Biz danışmanı Dr. Havva Marder kabul etmek istiyorum. Bu araştırma, AE T. Ulusal Sağlık Eve Marder ve NS059255 hibe NS17813 Enstitüsü tarafından desteklenen

Istakoz, mide, bu protokolü başlamadan önce hayvan ve arkadaşı vallahi makale (Bierman ve Tobin, 2009) açıklandığı şekilde hazırlanmış olmalıdır. Aşağıda belirtilen adımları çoğunluğu bir diseksiyon mikroskop altında yapılacak. Bölüm Commissural Ganglia I-Yalıtımlı <ol><li> Orient çanak (dudak) ön uç ve arka uç (pilor) uzak olduğu doğru. </li><li> Çanak mümkün olduğunca düz yatıyor böylece mide tutturulmuş olduğundan emin olun. <ol><li> , Dudak, her tarafta yemek borusu aşağı pin. </li><li> Gerekirse, brüt diseksiyonu sırasında yerleştirilen diğer iğneler yeniden düzenlemek. </li></ol></li><li> Hipodermis çıkarın. <ol><li> Hipodermis gm2/gm3 kasları yakın tut, bu kaslar anterior yönde ayırın ve yavaşça çekin. </li><li> Herhangi bir bağlantı kırpma temel yağ hipodermis ayırın. Stomatogastric sinir sisteminin önemli bir parçası içine merkezi arter etrafında bakım arttı. Hipodermis hakkında gm1b kaslar arasındaki oturur stomatogastric ganglion 0.5 cm çapında, içinde sağlam bırakın. </li><li> Ayrılmış hipodermis kesti. </li></ol></li><li> Altta yatan doku beynin ayırın. <ol><li> Beynin ön kısmı mide ön kısmında commissural ganglionlarda bilateral proje iki büyük commissural sinirler belirleyin. </li><li> Bu sinirlerin bozulmadan bırakmak, forseps ile yavaşça beyin asansör ve beyin dokusunun geri kalanından ayırmak için kesmek. Stomatogastric sinir, beyin altından ve sağlam tutulmalıdır olarak bunu dikkatli olun. </li></ol></li><li> Dokuyu çevreleyen commissural ganglionlar ayırın. <ol><li> Commissural gangliyon biri commissural sinirler izleyin. </li><li> Iyon ve oğlu tanımlanması - Bu sinirlerin sağlam kalmalıdır. Commissural ganglion dışarı yayılan birçok sinir olacak. (Iyon ve oğlu hariç) çoğu kesin, ama bir ekstra sinir diseksiyonu bitirmek yerine commissural ganglion tutun bağlı bırakın. </li><li> Diğer commissural ganglion tekrarlayın. </li></ol></li><li> Lateralden mediale iyon ve oğlu temizleyin. Labial sinir, sinir sistemi, mide çapa gibi bırak. Özofagus ganglion iyon s kesiştiği edildi oturur. Inferior ventrikül sinir kapma ve altından kesmek için yukarı çekerek altında silebilirsiniz. </li></ol> Bölüm II-Yalıtımlı Stomatogastric Ganglion (STG) ve kalan sinirler. <ol start="7"><li> STG dokuyu çevreleyen ayırın. <ol><li> STG gm1b kas ve gm2a, b kaslar arasında çalışan bir arter içinde oturur. Gm2a, b kasları yakın arter kesik ucuna arayın. </li><li> Dvn ortaya çıkarmak için, yukarı ve anteriora arter kesik ucuna çekin. Kalan hipodermis seviyesine ulaşana kadar yukarı çekerek devam edin. Bir kez ayrılmış, kalan hipodermis dokunur seviyesine arter kesilmiş olabilir. </li><li> Istakoz kürsüsüne bulunan flep kesti. </li><li> Arter STG üzerindeki yağ içinde bir tünel yaptığı gözlemleyerek, arter üzerinde hipodermis yukarı kaldırın. Arter içinde bir bıçak, makas koyun ve üstündeki kas kesmek. STG yukarıda güvenli olduğundan emin olmak için kesilmiş olarak dvn görebilirsiniz kontrol edin. Arter aşağıdaki, anteriorda kesme devam edin. STG üzerinde kesim gibi, kas içine STG ve dalış aşağı stn anteriora yayılan görmek mümkün olacaktır. Anteriora STG yukarıdaki kas tamamen ayırmak için kesme devam edin. </li><li> Herhangi bir doku stn temizleyin. </li></ol></li><li> Çevreleyen doku AGN ayırın. (AGN kayıt düşünmüyorsanız bile, sağlam sinir ganglion hücre içi kayıtlar için aşağı pin bir kısmı ihtiyacınız olacaktır.) <ol><li> AGN lar daha iyi görmek için, kalan hipodermis ve altta yatan kas ince bir tabaka kaldırın. </li><li> STG Sadece arka dvn her iki tarafında yağ ve kas karanlık bir tünel tanımlar. </li><li> Tünel içinde bir makas bıçak sopa ve sinir üzerindeki doku kesmek. Izole etmek için, sinir, yanal kesme devam edin. (Birkaç milimetre ganglion iğneleyerek için yeterli, ama maruz kayıt planlıyorsanız AGN en az 5 mm.) </li><li> AGN innervates kas bağlantıları keserek ayırın. </li><li> Diğer AGN izole etmek için, diğer tarafta tekrarlayın. </li><li> Hem AGN s diseke edildikten sonra, mide STG bağlanan tüm kas ve doku kesti. </li></ol></li><li> Mvn yalıtın s LVN dallanma ve yağ altında yanal çaprazlayan küçük sinirlerin iki taraflı bir çift vardır. <ol><li> Ya yakınlarında, dvn bir tarafta yağ ile kesmek için makas ya da iki forseps iki LVN s içine dallarına Burada çok mvn s ve kesme riski olmaz. </li><li> Yağ tabakası yukarı kaldırın ve küçük mvn altında belirlemek. Bu sinirler yanal gm1b kasların sadece posterior medial çalıştırın. </li><li> Mvn üzerinde yağ tabakası, sinir şimdi bu yüzden karışık girmeyeceğim zedelemeden çıkarın. Diseksiyon sonunda mide kapalı lateral ucu. </li><li> Diğer mvn izole etmek için, diğer tarafta