JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

هنا ، نصف بالتفصيل طرق استخراج البلاعم من نخاع العظام والطحال والقلب الاحتشاء ، وبالتالي تقييم التدفق الأيضي في الخلايا الحية.

Abstract

إعادة برمجة التمثيل الغذائي هي السمة المميزة لتنشيط الخلايا الأحادية / البلاعم والاستقطاب بين الحالات المؤيدة والمضادة للالتهابات. على سبيل المثال ، تظهر الخلايا الوحيدة / البلاعم المؤيدة للالتهابات (أي الشبيهة ب M1) اعتمادا أكبر على تحلل السكر اللاهوائي واعتمادا أقل على الفسفرة المؤكسدة للميتوكوندريا ، في حين أن البلاعم المضادة للالتهابات (الشبيهة ب M2) تظهر اعتمادا أكبر على أكسدة الجلوكوز والأحماض الدهنية في الميتوكوندريا. هنا ، نصف بروتوكولات متعمقة لاستخراج البلاعم من خزاني الخلايا الأحادية / البلاعم الرئيسيين في الجسم ، الطحال ونخاع العظام ، وكذلك الأنسجة المصابة مثل القلب بعد احتشاء عضلة القلب.

يتم استخراج البلاعم أو الخلايا الوحيدة عن طريق الفرز المناعي المغناطيسي باستخدام الميكروبيدات ذات العلامات بالأجسام المضادة ، والتي ترتبط بسهولة بالخلايا دون المساس بأنماطها الظاهرية. ثم يتم زراعة الخلايا المستخرجة في 96 لوحة بئر ، متبوعة بتحليل التدفق خارج الخلية باستخدام محلل التدفق الأيضي. يمكن قياس كل من تحلل السكر والفسفرة المؤكسدة للميتوكوندريا في وقت واحد في أعداد صغيرة من الخلايا (أقل من 2-3 × 105 خلايا). يمكن تنفيذ هذه الطريقة بسهولة في يوم واحد وتنتج نتائج موثوقة وقابلة للتكرار. في النهاية ، تساعد هذه الأساليب على تعزيز فهمنا للتغيرات الأيضية أثناء الاستجابات المناعية والالتهابية للإصابة والمرض ، مما قد يؤدي إلى تطوير أهداف علاجية جديدة لمسارات التمثيل الغذائي المناعي.

Introduction

التمثيل الغذائي المناعي هو مجال مزدهر يدرس دور إعادة برمجة التمثيل الغذائي في الخلايا المناعية عبر حالات الأمراض المرضية والإصابات المختلفة. تعتبر البلاعم جزءا أساسيا من الجهاز المناعي الفطري الذي يلعب أدوارا حاسمة في الالتهاب والاستجابة للعدوى وعرض المستضد والتئام الجروح1. إن فهم كيفية استقطاب البلاعم بين المجموعات الفرعية المؤيدة للالتهابات والمضادة للالتهابات (الشبيهة ب M1 و M2) عبر حالات المرض المختلفة هو مجال للتحقيق المستمر والمكثف. حددت الدراسات الحديثة إعادة برمجة التمثيل الغذائي كآلية رئيسية وراء استقطاب البلاعم. النموذج الحالي هو أنه ، بشكل عام ، تعتمد البلاعم الشبيهة ب M1 (والتي عادة ما تكون شبيهة بالخلايا الأحادية) بشكل أكبر على تحلل السكر لتغذية الوظائف المؤيدة للالتهابات ، بينما تعتمد البلاعم الشبيهة ب M2 بشكل أكبر على الفسفرة المؤكسدة للميتوكوندريا لتهدئة الوظائف المؤيدة للالتهابات وتغذية العمليات المضادةللالتهابات 2. يمكن أن يوفر فهم كيفية تغيير استقلاب البلاعم في حالات المرض المختلفة نظرة ثاقبة للعلاجات المحتملة التي يمكن استخدامها لاستهداف مسارات التمثيل الغذائي.

