우리는 고문, 박사 이브 Marder을 인정하고 싶습니다. 이 연구는 AE T.에 이브 Marder와 NS059255에 건강 보조금 NS17813 국립 연구소에 의해 지원되었다

전에이 프로토콜을 처음으로 바다 가재의 뱃속은 동물에서 제거하고 동반자 조브 문서 (비어만 &amp; 토빈, 2009)에서 설명한대로 준비합니다. 아래에 설명된 단계의 대부분은 해부 현미경 하에서 수행되어야하는 것입니다. 부품 Commissural 신경을 난 - 분리 <ol><li> 동양 요리 너무 앞쪽에 끝이 (입술로) 당신과 뒷부분 끝 (pylorus에서) 떨어져있다는 사실을 향해있다. </li><li> 그것은 접시에 가능한 평면 거짓말 있도록 위가 고정된되었는지 확인하십시오. <ol><li> 입술의 양쪽에있는 식도를 핀. </li><li> 필요한 경우, 총 해부 동안 배치 다른 핀을 정렬. </li></ol></li><li> hypodermis를 제거합니다. <ol><li> gm2/gm3 근육 근처 hypodermis을 잡으면,이 근육에서 분리하고 부드럽게 앞쪽에 방향으로 당기십시오. </li><li> 모든 연결을 snipping하여 기본 지방에서 hypodermis를 구분한다. 사용 stomatogastric 신경계의 핵심 부분을 encloses 중심 동맥 주위에 관심 증가. gm1b 근육 사이에 위치 stomatogastric 신경절의 0.5 cm 반경에 대한 내에 그대로 hypodermis를 남겨주세요. </li><li> 구분 hypodermis 잘라. </li></ol></li><li> 기본 조직의 두뇌를 분리합니다. <ol><li> 복부의 앞쪽에 부분에 commissural 신경에 두뇌의 앞쪽에 부분에서 양자 프로젝트 두 개의 커다란 commissural 신경을 식별합니다. </li><li> 이 신경은 그대로두면, 부드럽게 집게로 머리를 채취해서 조직의 나머지 부분에서 뇌를 분리 절단. stomatogastric 신경이 두뇌 아래이며 그대로 보관해야합니다으로 이렇게 같은주의하십시오. </li></ol></li><li> 조직을 둘러싼에서 commissural 신경을 분리합니다. <ol><li> commissural 신경 중 하나에 하나 commissural 신경을 따르십시오. </li><li> 이온과 아들을 식별 -이 신경은 그대로 유지합니다. commissural 신경절 밖으로 발산 많은 신경을 것입니다. (이온과 아들 제외) 대부분을 잘라 있지만 절개를 완성하는 동안 자리에 commissural 신경절를 잡아 연결된 한 개는 신경을 두십시오. </li><li> 다른 commissural 신경절과 반복합니다. </li></ol></li><li> 중간에 측면에서 이온과 아들을 청소하십시오. 복부에 신경 시스템을 앵커로 순음 신경 그대로 둡니다. 식도 신경절은 이온의이 교차했다 앉아있다. 당신은 열등 심실 신경을 잡아와 아래 절단까지 당겨 그 아래 지울 수 있습니다. </li></ol> 2 부 - 분리 Stomatogastric 신경절 (STG)와 남은 신경 있습니다. <ol start="7"><li> 조직을 둘러싼에서 STG를 구분한다. <ol><li> STG는 gm1b 근육 아래 gm2a, B 근육을 사이에 실행 동맥 안에 앉아있다. gm2a, B 근육 부근 동맥의 절단 끝을 찾습니다. </li><li> DVN을 폭로, 위 anteriorly 동맥의 절단 끝을 당겨. 당신이 나머지 hypodermis의 수준에 도달할 때까지 계속 뽑고. 일단 분리, 동맥이 남아있는 hypodermis을 만지는 수준으로 줄어들 수 있습니다. </li><li> 바닷가재의 연단에 위치해 있던 근육 플랩을 잘라. </li><li> 동맥이 STG 위 지방 내에 터널을 만드는 것을 관찰, 동맥 위의 hypodermis을 올려요. 동맥 안에 가위 중 하나 블레이드를 넣고 그 위에 근육을 잘라. 당신이 안전하게 STG 위에 있는지 확인하는 상처로 당신이 DVN을 볼 수 있는지 확인합니다. 동맥 다음, anteriorly 절단 계속합니다. 당신이 STG 위의 컷으로, 당신은 역이 근육에 STG 다이빙 아래에서 anteriorly 냄새가 나는데 볼 수 있습니다. 완전히 STG 위의 근육을 분리 anteriorly 절단 계속합니다. </li><li> 거리 역에서 어떤 조직을 취소합니다. </li></ol></li><li> 주변 조직에서 agn S를 구분한다. (당신이 agn에서 레코드 계획하지 않더라도, 당신이 세포 레코딩에 대해 신경을 아래로 핀에 손상 신경의 일부가 필요합니다.) <ol><li> 더 agn S를 보려면, 나머지 hypodermis과 기본 근육의 얇은 레이어를 제거합니다. </li><li> STG에 단지 사후, DVN의 양쪽에있는 지방과 근육의 어두운 터널을 식별합니다. </li><li> 터널 안으로 한 가위 블레이드를 심어 신경 위의 조직을 잘라. 그것을 분리, 신경 다음, 옆으로 절단 계속합니다. (몇 mm가 신경절을 달아 충분하지만, 당신이 그것에서 기록하려는 경우 agn 최소한 5mm 노출.) </li><li> 연결을 절단하여이 innervates 근육에서 agn를 분리합니다. </li><li> 다른 agn을 분리하기 위해 반대편에 반복합니다. </li><li> 두 agn S가 해부되고 나면 배가 STG를 연결하는 모든 근육과 조직을 잘라. </li></ol></li><li> mvn S.를 분리 그들은 lvn를 분기하고 지방 아래에 옆으로 선법 작은 신경의 양자 쌍의 수 있습니다. <ol><li> 어느 근처, DVN 한쪽에있는 지방이 잘리는 가위 또는 두 개의 집게를 사용하여 어디에 두 lvn S.으로이 지점 여기까지 mvn의 s에서하고 그들을 절단 위험하지 않습니다. </li><li> 지방 레이어를 올려, 그리고 작은 mvn의 아래를 확인합니다. 이 신경은 gm1b 근육의 수준으로 옆으로 그저 사후에 중간 실행합니다. </li><li> 지금은 그래서 그것이 얽힌 될 것이다 신경은 그대로두고, mvn 위 지방의 레이어를 제거합니다. 당신은 절개 끝에 배를 내려로부터 측면 끝부분을 절단합니다. </li><li> 다른 mvn을 분리하기 위해 반대편에있는 과정을 반복합니다. </li></ol></li><li> lvn S 및 사후 신경을 분리. <ol><li> lvn S 브랜치가 옆으로 DVN에서, 그 위에 기름기를 절단하여 lvn를 수행 어디서 시작. 