, 108102 (2020).
  32. Naguib, S., Bernardo-Colón, A., Rex, T. S. Intravitreal injection worsens outcomes in a mouse model of indirect traumatic optic neuropathy from closed globe injury. Exp Eye Res. 202, 108369 (2021).
  33. Vest, V., Bernardo-Colón, A., Watkins, D., Kim, B., Rex, T. S. Rapid repeat exposure to subthreshold trauma causes synergistic axonal damage and functional deficits in the visual pathway in a mouse model. J Neurotrauma. 36 (10), 1646-1654 (2019).
  34. Hines-Beard, J., et al. A mouse model of ocular blast injury that induces closed globe anterior and posterior pole damage. Exp Eye Res. 99, 63-70 (2012).
  35. Naguib, S., Bernardo-Colon, A., Cencer, C., Rex, T. S. Galantamine confers neuroprotection in a model of indirect traumatic optic neuropathy. Invest Ophthalmol Vis Sci. 60 (9), 4407-4407 (2019).
  36. Bricker-Anthony, C., Hines-Beard, J., Rex, T. S. Molecular changes and vision loss in a mouse model of closed-globe blast trauma. Invest Ophthalmol Vis Sci. 55 (8), 4853-4862 (2014).
  37. Bricker-Anthony, C., Hines-Beard, J., D'surney, L., Rex, T. S. Exacerbation of blast-induced ocular trauma by an immune response. J Neuroinflammation. 11 (1), 1-15 (2014).
  38. Bricker-Anthony, C., Hines-Beard, J., Rex, T. S. Eye-directed overpressure airwave-induced trauma causes lasting damage to the anterior and posterior globe: A model for testing cell-based therapies. J Ocul Pharmacol Ther. 32 (5), 286-295 (2016).
  39. Bricker-Anthony, C., et al. Erythropoietin either prevents or exacerbates retinal damage from eye trauma depending on treatment timing. Optom Vis Sci. 94 (1), 20-32 (2017).
  40. Heldt, S. A., et al. A novel closed-head model of mild traumatic brain injury caused by primary overpressure blast to the cranium produces sustained emotional deficits in mice. Front Neurol. 5, 2 (2014).
  41. Guley, N. H., et al. A novel closed-head model of mild traumatic brain injury using focal primary overpressure blast to the cranium in mice. J Neurotrauma. 33 (4), 403-422 (2016).
  42. Del Mar, N., et al. A novel closed-body model of spinal cord injury caused by high-pressure air blasts produces extensive axonal injury and motor impairments. Exp Neurol. 271, 53-71 (2015).
  43. Wolf, S. J., Bebarta, V. S., Bonnett, C. J., Pons, P. T., Cantrill, S. V. Blast injuries. Lancet. 374 (9687), 405-415 (2009).
  44. Bricker-Anthony, C., Rex, T. S. Neurodegeneration and vision loss after mild blunt trauma in the c57bl/6 and dba/2j mouse. PLoS One. 10 (7), e0131921 (2015).
  45. Heldt, S. A., et al. A novel closed-head model of mild traumatic brain injury caused by primary overpressure blast to the cranium produces sustained emotional deficits in mice. Front Neurol. 5, 2 (2014).

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