على سبيل المثال ، قام مختبرنا بالتحقيق على نطاق واسع في دور إعادة برمجة التمثيل الغذائي للبلاعم أثناء احتشاء عضلة القلب (MI) 3،4،5. تلعب البلاعم دورا رئيسيا في الاستجابة الالتهابية والتئام الجروح أثناء MI ، وعلى هذا النحو ، تخضع للاستقطاب من الأنماط الظاهرية الشبيهة ب M1 إلى M2 حيث يخضع القلب المصاب باحتشاء لإعادة التشكيل لتشكيل نسيج ندبي بديل. باستخدام الطرق الموضحة هنا ، أثبتنا أن هذا الاستقطاب يتميز بتغيرات فريدة في استقلاب الجلوكوز والجلوتامين ، ووظيفة الميتوكوندريا. نصف طرق استخراج البلاعم القلبية ، وكذلك الضامة الطحالية والخلايا الوحيدة لنخاع العظام ، والتي يمكن دمجها مع تحليل التدفق خارج الخلية لتقييم التدفق الأيضي خارج الجسم الحي في يوم واحد. نأمل أن تقدم الطرق الموصوفة نهجا موحدا لتقييم الأنماط الظاهرية الأيضية للخلايا المناعية لتعزيز قابلية التكاثر عبر المختبرات التي تدرس هذا الموضوع المهم.

Protocol

تصف الطرق أدناه بروتوكولات استخراج البلاعم وإجراء تحليل خارج الجسم الحي للتدفق الأيضي من القلب المصاب بالاحتشاء بعد MI والطحال ونخاع العظام (الشكل 1). بالنسبة لقلب MI والطحال ، فإن طريقة الاستخراج المستخدمة متطابقة. تمت الموافقة على جميع البروتوكولات التي تنطوي على الفئران من قبل لجنة رعاية واستخدام المؤسسي بالمركز الطبي بجامعة ميسيسيبي (البروتوكول # 1371 ، موتون).

1. استخراج البلاعم من القلب والطحال المحتشين

ملاحظة: يستخدم استخراج البلاعم النسيجية استراتيجية اختيار سلبية لإزالة العدلات أولا ، والتي تم تصنيفها بميكروبيدات Ly6G ، ثم استراتيجية اختيار إيجابية للحصول على الضامة باستخدام ميكروبيدات CD11b3،4،5،6. عند تنفيذ هذا البروتوكول ، اعمل بسرعة وحافظ على برودة الخلايا.