bu işlemi tekrarlayın. </li></ol></li><li> LVN ve posterior sinirler izole edin. <ol><li> LVN s şube yanal dvn kapalı, yukarıdaki yağ keserek bir LVN takip nerede başlatılıyor. Hazırlık bağlı olarak, bazen, sinir üzerindeki tüm yağ tabakası çıkardı olabilir. </li><li> Psn dalları noktaya kadar LVN ifşa devam edin. </li></ol></li><li> Pyn ayırın. <ol><li> Pyn bulup posteriora pilorusta üzerinde seyahat eden bir sinir olduğunu. </li><li> Bu bölgeyi kapsayan ince bir zar çıkarın. </li><li> Pyn bağlı pilorusta küçük bir bölümü, kesim pyn kesin. </li><li> Pilorik bölümde yavaşça kaldırın ve PDN verdiği şube ulaşana kadar, pyn her iki tarafta doku kesip . </li></ol></li><li> PDN ayırın. <ol><li> PDN bulup pilorik dilatör kas sinir posteriora seyahat. </li><li> Pilorik dilatör kas PDN bağlı küçük bir bölümünde, kesin. </li><li> Yavaşça, pilorik dilatör kas bölümü kaldırın pyn verdiği şube ulaşana kadar PDN her iki tarafında doku kesip. </li></ol></li><li> LVN pyn ve PDN bağlayan ventral LVN, tecrit edin. <ol><li> Pyn ve PDN ventral LVN bağlanmak üçgen şube noktada, küçük bir bölümü herhangi bir sinir izole vpln gibi ventral LVN kapalı şubeleri. Bu ventral LVN çekmek için bir tutamak olarak kullanılabilir. </li><li> Kolu kaldırın ve yere psn dal ulaşıncaya kadar ön yönde çalışan, ventral LVN iki tarafta doku kesip. </li></ol></li><li> Diğer tarafta LVN ve posterior sinirleri izole etmek için adımlar 10 - 13 tekrarlayın. </li><li> Mide stomatogastric sinir sistemi ayırın. <ol><li> Mide LVN tamamen ayırmak için, psn çekin ve LVN ve ventral LVN bağlı PDN ve pyn hariç, tüm doku ve sinirleri kesmek. Diğer tarafta bu işlemi tekrarlayın. </li><li> Her mvn lateral sonu kesin. Lateral uç kaldırın ve sinir ve altta yatan mide dokusu arasında herhangi bir yabancı ekleri kesti. </li><li> Anterior sonunda, herhangi bir yabancı ekleri commissural ganglionlar kesme, ve her iki tarafında labial sinir kesmek. </li><li> Görme tanımlamak ve sonra mide dokusunda herhangi bir ek ekleri kesme stomatogastric sinir sistemi tarayın. </li><li> Commissural ganglionlar üzerinde, ve mide kapalı stomatogastric sinir sistemi kabuğu, iki commissural sinirlerin ön ucuna alın ve yemeğin tarafa taşımak. Bunu yaparken, sinir sistemi, serbest kalan tüm ekleri kesme. </li></ol></li><li> Küçük Sylgard yemek hazırlayın. <ol><li> Küçük bir tabak içinde Sylgard yüzeyinde bazı mide dokusu iyice ovalayın. Bu tuzlu su yemeğin eşit olarak dağıtmak böylece Sylgard hidrofobik azalacaktır. </li><li> Sylgard tabak soğutulmuş tuzlu su ile doldurmak ve durulayın. </li></ol></li><li> Sinir sistemi, hem de commissural sinirlerin ön uçları kapma, büyük bir çanak sinir sistemi kaldırma ve küçük bir çanak içinde döşeme hazırlanan Sylgard çanak aktarın. </li><li> Tungsten tel kesme Minuten pimleri ve ince pimleri bir kombinasyonunu kullanarak küçük bir tabak içinde STNS Pin. <ol><li> Hazırlık aşağı ventriküler sinir Sylgard işaret olup olmadığını kontrol dorsal yüzü yukarı olduğunu emin olun. </li><li> Beyin çıkarın commissural sinirler pin. </li><li> Yavaşça, posteriora ve yanal her psn s çekme ve onları aşağı bağlantılarını sinir sistemi sıkı ve düz çekin . </li><li> PDN s pilorik dilatör kas çıkarın ve PDN pin s </li><li> Kaldırpyn s pilorik segment ve pyn s pin </li><li> Labial sinirler gibi kalan tüm sinirler izole Pin, mvn ve AGN s </li></ol></li><li> Desheath STG. <ol><li> STG Sylgard karşı düz ve yanal AGN ler, ön stn ve arka dvn gergin düzenlenen olun. </li><li> Dvn içinde akson görselleştirme etkinleştirmek için aydınlatma düzenleyin. </li><li> Küçük bir iğne veya ince tungsten iğne kullanarak, STG sadece arka dvn çevreleyen kılıf, küçük bir sığ delik olun . </li><li> Aksonlar sinir kılıfı yatay bir gözyaşı oluşturmak için, sırt, dvn boyunca iğne çekin. </li><li> STG posterior sinir kılıfı flep alın ve STG dorsal tarafında kılıf kaldırmak için anteriora çekin. </li></ol></li></ol><table border="1"><tbody><tr><td colspan="2"> Kısaltmalar: </td></tr><tr><td> STNS </td><td> Stomatogastric sinir sistemi </td></tr><tr><td> STG </td><td> Stomatogastric ganglion </td></tr><tr><td> COG </td><td> Commissural ganglion </td></tr><tr><td> stn </td><td> stomatogastric sinir </td></tr><tr><td> mvn </td><td> medial ventriküler sinir </td></tr><tr><td> iyon </td><td> alt özofagus sinir </td></tr><tr><td> oğlum </td><td> üstün özofagus sinir </td></tr><tr><td> AGN </td><td> anterior gastrik sinir </td></tr><tr><td> dvn </td><td> dorsal ventriküler sinir </td></tr><tr><td> LVN </td><td> lateral ventriküler sinir </td></tr><tr><td> psn </td><td> posterior mide sinir </td></tr><tr><td> vpln </td><td> ventral arka yan sinir </td></tr><tr><td> pyn </td><td> pilorik sinir </td></tr><tr><td> PDN </td><td> pilorik dilatör sinir </td></tr></tbody></table>

