我々は、顧問、博士イヴマーダーに感謝します。この研究は、イブマーダーとNS059255にNS17813 AE T.する健康補助金の国立研究所によってサポートされていました

前にこのプロトコルを開始するロブスターの胃は、動物から削除され、コンパニオンのJoveの記事（ビアーマン＆トビン、2009）に記載のように準備する必要があります。以下の手順の大半は、解剖顕微鏡下で実行する必要があります。 一部交連神経節を私は絶縁型<ol><li>オリエント料理は、その前端が（唇で）あなたと後端（幽門によって）から離れていることをあなたに向かっています。 </li><li>それは皿に、できるだけ平らになるように胃が固定されていることを確認します。 <ol><li>唇の両側に食道を突き止める。 </li><li>必要に応じて、総郭の間に配置された他のピンを再配置する。 </li></ol></li><li>皮下組織を削除します。 <ol><li> gm2/gm3筋肉の近くに皮下組織をつかむ、これらの筋肉から、それを切り離して、ゆっくりと前方方向に引き出します。 </li><li>すべての接続をsnippingによって下にある脂肪から皮下組織を分離。口胃神経系の重要な部分を囲む中央の動脈、周りの増加は十分に注意してください。 gm1b筋肉の間に位置する口と胃の神経節、の約0.5cmの半径内皮下組織はそのままにしておきます。 </li><li>分離された皮下組織を切り取ります。 </li></ol></li><li>基盤となる組織から脳を切り離します。 <ol><li>胃の前方部分の交連神経に脳の前方部分から両側に投影する二つの大きな交連神経を識別します。 </li><li>これらの神経はそのままに、静かにピンセットで脳を持ち上げて、組織の他の部分から脳を分離するカット。口と胃の神経は脳の下にあるとそのまま保持する必要があるとして、これを行うように注意してください。 </li></ol></li><li>周囲の組織から交連神経節を区切ります。 <ol><li>交連神経のどれか1つを1交連神経に従ってください。 </li><li> イオンと息子を識別する-これらの神経はそのまま残す必要があります。交連神経節は、外放射多くの神経を持つことになります。 （ イオンと息子を除いて）それらのほとんどをカットしますが、解剖を終えながら、場所に交連神経節を保持するために取り付けられたつの余分な神経を残す。 </li><li>他の交連神経節で繰り返します。 </li></ol></li><li>外側から内側へのイオンと息子を清掃してください 。胃への神経系を固定するために唇神経はそのままにしておきます。食道神経節は、 イオンの sが交差していた座っている。あなたが劣った心室神経をつかんで下にカットするまで引き上げてその下にクリアすることができます。 </li></ol>パートII -分離口と胃の神経節（STG）と残りの神経を。 <ol start="7"><li>周囲の組織からSTGを区切ります。 <ol><li> STGはgm1b筋肉やダウンgm2a、bの筋肉の間で実行される動脈の内部に位置しています。 gm2a、bの筋肉に近い動脈の断端を探してください。 </li><li> DVNを公開するために、上と前方動脈の切断端を引き出します。あなたが残りの皮下組織のレベルに達するまで引き上げ続けます。一度分離した、動脈は、それが残りの皮下組織に接触するレベルにトリミングすることができます。 </li><li>ロブスターの演壇に位置していた筋弁を切り取ります。 </li><li>動脈がSTG上記の脂肪の内側トンネルを作ることが観察、動脈上の皮下組織を持ち上げて。動脈の内側にはさみの一刃を入れ、その上の筋肉を切る。あなたが安全にSTGを超えている確かにカットのように、DVNを見ることができることを確認してください。動脈以下、前方にカット続けます。あなたがSTGの上にカットとして、STNがダウンして筋肉へのSTGとダイビングから前方に放射さ見ることができます。完全にSTGの上に筋肉を分離するために前方カット続けます。 </li><li>離れてSTNから任意の組織をクリアします。 </li></ol></li><li>周囲の組織からAGNのを区切ります。 （あなたがAGNから録音する予定がない場合でも、あなたは、細胞内記録のための神経節を突き止めるために無傷の神経の部分が必要になります。） <ol><li>より良いAGNのを確認するには、残りの皮下組織および基礎となる筋肉の薄い層を取り除く。 </li><li> STGへのちょうど後方、DVNの両側に脂肪と筋肉の暗いトンネルを識別する。 </li><li>トンネル内の1つはさみの刃を貼り、神経、上記の組織をカット。それを分離するために、神経以下、横方向に切断続ける。 （カップルミリメートル神経節を固定するのに十分ですが、そこから録音する場合はAGNの5mm以上を公開。） </li><li>それは接続を切断することによりinnervates筋肉からAGNを切り離します。 </li><li>他のAGNを分離するために反対側に繰り返します。 </li><li>両方AGNのが解剖された後、胃にSTGを接続しているすべての筋肉と組織をカット。 </li></ol></li><li> MVN sを分離する彼らはLVNから分岐し、脂肪の下に横方向に横断する小さな神経の二国間のペアです。 <ol><li>で2つLVN Sには、枝の近くに、DVNの片側に脂肪カットスルーにハサミまたは2つの鉗子を使用してどちらかここでは、MVNのほど遠いものであり、それらをカット危険にさらすことはありません。 </li><li>脂肪層を持ち上げ、そして小さなMVNの下を識別する。これらの神経はgm1b筋肉のレベルまで横方向にちょうど後部内側を走る。 </li><li>今のようにそれがもつれにならない神経はそのままに、MVN上記の脂肪の層を取り除きます。あなたは、解剖の終わりに胃オフからその外側端をカットします。 </li><li>他のMVNを分離するために反対側のプロセスを繰り返します。 </li></ol></li><li> LVNのと後部神経を分離します。 <ol><li>ここで、横方向にDVNオフLVNの分岐からは、その上に脂肪をカットしてLVNに従ってください。