  1. القتل الرحيم للفأر وفقا للجمعية الاستشارية الأمريكية لأمريكا اللاتينية والكاريبي والإرشادات المؤسسية عن طريق جرعة زائدة من الأيزوفلوران متبوعا بإزالة القلب.
  2. قم بإزالة القلب والطحال بسرعة ووزن الأنسجة.
  3. قبل الفحص ، قم بإعداد محلول PEB عن طريق إذابة EDTA (2 ملليمتر) و 0.5٪ ألبومين مصل بقري (وزن / حجم) في محلول ملحي مخزن بالفوسفات (PBS). حافظ على البرودة.
  4. ضع القلب في محلول الملح المتوازن البارد من هانك (HBSS). يفرم بمشرط معقم إلى قطع صغيرة.
  5. قم بإعداد محلول هضم يحتوي على 600 وحدة / مل من الكولاجيناز من النوع الثاني و 60 وحدة / مل من النوع الأول. امزج الأنسجة في 10 مل من محلول الهضم في أنبوب تفكك خلايا MACS.
    ملاحظة: اصنع ما يكفي من محلول الهضم لاستخدام 10 مل لكل نسيج (درجة حرارة الغرفة).
  6. احتضان الأنسجة باستخدام جهاز فصل الخلايا وفقا لبروتوكول الشركة المصنعة. سيؤدي ذلك إلى احتضان الأنسجة المفرومة عند 37 درجة مئوية مع الغزل اللطيف لمدة ~ 1 ساعة لتوليد تعليق الخلية.
  7. حرك التعليق إلى أنابيب مخروطية سعة 15 مل وأجهزة طرد مركزي عند 300 × جم لمدة 10 دقائق عند 4 درجات مئوية.
  8. أعد تعليق الحبيبات في 1 مل من المخزن المؤقت PEB. لإنشاء تعليق أحادي الخلية ، قم بتطبيق التعليق على مرشح 30 ميكرومتر.
  9. لتحلل خلايا الدم الحمراء ، أضف 10 مل من محلول تحلل خلايا الدم الحمراء 1x. احتضن لمدة 5-10 دقائق في الظلام عند 4 درجات مئوية.
  10. جهاز الطرد المركزي التعليق لمدة 300 × جم لمدة 10 دقائق عند 4 درجات مئوية.
  11. أعد تعليق الحبيبات في 1 مل من PEB وعد الخلايا باستخدام مقياس الدم.
  12. الطرد المركزي التعليق عند 300 × جم لمدة 10 دقائق عند 4 درجات مئوية.
  13. لإزالة العدلات ، قم بإعداد الميكروبيدات عن طريق خلط 90 ميكرولتر من المخزن المؤقت PEB مع 10 ميكرولتر من الميكروبيدات المضادة ل Ly6G لكل 107 خلايا. امزج حبيبات الخلية مع معلق الميكروبيد واحتضانها لمدة 10 دقائق في الظلام عند 4 درجات مئوية.
  14. لغسل الميكروبيدات غير المنضومة ، أضف 10 مل من المخزن المؤقت PEB وأجهزة الطرد المركزي عند 300 × جم لمدة 10 دقائق عند 4 درجات مئوية.
  15. قم بإعداد الأعمدة المغناطيسية (MS أو LS) على حامل مغناطيسي. بلل الأعمدة بإضافة 0.5-1.0 مل من المخزن المؤقت PEB.
    ملاحظة: بالنسبة للأنسجة التي تحتوي على وفرة من الخلايا المناعية (أي الطحال) ، يمكن أن ينسد العمود المغناطيسي بسهولة ويتوقف عن التدفق. وبالتالي ، نوصي باستخدام أعمدة LS للطحال.
  16. أعد تعليق حبيبات الخلية في 500 ميكرولتر من المخزن المؤقت PEB. أضف تعليق الخلية إلى العمود المغناطيسي واترك الخلايا غير المسماة (أي غير العدلات) تمر. اغسل العمود 2x ب 500 ميكرولتر من المخزن المؤقت PEB. اجمع الخلايا غير المسماة (أي البلاعم والخلايا الأخرى) في أنبوب مخروطي سعة 15 مل.
  17. جهاز الطرد المركزي للتعليق عند 300 × جم لمدة 10 دقائق عند 4 درجات مئوية.
  18. تحضير الميكروبيدات عن طريق خلط 90 ميكرولتر من المخزن المؤقت PEB مع 10 ميكرولتر من الميكروبيدات المضادة ل CD11b لكل 107 خلايا. امزج حبيبات الخلية مع معلق الميكروبيد واحتضانها لمدة 15 دقيقة في الظلام عند 4 درجات مئوية.
  19. كرر الخطوات 1.13-1.15.
  20. سيتم ربط الضامة المسماة بالعمود المغناطيسي. لجمعها ، افصل العمود المغناطيسي عن الحامل المغناطيسي وضعه فوق أنبوب مخروطي جديد سعة 15 مل.
  21. أضف 1 مل من وسائط RPMI المكملة بمصل بقري الجنين بنسبة 0.1٪ (FBS) إلى العمود. استخدم المكبس لاستخراج البلاعم في الأنبوب. عد البلاعم باستخدام مقياس الدم.
    ملاحظة: البلاعم موجودة الآن في الأنبوب وجاهزة للاستخدام لمزيد من الفحوصات.

2. استخراج الخلايا الوحيدة من نخاع العظام

ملاحظة: يستخدم استخراج الخلايا الوحيدة من نخاع العظام استراتيجية اختيار سلبية يتم فيها تمييز الخلايا غير الوحيدة ، بما في ذلك الخلايا الليمفاوية والخلايا القاتلة الطبيعية والخلايا المتغصنة وخلايا الكريات الحمراء والخلايا الحبيبية (أي العدلات) ، وإزالتها مغناطيسيا مناعيا.