준비에 따라 때로는 신경 위의 전체 지방 계층은 뽑아하실 수 있습니다. </li><li> PSN의 지점에서 지점까지 lvn을 드러내는 계속합니다. </li></ol></li><li> pyn을 분리. <ol><li> pyn을 찾아, 그것은 pylorus 이상 뒤로 여행 신경이다. </li><li> 이 지역을 덮고있는 얇은 막을 제거합니다. </li><li> pyn에 첨부된 pylorus의 작은 섹션을 절단하여 pyn을 분리. </li><li> 부드럽게 pyloric 섹션을 리프트하고 pdn에 부착 지점에 도달할 때까지 pyn의 양쪽에있는 조직을 버려야. </li></ol></li><li> pdn을 분리. <ol><li> pdn을 찾아, 그것은 pyloric 확장시키는 근육을 뒤로 여행 신경이다. </li><li> pdn에 연결된 pyloric 확장시키는 근육의 작은 섹션을 잘라 버릴거야. </li><li> 부드럽게, pyloric 확장시키는 근육 섹션을 리프트가 pyn에 부착 지점에 도달할 때까지 pdn의 양쪽에있는 조직을 버려야. </li></ol></li><li> lvn에 pyn과 pdn를 연결하는 복부 lvn을 분리. <ol><li> pyn과 pdn은 복부 lvn에 연결하는 삼각 지점 시점에서, 신경의 작은 섹션을 분리 이러한 vpln로 복부 lvn에서 지점. 이것은 복부 lvn에 당기에 대한 핸들로 사용됩니다. </li><li> 손잡이에 허용하고 지점을 어디 PSN 지점이 꺼져 도달할 때까지 앞의 방향으로 노력하고, 배면의 lvn의 양쪽에있는 조직을 버려야. </li></ol></li><li> 반대편에있는 lvn 및 사후 신경을 분리하기 위해 13 - 단계 10를 반복합니다. </li><li> 위장에서 stomatogastric 신경계를 분리합니다. <ol><li> 완전히 위장에서 lvn를 분리하려면 PSN에 뽑아 pdn 및 pyn를 제외하고, lvn 및 복부 lvn에 연결된 모든 조직과 신경을 절단. 반대편에서이 과정을 반복합니다. </li><li> 각 mvn의 측면 끝부분을 잘라 버릴거야. 측면 끝부분을 허용하고 신경 및 기본 위 조직 간의 관계없는 첨부 파일을 했네요. </li><li> 앞쪽에 끝에서 commissural 신경 어떠한 관계없는 첨부 파일을 잘라, 각 측면에 입술​​ 신경을 절단. </li><li> 시각 위장 조직에 추가 첨부 파일을 절단 후 식별하고 stomatogastric 신경계 시스템을 검사합니다. </li><li> commissural 신경 이상, 그리고 위장에서 stomatogastric 신경계 껍질 두 commissural 신경의 앞쪽에 끝에 잡아요과 접시의 측면으로 이동합니다. 이렇게 있듯이, 신경 시스템을 무료로 남아있는 첨부 파일을 했네요. </li></ol></li><li> 작은 Sylgard 요리를 준비합니다. <ol><li> 작은 접시에 Sylgard의 표면에 철저하게 몇 위 조직을 문지 르세요. 이것은 생리가 접시에 걸쳐 균등하게 배포할 수 있도록 Sylgard의 소수성을 감소합니다. </li><li> 씻어 냉장 식염수에 Sylgard 요리를 입력합니다. </li></ol></li><li> 두 commissural 신경의 앞쪽에 끝을 잡아 큰 접시의 신경계를 운반하고, 작은 접시에 누워하여 준비 Sylgard 요리에 신경 시스템을 전송합니다. </li><li> 텅스텐 와이어의 절단 minuten 핀과 얇은 핀을의 조합을 사용하여 작은 접시에 STNS을 핀. <ol><li> 준비가 하부 심실 신경 멀리 Sylgard에서 가리키는 것을 선택하여 지느러미 측면까지 있는지 확인하십시오. </li><li> 두뇌를 제거하고 commissural 신경을 핀. </li><li> 부드럽게 뒤로하고 옆으로 PSN의 각각 당기, 그들을 달아하여 신경계가 꽉 및 평면 당기십시오. </li><li> pdn S에서 pyloric 확장시키는 근육을 제거하고, pdn s을 (를) 핀 </li><li> 를 제거pyn s에서 pyloric 세그먼트와 pyn s을 (를) 핀 </li><li> 같은 순음 신경으로 남아있는 격리 신경을 핀, mvn S 및 agn S. </li></ol></li><li> Desheath STG합니다. <ol><li> STG는 Sylgard에 대한 평면이며 측면 agn S, 앞쪽에 역 및 사후 DVN에 의해 긴장 개최 있는지 확인합니다. </li><li> DVN 이내 axons의 시각화를 활성화하기 위해 조명을 정렬. </li><li> 작은 핀 또는 미세 텅스텐 바늘을 사용하여 STG 단 후부 DVN을 둘러싼 껍질에 작은 얕은 구멍을합니다. </li><li> 신경 칼집에서 수평 눈물을 만들려면 axons에 지느러미, DVN 건너 바늘을 당겨. </li><li> STG에 후부 신경 칼집의 플랩을 잡고 STG의 등의 측면에서 껍질을 제거 anteriorly 당기십시오. </li></ol></li></ol><table border="1"><tbody><tr><td colspan="2"> 약어 : </td></tr><tr><td> STNS </td><td> Stomatogastric 신경계 </td></tr><tr><td> STG </td><td> Stomatogastric 신경절 </td></tr><tr><td> 코그 </td><td> Commissural 신경절 </td></tr><tr><td> 역 </td><td> stomatogastric 신경 </td></tr><tr><td> mvn </td><td> 중간 심실 신경 </td></tr><tr><td> 이온 </td><td> 열등 oesophageal 신경 </td></tr><tr><td> 아들 </td><td> 뛰어난 oesophageal 신경 </td></tr><tr><td> agn </td><td> 앞쪽에 위의 신경 </td></tr><tr><td> DVN </td><td> 지느러미 심실 신경 </td></tr><tr><td> lvn </td><td> 측면 심실 신경 </td></tr><tr><td> PSN </td><td> 후부 위 신경 </td></tr><tr><td> vpln </td><td> 복부 측면 후부 신경 </td></tr><tr><td> pyn </td><td> pyloric 신경 </td></tr><tr><td> pdn </td><td> pyloric 확장시키는 신경 </td></tr></tbody></table>