<ol>
	<li>Marder, E., Bucher, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Central+pattern+generators+and+the+control+of+rhythmic+movements.">Central pattern generators and the control of rhythmic movements.</a> Curr. Biol. 11, R986-R996 (2001).</li><li>Nusbaum, M. P., Beenhakker, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+small-systems+approach+to+motor+pattern+generation.">A small-systems approach to motor pattern generation.</a> Nature. 417, 343-350 (2002).</li><li>Clemens, S., Massabuau, J. C., Legeay, A., Meyrand, P., Simmers, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+modulation+of+interacting+central+pattern+generators+in+lobster+stomatogastric+ganglion:+influence+of+feeding+and+partial+pressure+of+oxygen.">In vivo modulation of interacting central pattern generators in lobster stomatogastric ganglion: influence of feeding and partial pressure of oxygen.</a> J. Neurosci. 18, 2788-2799 (1998).</li><li>Bierman, H. S., Tobin, A. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gross+dissection+of+the+stomach+of+the+lobster,+Homarus+americanus.">Gross dissection of the stomach of the lobster, Homarus americanus.</a> J Vis Exp. 27, (2009).</li><li>Maynard, D. M., Dando, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+structure+of+the+stomatogastric+neuromuscular+system+in+Callinectes+sapidus,+Homarus+americanus+and+Panulirus+argus+(Decapoda+crustacean).">The structure of the stomatogastric neuromuscular system in Callinectes sapidus, Homarus americanus and Panulirus argus (Decapoda crustacean).</a> Philos. Trans. R. Soc. Lond. B Biol. Sci. 268, 161-220 (1974).</li><li>Herrick, F. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Natural+history+of+the+American+lobster.">Natural history of the American lobster.</a> Bull. U.S. Bur. Fish. 29, 219-252 (1909).</li><li>Marder, E., Bucher, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Understanding+circuit+dynamics+using+the+stomatogastric+nervous+system+of+lobsters+and+crabs.">Understanding circuit dynamics using the stomatogastric nervous system of lobsters and crabs.</a> Annu. Rev. Physiol. 69, 291-316 (2007).</li><li>Bucher, D., Taylor, A. L., Marder, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Central+pattern+generating+neurons+simultaneously+express+fast+and+slow+rhythmic+activities+in+the+stomatogastric+ganglion.">Central pattern generating neurons simultaneously express fast and slow rhythmic activities in the stomatogastric ganglion.</a> J. Neurophysiol. 95, 3617-3632 (2006).</li><li>Mizrahi, A., Dickinson, P. S., Kloppenburg, P., F&#233;nelon, V., Baro, D. J., Harris-Warrick, R. M., Meyrand, P., Simmers, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+maintenance+of+channel+distribution+in+a+central+pattern+generator+neuron+by+neuromodulatory+inputs+revealed+by+decentralization+in+organ+culture.">Long-term maintenance of channel distribution in a central pattern generator neuron by neuromodulatory inputs revealed by decentralization in organ culture.</a> J. Neurosci. 21, 7331-7339 (2001).</li><li>Schulz, D. J., Goaillard, J. M., Marder, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Variable+channel+expression+in+identified+single+and+electrically+coupled+neurons+in+different+animals.">Variable channel expression in identified single and electrically coupled neurons in different animals.</a> Nat. Neurosci. 9, 356-362 (2006).</li><li>Schulz, D. J., Goaillard, J. M., Marder, E. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+expression+profiling+of+identified+neurons+reveals+cell-specific+constraints+on+highly+variable+levels+of+gene+expression.">Quantitative expression profiling of identified neurons reveals cell-specific constraints on highly variable levels of gene expression.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 104, 13187-13191 (2007).</li></ol>

Istakoz mide ve STNS anatomisi daha önce 5,6 olmuştur ve bu diseksiyon prosedür varyasyonları çeşitli çalışmalarda kullanılmıştır. Biz önce başlayan diseksiyonları 5-7 ve STNS 5,8 mide anatomisi aşina olma tavsiye ederiz. Böyle bir aşinalık, sinirler ve doku kaza sonucu hasar riskini azaltmak. Hazırlık sağlığını korumak için, serin bir ısıda hazırlanması korumak için kritik öneme sahiptir. Bu tuzlu su ˚ C tuzlu su, buzdolabında tutulan her 30 dakika 4 ile değiş tokuş ederek kolayca elde edilir. Soğuk tuzlu su dalmış, izole STNS hazırlık kaç saat için geçerli. STG ilgili Homarus Gammarus Kayıtlar in vitro 9 5 gün boyunca istikrarlı bir ritmik faaliyet göstermiştir; benzer sağlamlık H. görülmüştür americanus (atıl Pers..). Commissural ganglionlar STG modüle girişi devam eden motor kalıplarını korumak için gereklidir. Bu nedenle, normal bir ritmik aktivitesi bu ganglionlar ve iyon, oğlu korumak ve stn sinirlerin sağlam tutulmalıdır. (Mide Mill (GM) aksonları içeren), mvn s (Yanal Mide (LG) ve inferior Kardiyak (IC) aksonlar içeren), pyn AGN s: biz tarif diseksiyonu birkaç motor sinirleri (motor nöron aksonları içeren) korur (pilorik nöron (PY) aksonlar içeren), PDN ve LVN (Yanal pilorik (LP), Medial Mide (MG), LPG ​​aksonlar yanı sıra GM içeren (pilorik dilatör (PD) aksonları içeren), PD ve PY). Ek (veya farklı) sinirler diseksiyon, diğer motor nöron aksonları kaydedilebilir. Her birey tip motor nöron akson diseksiyon ve sinir kayıt kas innerve tarafından ayrı ayrı kayıt olabilir, bu tür nöron projeleri. Bu preparat, çeşitli sinir sistemi fonksiyon odaklı çalışmalar için kullanılan olabilir. Nöronların aktivitesi, somata veya aksonları hücre içi, keskin elektrot kayıtları kullanarak veya ekstraselüler sinirlerin elektrik impulsları kayıt ya da kayıt olabilir. Birçok iyon kanalları STG nöronların kısmen klonlanmış ve mRNA elle çekti somata 10,11 ölçülebilir.

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Fine Tungsten Wire (0.001 in. diameter)</td>
<td>Tool</td>
<td>California Fine Wire</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Cut into 1-2mm pieces to use as fine pins.</td>
</tr>
<tr>
<td>Forceps #5</td>
<td>Tool</td>
<td>FST</td>
<td>91150-20</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Minuten Pins</td>
<td>Tool</td>
<td>FST</td>
<td>26002-10</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Moria Spring Scissors (7mm blades)</td>
<td>Tool</td>
<td>FST</td>
<td>15370-52</td>
<td>These are the top of the line. There are more economical spring scissors available from the same company.</td>
</tr>
<tr>
<td>Petri Dish (100x15mm)</td>
<td>Tool</td>
<td>Fischer</td>
<td>08-757-12</td>
<td>Fill 2-4mm with Sylgard 182.</td>
</tr>
<tr>
<td>Sylgard 182</td>
<td>Other</td>
<td>Dow Corning</td>
<td>182</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Pin Holder</td>
<td>Tool</td>
<td>FST</td>
<td>26018-17</td>
<td>Optional. Desheathing can be done with scissors and fine forceps alone.</td>
</tr>
<tr>
<td>Super fine forceps #5SF</td>
<td>Tool</td>
<td>FST</td>
<td>11252-00</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Tungsten Needles</td>
<td>Tool</td>
<td>FST</td>
<td>10130-05</td>
<td>Optional. Desheathing can be done with scissors or with pins cut from fine tungsten wire.</td>
</tr>
<tr>
<td>Dissection microscope</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

homarus americanus stomatogastric nervous system dissection

Sistemleri faaliyet üretmek ve çevreye yanıt nasıl sinir anlayış hedefi, Nörobilimadamları ilgi faaliyet gösterirler ve erişilebilir ve deneysel yöntemler için uygun model sistemler açın. Amerikan ıstakoz stomatogastric sinir sistemi (STNS) (<i&gt; Homarus americanus</i&gt;;) Atlantik veya Maine ıstakoz da biliyorum ağlar ağlar ve nöromodülasyon üreten ritim eğitimi için bir model sistem olarak kurulmuştur. STNS stomatogastric ganglion (STG) merkezi projesi modülatör nöron içeren 3 ön ganglionlar (2 commissural ganglionlar ve özofagus ganglion) oluşur. STG iki merkezi desen üreten ağları oluşturan yaklaşık 30 nöronlar, kabuklularda beslenme davranışlarının altında yatan pilorik ve mide ağları içeren<sup&gt; 1,2</sup&gt;. Bu sistemin çalışma mümkün olsa da<i&gt; In vivo</i<sup&gt; 3</sup&gt; STNS izole zaman ritmik faaliyet üretmeye devam ediyor<i&gt; In vitro</i&gt;. Bir tabak içinde STNS Fiziksel izolasyon, intrasellüler elektrofizyolojik kayıtlar için ganglionlar somata ve ekstrasellüler kayıtları için STNS sinirler kolay erişim sağlar. STNS Yalıtımlı iki parçalı bir süreçtir. Hayvan mide diseksiyon ilk bölümünde, eşlik eden bir video makalede açıklanan<sup&gt; 4</sup&gt;. Bu video makalede, ince diseksiyon teknikleri mide STNS izole etmek için kullanılır. Bu prosedür, elektrofizyolojik kayıtlar için kullanılabilir bir sinir sistemi hazırlama sonuçları.

Watch this Scientific Journal Video about Homarus Americanus Stomatogastric Nervous System Dissection at JoVE.com

Homarus Americanus Stomatogastric Nervous System Dissection

Biz Amerikan ıstakoz mide stomatogastric sinir sisteminin ince diseksiyon tarif (<i&gt; Homarus americanus</i&gt;).

Homarus americanus Stomatogastric Sinir Sistemi Diseksiyon

With the goal of understanding how nervous systems produce activity and respond to the environment, neuroscientists turn to model systems that exhibit the ...

homarus-americanus-stomatogastric-nervous-system-dissection

Research

JoVE Journal

Biology

Homarus Americanus Stomatogastric Nervous System Dissection

11.1K Görüntüleme.  Brandeis. Biz Amerikan ıstakoz mide stomatogastric sinir sisteminin ince diseksiyon tarif ( Homarus americanus).

Video: Homarus Americanus Stomatogastric Nervous System Dissection

Dissection of Drosophila Ovaries

Drosophila Yumurtalıkların diseksiyonu

Biyoloji

Dissection of 6.5 dpc Mouse Embryos

Analysis of gene expression patterns during early stages of mammalian embryonic development can provide important clues about gene function, cell-cell interaction and signaling mechanisms that guide embryonic patterning. However, dissection of the mouse embryo from the decidua shortly after implantation can be a challenging procedure, and detailed step-by-step documentation of this process is lacking.

Here we demonstrate how post-implantation (6.5 dpc) embryos are isolated by first dissecting the uterus of a pregnant mouse (detection of the vaginal plug was designated day 0.5 poist coitum) and subsequently dissecting the embryo from maternal decidua. The dissection of Reichert's membrane is described as well as the removal of the ectoplacental cone.

Isolation of postimplantation-stage embryos allows one to study gene patterning and analyze cell-lineage decision making processes during embryonic development, but proper dissection of the early embryo can be challenging. This protocol describes a method for isolating early primitive-streak-stage embryos (~6.5 days post coitum [dpc]).

6.5 DPC Fare Embriyolar diseksiyonu

Analysis of gene expression patterns during early stages of mammalian embryonic development can provide important clues about gene function, cell-cell ...

Isolation of Mononuclear Cells from the Central Nervous System of Rats with EAE

Whether studying an autoimmune disease directed to the central nervous system (CNS), such as experimental autoimmune encephalomyelitis (EAE, 1), or the immune response to an infection of the CNS, such as poliomyelitis, Lyme neuroborreliosis, or neurosyphilis, it is often necessary to isolate the CNS-infiltrating immune cells.
In this video-protocol we demonstrate how to isolate mononuclear cells (MNCs) from the CNS of a rat with EAE. The first step of this procedure requires a cardiac perfusion of the rodent with a saline solution to ensure that no blood remains in the blood vessels irrigating the CNS. Any blood contamination will artificially increase the number of apparent CNS-infiltrating MNCs and may alter the apparent composition of the immune infiltrate. We then demonstrate how to remove the brain and spinal cord of the rat for subsequent dilaceration to prepare a single-cell suspension. This suspension is separated on a two-layer Percoll gradient to isolate the MNCs. After washing, these cells are then ready to undergo any required procedure. 
Mononuclear cells isolated using this procedure are viable and can be used for electrophysiology, flow cytometry (FACS), or biochemistry. If the technique is performed under sterile conditions (using sterile instruments in a tissue culture hood) the cells can also be grown in tissue culture medium. A given cell population can be further purified using either magnetic separation procedures or a FACS.

In this video we demonstrate how to isolate mononuclear cells from the central nervous system of rats with experimental autoimmune encephalomyelitis.

EAE Ratlarda Merkez Sinir Sistemi Mononükleer Hücreleri İzolasyon

Whether studying an autoimmune disease directed to the central nervous system (CNS), such as experimental autoimmune encephalomyelitis (EAE, 1), or the ...

Drosophila Larval NMJ Dissection

The Drosophila neuromuscular junction (NMJ) is an established model system used for the study of synaptic development and plasticity. The widespread use of the Drosophila motor system is due to its high accessibility. It can be analyzed with single-cell resolution. There are 30 muscles per hemisegment whose arrangement within the peripheral body wall are known. A total of 35 motor neurons attach to these muscles in a pattern that has high fidelity. Using molecular biology and genetics, one can create transgenic animals or mutants. Then, one can study the developmental consequences on the morphology and function of the NMJ. In order to access the NMJ for study, it is necessary to carefully dissect each larva. In this article we demonstrate how to properly dissect Drosophila larvae for study of the NMJ by removing all internal organs while leaving the body wall intact. This technique is suitable to prepare larvae for imaging, immunohistochemistry, or electrophysiology.

This protocol demonstrates how to dissect Drosophila larvae in preparation for immunohistochemistry and/or imaging of the neuromuscular junction.

Drosophila Larvaların NMJ Diseksiyon

The Drosophila neuromuscular junction (NMJ) is an established model system used for the study of synaptic development and plasticity. The widespread use ...

Dissection of Saccharomyces Cerevisiae Asci

Yeast is a highly tractable model system that is used to study many different cellular processes. The common laboratory strain Saccharomyces cerevisiae exists in either a haploid or diploid state. The ability to combine alleles from two haploids and the ability to introduce modifications to the genome requires the production and dissection of asci. Asci production from haploid cells begins with the mating of two yeast haploid strains with compatible mating types to produce a diploid strain. This can be accomplished in a number of ways either on solid medium or in liquid. It is advantageous to select for the diploids in medium that selectively promotes their growth compared to either of the haploid strains. The diploids are then allowed to sporulate on nutrient-poor medium to form asci, a bundle of four haploid daughter cells resulting from meiotic reproduction of the diploid. A mixture of vegetative cells and asci is then treated with the enzyme zymolyase to digest away the membrane sac surrounding the ascospores of the asci. Using micromanipulation with a microneedle under a dissection microscope one can pick up individual asci and separate and relocate the four ascopores. Dissected asci are grown for several days and tested for the markers or alleles of interest by replica plating onto appropriate selective media.

Dissection of Saccharomyces Cerevisiae Asci

Micromanipulation of yeast cells is needed for meiotic genetic analysis or to select diploid zygotes. These micromanipulations are carried out using the microneedle of a dissection microscope. The microneedle is used to relocate cells and is controlled by a micromanipulator which are available with various degrees of automation.

Diseksiyonu Saccharomyces cerevisiae Asci

Yeast is a highly tractable model system that is used to study many different cellular processes. The common laboratory strain Saccharomyces cerevisiae ...

Cancer Borealis Stomatogastric Nervous System Dissection

The stomatogastric ganglion (STG) is an excellent model for studying cellular and network interactions because it contains a relatively small number of cells (approximately 25 in C. borealis) which are well characterized. The cells in the STG exhibit a broad range of outputs and are responsible for the motor actions of the stomach. The stomach contains the gastric mill which breaks down food with three internal teeth, and the pylorus which filters the food before it reaches the midgut. The STG produces two rhythmic outputs to control the gastric mill and pylorus known as central pattern generators (CPGs). Each cell in the STG can participate in one or both of these rhythms. These CPGs allow for the study of neuromodulation, homeostasis, cellular and network variability, network development, and network recovery.
The dissection of the stomatogastric nervous system (STNS) from the Jonah crab (Cancer borealis) is done in two parts; the gross and fine dissection. In the gross dissection the entire stomach is dissected from the crab. During the fine dissection the STNS is extracted from the stomach using a dissection microscope and micro-dissection tools (see figure 1). The STNS includes the STG, the oesophageal ganglion (OG), and the commissural ganglia (CoG) as well as the nerves that innervate the stomach muscles. Here, we show how to perform a complete dissection of the STNS in preparation for an electrophysiology experiment where the cells in the STG would be recorded from intracellularly and the peripheral nerves would be used for extracellular recordings. The proper technique for finding the desired nerves is shown as well as our technique of desheathing the ganglion to reveal the somata and neuropil.

Cancer Borealis Stomatogastric Nervous System Dissection

The stomatogastric nervous system (STNS) of the Jonah crab (C. borealis) can be used for electrophysiology, immunohistochemistry, and cell culture studies. The STNS extraction is done in two parts: the gross and fine dissection.

Kanser Borealis Stomatogastric Sinir Sistemi Diseksiyon

The stomatogastric ganglion (STG) is an excellent model for studying cellular and network interactions because it contains a relatively small number of ...

Gross Dissection of the Stomach of the Lobster, Homarus Americanus

The stomach of the American lobster (Homarus americanus) is located in the cephalothorax, between the rostrum and the cervical groove. The anterior end of the stomach is defined by the mouth opening and the posterior end by the bottom of the pylorus. Along the dorsal side of the stomach lies the stomatogastric nervous system (STNS). This nervous system, which contains rhythmic networks that underlie feeding behavior, is an established model system for studying rhythm generating networks and neuromodulation 1,2. While it is possible to study this system in vivo 3, the STNS continues to produce its rhythmic activity when isolated in vitro. In order to study this system in vitro the stomach must be removed from the animal. This video article describes how the stomach can be dissected from the American lobster. In an accompanying video article4 we demonstrate how the STNS can be isolated from the stomach.

Gross Dissection of the Stomach of the Lobster, Homarus Americanus

We describe the gross dissection of the stomach of the American lobster (Homarus americanus).

Brüt Diseksiyon Lobster Mide, Homarus americanus</em

The stomach of the American lobster (Homarus americanus) is located in the cephalothorax, between the rostrum and the cervical groove. The anterior end of ...

Dissection of Organs from the Adult Zebrafish

Over the last 20 years, the zebrafish has become a powerful model organism for understanding vertebrate development and disease.  Although experimental analysis of the embryo and larva is extensive and the morphology has been well documented, descriptions of adult zebrafish anatomy and studies of development of the adult structures and organs, together with techniques for working with adults are lacking. The organs of the larva undergo significant changes in their overall structure, morphology, and anatomical location during the larval to adult transition.  Externally, the transparent larva develops its characteristic adult striped pigment pattern and paired pelvic fins, while internally, the organs undergo massive growth and remodeling.  In addition, the bipotential gonad primordium develops into either testis or ovary.  This protocol identifies many of the organs of the adult and demonstrates methods for dissection of the brain, gonads, gastrointestinal system, heart, and kidney of the adult zebrafish. The dissected organs can be used for in situ hybridization, immunohistochemistry, histology, RNA extraction, protein analysis, and other molecular techniques.  This protocol will assist in the broadening of studies in the zebrafish to include the remodeling of larval organs, the morphogenesis of organs specific to the adult and other investigations of the adult organ systems.

This protocol describes a procedure for identifying and dissecting organs from the adult zebrafish.

Yetişkin Zebra balığı Organları diseksiyonu

Over the last 20 years, the zebrafish has become a powerful model organism for understanding vertebrate development and disease.  Although experimental ...

Dissection and Staining of Drosophila Larval Ovaries

Many organs depend on stem cells for their development during embryogenesis and for maintenance or repair during adult life. Understanding how stem cells form, and how they interact with their environment is therefore crucial for understanding development, homeostasis and disease. The ovary of the fruit fly Drosophila melanogaster has served as an influential model for the interaction of germ line stem cells (GSCs) with their somatic support cells (niche) 1, 2. The known location of the niche and the GSCs, coupled to the ability to genetically manipulate them, has allowed researchers to elucidate a variety of interactions between stem cells and their niches 3-12.
Despite the wealth of information about mechanisms controlling GSC maintenance and differentiation, relatively little is known about how GSCs and their somatic niches form during development. About 18 somatic niches, whose cellular components include terminal filament and cap cells (Figure 1), form during the third larval instar 13-17. GSCs originate from primordial germ cells (PGCs). PGCs proliferate at early larval stages, but following the formation of the niche a subgroup of PGCs becomes GSCs 7, 16, 18, 19. Together, the somatic niche cells and the GSCs make a functional unit that produces eggs throughout the lifetime of the organism.
Many questions regarding the formation of the GSC unit remain unanswered. Processes such as coordination between precursor cells for niches and stem cell precursors, or the generation of asymmetry within PGCs as they become GSCs, can best be studied in the larva. However, a methodical study of larval ovary development is physically challenging. First, larval ovaries are small. Even at late larval stages they are only 100&mu;m across. In addition, the ovaries are transparent and are embedded in a white fat body. Here we describe a step-by-step protocol for isolating ovaries from late third instar (LL3) Drosophila larvae, followed by staining with fluorescent antibodies. We offer some technical solutions to problems such as locating the ovaries, staining and washing tissues that do not sink, and making sure that antibodies penetrate into the tissue. This protocol can be applied to earlier larval stages and to larval testes as well.

Dissection and Staining of Drosophila Larval Ovaries

How niches and stem cells form during development is an important question with practical implications. In the Drosophila ovary, germ line stem cells and their somatic niches form during larval development. This video demonstrates how to dissect, stain and mount female gonads from late third instar (LL3) Drosophila larvae.

Diseksiyon ve boyanması Drosophila Larvaların Yumurtalıkların

Many organs depend on stem cells for their development during embryogenesis and for maintenance or repair during adult life. Understanding how stem cells ...

Dissection of the Adult Zebrafish Kidney

Researchers working in the burgeoning field of adult stem cell biology seek to understand the signals that regulate the behavior and function of stem cells during normal homeostasis and disease states. The understanding of adult stem cells has broad reaching implications for the future of regenerative medicine1. For example, better knowledge about adult stem cell biology can facilitate the design of therapeutic strategies in which organs are triggered to heal themselves or even the creation of methods for growing organs in vitro that can be transplanted into humans1. The zebrafish has become a powerful animal model for the study of vertebrate cell biology2. There has been extensive documentation and analysis of embryonic development in the zebrafish3. Only recently have scientists sought to document adult anatomy and surgical dissection techniques4, as there has been a progressive movement within the zebrafish community to broaden the applications of this research organism to adult studies. For example, there are expanding interests in using zebrafish to investigate the biology of adult stem cell populations and make sophisticated adult models of diseases such as cancer5. Historically, isolation of the zebrafish adult kidney has been instrumental for studying hematopoiesis, as the kidney is the anatomical location of blood cell production in fish6,7. The kidney is composed of nephron functional units found in arborized arrangements, surrounded by hematopoietic tissue that is dispersed throughout the intervening spaces. The hematopoietic component consists of hematopoietic stem cells (HSCs) and their progeny that inhabit the kidney until they terminally differentiate8. In addition, it is now appreciated that a group of renal stem/progenitor cells (RPCs) also inhabit the zebrafish kidney organ and enable both kidney regeneration and growth, as observed in other fish species9-11. In light of this new discovery, the zebrafish kidney is one organ that houses the location of two exciting opportunities for adult stem cell biology studies. It is clear that many outstanding questions could be well served with this experimental system. To encourage expansion of this field, it is beneficial to document detailed methods of visualizing and then isolating the adult zebrafish kidney organ. This protocol details our procedure for dissection of the adult kidney from both unfixed and fixed animals.
Dissection of the kidney organ can be used to isolate and characterize hematopoietic and renal stem cells and their offspring using established techniques such as histology, fluorescence activated cell sorting (FACS)11,12, expression profiling13,14, and transplantation11,15. 
We hope that dissemination of this protocol will provide researchers with the knowledge to implement broader use of zebrafish studies that ultimately can be translated for human application.

The zebrafish kidney is home to both renal and hematopoietic adult stem/progenitor cells, and represents an outstanding opportunity to study these cell types and their progeny in a vertebrate model organism. Here, we demonstrate a detailed dissection procedure that enables the researcher to identify and surgically remove the adult zebrafish kidney, which can be used for applications such as cell isolation, transplantation, and expression studies of kidney and/or blood cell populations.

Yetişkin Zebra balığı Böbrek diseksiyonu

Researchers working in the burgeoning field of adult stem cell biology seek to understand the signals that regulate the behavior and function of stem ...