  1. القتل الرحيم للفأر وفقا للجمعية الاستشارية الأمريكية لأمريكا اللاتينية والكاريبي والإرشادات المؤسسية عن طريق جرعة زائدة من الأيزوفلوران متبوعا بإزالة القلب.
  2. قم بإزالة الأرجل من الماوس. في HBSS الباردة ، قم بتشريح العضلات بعيدا عن الظنبوب وعظم الفخذ حتى تصبح العظام نظيفة.
  3. قطع طرفي العظم بعناية. باستخدام حقنة سعة 10 مل بإبرة 27 جم ، اغسل نخاع العظم إلى أنبوب مخروطي سعة 15 مل مع عازلة PEB. جهاز الطرد المركزي التعليق عند 300 × جم لمدة 10 دقائق عند 4 درجات مئوية.
  4. قم بتنفيذ الخطوات 1.8-1.12.
  5. أضف 175 ميكرولتر من المخزن المؤقت PEB ، و 25 ميكرولتر من كاشف حجب FcR ، و 50 ميكرولتر من كوكتيل الأجسام المضادة للبيوتين أحادي الخلية لكل 5 × 107 من إجمالي الخلايا. احتضن لمدة 5 دقائق في الظلام عند 4 درجات مئوية.
  6. يغسل بإضافة 10 مل من المخزن المؤقت PEB وأجهزة الطرد المركزي عند 300 × جم لمدة 10 دقائق عند 4 درجات مئوية.
  7. اجمع الحبيبات وأعد تعليق الخلايا في 500 ميكرولتر من محلول PEB و 100 ميكرولتر من الميكروبيدات المضادة للبيوتين. احتضن لمدة 10 دقائق في الظلام عند 4 درجات مئوية.
  8. قم بإعداد الأعمدة المغناطيسية (LS) على حامل مغناطيسي. بلل الأعمدة بإضافة 1.0 مل من المخزن المؤقت PEB.
  9. قم بتطبيق تعليق الخلية على الفور على العمود. استخدم أنبوبا سعة 15 مل لجمع التدفق الذي يحتوي على الخلايا الوحيدة. ترتبط الخلايا غير الوحيدة بالعمود المغناطيسي.
  10. اغسل العمود 2x ب 1 مل من المخزن المؤقت PEB. عد الخلايا الوحيدة باستخدام مقياس الدم.
  11. لتحضير الخلايا الوحيدة للخطوة التالية ، قم بعمل جهاز طرد مركزي عند 300 × جم لمدة 10 دقائق عند 4 درجات مئوية. لتحليل التدفق ، أعد تعليق حبيبات الخلية في 1 مل من RPMI + 0.1٪ FBS. لقياس التدفق الخلوي ، احتفظ بالخلايا في PEB بارد واستمر في تلوينها.

3. تحضير الخلايا لتحليل التدفق الأيضي

  1. قم بترطيب خرطوشة المستشعر (في اليوم السابق للفحص)
    1. قم بإزالة خرطوشة المستشعر من عبوتها. قم بإزالة لوحة المستشعر (الخضراء) من الآبار وقم بإدخال 200 ميكرولتر من سائل العيار في كل بئر. ضع لوحة المستشعر مرة أخرى على الجزء العلوي من لوحة الخرطوشة بحيث يتم غمر المستشعرات في سائل العيار.
    2. ضع الخرطوشة في حاضنة مرطبة غيرCO-2 (37 درجة مئوية) طوال الليل.
  2. طلاء الخلايا
    1. ضع الخلايا في صفيحة استزراع 96 بئرا في 200 ميكرولتر من الوسائط لمدة ساعة واحدة على الأقل. اترك بئر واحد على الأقل فارغا لقياسات الخلفية (استخدم نفس حجم الوسائط للآبار الفارغة).
      ملاحظة: يجب تحديد العدد الأمثل للخلية قبل التجريب. راجع "نصائح استكشاف الأخطاء وإصلاحها" في المناقشة لمزيد من التفاصيل.