<ol>
	<li>Marder, E., Bucher, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Central+pattern+generators+and+the+control+of+rhythmic+movements.">Central pattern generators and the control of rhythmic movements.</a> Curr. Biol. 11, R986-R996 (2001).</li><li>Nusbaum, M. P., Beenhakker, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+small-systems+approach+to+motor+pattern+generation.">A small-systems approach to motor pattern generation.</a> Nature. 417, 343-350 (2002).</li><li>Clemens, S., Massabuau, J. C., Legeay, A., Meyrand, P., Simmers, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+modulation+of+interacting+central+pattern+generators+in+lobster+stomatogastric+ganglion:+influence+of+feeding+and+partial+pressure+of+oxygen.">In vivo modulation of interacting central pattern generators in lobster stomatogastric ganglion: influence of feeding and partial pressure of oxygen.</a> J. Neurosci. 18, 2788-2799 (1998).</li><li>Bierman, H. S., Tobin, A. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gross+dissection+of+the+stomach+of+the+lobster,+Homarus+americanus.">Gross dissection of the stomach of the lobster, Homarus americanus.</a> J Vis Exp. 27, (2009).</li><li>Maynard, D. M., Dando, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+structure+of+the+stomatogastric+neuromuscular+system+in+Callinectes+sapidus,+Homarus+americanus+and+Panulirus+argus+(Decapoda+crustacean).">The structure of the stomatogastric neuromuscular system in Callinectes sapidus, Homarus americanus and Panulirus argus (Decapoda crustacean).</a> Philos. Trans. R. Soc. Lond. B Biol. Sci. 268, 161-220 (1974).</li><li>Herrick, F. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Natural+history+of+the+American+lobster.">Natural history of the American lobster.</a> Bull. U.S. Bur. Fish. 29, 219-252 (1909).</li><li>Marder, E., Bucher, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Understanding+circuit+dynamics+using+the+stomatogastric+nervous+system+of+lobsters+and+crabs.">Understanding circuit dynamics using the stomatogastric nervous system of lobsters and crabs.</a> Annu. Rev. Physiol. 69, 291-316 (2007).</li><li>Bucher, D., Taylor, A. L., Marder, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Central+pattern+generating+neurons+simultaneously+express+fast+and+slow+rhythmic+activities+in+the+stomatogastric+ganglion.">Central pattern generating neurons simultaneously express fast and slow rhythmic activities in the stomatogastric ganglion.</a> J. Neurophysiol. 95, 3617-3632 (2006).</li><li>Mizrahi, A., Dickinson, P. S., Kloppenburg, P., F&#233;nelon, V., Baro, D. J., Harris-Warrick, R. M., Meyrand, P., Simmers, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+maintenance+of+channel+distribution+in+a+central+pattern+generator+neuron+by+neuromodulatory+inputs+revealed+by+decentralization+in+organ+culture.">Long-term maintenance of channel distribution in a central pattern generator neuron by neuromodulatory inputs revealed by decentralization in organ culture.</a> J. Neurosci. 21, 7331-7339 (2001).</li><li>Schulz, D. J., Goaillard, J. M., Marder, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Variable+channel+expression+in+identified+single+and+electrically+coupled+neurons+in+different+animals.">Variable channel expression in identified single and electrically coupled neurons in different animals.</a> Nat. Neurosci. 9, 356-362 (2006).</li><li>Schulz, D. J., Goaillard, J. M., Marder, E. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+expression+profiling+of+identified+neurons+reveals+cell-specific+constraints+on+highly+variable+levels+of+gene+expression.">Quantitative expression profiling of identified neurons reveals cell-specific constraints on highly variable levels of gene expression.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 104, 13187-13191 (2007).</li></ol>