準備に応じて、時には神経上記の全体の脂肪層をオフにプルアップすることができます。 </li><li> PSNの枝がオフ点まで、LVNを明らかに続ける。 </li></ol></li><li> pynを分離する。 <ol><li> pynを見つけ、それが幽門を介して後方に移動する神経です。 </li><li>この領域をカバーする薄い膜を取り除きます。 </li><li> pynに接続されている幽門の小さなセクションを、カットすることでpynを分離します。 </li><li>優しく幽門セクションを持ち上げて、あなたがPDNに接続する分岐に到達するまでpynのいずれかの側に組織を切り取る。 </li></ol></li><li> PDNを分離する。 <ol><li> PDNを見つけ、それが幽門散大筋に後方に移動する神経です。 </li><li> PDNに接続されている幽門散大筋の小さなセクションを、カット。 </li><li>優しく、幽門散大筋のセクションを持ち上げて、pynに接続する分岐に到達するまで、PDNのいずれかの側に組織を切り取る。 </li></ol></li><li> LVNにpynとPDNを結ぶ腹LVNを 、分離する。 <ol><li> pynとPDNが腹LVNに接続する三角形の分岐点で、このようなvplnなどの腹側LVNオフ枝、その神経のいずれかの小さなセクションを分離する。これは、腹側LVNを引っ張らないようにハンドルとして使用されます。 </li><li>ハンドルを持ち上げて、腹LVNの両側に組織を切り取る、あなたがどこにPSN分岐点をオフに到達するまで前方方向に働いて。 </li></ol></li><li>反対側のLVNと後部神経を分離するために13 -手順10を繰り返します。 </li><li>胃から口胃神経系を切り離します。 <ol><li>完全に胃からのLVNを切り離すには、PSNを引っ張るとPDNとpynを除いて、LVNと腹LVNに接続されているすべての組織や神経を切る。反対側にこのプロセスを繰り返します。 </li><li>各MVNの外側端をカット。外側の端を持ち上げて、神経と下層胃組織の間に余分な添付ファイルをカット。 </li><li>前端で、交連神経に余分な添付ファイルをカットし、それぞれの側に唇神経を切断。 </li><li>視覚的に胃の組織に追加の添付ファイルをカットして識別し、口胃神経系のシステムをスキャンします。 </li><li>交連神経節上記の、および胃から口胃神経系剥離、両方交連神経の前端につかむと皿の側面に移動。これを行うとして、神経系を解放するために、残りの添付ファイルをカット。 </li></ol></li><li>小さなSylgard皿を準備します。 <ol><li>小皿にSylgardの表面に十分にある胃の組織をこする。これは、生理食塩水は、皿に均等に分散されるように、Sylgardの疎水性を減少します。 </li><li>冷やした生理食塩水とSylgard皿をすすぎ、記入してください。 </li></ol></li><li> 、両方の交連神経の前方の端をつかんで、大きな皿の神経系を持ち上げ、そして小さな皿にそれを置くことによって準備さSylgard皿に神経系を転送します。 </li><li> minutenピンとタングステンワイヤから切断薄くピンの組み合わせを使用して、小さな皿にSTNSをピン。 <ol><li>準備が劣る心室の神経が離れてSylgardから指していることをチェックして背側にアップしていることを確認してください。 </li><li>脳を取り出して、交連神経をピン。 </li><li>ゆっくりと後方と横方向にPSN sのそれぞれを引っ張り、そしてそれらを確保することによりタイトでフラットな神経系を引き出します。 </li><li> PDN sから幽門散大筋を外し、PDN sをピン</li><li>削除幽門pyn sからセグメント、およびpyn sをピン</li><li>このような口唇神経、MVN sとAGN秒として、残りの孤立した神経を突き止める</li></ol></li><li> Desheath STG。 <ol><li> STGはSylgardに対して平らになると横方向のAGNの、前方STNと後部DVNで張り詰めた開催を確認してください。 </li><li> DVN内の軸索の可視化を可能にするために照明を配置します。 </li><li>小さ ​​なピンや細かいタングステン針を使用して、STGにちょうど後部DVNを 、周囲の鞘に小さな浅い穴を作る。 </li><li>神経鞘における水平断裂を作成するには、軸索の背側、DVN渡っ針を引き抜きます。 </li><li> STGへの後方神経鞘のフラップを取得し、STGの背側からシースを除去するために前方に引き出します。 </li></ol></li></ol><table border="1"><tbody><tr><td colspan="2"> 略語： </td></tr><tr><td> STNS </td><td>口と胃の神経系</td></tr><tr><td> STG </td><td>口と胃の神経節</td></tr><tr><td> COG </td><td>交連神経節</td></tr><tr><td> STN </td><td>口と胃の神経</td></tr><tr><td> MVN </td><td>内側心室神経</td></tr><tr><td> イオン </td><td>下食道神経</td></tr><tr><td> 息子 </td><td>優れた食道神経</td></tr><tr><td> AGN </td><td>前胃神経</td></tr><tr><td> DVN </td><td>背心室神経</td></tr><tr><td> LVN </td><td>外側心室神経</td></tr><tr><td> PSN </td><td>後胃の神経</td></tr><tr><td> vpln </td><td>後腹側外側神経</td></tr><tr><td> pyn </td><td>幽門神経</td></tr><tr><td> PDN </td><td>幽門拡張器の神経</td></tr></tbody></table>

<ol>
	<li>Marder, E., Bucher, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Central+pattern+generators+and+the+control+of+rhythmic+movements.">Central pattern generators and the control of rhythmic movements.</a> Curr. Biol. 11, R986-R996 (2001).</li><li>Nusbaum, M. P., Beenhakker, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+small-systems+approach+to+motor+pattern+generation.">A small-systems approach to motor pattern generation.</a> Nature. 417, 343-350 (2002).</li><li>Clemens, S., Massabuau, J. C., Legeay, A., Meyrand, P., Simmers, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+modulation+of+interacting+central+pattern+generators+in+lobster+stomatogastric+ganglion:+influence+of+feeding+and+partial+pressure+of+oxygen.">In vivo modulation of interacting central pattern generators in lobster stomatogastric ganglion: influence of feeding and partial pressure of oxygen.</a> J. Neurosci. 18, 2788-2799 (1998).</li><li>Bierman, H. S., Tobin, A. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gross+dissection+of+the+stomach+of+the+lobster,+Homarus+americanus.">Gross dissection of the stomach of the lobster, Homarus americanus.</a> J Vis Exp. 27, (2009).</li><li>Maynard, D. M., Dando, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+structure+of+the+stomatogastric+neuromuscular+system+in+Callinectes+sapidus,+Homarus+americanus+and+Panulirus+argus+(Decapoda+crustacean).">The structure of the stomatogastric neuromuscular system in Callinectes sapidus, Homarus americanus and Panulirus argus (Decapoda crustacean).</a> Philos. Trans. R. Soc. Lond. B Biol. Sci. 268, 161-220 (1974).</li><li>Herrick, F. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Natural+history+of+the+American+lobster.">Natural history of the American lobster.</a> Bull. U.S. Bur. Fish. 29, 219-252 (1909).</li><li>Marder, E., Bucher, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Understanding+circuit+dynamics+using+the+stomatogastric+nervous+system+of+lobsters+and+crabs.">Understanding circuit dynamics using the stomatogastric nervous system of lobsters and crabs.</a> Annu. Rev. Physiol. 69, 291-316 (2007).</li><li>Bucher, D., Taylor, A. L., Marder, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Central+pattern+generating+neurons+simultaneously+express+fast+and+slow+rhythmic+activities+in+the+stomatogastric+ganglion.">Central pattern generating neurons simultaneously express fast and slow rhythmic activities in the stomatogastric ganglion.</a> J. Neurophysiol. 95, 3617-3632 (2006).</li><li>Mizrahi, A., Dickinson, P. S., Kloppenburg, P., F&#233;nelon, V., Baro, D. J., Harris-Warrick, R. M., Meyrand, P., Simmers, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+maintenance+of+channel+distribution+in+a+central+pattern+generator+neuron+by+neuromodulatory+inputs+revealed+by+decentralization+in+organ+culture.">Long-term maintenance of channel distribution in a central pattern generator neuron by neuromodulatory inputs revealed by decentralization in organ culture.</a> J. Neurosci. 21, 7331-7339 (2001).</li><li>Schulz, D. J., Goaillard, J. M., Marder, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Variable+channel+expression+in+identified+single+and+electrically+coupled+neurons+in+different+animals.">Variable channel expression in identified single and electrically coupled neurons in different animals.</a> Nat. Neurosci. 9, 356-362 (2006).</li><li>Schulz, D. J., Goaillard, J. M., Marder, E. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+expression+profiling+of+identified+neurons+reveals+cell-specific+constraints+on+highly+variable+levels+of+gene+expression.">Quantitative expression profiling of identified neurons reveals cell-specific constraints on highly variable levels of gene expression.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 104, 13187-13191 (2007).</li></ol>

ロブスターの胃とSTNSの解剖学は、よく以前に5,6に記載されており、この解剖の手順のバリエーションが多くの研究に利用されている。我々は、開始前に、解剖に5-7とSTNS 5,8胃の解剖学に精通することをお勧めします。そのような知識が神経や組織への偶発的な損傷のリスクを減少します。 準備の健康を維持するために、それは涼しい温度で準備を維持するために重要です。これは、簡単に生理食塩水を4と30分毎に交換することによって達成される˚C生理食塩水は冷蔵庫で保管。冷生理食塩水に浸漬する場合、孤立STNSの準備は、多くの時間実行可能です。関連ロブスター属のヨコエビの録音は 、in vitro 9 の 5日間を通してSTGから安定したリズム活動を示している。類似の堅牢性は、H.で見られているamericanus（OBS pers.。）。 交連神経節からSTGへの調節の入力は、継続的な運動パターンを維持するために必要です。したがって、正常なリズム活動を維持するために、これらの神経節とイオン 、 息子 、とSTNの神経はそのまま保持されている必要があります。 AGNの（胃ミル（GM）軸索を含む）、MVNの（ラテラル胃（LG）と劣った心臓（IC）軸索を含む）、pyn S：我々が説明する解剖では、いくつかの運動神経を（運動ニューロン軸索を含む）保持（幽門ニューロン（PY）軸索を含む）、PDNの（幽門拡張器（PD）軸索を含む）、とLVNの（ラテラル幽門（LP）、内側胃（MG）、LPGの軸索だけでなく、GMからのものを含む、 PDとPY）。追加の（または別の）神経を解剖することにより、他の運動ニューロンの軸索が記録されることがあります。運動ニューロン軸索のそれぞれの個々のタイプは、ニューロンのプロジェクトの、そのタイプに筋肉を支配する神経から解剖し、記録することによって個々に記録することができる。 この製剤は、神経系の機能に焦点を当てた研究のさまざまな目的で使用されることがあります。ニューロンの活動はsomaの複数形や軸索から細胞内、シャープ電極記録を用いて、または神経から細胞外に電気インパルスを記録することによって、どちらか記録することができる。 STGニューロンの多くのイオンチャネルは、部分的にクローニングされており、mRNAは、手動で引っ張らsomaの複数形10,11から測定することができる。

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<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Fine Tungsten Wire (0.001 in. diameter)</td>
<td>Tool</td>
<td>California Fine Wire</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Cut into 1-2mm pieces to use as fine pins.</td>
</tr>
<tr>
<td>Forceps #5</td>
<td>Tool</td>
<td>FST</td>
<td>91150-20</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Minuten Pins</td>
<td>Tool</td>
<td>FST</td>
<td>26002-10</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Moria Spring Scissors (7mm blades)</td>
<td>Tool</td>
<td>FST</td>
<td>15370-52</td>
<td>These are the top of the line. There are more economical spring scissors available from the same company.</td>
</tr>
<tr>
<td>Petri Dish (100x15mm)</td>
<td>Tool</td>
<td>Fischer</td>
<td>08-757-12</td>
<td>Fill 2-4mm with Sylgard 182.</td>
</tr>
<tr>
<td>Sylgard 182</td>
<td>Other</td>
<td>Dow Corning</td>
<td>182</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Pin Holder</td>
<td>Tool</td>
<td>FST</td>
<td>26018-17</td>
<td>Optional. Desheathing can be done with scissors and fine forceps alone.</td>
</tr>
<tr>
<td>Super fine forceps #5SF</td>
<td>Tool</td>
<td>FST</td>
<td>11252-00</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Tungsten Needles</td>
<td>Tool</td>
<td>FST</td>
<td>10130-05</td>
<td>Optional. Desheathing can be done with scissors or with pins cut from fine tungsten wire.</td>
</tr>
<tr>
<td>Dissection microscope</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

homarus americanus stomatogastric nervous system dissection

どのように神経系の活動を生産し、環境への対応を理解することを目標に、神経科学者が関心の活性を発揮し、アクセス可能と実験的手法に従順なモデルシステムに電源を入れます。アメリカンロブスターの口胃神経系（STNS）（<i&gt;ロブスター属americanus</i&gt;、また大西洋またはメインロブスターでした）知っているネットワークとネットワークの神経調節を生成するリズムを研究するためのモデルシステムとして確立されている。 STNSは、そのプロジェクトの一元口と胃の神経節（STG）に調節ニューロンを含む、3前核（2交連神経節と食道神経節）で構成されています。 STGは2つの中枢パターン生成ネットワークを構成する約30ニューロン、甲殻類の摂食行動の根底にある幽門と胃のネットワークが含まれています<sup&gt; 1,2</sup&gt;。それはこのシステムを研究することは可能ですが、<i&gt; in vivoで</i<sup&gt; 3</sup&gt;、STNSが孤立したとき、そのリズム活動を生み出し続ける<i&gt; in vitroで</i&gt;。皿のSTNSの物理的な分離は、細胞内の電気生理学的記録のための神経のsomaの複数形にし、細胞外記録用STNSの神経へ簡単にアクセスすることができます。 STNSを分離すると、2つのプロセスです。動物からの胃を解剖最初の部分は、付属のビデオ資料に記載されています。<sup&gt; 4</sup&gt;。このビデオの記事では、微細な解剖の技術は、胃からSTNSを分離するために使用されています。この手順では、電気生理学的記録に使用できる神経系の準備をもたらす。

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Homarus Americanus Stomatogastric Nervous System Dissection

我々はアメリカのロブスターの胃から口胃神経系の微細な解剖を説明します（<i&gt;ロブスター属americanus</i&gt;）。

ロブスター属Americanus口胃神経系の解剖

With the goal of understanding how nervous systems produce activity and respond to the environment, neuroscientists turn to model systems that exhibit the ...

homarus-americanus-stomatogastric-nervous-system-dissection

Research

JoVE Journal

Biology

Homarus Americanus Stomatogastric Nervous System Dissection

11.1K ビュー.  Brandeis. 我々はアメリカのロブスターの胃から口胃神経系の微細な解剖を説明します（ロブスター属americanus）。

ビデオ: Homarus Americanus Stomatogastric Nervous System Dissection

Dissection of Drosophila Ovaries

ショウジョウバエの卵巣の解剖

生物学

Dissection of 6.5 dpc Mouse Embryos

Analysis of gene expression patterns during early stages of mammalian embryonic development can provide important clues about gene function, cell-cell interaction and signaling mechanisms that guide embryonic patterning. However, dissection of the mouse embryo from the decidua shortly after implantation can be a challenging procedure, and detailed step-by-step documentation of this process is lacking.

Here we demonstrate how post-implantation (6.5 dpc) embryos are isolated by first dissecting the uterus of a pregnant mouse (detection of the vaginal plug was designated day 0.5 poist coitum) and subsequently dissecting the embryo from maternal decidua. The dissection of Reichert's membrane is described as well as the removal of the ectoplacental cone.

Isolation of postimplantation-stage embryos allows one to study gene patterning and analyze cell-lineage decision making processes during embryonic development, but proper dissection of the early embryo can be challenging. This protocol describes a method for isolating early primitive-streak-stage embryos (~6.5 days post coitum [dpc]).

6.5 DPCのマウス胚の解剖

Analysis of gene expression patterns during early stages of mammalian embryonic development can provide important clues about gene function, cell-cell ...

Isolation of Mononuclear Cells from the Central Nervous System of Rats with EAE

Whether studying an autoimmune disease directed to the central nervous system (CNS), such as experimental autoimmune encephalomyelitis (EAE, 1), or the immune response to an infection of the CNS, such as poliomyelitis, Lyme neuroborreliosis, or neurosyphilis, it is often necessary to isolate the CNS-infiltrating immune cells.
In this video-protocol we demonstrate how to isolate mononuclear cells (MNCs) from the CNS of a rat with EAE. The first step of this procedure requires a cardiac perfusion of the rodent with a saline solution to ensure that no blood remains in the blood vessels irrigating the CNS. Any blood contamination will artificially increase the number of apparent CNS-infiltrating MNCs and may alter the apparent composition of the immune infiltrate. We then demonstrate how to remove the brain and spinal cord of the rat for subsequent dilaceration to prepare a single-cell suspension. This suspension is separated on a two-layer Percoll gradient to isolate the MNCs. After washing, these cells are then ready to undergo any required procedure. 
Mononuclear cells isolated using this procedure are viable and can be used for electrophysiology, flow cytometry (FACS), or biochemistry. If the technique is performed under sterile conditions (using sterile instruments in a tissue culture hood) the cells can also be grown in tissue culture medium. A given cell population can be further purified using either magnetic separation procedures or a FACS.

In this video we demonstrate how to isolate mononuclear cells from the central nervous system of rats with experimental autoimmune encephalomyelitis.

EAEモデルラットの中枢神経系から単核細胞の単離

Whether studying an autoimmune disease directed to the central nervous system (CNS), such as experimental autoimmune encephalomyelitis (EAE, 1), or the ...

Drosophila Larval NMJ Dissection

The Drosophila neuromuscular junction (NMJ) is an established model system used for the study of synaptic development and plasticity. The widespread use of the Drosophila motor system is due to its high accessibility. It can be analyzed with single-cell resolution. There are 30 muscles per hemisegment whose arrangement within the peripheral body wall are known. A total of 35 motor neurons attach to these muscles in a pattern that has high fidelity. Using molecular biology and genetics, one can create transgenic animals or mutants. Then, one can study the developmental consequences on the morphology and function of the NMJ. In order to access the NMJ for study, it is necessary to carefully dissect each larva. In this article we demonstrate how to properly dissect Drosophila larvae for study of the NMJ by removing all internal organs while leaving the body wall intact. This technique is suitable to prepare larvae for imaging, immunohistochemistry, or electrophysiology.

This protocol demonstrates how to dissect Drosophila larvae in preparation for immunohistochemistry and/or imaging of the neuromuscular junction.

ショウジョウバエ幼虫NMJの解剖

The Drosophila neuromuscular junction (NMJ) is an established model system used for the study of synaptic development and plasticity. The widespread use ...

Dissection of Saccharomyces Cerevisiae Asci

Yeast is a highly tractable model system that is used to study many different cellular processes. The common laboratory strain Saccharomyces cerevisiae exists in either a haploid or diploid state. The ability to combine alleles from two haploids and the ability to introduce modifications to the genome requires the production and dissection of asci. Asci production from haploid cells begins with the mating of two yeast haploid strains with compatible mating types to produce a diploid strain. This can be accomplished in a number of ways either on solid medium or in liquid. It is advantageous to select for the diploids in medium that selectively promotes their growth compared to either of the haploid strains. The diploids are then allowed to sporulate on nutrient-poor medium to form asci, a bundle of four haploid daughter cells resulting from meiotic reproduction of the diploid. A mixture of vegetative cells and asci is then treated with the enzyme zymolyase to digest away the membrane sac surrounding the ascospores of the asci. Using micromanipulation with a microneedle under a dissection microscope one can pick up individual asci and separate and relocate the four ascopores. Dissected asci are grown for several days and tested for the markers or alleles of interest by replica plating onto appropriate selective media.

Dissection of Saccharomyces Cerevisiae Asci

Micromanipulation of yeast cells is needed for meiotic genetic analysis or to select diploid zygotes. These micromanipulations are carried out using the microneedle of a dissection microscope. The microneedle is used to relocate cells and is controlled by a micromanipulator which are available with various degrees of automation.

の解剖サッカロマイセスセレビシエ ASCI

Yeast is a highly tractable model system that is used to study many different cellular processes. The common laboratory strain Saccharomyces cerevisiae ...

Cancer Borealis Stomatogastric Nervous System Dissection

The stomatogastric ganglion (STG) is an excellent model for studying cellular and network interactions because it contains a relatively small number of cells (approximately 25 in C. borealis) which are well characterized. The cells in the STG exhibit a broad range of outputs and are responsible for the motor actions of the stomach. The stomach contains the gastric mill which breaks down food with three internal teeth, and the pylorus which filters the food before it reaches the midgut. The STG produces two rhythmic outputs to control the gastric mill and pylorus known as central pattern generators (CPGs). Each cell in the STG can participate in one or both of these rhythms. These CPGs allow for the study of neuromodulation, homeostasis, cellular and network variability, network development, and network recovery.
The dissection of the stomatogastric nervous system (STNS) from the Jonah crab (Cancer borealis) is done in two parts; the gross and fine dissection. In the gross dissection the entire stomach is dissected from the crab. During the fine dissection the STNS is extracted from the stomach using a dissection microscope and micro-dissection tools (see figure 1). The STNS includes the STG, the oesophageal ganglion (OG), and the commissural ganglia (CoG) as well as the nerves that innervate the stomach muscles. Here, we show how to perform a complete dissection of the STNS in preparation for an electrophysiology experiment where the cells in the STG would be recorded from intracellularly and the peripheral nerves would be used for extracellular recordings. The proper technique for finding the desired nerves is shown as well as our technique of desheathing the ganglion to reveal the somata and neuropil.

Cancer Borealis Stomatogastric Nervous System Dissection

The stomatogastric nervous system (STNS) of the Jonah crab (C. borealis) can be used for electrophysiology, immunohistochemistry, and cell culture studies. The STNS extraction is done in two parts: the gross and fine dissection.

癌ボレアリス口胃神経系の解剖

The stomatogastric ganglion (STG) is an excellent model for studying cellular and network interactions because it contains a relatively small number of ...

Gross Dissection of the Stomach of the Lobster, Homarus Americanus

The stomach of the American lobster (Homarus americanus) is located in the cephalothorax, between the rostrum and the cervical groove. The anterior end of the stomach is defined by the mouth opening and the posterior end by the bottom of the pylorus. Along the dorsal side of the stomach lies the stomatogastric nervous system (STNS). This nervous system, which contains rhythmic networks that underlie feeding behavior, is an established model system for studying rhythm generating networks and neuromodulation 1,2. While it is possible to study this system in vivo 3, the STNS continues to produce its rhythmic activity when isolated in vitro. In order to study this system in vitro the stomach must be removed from the animal. This video article describes how the stomach can be dissected from the American lobster. In an accompanying video article4 we demonstrate how the STNS can be isolated from the stomach.

Gross Dissection of the Stomach of the Lobster, Homarus Americanus

We describe the gross dissection of the stomach of the American lobster (Homarus americanus).

ロブスターの胃の肉眼解剖、ロブスター属Americanus</em

The stomach of the American lobster (Homarus americanus) is located in the cephalothorax, between the rostrum and the cervical groove. The anterior end of ...

Dissection of Organs from the Adult Zebrafish

Over the last 20 years, the zebrafish has become a powerful model organism for understanding vertebrate development and disease.  Although experimental analysis of the embryo and larva is extensive and the morphology has been well documented, descriptions of adult zebrafish anatomy and studies of development of the adult structures and organs, together with techniques for working with adults are lacking. The organs of the larva undergo significant changes in their overall structure, morphology, and anatomical location during the larval to adult transition.  Externally, the transparent larva develops its characteristic adult striped pigment pattern and paired pelvic fins, while internally, the organs undergo massive growth and remodeling.  In addition, the bipotential gonad primordium develops into either testis or ovary.  This protocol identifies many of the organs of the adult and demonstrates methods for dissection of the brain, gonads, gastrointestinal system, heart, and kidney of the adult zebrafish. The dissected organs can be used for in situ hybridization, immunohistochemistry, histology, RNA extraction, protein analysis, and other molecular techniques.  This protocol will assist in the broadening of studies in the zebrafish to include the remodeling of larval organs, the morphogenesis of organs specific to the adult and other investigations of the adult organ systems.

This protocol describes a procedure for identifying and dissecting organs from the adult zebrafish.

アダルトゼブラフィッシュからの臓器の解剖

Over the last 20 years, the zebrafish has become a powerful model organism for understanding vertebrate development and disease.  Although experimental ...

Dissection and Staining of Drosophila Larval Ovaries

Many organs depend on stem cells for their development during embryogenesis and for maintenance or repair during adult life. Understanding how stem cells form, and how they interact with their environment is therefore crucial for understanding development, homeostasis and disease. The ovary of the fruit fly Drosophila melanogaster has served as an influential model for the interaction of germ line stem cells (GSCs) with their somatic support cells (niche) 1, 2. The known location of the niche and the GSCs, coupled to the ability to genetically manipulate them, has allowed researchers to elucidate a variety of interactions between stem cells and their niches 3-12.
Despite the wealth of information about mechanisms controlling GSC maintenance and differentiation, relatively little is known about how GSCs and their somatic niches form during development. About 18 somatic niches, whose cellular components include terminal filament and cap cells (Figure 1), form during the third larval instar 13-17. GSCs originate from primordial germ cells (PGCs). PGCs proliferate at early larval stages, but following the formation of the niche a subgroup of PGCs becomes GSCs 7, 16, 18, 19. Together, the somatic niche cells and the GSCs make a functional unit that produces eggs throughout the lifetime of the organism.
Many questions regarding the formation of the GSC unit remain unanswered. Processes such as coordination between precursor cells for niches and stem cell precursors, or the generation of asymmetry within PGCs as they become GSCs, can best be studied in the larva. However, a methodical study of larval ovary development is physically challenging. First, larval ovaries are small. Even at late larval stages they are only 100&mu;m across. In addition, the ovaries are transparent and are embedded in a white fat body. Here we describe a step-by-step protocol for isolating ovaries from late third instar (LL3) Drosophila larvae, followed by staining with fluorescent antibodies. We offer some technical solutions to problems such as locating the ovaries, staining and washing tissues that do not sink, and making sure that antibodies penetrate into the tissue. This protocol can be applied to earlier larval stages and to larval testes as well.

Dissection and Staining of Drosophila Larval Ovaries

How niches and stem cells form during development is an important question with practical implications. In the Drosophila ovary, germ line stem cells and their somatic niches form during larval development. This video demonstrates how to dissect, stain and mount female gonads from late third instar (LL3) Drosophila larvae.

の解剖と染色ショウジョウバエ幼虫卵巣

Many organs depend on stem cells for their development during embryogenesis and for maintenance or repair during adult life. Understanding how stem cells ...

Tissue Collection and RNA Extraction from the Human Osteoarthritic Knee Joint

Osteoarthritis (OA) is a chronic and degenerative joint disease most often affecting the knee. As there is currently no cure, total knee arthroplasty (TKA) is a common surgical intervention. Experiments using primary human OA tissues obtained from TKA provide the capability to investigate disease mechanisms ex vivo. While OA was previously thought to impact mainly the cartilage, it is now known to impact multiple tissues in the joint. This protocol describes patient selection, sample processing, tissue homogenization, RNA extraction, and quality control (based on RNA purity, integrity, and yield) from each of seven unique tissues to support disease mechanism investigation in the knee joint. With informed consent, samples were obtained from patients undergoing TKA for OA. Tissues were dissected, washed, and stored within 4 h of surgery by flash freezing for RNA or formalin fixation for histology. Collected tissues included articular cartilage, subchondral bone, meniscus, infrapatellar fat pad, anterior cruciate ligament, synovium, and vastus medialis oblique muscle. RNA extraction protocols were tested for each tissue type. The most significant modification involved the method of disintegration used for low-cell, high-matrix, hard tissues (considered as cartilage, bone, and meniscus) versus relatively high-cell, low-matrix, soft tissues (considered as fat pad, ligament, synovium, and muscle). It was found that pulverization was appropriate for hard tissues, and homogenization was appropriate for soft tissues. A proclivity for some subjects to yield higher RNA integrity number (RIN) values than other subjects consistently across multiple tissues was observed, suggesting that underlying factors such as disease severity may impact RNA quality. The ability to isolate high-quality RNA from primary human OA tissues provides a physiologically relevant model for sophisticated gene expression experiments, including sequencing, that can lead to clinical insights that are more readily translated to patients.

Primary tissues obtained from patients following total knee arthroplasty provide an experimental model for osteoarthritis research with maximal clinical translatability. This protocol describes how to identify, process, and isolate RNA from seven unique knee tissues to support mechanistic investigation in human osteoarthritis.

ヒト変形性膝関節からの組織採取とRNA抽出

Osteoarthritis (OA) is a chronic and degenerative joint disease most often affecting the knee. As there is currently no cure, total knee arthroplasty ...