    2. عندما تكون جاهزا لإجراء الفحص ، قم بإعداد وسائط التدفق الأيضي (أي RPMI القاعدي أو DMEM بدون جلوكوز ، جلوتامين ، بيروفات ، إلخ). لاختبار إجهاد تحلل السكر ، تأكد من استكمال الوسائط القاعدية ب 2 ملي مولار من الجلوتامين. لاختبار إجهاد الميتوكوندريا ، تأكد من استكمال الوسط القاعدي ب 2 ملي مولار من الجلوتامين ، و 10 ملي مولار من الجلوكوز ، و 1 ملي مولار من البيروفات.
    3. استبدل الوسائط القديمة بعناية بوسائط قاعدية جديدة عن طريق سحب العينة ببطء (احرص على عدم إزاحة أي خلايا). افحص الخلايا تحت المجهر للتأكد من أنها لا تزال موجودة.
    4. ضع لوحة الخلية في حاضنة مرطبة غيرCO2 (37 درجة مئوية).
  3. تحميل لوحة التدفق
    1. استرجع خرطوشة المستشعر الرطب / لوحة التدفق من الحاضنة.
    2. قم بإعداد مركبات الاختبار إما لاختبار تحلل السكر أو اختبار إجهاد الميتوكوندريا.
      1. تحلل السكر: باستخدام الوسائط القاعدية لتحلل السكر ، قم بإنشاء محاليل مخزون عن طريق إذابة الجلوكوز في 3 مل ، والأوليغومايسين في 270 ميكرولتر (100 ميكرومتر) ، و 2-ديوكسي جلوكوز في 3 مل. قم بإنشاء محلول oligomycin عامل من 10 ميكرومتر.
      2. الميتوكوندريا: باستخدام الوسائط القاعدية للميتوكوندريا ، قم بإنشاء محاليل مخزون عن طريق إذابة oligomycin في 630 ميكرولتر (100 ميكرومتر) ، والكربونيل سيانيد p-trifluoromethoxyphenylhydrazone (FCCP) في 720 ميكرولتر (100 ميكرومتر) ، والروتينون / أنتيمايسين A في 540 ميكرولتر (50 ميكرومتر). قم بإنشاء حلول عاملة من oligomycin (0.5-2.5 ميكرومتر) و FCCP (0.125-2.0 ميكرومتر) و rotenone / antimycin A (0.5 ميكرومتر).
        ملاحظة: لقد وجدنا أن 1.5 ميكرومولار من الأوليغومايسين و 2.0 ميكرومتر FCCP يحققان أفضل النتائج.
    3. تحميل مركبات الاختبار في المنافذ باستخدام الأحجام التالية: المنفذ A-20 ميكرولتر ، المنفذ B-22 ميكرولتر ، المنفذ C-25 ميكرولتر ، المنفذ D-27 ميكرولتر. اختياري: تحميل الدواء أو المركب المفضل في المنفذ A ، واختبار المركبات في المنفذ B و C و D لتقييم التأثيرات الحادة على تحلل السكر أو تنفس الميتوكوندريا. إذا لم تستخدم دواء أو مركب إضافي ، فاترك المنفذ D فارغا.
  4. تشغيل الفحص
    1. افتح البرنامج وحدد اختبار إجهاد الميتوكوندريا.
      ملاحظة: يمكن استخدام هذا البرنامج لاختبار إجهاد تحلل السكر أيضا ، حيث يتم قياس معدل التحمض خارج الخلية (ECAR).
    2. حدد الآبار التي سيتم استخدامها. لطرح الخلفية ، تأكد من أن بئر واحد على الأقل لا يحتوي على خلايا.
    3. قم بتشغيل البرنامج. قم بتحميل لوحة التدفق مع إزالة الغطاء بحيث تتم معايرة اللوحة (~ 20 دقيقة).
    4. بعد معايرة اللوحة ، سيعطي البرنامج مطالبة بتحميل لوحة الخلية. أخرج لوحة الخلية من الحاضنة ، وقم بإزالة الجزء السفلي من لوحة التدفق ، ثم ضع لوحة الخلية في الحامل. اضغط على تشغيل. سيستغرق الاختبار ~ 2.5 ساعة حتى يكتمل.
    5. قم بتحليل النتائج باستخدام برنامج التدفق الأيضي7 أو أي برنامج تحليلي آخر من اختياره.