랍스터 위장과 STNS의 해부학은 물론 이전에 5,6 설명하고 있으며,이 해부 절차의 변화는 수많은 연구에서 널리 사용되었습니다. 우리는 이전부터 해부하는 5-7과 STNS 5,8 위의 해부에 익숙한되고 좋습니다. 이러한 친숙는 신경 조직에 손상 사고의 위험을 감소합니다. 준비의 건강을 유지하기 위해서는 시원한 온도에서 준비를 유지하기 위해 중요합니다. 이것은 쉽게 호수에게 ˚ C 생리가 냉장고에 보관 4 매 30 분를 교환하여 이루어진다. 차가운 호수에 열중하면, 절연 STNS 준비는 많은 시간 동안 가능한 것입니다. 관련 Homarus의 gammarus의 레코딩은 체외 9 오일 내내 STG에서 안정적인 리듬 활동을 보여준, 유사한 견고은 H.에서 볼되었습니다 americanus (obs pers..). commissural 신경에서 STG에 Modulatory 입력은 지속 모터 패턴을 유지하기 위해 필요합니다. 따라서, 정상적인 리듬 활동이 신경 및 이온, 아들을 유지하고, 역의 신경은 그대로 보관해야합니다. (위의 밀 (GM) axons를 포함), mvn S (래터럴 위장 (LG)와 인퍼리어 심장 (IC) axons를 포함), pyn S agn S : 우리가 설명 해부 여러 모터 신경을 (모터 신경 세포 axons를 포함)의 보존 (Pyloric 신경 세포 (PY) axons를 포함), pdn S 및 lvn S (래터럴 Pyloric (LP), 중간 위장 (MG), LPG의 axons뿐만 아니라 GM의 사람들을 포함하는 (Pyloric 확장시키는 (PD) axons를 포함) PD와 PY). 추가 (또는 다른) 신경을 해부함으로써, 다른 모터 신경의 axons가 기록될 수 있습니다. 모터 신경 축삭의 각 유형은 해부 및 신경에서 녹화하는하는 근육 innervating에 의해 개별적으로 기록될 수 있습니다 뉴런 프로젝트의 유형입니다. 이 준비는 신경계의 기능에 초점을 맞춘 연구의 다양한 사용할 수 있습니다. 뉴런의 활동은 somata 또는 axons에서 세포, 날카로운 전극 기록을 사용하여, 또는 신경의 전기 자극 extracellularly 녹음을 통해 기록됩니다. STG 뉴런에 많은 이온 채널은 부분적으로 복제된하고 mRNA는 수동으로 뽑아 somata 10,11에서 측정할 수 있습니다.

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		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Fine Tungsten Wire (0.001 in. diameter)</td>
<td>Tool</td>
<td>California Fine Wire</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Cut into 1-2mm pieces to use as fine pins.</td>
</tr>
<tr>
<td>Forceps #5</td>
<td>Tool</td>
<td>FST</td>
<td>91150-20</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Minuten Pins</td>
<td>Tool</td>
<td>FST</td>
<td>26002-10</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Moria Spring Scissors (7mm blades)</td>
<td>Tool</td>
<td>FST</td>
<td>15370-52</td>
<td>These are the top of the line. There are more economical spring scissors available from the same company.</td>
</tr>
<tr>
<td>Petri Dish (100x15mm)</td>
<td>Tool</td>
<td>Fischer</td>
<td>08-757-12</td>
<td>Fill 2-4mm with Sylgard 182.</td>
</tr>
<tr>
<td>Sylgard 182</td>
<td>Other</td>
<td>Dow Corning</td>
<td>182</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Pin Holder</td>
<td>Tool</td>
<td>FST</td>
<td>26018-17</td>
<td>Optional. Desheathing can be done with scissors and fine forceps alone.</td>
</tr>
<tr>
<td>Super fine forceps #5SF</td>
<td>Tool</td>
<td>FST</td>
<td>11252-00</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Tungsten Needles</td>
<td>Tool</td>
<td>FST</td>
<td>10130-05</td>
<td>Optional. Desheathing can be done with scissors or with pins cut from fine tungsten wire.</td>
</tr>
<tr>
<td>Dissection microscope</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

homarus americanus stomatogastric nervous system dissection

시스템 활동을 생산 환경에 대응 얼마나 긴장 이해의 목적으로, neuroscientists 관심의 활동을 전시하고 접근 및 실험 방법 의무 아르 모델 시스템 설정. 미국의 바닷가재의 stomatogastric 신경계 (STNS) (<i&gt; Homarus americanus</i&gt;;) 대서양 또는 메인 가재되었습니다도 알고는 네트워크와 네트워크의 neuromodulation을 생성 리듬을 공부를위한 모델 시스템으로 설립되었습니다. STNS은 stomatogastric 신경절 (STG)를 중심 프로젝트 것을 modulatory의 뉴런을 포함하는 3 앞쪽에 신경 (2 commissural 신경 및 신경절 oesophageal)로 구성되어 있습니다. STG는 두 중앙 패턴 생성 네트워크를 구성하는 약 30 뉴런, 갑각류의 먹이 동작을 기초 pyloric과 위장 네트워크를 포함<sup&gt; 1,2</sup&gt;. 그것은이 시스템을 연구 할 수있는 동안<i&gt; 생체내에</i<sup&gt; 3</sup&gt; STNS가 고립되면 그 리듬 활동을 생산하기 위해 계속<i&gt; 체외에서</i&gt;. 접시에 STNS의 물리적 격리는 세포내 electrophysiological 레코딩에 대한 신경의 somata와 세포외 레코딩을위한 STNS의 신경에 쉽게 액세스할 수 있습니다. STNS를 분리하면 두 부분으로 이루어집니다. 동물의 배를 해부 첫 번째 부분은, 수반되는 비디오 문서에 설명되어있는<sup&gt; 4</sup&gt;. 이 동영상이 문서에서는 미세 절개 기법은 위장에서 STNS을 분리하는 데 사용됩니다. 이 절차는 electrophysiological 레코딩에 사용할 수있는 신경계 준비 결과.

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Homarus Americanus Stomatogastric Nervous System Dissection

우리는 미국의 바닷가재의 뱃속에서 stomatogastric 신경계의 미세 절개를 설명 (<i&gt; Homarus americanus</i&gt;).

Homarus Americanus Stomatogastric 신경계의 해부

With the goal of understanding how nervous systems produce activity and respond to the environment, neuroscientists turn to model systems that exhibit the ...

homarus-americanus-stomatogastric-nervous-system-dissection

Research

JoVE Journal

Biology

Homarus Americanus Stomatogastric Nervous System Dissection

11.1K 조회수.  Brandeis. 우리는 미국의 바닷가재의 뱃속에서 stomatogastric 신경계의 미세 절개를 설명 ( Homarus americanus).

비디오: Homarus Americanus Stomatogastric Nervous System Dissection

Dissection of Drosophila Ovaries

Drosophila 난소의 해부

연구

생물학

Dissection of Larval CNS in Drosophila Melanogaster

The central nervous system (CNS) of Drosophila larvae is complex and poorly understood.  One way to investigate the CNS is to use immunohistochemistry to examine the expression of various novel and marker proteins.  Staining of whole larvae is impractical because the tough cuticle prevents antibodies from penetrating inside the body cavity.  In order to stain these tissues it is necessary to dissect the animal prior to fixing and staining.  In this article we demonstrate how to dissect Drosophila larvae without damaging the CNS.  Begin by tearing the larva in half with a pair of fine forceps, and then turn the cuticle "inside-out" to expose the CNS.  If the dissection is performed carefully the CNS will remain attached to the cuticle.  We usually keep the CNS attached to the cuticle throughout the fixation and staining steps, and only completely remove the CNS from the cuticle just prior to mounting the samples on glass slides.  We also show some representative images of a larval CNS stained with Eve, a transcription factor expressed in a subset of neurons in the CNS.  The article concludes with a discussion of some of the practical uses of this technique and the potential difficulties that may arise.

In this article we demonstrate how to dissect the central nervous system from third instar Drosophila larvae.

Drosophila Melanogaster에서 애벌레 CNS의 해부

The central nervous system (CNS) of Drosophila larvae is complex and poorly understood.  One way to investigate the CNS is to use immunohistochemistry to ...

Dissection of 6.5 dpc Mouse Embryos

Analysis of gene expression patterns during early stages of mammalian embryonic development can provide important clues about gene function, cell-cell interaction and signaling mechanisms that guide embryonic patterning. However, dissection of the mouse embryo from the decidua shortly after implantation can be a challenging procedure, and detailed step-by-step documentation of this process is lacking.

Here we demonstrate how post-implantation (6.5 dpc) embryos are isolated by first dissecting the uterus of a pregnant mouse (detection of the vaginal plug was designated day 0.5 poist coitum) and subsequently dissecting the embryo from maternal decidua. The dissection of Reichert's membrane is described as well as the removal of the ectoplacental cone.

Isolation of postimplantation-stage embryos allows one to study gene patterning and analyze cell-lineage decision making processes during embryonic development, but proper dissection of the early embryo can be challenging. This protocol describes a method for isolating early primitive-streak-stage embryos (~6.5 days post coitum [dpc]).

6.5 DPC 마우스 태아의 해부

Analysis of gene expression patterns during early stages of mammalian embryonic development can provide important clues about gene function, cell-cell ...

Isolation of Mononuclear Cells from the Central Nervous System of Rats with EAE

Whether studying an autoimmune disease directed to the central nervous system (CNS), such as experimental autoimmune encephalomyelitis (EAE, 1), or the immune response to an infection of the CNS, such as poliomyelitis, Lyme neuroborreliosis, or neurosyphilis, it is often necessary to isolate the CNS-infiltrating immune cells.
In this video-protocol we demonstrate how to isolate mononuclear cells (MNCs) from the CNS of a rat with EAE. The first step of this procedure requires a cardiac perfusion of the rodent with a saline solution to ensure that no blood remains in the blood vessels irrigating the CNS. Any blood contamination will artificially increase the number of apparent CNS-infiltrating MNCs and may alter the apparent composition of the immune infiltrate. We then demonstrate how to remove the brain and spinal cord of the rat for subsequent dilaceration to prepare a single-cell suspension. This suspension is separated on a two-layer Percoll gradient to isolate the MNCs. After washing, these cells are then ready to undergo any required procedure. 
Mononuclear cells isolated using this procedure are viable and can be used for electrophysiology, flow cytometry (FACS), or biochemistry. If the technique is performed under sterile conditions (using sterile instruments in a tissue culture hood) the cells can also be grown in tissue culture medium. A given cell population can be further purified using either magnetic separation procedures or a FACS.

In this video we demonstrate how to isolate mononuclear cells from the central nervous system of rats with experimental autoimmune encephalomyelitis.

EAE와 쥐의 중추 신경계에서 Mononuclear 세포의 분리

Whether studying an autoimmune disease directed to the central nervous system (CNS), such as experimental autoimmune encephalomyelitis (EAE, 1), or the ...

Drosophila Larval NMJ Dissection

The Drosophila neuromuscular junction (NMJ) is an established model system used for the study of synaptic development and plasticity. The widespread use of the Drosophila motor system is due to its high accessibility. It can be analyzed with single-cell resolution. There are 30 muscles per hemisegment whose arrangement within the peripheral body wall are known. A total of 35 motor neurons attach to these muscles in a pattern that has high fidelity. Using molecular biology and genetics, one can create transgenic animals or mutants. Then, one can study the developmental consequences on the morphology and function of the NMJ. In order to access the NMJ for study, it is necessary to carefully dissect each larva. In this article we demonstrate how to properly dissect Drosophila larvae for study of the NMJ by removing all internal organs while leaving the body wall intact. This technique is suitable to prepare larvae for imaging, immunohistochemistry, or electrophysiology.

This protocol demonstrates how to dissect Drosophila larvae in preparation for immunohistochemistry and/or imaging of the neuromuscular junction.

Drosophila 애벌레 NMJ의 해부

The Drosophila neuromuscular junction (NMJ) is an established model system used for the study of synaptic development and plasticity. The widespread use ...

Dissection of Saccharomyces Cerevisiae Asci

Yeast is a highly tractable model system that is used to study many different cellular processes. The common laboratory strain Saccharomyces cerevisiae exists in either a haploid or diploid state. The ability to combine alleles from two haploids and the ability to introduce modifications to the genome requires the production and dissection of asci. Asci production from haploid cells begins with the mating of two yeast haploid strains with compatible mating types to produce a diploid strain. This can be accomplished in a number of ways either on solid medium or in liquid. It is advantageous to select for the diploids in medium that selectively promotes their growth compared to either of the haploid strains. The diploids are then allowed to sporulate on nutrient-poor medium to form asci, a bundle of four haploid daughter cells resulting from meiotic reproduction of the diploid. A mixture of vegetative cells and asci is then treated with the enzyme zymolyase to digest away the membrane sac surrounding the ascospores of the asci. Using micromanipulation with a microneedle under a dissection microscope one can pick up individual asci and separate and relocate the four ascopores. Dissected asci are grown for several days and tested for the markers or alleles of interest by replica plating onto appropriate selective media.

Dissection of Saccharomyces Cerevisiae Asci

Micromanipulation of yeast cells is needed for meiotic genetic analysis or to select diploid zygotes. These micromanipulations are carried out using the microneedle of a dissection microscope. The microneedle is used to relocate cells and is controlled by a micromanipulator which are available with various degrees of automation.

의 해부 Saccharomyces Cerevisiae Asci

Yeast is a highly tractable model system that is used to study many different cellular processes. The common laboratory strain Saccharomyces cerevisiae ...

Cancer Borealis Stomatogastric Nervous System Dissection

The stomatogastric ganglion (STG) is an excellent model for studying cellular and network interactions because it contains a relatively small number of cells (approximately 25 in C. borealis) which are well characterized. The cells in the STG exhibit a broad range of outputs and are responsible for the motor actions of the stomach. The stomach contains the gastric mill which breaks down food with three internal teeth, and the pylorus which filters the food before it reaches the midgut. The STG produces two rhythmic outputs to control the gastric mill and pylorus known as central pattern generators (CPGs). Each cell in the STG can participate in one or both of these rhythms. These CPGs allow for the study of neuromodulation, homeostasis, cellular and network variability, network development, and network recovery.
The dissection of the stomatogastric nervous system (STNS) from the Jonah crab (Cancer borealis) is done in two parts; the gross and fine dissection. In the gross dissection the entire stomach is dissected from the crab. During the fine dissection the STNS is extracted from the stomach using a dissection microscope and micro-dissection tools (see figure 1). The STNS includes the STG, the oesophageal ganglion (OG), and the commissural ganglia (CoG) as well as the nerves that innervate the stomach muscles. Here, we show how to perform a complete dissection of the STNS in preparation for an electrophysiology experiment where the cells in the STG would be recorded from intracellularly and the peripheral nerves would be used for extracellular recordings. The proper technique for finding the desired nerves is shown as well as our technique of desheathing the ganglion to reveal the somata and neuropil.

Cancer Borealis Stomatogastric Nervous System Dissection

The stomatogastric nervous system (STNS) of the Jonah crab (C. borealis) can be used for electrophysiology, immunohistochemistry, and cell culture studies. The STNS extraction is done in two parts: the gross and fine dissection.

암 보레알리스 Stomatogastric 신경계의 해부

The stomatogastric ganglion (STG) is an excellent model for studying cellular and network interactions because it contains a relatively small number of ...

Gross Dissection of the Stomach of the Lobster, Homarus Americanus

The stomach of the American lobster (Homarus americanus) is located in the cephalothorax, between the rostrum and the cervical groove. The anterior end of the stomach is defined by the mouth opening and the posterior end by the bottom of the pylorus. Along the dorsal side of the stomach lies the stomatogastric nervous system (STNS). This nervous system, which contains rhythmic networks that underlie feeding behavior, is an established model system for studying rhythm generating networks and neuromodulation 1,2. While it is possible to study this system in vivo 3, the STNS continues to produce its rhythmic activity when isolated in vitro. In order to study this system in vitro the stomach must be removed from the animal. This video article describes how the stomach can be dissected from the American lobster. In an accompanying video article4 we demonstrate how the STNS can be isolated from the stomach.

Gross Dissection of the Stomach of the Lobster, Homarus Americanus

We describe the gross dissection of the stomach of the American lobster (Homarus americanus).

랍스터의 뱃속의 총 해부, Homarus Americanus</em

The stomach of the American lobster (Homarus americanus) is located in the cephalothorax, between the rostrum and the cervical groove. The anterior end of ...

Dissection of Oenocytes from Adult Drosophila melanogaster

In Drosophila melanogaster, as in other insects, a waxy layer on the outer surface of the cuticle, composed primarily of hydrocarbon compounds, provides protection against desiccation and other environmental challenges. Several of these cuticular hydrocarbon (CHC) compounds also function as semiochemical signals, and as such mediate pheromonal communications between members of the same species, or in some instances between different species, and influence behavior. Specialized cells referred to as oenocytes are regarded as the primary site for CHC synthesis. However, relatively little is known regarding the involvement of the oenocytes in the regulation of the biosynthetic, transport, and deposition pathways contributing to CHC output. Given the significant role that CHCs play in several aspects of insect biology, including chemical communication, desiccation resistance, and immunity, it is important to gain a greater understanding of the molecular and genetic regulation of CHC production within these specialized cells. The adult oenocytes of D. melanogaster are located within the abdominal integument, and are metamerically arrayed in ribbon-like clusters radiating along the inner cuticular surface of each abdominal segment. In this video article we demonstrate a dissection technique used for the preparation of oenocytes from adult D. melanogaster. Specifically, we provide a detailed step-by-step demonstration of (1) how to fillet prepare an adult Drosophila abdomen, (2) how to identify the oenocytes and discern them from other tissues, and (3) how to remove intact oenocyte clusters from the abdominal integument. A brief experimental illustration of how this preparation can be used to examine the expression of genes involved in hydrocarbon synthesis is included. The dissected preparation demonstrated herein will allow for the detailed molecular and genetic analysis of oenocyte function in the adult fruit fly.

Dissection of Oenocytes from Adult Drosophila melanogaster

In insects, the oenocytes produce cuticular hydrocarbon compounds. These compounds protect against desiccation and facilitate chemical communication. Here we demonstrate a dissection technique used to isolate the oenocytes from adult Drosophila melanogaster, and illustrate how this preparation can be utilized to study genes involved in hydrocarbon synthesis.

성인에서 Oenocytes의 해부 Drosophila melanogaster</em

In Drosophila melanogaster, as in other insects, a waxy layer on the outer surface of the cuticle, composed primarily of hydrocarbon compounds, provides ...

Dissection and Staining of Drosophila Larval Ovaries

Many organs depend on stem cells for their development during embryogenesis and for maintenance or repair during adult life. Understanding how stem cells form, and how they interact with their environment is therefore crucial for understanding development, homeostasis and disease. The ovary of the fruit fly Drosophila melanogaster has served as an influential model for the interaction of germ line stem cells (GSCs) with their somatic support cells (niche) 1, 2. The known location of the niche and the GSCs, coupled to the ability to genetically manipulate them, has allowed researchers to elucidate a variety of interactions between stem cells and their niches 3-12.
Despite the wealth of information about mechanisms controlling GSC maintenance and differentiation, relatively little is known about how GSCs and their somatic niches form during development. About 18 somatic niches, whose cellular components include terminal filament and cap cells (Figure 1), form during the third larval instar 13-17. GSCs originate from primordial germ cells (PGCs). PGCs proliferate at early larval stages, but following the formation of the niche a subgroup of PGCs becomes GSCs 7, 16, 18, 19. Together, the somatic niche cells and the GSCs make a functional unit that produces eggs throughout the lifetime of the organism.
Many questions regarding the formation of the GSC unit remain unanswered. Processes such as coordination between precursor cells for niches and stem cell precursors, or the generation of asymmetry within PGCs as they become GSCs, can best be studied in the larva. However, a methodical study of larval ovary development is physically challenging. First, larval ovaries are small. Even at late larval stages they are only 100&mu;m across. In addition, the ovaries are transparent and are embedded in a white fat body. Here we describe a step-by-step protocol for isolating ovaries from late third instar (LL3) Drosophila larvae, followed by staining with fluorescent antibodies. We offer some technical solutions to problems such as locating the ovaries, staining and washing tissues that do not sink, and making sure that antibodies penetrate into the tissue. This protocol can be applied to earlier larval stages and to larval testes as well.

Dissection and Staining of Drosophila Larval Ovaries

How niches and stem cells form during development is an important question with practical implications. In the Drosophila ovary, germ line stem cells and their somatic niches form during larval development. This video demonstrates how to dissect, stain and mount female gonads from late third instar (LL3) Drosophila larvae.

해부 그리고 스테 이닝 Drosophila 애벌레 난소

Many organs depend on stem cells for their development during embryogenesis and for maintenance or repair during adult life. Understanding how stem cells ...

Homarus Americanus Stomatogastric 신경계의 해부

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