النتائج

تعتمد أعداد الخلايا النموذجية التي يتم الحصول عليها من الأنسجة المختلفة على حجم وعمره وجنسه. بالنسبة للفأر البالغ (أي 16 أسبوعا ، ~ 30 جم) ، قد ينتج الطحال 3.0-4.0 × 106 ضامة ، بينما ينتج نخاع العظم (اثنان من الظنبوب وعظم الفخذ) عادة 1.0-1.5 × 106 خلايا وحيدة (الش?...

Discussion

توضح طريقتنا بالتفصيل الاستخراج السريع للبلاعم من نخاع العظام والطحال والقلب المصاب بالاحتشاء ، والتي يمكن استخدامها بعد ذلك لإجراء تحليلات مجرى النهر مثل تحليل التدفق الأيضي خارج الخلية. يعد الجمع بين هاتين الطريقتين أداة قوية يمكنها تحديد التغيرات الأيضية في البلاع...

Disclosures

ليس لدى المؤلفين أي تضارب في المصالح للإعلان عنه.

Acknowledgements

يسعدنا أن نعرب عن تقديرنا للتمويل الذي دعم هذا العمل: 166737 المعاهد الوطنية للصحة / NHBLI ، و NIH R00 HL146888 ، و NIH U54HL169191 ، و NIH / NIGMS P20GM104357 ، و NIH / NIGMS P30GM149404 لهذا العمل.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Anti-CD11b Microbeads UltraPure, mouseMiltenyi Biotec130-126-725
Anti-Ly6G Microbeads UltraPure, mouseMiltenyi Biotec130-120-337
Collagenase type IIWorthingtonNC9522060
Dnase type IMillPore Sigma11284932001
GentleMACS Octo DissociatorMiltenyi Biotec130-096-427
GentleMACS C TubesMiltenyi Biotec130-093-237MACS cell dissociation tubes 
Hank balanced salt solutionFisher Scientific14-025-076
LS Magnetic ColumnsMiltenyi Biotec130-042-401
MACS MultiStandMiltenyi Biotec130-042-303
MS Magnetic Columns Miltenyi Biotec130-042-201
Monocyte Isolation Kit Bone Marrow, mouseMiltenyi Biotec130-100-629includes 1 mL of monocyte biotin-antibody cocktail, 2 mL of anti-biotin microbeads, 1 mL of FcR blocking reagent
OctoMACS SeparatorMiltenyi Biotec130-042-108
Pre-separation filters (30 µm)Miltenyi Biotec130-041-407
QuadroMACS SeparatorMiltenyi Biotec130-091-051
Red Blood Cell Lysis Solution (10x)Miltenyi Biotec130-094-183
Seahorse XFe96 AnalyzerAgilent
Seahorse XFe96 FluxPakAgilent103792-10018 Pro sensor cartridges, 18 Pro Cell Cutlure Microplates, 1 bottle of Seahorse XF Calibrant Solution
Seahorse XF Glycolysis Stress Test KitAgilent103020-1006 single-use pouches, each with glucose, oligomycin, and 2-deoxy-D-glucose
Seahorse XF Mitochondrial Stress Test KitAgilent103015-1006 single-use pouches, each with oligomycin, FCCP, and rotenone/antimycin A
Seahorse XF RPMI Medium, pH 7.4, 500 mLAgilent103576-100no phenol red, bicarbonate, glucose, pyruvate, or glutamine

References

  1. Ma, Y., Mouton, A. J., Lindsey, M. L. Cardiac macrophage biology in the steady-state heart, the aging heart, and following myocardial infarction. Transl Res. 191, 15-28 (2018).
  2. Mouton, A. J., Li, X., Hall, M. E., Hall, J. E. Obesity, hypertension, and cardiac dysfunction: Novel roles of immunometabolism in macrophage activation and inflammation. Circ Res. 126 (6), 789-806 (2020).
  3. Mouton, A. J., et al. Dimethyl fumarate preserves left ventricular infarct integrity following myocardial infarction via modulation of cardiac macrophage and fibroblast oxidative metabolism. J Mol Cell Cardiol. 158, 38-48 (2021).
  4. Mouton, A. J., et al. Temporal changes in glucose metabolism reflect polarization in resident and monocyte-derived macrophages after myocardial infarction. Front Cardiovasc Med. 10, 1136252 (2023).
  5. Mouton, A. J., et al. Glutamine metabolism improves left ventricular function but not macrophage-mediated inflammation following myocardial infarction. Am J Physiol Cell Physiol. 327 (3), C571-C586 (2024).
  6. Mouton, A. J., et al. Mapping macrophage polarization over the myocardial infarction time continuum. Basic Res Cardiol. 113 (4), 26 (2018).
  7. . XF software. Agilent Seahorse Analytics Available from: https://www.agilent.com/en/product/cell-analysis/real-time-cell-metabolic-analysis/xf-software/agilent-seahorse-analytics-787485 (2025)
  8. Matsuura, Y., et al. Diabetes suppresses glucose uptake and glycolysis in macrophages. Circ Res. 130 (5), 779-781 (2022).
  9. Alexander, R. K., et al. Bmal1 integrates mitochondrial metabolism and macrophage activation. Elife. 9, e54090 (2020).
  10. Wan, Y., et al. miR-34a regulates macrophage-associated inflammation and angiogenesis in alcohol-induced liver injury. Hepatol Commun. 7 (4), e0089 (2023).
  11. Nomura, M., et al. Fatty acid oxidation in macrophage polarization. Nat Immunol. 17 (3), 216-217 (2016).
  12. Li, X., et al. Glycolytic reprogramming in macrophages and MSCs during inflammation. Front Immunol. 14, 1199751 (2023).
  13. Desousa, B. R., et al. Calculation of ATP production rates using the Seahorse XF Analyzer. EMBO Rep. 24 (10), e56380 (2023).
  14. Lewis, A. J. M., et al. Noninvasive immunometabolic cardiac inflammation imaging using hyperpolarized magnetic resonance. Circ Res. 122 (8), 1084-1093 (2018).
  15. Walls, J., Romero, M. Assessing T cell bioenergetic poise and spare respiratory capacity using extracellular flux analysis. Agilent Technologies application note. , 5994-4494 (2022).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

JoVE 217

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved