Vogliamo ringraziare il nostro consulente, il dottor Eve Marder. Questa ricerca è stata finanziata dal National Institute of concede Salute NS17813 a Eve Marder e NS059255 di AE T.

Prima di iniziare questo protocollo lo stomaco delle aragoste devono essere rimossi dagli animali e preparato come descritto in questo articolo compagno di Giove (Bierman e Tobin, 2009). La maggior parte dei passaggi descritti di seguito devono essere eseguite al microscopio di dissezione. Parte I-Isolare i gangli commissurali <ol><li> Orientare l&#39;antenna in modo che l&#39;estremità anteriore (dal labbro) è lontano da voi e la fine posteriore (per il piloro) è verso di voi. </li><li> Assicurarsi che lo stomaco è appuntata in modo che si trova più piatta possibile sul piatto. <ol><li> Definire con precisione l&#39;esofago su ogni lato del labbro. </li><li> Se necessario, riorganizzare gli altri piedini posto durante la dissezione lordo. </li></ol></li><li> Rimuovere il ipoderma. <ol><li> Afferra il ipoderma vicino al gm2/gm3 muscoli, staccare da questi muscoli e tirare delicatamente nella direzione anteriore. </li><li> Separare il ipoderma dal grasso sottostante snipping qualsiasi collegamento. Maggiore uso attenzione intorno l&#39;arteria centrale, che racchiude una parte fondamentale del sistema nervoso stomatogastric. Lasciare l&#39;ipoderma intatto all&#39;interno di un raggio di 0,5 cm del ganglio stomatogastric, che si trova tra i muscoli gm1b. </li><li> Tagliare ipoderma separati. </li></ol></li><li> Staccare il cervello dal tessuto sottostante. <ol><li> Identificare i due nervi grandi commissurali quel progetto bilaterale dalla parte anteriore del cervello ai gangli commissurali nella parte anteriore dello stomaco. </li><li> Lasciando questi nervi intatti, sollevare delicatamente il cervello con una pinza e tagliare per separare il cervello dal resto del tessuto. Fare attenzione a come si esegue questa operazione, in quanto il nervo stomatogastric è sotto il cervello e deve essere mantenuta intatta. </li></ol></li><li> Separare i gangli commissurali dal tessuto circostante. <ol><li> Seguire una commissurali i nervi ad uno dei gangli commissurali. </li><li> Identificare lo ione e figlio - questi nervi devono rimanere intatti. Il ganglio commissurali avrà molti nervi che si irradiano. Tagliare la maggior parte di loro (tranne lo ione e figlio), ma lasciare un nervo più attaccato a tenere il ganglio commissurali in posizione mentre finisci la dissezione. </li><li> Ripetere con il ganglio altri commissurali. </li></ol></li><li> Pulire lo ione e il figlio da laterale a mediale. Lasciare intatto il nervo labiale per ancorare il sistema nervoso allo stomaco. Il ganglio esofageo si siede erano i s ione si intersecano. È possibile cancellare sotto afferrando il nervo inferiore ventricolare e tirando fino a tagliare sotto. </li></ol> Parte II-Isolare il ganglio Stomatogastric (STG) e nervi rimanenti. <ol start="7"><li> Separare il STG dal tessuto circostante. <ol><li> La STG si trova all&#39;interno di una arteria che corre tra i muscoli gm1b e giù per l&#39;, gm2a muscoli b. Cercare la fine taglio dell&#39;arteria vicino al gm2a muscoli b. </li><li> Tirare l&#39;estremità taglio delle arterie e anteriormente, per esporre la DVN. Continuare a tirare fino a raggiungere il livello del ipoderma rimanenti. Una volta separati, l&#39;arteria può essere tagliato al livello in cui tocca la ipoderma rimanenti. </li><li> Tagliare il lembo del muscolo che si trova nella tribuna della aragosta. </li><li> Sollevare il ipoderma sopra l&#39;arteria, osservando che l&#39;arteria fa un tunnel dentro il grasso sopra l&#39;STG. Mettere un filo d&#39;vostre forbici dentro l&#39;arteria e tagliare il muscolo sopra di esso. Verificare che si può vedere la DVN come si taglia per essere sicuri di sicuro, oltre le STG. Continuare a tagliare anteriormente, seguendo l&#39;arteria. Come si taglia al di sopra della STG, sarete in grado di vedere la stn emanati anteriormente dal STG e giù per le immersioni nel muscolo. Continuare a tagliare anteriormente a separare completamente il muscolo sopra la STG. </li><li> Cancella qualsiasi tessuto lontano dal stn. </li></ol></li><li> Separare il AGN s dal tessuto circostante. (Anche se non avete intenzione di registrare dalla AGN, avrete bisogno di una porzione del nervo intatto da definire il ganglio per le registrazioni intracellulari.) <ol><li> Per meglio vedere la s AGN, rimuovere il ipoderma rimanente e un sottile strato del muscolo sottostante. </li><li> Appena posteriore al STG, individuare un tunnel buio nel grasso e nel muscolo su entrambi i lati della DVN. </li><li> Stick una lama forbice all&#39;interno del tunnel e tagliare il tessuto sopra il nervo. Continuare a tagliare lateralmente, seguendo il nervo, di isolarla. (Un paio di millimetri è sufficiente per appuntare il ganglio, ma esporre almeno 5 mm del AGN se si prevede di registrare da esso.) </li><li> Staccare il AGN dal muscolo che innerva tagliando i collegamenti. </li><li> Ripetere sull&#39;altro lato per isolare il AGN altri. </li><li> Una volta che entrambi agn s sono stati sezionati, tagliati tutti i muscoli e tessuto connettivo della STG allo stomaco. </li></ol></li><li> Isolare la s. mvn Si tratta di una coppia bilaterale dei nervi che si diramano le piccole e LVN attraversando lateralmente sotto il grasso. <ol><li> Utilizzare due pinze o forbici per tagliare il grasso da una parte della DVN, vicino a dove si dirama in due LVN s. Qui sono ben lungi dall&#39;essere la s mvn e non rischio di taglio loro. </li><li> Sollevare lo strato di grasso, e identificare le sotto mvn piccolo. Questi nervi eseguire mediale lateralmente appena posteriormente al livello dei muscoli gm1b. </li><li> Rimuovere lo strato di grasso sopra il mvn, lasciando intatto il nervo per ora in modo da non impigliarsi. Che si dividerà la sua fine laterale da fuori lo stomaco alla fine della dissezione. </li><li> Ripetere la procedura sul lato opposto per isolare il mvn altri. </li></ol></li><li> Isolare la LVN s ei nervi posteriori. <ol><li> Partenza in cui il ramo LVN s lateralmente al largo della DVN, seguono un LVN tagliando il grasso sopra di esso. A seconda della preparazione, a volte l&#39;intero livello di grasso sopra il nervo può essere tirato fuori. </li><li> Continua rivelando il LVN fino al punto in cui i rami psn off. </li></ol></li><li> Isolare la pyn. <ol><li> Individuare il pyn, è un nervo viaggio posteriormente oltre il piloro. </li><li> Rimuovere la sottile membrana che copre questa regione. </li><li> Isolare l&#39;pyn tagliando una piccola sezione del piloro, allegata al pyn. </li><li> Sollevare delicatamente la sezione del piloro e tagliare il tessuto su entrambi i lati della pyn fino a raggiungere il ramo che si collega al PDN. </li></ol></li><li> Isolare il PDN. <ol><li> Individuare il PDN, è un nervo viaggio posteriormente al muscolo dilatatore pilorica. </li><li> Tagliare una piccola sezione del muscolo dilatatore pilorica, presso il PDN. </li><li> Sollevare delicatamente il piloro sezione muscolo dilatatore, tagliare il tessuto su entrambi i lati del PDN fino a raggiungere il ramo che si collega al pyn. </li></ol></li><li> Isolare il LVN ventrale, che collega la pyn e PDN al LVN. <ol><li> Al punto di diramazione triangolare dove la pyn e PDN connettersi al LVN ventrale, isolare qualsiasi piccola sezione del nervo che si dirama dalla LVN ventrale, come il vpln. Questo sarà usato come una maniglia per tirare il LVN ventrale. </li><li> Sollevare la maniglia e tagliare il tessuto su entrambi i lati della LVN ventrale, lavorando nella direzione anteriore fino a raggiungere il punto in cui i rami psn off. </li></ol></li><li> Ripetere i passaggi 10 - 13 a isolare i nervi LVN e posteriore sul lato opposto. </li><li> Staccare il sistema nervoso stomatogastric dallo stomaco. <ol><li> Per staccare completamente la LVN dallo stomaco, tirare il PSN e tagliare tutti i tessuti ed i nervi attaccato al LVN e LVN ventrale, ad eccezione del PDN e pyn. Ripetere questa operazione sull&#39;altro lato. </li><li> Tagliare l&#39;estremità laterale di ogni mvn. Sollevare l&#39;estremità laterali e tagliare gli eventuali allegati estranei tra il nervo ed il tessuto dello stomaco sottostante. </li><li> Alla fine anteriore, tagliare gli allegati estraneo ai gangli commissurali, e tagliare il nervo labiale su ogni lato. </li><li> Visivamente la scansione del sistema stomatogastric sistema nervoso per identificare e poi tagliare gli eventuali allegati aggiuntivi al tessuto dello stomaco. </li><li> Afferrare l&#39;estremità anteriore di entrambi i nervi commissurali, sopra i gangli commissurali, e la buccia del sistema nervoso stomatogastric fuori dello stomaco e passare al lato del piatto. Come si esegue questa operazione, tagliare tutti gli allegati rimanente per liberare il sistema nervoso. </li></ol></li><li> Preparare il piatto piccolo Sylgard. <ol><li> Strofinare alcuni tessuti dello stomaco a fondo sulla superficie del Sylgard nel piatto di piccole dimensioni. Questo diminuirà la idrofobicità del Sylgard, in modo che salino distribuirà in modo uniforme in tutto il piatto. </li><li> Sciacquare e riempire il piatto Sylgard con soluzione fisiologica fredda. </li></ol></li><li> Trasferire il sistema nervoso per il piatto preparato Sylgard afferrando l&#39;estremità anteriore di entrambi i nervi commissurali, sollevando il sistema nervoso fuori dal piatto di grandi dimensioni, e che ha nel piatto di piccole dimensioni. </li><li> Perno del STNS nel piatto piccolo utilizzando una combinazione di pin minuten e più sottile perni tagliati dal filo di tungsteno. <ol><li> Garantire che la preparazione è parte dorsale fino controllando che il nervo ventricolare inferiore è rivolta in direzione opposta alla Sylgard. </li><li> Togliere il cervello ed i nervi commissurali pin. </li><li> Tirare delicatamente il sistema nervoso stretto e piatto tirando ciascuna delle s psn posteriormente e lateralmente, ed unendoli in giù. </li><li> Rimuovere il muscolo pilorico dilatatore dalla s PDN e il perno s. PDN </li><li> Rimuovere ilsegmento pilorica dalla s pyn, e appuntare s. pyn </li><li> Definire con precisione ogni nervi rimasti isolati come i nervi labiale, il mvn s e AGN s. </li></ol></li><li> Desheath la STG. <ol><li> Assicurarsi che la STG è piatto contro la Sylgard e messa in tensione da laterale AGN s, la stn anteriore e il posteriore DVN. </li><li> Disporre l&#39;illuminazione per permettere la visualizzazione degli assoni all&#39;interno della DVN. </li><li> Usando un piccolo spillo o un ago di tungsteno fine, fare un piccolo foro poco profondo nella guaina che circonda la DVN, appena posteriore al STG. </li><li> Tirare l&#39;ago attraverso la DVN, dorsale per gli assoni, per creare uno strappo orizzontale nella guaina del nervo. </li><li> Afferra il lembo della guaina del nervo posteriore alla STG anteriormente e tirare per rimuovere la guaina dal lato dorsale del STG. </li></ol></li></ol><table border="1"><tbody><tr><td colspan="2"> Abbreviazioni: </td></tr><tr><td> STNS </td><td> Stomatogastric sistema nervoso </td></tr><tr><td> STG </td><td> Ganglio Stomatogastric </td></tr><tr><td> CoG </td><td> Ganglio commissurali </td></tr><tr><td> stn </td><td> nervo stomatogastric </td></tr><tr><td> mvn </td><td> ventricolare nervo mediale </td></tr><tr><td> ione </td><td> esofageo inferiore del nervo </td></tr><tr><td> figlio </td><td> superiore del nervo esofageo </td></tr><tr><td> AGN </td><td> anteriore del nervo gastrico </td></tr><tr><td> DVN </td><td> ventricolare nervo dorsale </td></tr><tr><td> LVN </td><td> ventricolare nervo laterale </td></tr><tr><td> PSN </td><td> stomaco nervo posteriore </td></tr><tr><td> vpln </td><td> ventrale del nervo laterale posteriore </td></tr><tr><td> pyn </td><td> nervo pilorica </td></tr><tr><td> PDN </td><td> dilatatore nervo pilorica </td></tr></tbody></table>

<ol>
	<li>Marder, E., Bucher, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Central+pattern+generators+and+the+control+of+rhythmic+movements.">Central pattern generators and the control of rhythmic movements.</a> Curr. Biol. 11, R986-R996 (2001).</li><li>Nusbaum, M. P., Beenhakker, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+small-systems+approach+to+motor+pattern+generation.">A small-systems approach to motor pattern generation.</a> Nature. 417, 343-350 (2002).</li><li>Clemens, S., Massabuau, J. C., Legeay, A., Meyrand, P., Simmers, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+modulation+of+interacting+central+pattern+generators+in+lobster+stomatogastric+ganglion:+influence+of+feeding+and+partial+pressure+of+oxygen.">In vivo modulation of interacting central pattern generators in lobster stomatogastric ganglion: influence of feeding and partial pressure of oxygen.</a> J. Neurosci. 18, 2788-2799 (1998).</li><li>Bierman, H. S., Tobin, A. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gross+dissection+of+the+stomach+of+the+lobster,+Homarus+americanus.">Gross dissection of the stomach of the lobster, Homarus americanus.</a> J Vis Exp. 27, (2009).</li><li>Maynard, D. M., Dando, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+structure+of+the+stomatogastric+neuromuscular+system+in+Callinectes+sapidus,+Homarus+americanus+and+Panulirus+argus+(Decapoda+crustacean).">The structure of the stomatogastric neuromuscular system in Callinectes sapidus, Homarus americanus and Panulirus argus (Decapoda crustacean).</a> Philos. Trans. R. Soc. Lond. B Biol. Sci. 268, 161-220 (1974).</li><li>Herrick, F. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Natural+history+of+the+American+lobster.">Natural history of the American lobster.</a> Bull. U.S. Bur. Fish. 29, 219-252 (1909).</li><li>Marder, E., Bucher, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Understanding+circuit+dynamics+using+the+stomatogastric+nervous+system+of+lobsters+and+crabs.">Understanding circuit dynamics using the stomatogastric nervous system of lobsters and crabs.</a> Annu. Rev. Physiol. 69, 291-316 (2007).</li><li>Bucher, D., Taylor, A. L., Marder, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Central+pattern+generating+neurons+simultaneously+express+fast+and+slow+rhythmic+activities+in+the+stomatogastric+ganglion.">Central pattern generating neurons simultaneously express fast and slow rhythmic activities in the stomatogastric ganglion.</a> J. Neurophysiol. 95, 3617-3632 (2006).</li><li>Mizrahi, A., Dickinson, P. S., Kloppenburg, P., F&#233;nelon, V., Baro, D. J., Harris-Warrick, R. M., Meyrand, P., Simmers, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+maintenance+of+channel+distribution+in+a+central+pattern+generator+neuron+by+neuromodulatory+inputs+revealed+by+decentralization+in+organ+culture.">Long-term maintenance of channel distribution in a central pattern generator neuron by neuromodulatory inputs revealed by decentralization in organ culture.</a> J. Neurosci. 21, 7331-7339 (2001).</li><li>Schulz, D. J., Goaillard, J. M., Marder, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Variable+channel+expression+in+identified+single+and+electrically+coupled+neurons+in+different+animals.">Variable channel expression in identified single and electrically coupled neurons in different animals.</a> Nat. Neurosci. 9, 356-362 (2006).</li><li>Schulz, D. J., Goaillard, J. M., Marder, E. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+expression+profiling+of+identified+neurons+reveals+cell-specific+constraints+on+highly+variable+levels+of+gene+expression.">Quantitative expression profiling of identified neurons reveals cell-specific constraints on highly variable levels of gene expression.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 104, 13187-13191 (2007).</li></ol>

L&#39;anatomia dello stomaco aragosta e STNS è stata ben descritta in precedenza 5,6, e le variazioni di questa procedura dissezione sono state utilizzate in numerosi studi. Si consiglia di acquisire familiarità con l&#39;anatomia dello stomaco 5-7 e STNS 5,8 prima di dissezioni all&#39;inizio. Tale familiarità diminuisce il rischio di danni accidentali ai nervi e tessuti. Per mantenere la salute della preparazione, è fondamentale per mantenere la preparazione a temperatura fresca. Questo è facilmente ottenibile scambiando le saline ogni 30 minuti con 4 ˚ C salina conservato in frigorifero. Quando immerso in soluzione fisiologica fredda, la preparazione isolato STNS è vitale per molte ore. Registrazioni nei relativi gammarus Homarus hanno dimostrato stabile attività ritmica dalla STG tutto 5 giorni in vitro 9; robustezza simile è stato visto in H. americanus (pers. obs.). Ingresso di modulazione alla STG dai gangli commissurali è tenuto a conservare gli schemi motori in corso. Pertanto, per mantenere una normale attività ritmica questi gangli e il figlio di ioni e nervi stn deve essere mantenuta intatta. La dissezione descriviamo conserva nervi motori diversi (contenente gli assoni dei motoneuroni): il s AGN (contenente Mulino gastrica (GM) assoni), il mvn s (contenente gastrica laterale (LG) e Inferiore cardiaca (IC) assoni), il pyn s (contenente pilorica neurone (PY) assoni), la s PDN (contenente dilatatore pilorica (PD) assoni), e la s LVN (contenente pilorica laterale (LP), gastrica mediale (MG), gli assoni GPL così come quelli di GM, PD e PY). Da dissezione aggiuntivi (o diverso) i nervi, gli altri gli assoni dei neuroni motori possono essere registrate. Ogni singola tipologia di assoni dei motoneuroni possono essere registrate individualmente da dissezione e la registrazione dal nervose che innervano il muscolo a cui quel tipo di progetti neurone. Questa preparazione può essere utilizzato per una varietà di studi si sono concentrati sulla funzione del sistema nervoso. L&#39;attività dei neuroni può essere registrata usando intracellulare, registrazioni elettrodo affilato da somata o assoni, o registrando impulsi elettrici extracellulare dai nervi. Molti canali ionici nei neuroni STG sono state parzialmente clonato e mRNA può essere misurata dal manualmente tirato somata 10,11.

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Fine Tungsten Wire (0.001 in. diameter)</td>
<td>Tool</td>
<td>California Fine Wire</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Cut into 1-2mm pieces to use as fine pins.</td>
</tr>
<tr>
<td>Forceps #5</td>
<td>Tool</td>
<td>FST</td>
<td>91150-20</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Minuten Pins</td>
<td>Tool</td>
<td>FST</td>
<td>26002-10</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Moria Spring Scissors (7mm blades)</td>
<td>Tool</td>
<td>FST</td>
<td>15370-52</td>
<td>These are the top of the line. There are more economical spring scissors available from the same company.</td>
</tr>
<tr>
<td>Petri Dish (100x15mm)</td>
<td>Tool</td>
<td>Fischer</td>
<td>08-757-12</td>
<td>Fill 2-4mm with Sylgard 182.</td>
</tr>
<tr>
<td>Sylgard 182</td>
<td>Other</td>
<td>Dow Corning</td>
<td>182</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Pin Holder</td>
<td>Tool</td>
<td>FST</td>
<td>26018-17</td>
<td>Optional. Desheathing can be done with scissors and fine forceps alone.</td>
</tr>
<tr>
<td>Super fine forceps #5SF</td>
<td>Tool</td>
<td>FST</td>
<td>11252-00</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Tungsten Needles</td>
<td>Tool</td>
<td>FST</td>
<td>10130-05</td>
<td>Optional. Desheathing can be done with scissors or with pins cut from fine tungsten wire.</td>
</tr>
<tr>
<td>Dissection microscope</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

homarus americanus stomatogastric nervous system dissection

Con l&#39;obiettivo di comprendere come i sistemi nervoso produrre attività e rispondere con l&#39;ambiente, i neuroscienziati rivolgersi a sistemi di modelli che presentano le attività di interesse e sono accessibili e suscettibili di metodi sperimentali. Il sistema nervoso stomatogastric (STNS) della aragosta americana (<i&gt; Homarus americanus</i&gt;, È stato anche conoscere l&#39;aragosta atlantica o Maine) è stata stabilita come sistema modello per studiare il ritmo generare reti e neuromodulazione delle reti. Il STNS è composta da 3 gangli anteriori (2 gangli commissurali e un ganglio esofageo), che contiene i neuroni che modulatori progetto centrale per il ganglio stomatogastric (STG). La STG contiene circa 30 neuroni che formano due reti disegno centrale generazione, le reti pilorica e gastriche che sono alla base comportamenti alimentari nei crostacei<sup&gt; 1,2</sup&gt;. Mentre è possibile studiare questo sistema<i&gt; In vivo</i<sup&gt; 3</sup&gt;, Il STNS continua a produrre la sua attività ritmica quando isolato<i&gt; In vitro</i&gt;. Isolamento fisico della STNS in un piatto permette un facile accesso al somata nei gangli di registrazioni elettrofisiologiche intracellulari e ai nervi del STNS per le registrazioni extracellulari. Isolare il STNS è un processo in due parti. La prima parte, sezionare lo stomaco dall&#39;animale, è descritto in un articolo che accompagna il video<sup&gt; 4</sup&gt;. In questo articolo video, tecniche di dissezione fini sono utilizzati per isolare il STNS dallo stomaco. Questa procedura si traduce in una preparazione del sistema nervoso che è disponibile per le registrazioni elettrofisiologiche.

Watch this Scientific Journal Video about Homarus Americanus Stomatogastric Nervous System Dissection at JoVE.com

Homarus Americanus Stomatogastric Nervous System Dissection

Descriviamo la dissezione di precisione del sistema nervoso stomatogastric dallo stomaco del aragosta americana (<i&gt; Homarus americanus</i&gt;).

Homarus Americanus Stomatogastric dissezione del Sistema Nervoso

With the goal of understanding how nervous systems produce activity and respond to the environment, neuroscientists turn to model systems that exhibit the ...

homarus-americanus-stomatogastric-nervous-system-dissection

Research

JoVE Journal

Biology

Homarus Americanus Stomatogastric Nervous System Dissection

11.1K Views.  Brandeis. Descriviamo la dissezione di precisione del sistema nervoso stomatogastric dallo stomaco del aragosta americana ( Homarus americanus).

Video: Homarus Americanus Stomatogastric Nervous System Dissection

Dissection of Drosophila Ovaries

Dissezione di ovaie Drosophila

Ricerca

Biologia

Dissection of 6.5 dpc Mouse Embryos

Analysis of gene expression patterns during early stages of mammalian embryonic development can provide important clues about gene function, cell-cell interaction and signaling mechanisms that guide embryonic patterning. However, dissection of the mouse embryo from the decidua shortly after implantation can be a challenging procedure, and detailed step-by-step documentation of this process is lacking.

Here we demonstrate how post-implantation (6.5 dpc) embryos are isolated by first dissecting the uterus of a pregnant mouse (detection of the vaginal plug was designated day 0.5 poist coitum) and subsequently dissecting the embryo from maternal decidua. The dissection of Reichert's membrane is described as well as the removal of the ectoplacental cone.

Isolation of postimplantation-stage embryos allows one to study gene patterning and analyze cell-lineage decision making processes during embryonic development, but proper dissection of the early embryo can be challenging. This protocol describes a method for isolating early primitive-streak-stage embryos (~6.5 days post coitum [dpc]).

Dissezione di 6,5 embrioni di topo dpc

Analysis of gene expression patterns during early stages of mammalian embryonic development can provide important clues about gene function, cell-cell ...

Isolation of Mononuclear Cells from the Central Nervous System of Rats with EAE

Whether studying an autoimmune disease directed to the central nervous system (CNS), such as experimental autoimmune encephalomyelitis (EAE, 1), or the immune response to an infection of the CNS, such as poliomyelitis, Lyme neuroborreliosis, or neurosyphilis, it is often necessary to isolate the CNS-infiltrating immune cells.
In this video-protocol we demonstrate how to isolate mononuclear cells (MNCs) from the CNS of a rat with EAE. The first step of this procedure requires a cardiac perfusion of the rodent with a saline solution to ensure that no blood remains in the blood vessels irrigating the CNS. Any blood contamination will artificially increase the number of apparent CNS-infiltrating MNCs and may alter the apparent composition of the immune infiltrate. We then demonstrate how to remove the brain and spinal cord of the rat for subsequent dilaceration to prepare a single-cell suspension. This suspension is separated on a two-layer Percoll gradient to isolate the MNCs. After washing, these cells are then ready to undergo any required procedure. 
Mononuclear cells isolated using this procedure are viable and can be used for electrophysiology, flow cytometry (FACS), or biochemistry. If the technique is performed under sterile conditions (using sterile instruments in a tissue culture hood) the cells can also be grown in tissue culture medium. A given cell population can be further purified using either magnetic separation procedures or a FACS.

In this video we demonstrate how to isolate mononuclear cells from the central nervous system of rats with experimental autoimmune encephalomyelitis.

Isolamento di cellule mononucleate dal Sistema Nervoso Centrale di ratti con EAE

Whether studying an autoimmune disease directed to the central nervous system (CNS), such as experimental autoimmune encephalomyelitis (EAE, 1), or the ...

Drosophila Larval NMJ Dissection

The Drosophila neuromuscular junction (NMJ) is an established model system used for the study of synaptic development and plasticity. The widespread use of the Drosophila motor system is due to its high accessibility. It can be analyzed with single-cell resolution. There are 30 muscles per hemisegment whose arrangement within the peripheral body wall are known. A total of 35 motor neurons attach to these muscles in a pattern that has high fidelity. Using molecular biology and genetics, one can create transgenic animals or mutants. Then, one can study the developmental consequences on the morphology and function of the NMJ. In order to access the NMJ for study, it is necessary to carefully dissect each larva. In this article we demonstrate how to properly dissect Drosophila larvae for study of the NMJ by removing all internal organs while leaving the body wall intact. This technique is suitable to prepare larvae for imaging, immunohistochemistry, or electrophysiology.

This protocol demonstrates how to dissect Drosophila larvae in preparation for immunohistochemistry and/or imaging of the neuromuscular junction.

Drosophila larvali NMJ Dissection

The Drosophila neuromuscular junction (NMJ) is an established model system used for the study of synaptic development and plasticity. The widespread use ...

Dissection of Saccharomyces Cerevisiae Asci

Yeast is a highly tractable model system that is used to study many different cellular processes. The common laboratory strain Saccharomyces cerevisiae exists in either a haploid or diploid state. The ability to combine alleles from two haploids and the ability to introduce modifications to the genome requires the production and dissection of asci. Asci production from haploid cells begins with the mating of two yeast haploid strains with compatible mating types to produce a diploid strain. This can be accomplished in a number of ways either on solid medium or in liquid. It is advantageous to select for the diploids in medium that selectively promotes their growth compared to either of the haploid strains. The diploids are then allowed to sporulate on nutrient-poor medium to form asci, a bundle of four haploid daughter cells resulting from meiotic reproduction of the diploid. A mixture of vegetative cells and asci is then treated with the enzyme zymolyase to digest away the membrane sac surrounding the ascospores of the asci. Using micromanipulation with a microneedle under a dissection microscope one can pick up individual asci and separate and relocate the four ascopores. Dissected asci are grown for several days and tested for the markers or alleles of interest by replica plating onto appropriate selective media.

Dissection of Saccharomyces Cerevisiae Asci

Micromanipulation of yeast cells is needed for meiotic genetic analysis or to select diploid zygotes. These micromanipulations are carried out using the microneedle of a dissection microscope. The microneedle is used to relocate cells and is controlled by a micromanipulator which are available with various degrees of automation.

Dissezione di Saccharomyces cerevisiae Asci

Yeast is a highly tractable model system that is used to study many different cellular processes. The common laboratory strain Saccharomyces cerevisiae ...

Cancer Borealis Stomatogastric Nervous System Dissection

The stomatogastric ganglion (STG) is an excellent model for studying cellular and network interactions because it contains a relatively small number of cells (approximately 25 in C. borealis) which are well characterized. The cells in the STG exhibit a broad range of outputs and are responsible for the motor actions of the stomach. The stomach contains the gastric mill which breaks down food with three internal teeth, and the pylorus which filters the food before it reaches the midgut. The STG produces two rhythmic outputs to control the gastric mill and pylorus known as central pattern generators (CPGs). Each cell in the STG can participate in one or both of these rhythms. These CPGs allow for the study of neuromodulation, homeostasis, cellular and network variability, network development, and network recovery.
The dissection of the stomatogastric nervous system (STNS) from the Jonah crab (Cancer borealis) is done in two parts; the gross and fine dissection. In the gross dissection the entire stomach is dissected from the crab. During the fine dissection the STNS is extracted from the stomach using a dissection microscope and micro-dissection tools (see figure 1). The STNS includes the STG, the oesophageal ganglion (OG), and the commissural ganglia (CoG) as well as the nerves that innervate the stomach muscles. Here, we show how to perform a complete dissection of the STNS in preparation for an electrophysiology experiment where the cells in the STG would be recorded from intracellularly and the peripheral nerves would be used for extracellular recordings. The proper technique for finding the desired nerves is shown as well as our technique of desheathing the ganglion to reveal the somata and neuropil.

Cancer Borealis Stomatogastric Nervous System Dissection

The stomatogastric nervous system (STNS) of the Jonah crab (C. borealis) can be used for electrophysiology, immunohistochemistry, and cell culture studies. The STNS extraction is done in two parts: the gross and fine dissection.

Cancro Borealis Stomatogastric dissezione del Sistema Nervoso

The stomatogastric ganglion (STG) is an excellent model for studying cellular and network interactions because it contains a relatively small number of ...

Gross Dissection of the Stomach of the Lobster, Homarus Americanus

The stomach of the American lobster (Homarus americanus) is located in the cephalothorax, between the rostrum and the cervical groove. The anterior end of the stomach is defined by the mouth opening and the posterior end by the bottom of the pylorus. Along the dorsal side of the stomach lies the stomatogastric nervous system (STNS). This nervous system, which contains rhythmic networks that underlie feeding behavior, is an established model system for studying rhythm generating networks and neuromodulation 1,2. While it is possible to study this system in vivo 3, the STNS continues to produce its rhythmic activity when isolated in vitro. In order to study this system in vitro the stomach must be removed from the animal. This video article describes how the stomach can be dissected from the American lobster. In an accompanying video article4 we demonstrate how the STNS can be isolated from the stomach.

Gross Dissection of the Stomach of the Lobster, Homarus Americanus

We describe the gross dissection of the stomach of the American lobster (Homarus americanus).

Dissezione lordo dello Stomaco del Gambero, Homarus Americanus</em

The stomach of the American lobster (Homarus americanus) is located in the cephalothorax, between the rostrum and the cervical groove. The anterior end of ...

Dissection of Organs from the Adult Zebrafish

Over the last 20 years, the zebrafish has become a powerful model organism for understanding vertebrate development and disease.  Although experimental analysis of the embryo and larva is extensive and the morphology has been well documented, descriptions of adult zebrafish anatomy and studies of development of the adult structures and organs, together with techniques for working with adults are lacking. The organs of the larva undergo significant changes in their overall structure, morphology, and anatomical location during the larval to adult transition.  Externally, the transparent larva develops its characteristic adult striped pigment pattern and paired pelvic fins, while internally, the organs undergo massive growth and remodeling.  In addition, the bipotential gonad primordium develops into either testis or ovary.  This protocol identifies many of the organs of the adult and demonstrates methods for dissection of the brain, gonads, gastrointestinal system, heart, and kidney of the adult zebrafish. The dissected organs can be used for in situ hybridization, immunohistochemistry, histology, RNA extraction, protein analysis, and other molecular techniques.  This protocol will assist in the broadening of studies in the zebrafish to include the remodeling of larval organs, the morphogenesis of organs specific to the adult and other investigations of the adult organ systems.

This protocol describes a procedure for identifying and dissecting organs from the adult zebrafish.

Dissezione di organi dal Zebrafish adulti

Over the last 20 years, the zebrafish has become a powerful model organism for understanding vertebrate development and disease.  Although experimental ...

Dissection and Staining of Drosophila Larval Ovaries

Many organs depend on stem cells for their development during embryogenesis and for maintenance or repair during adult life. Understanding how stem cells form, and how they interact with their environment is therefore crucial for understanding development, homeostasis and disease. The ovary of the fruit fly Drosophila melanogaster has served as an influential model for the interaction of germ line stem cells (GSCs) with their somatic support cells (niche) 1, 2. The known location of the niche and the GSCs, coupled to the ability to genetically manipulate them, has allowed researchers to elucidate a variety of interactions between stem cells and their niches 3-12.
Despite the wealth of information about mechanisms controlling GSC maintenance and differentiation, relatively little is known about how GSCs and their somatic niches form during development. About 18 somatic niches, whose cellular components include terminal filament and cap cells (Figure 1), form during the third larval instar 13-17. GSCs originate from primordial germ cells (PGCs). PGCs proliferate at early larval stages, but following the formation of the niche a subgroup of PGCs becomes GSCs 7, 16, 18, 19. Together, the somatic niche cells and the GSCs make a functional unit that produces eggs throughout the lifetime of the organism.
Many questions regarding the formation of the GSC unit remain unanswered. Processes such as coordination between precursor cells for niches and stem cell precursors, or the generation of asymmetry within PGCs as they become GSCs, can best be studied in the larva. However, a methodical study of larval ovary development is physically challenging. First, larval ovaries are small. Even at late larval stages they are only 100&mu;m across. In addition, the ovaries are transparent and are embedded in a white fat body. Here we describe a step-by-step protocol for isolating ovaries from late third instar (LL3) Drosophila larvae, followed by staining with fluorescent antibodies. We offer some technical solutions to problems such as locating the ovaries, staining and washing tissues that do not sink, and making sure that antibodies penetrate into the tissue. This protocol can be applied to earlier larval stages and to larval testes as well.

Dissection and Staining of Drosophila Larval Ovaries

How niches and stem cells form during development is an important question with practical implications. In the Drosophila ovary, germ line stem cells and their somatic niches form during larval development. This video demonstrates how to dissect, stain and mount female gonads from late third instar (LL3) Drosophila larvae.

Dissezione e colorazione di Drosophila Larvali ovaie

Many organs depend on stem cells for their development during embryogenesis and for maintenance or repair during adult life. Understanding how stem cells ...

Dissection of the Adult Zebrafish Kidney

Researchers working in the burgeoning field of adult stem cell biology seek to understand the signals that regulate the behavior and function of stem cells during normal homeostasis and disease states. The understanding of adult stem cells has broad reaching implications for the future of regenerative medicine1. For example, better knowledge about adult stem cell biology can facilitate the design of therapeutic strategies in which organs are triggered to heal themselves or even the creation of methods for growing organs in vitro that can be transplanted into humans1. The zebrafish has become a powerful animal model for the study of vertebrate cell biology2. There has been extensive documentation and analysis of embryonic development in the zebrafish3. Only recently have scientists sought to document adult anatomy and surgical dissection techniques4, as there has been a progressive movement within the zebrafish community to broaden the applications of this research organism to adult studies. For example, there are expanding interests in using zebrafish to investigate the biology of adult stem cell populations and make sophisticated adult models of diseases such as cancer5. Historically, isolation of the zebrafish adult kidney has been instrumental for studying hematopoiesis, as the kidney is the anatomical location of blood cell production in fish6,7. The kidney is composed of nephron functional units found in arborized arrangements, surrounded by hematopoietic tissue that is dispersed throughout the intervening spaces. The hematopoietic component consists of hematopoietic stem cells (HSCs) and their progeny that inhabit the kidney until they terminally differentiate8. In addition, it is now appreciated that a group of renal stem/progenitor cells (RPCs) also inhabit the zebrafish kidney organ and enable both kidney regeneration and growth, as observed in other fish species9-11. In light of this new discovery, the zebrafish kidney is one organ that houses the location of two exciting opportunities for adult stem cell biology studies. It is clear that many outstanding questions could be well served with this experimental system. To encourage expansion of this field, it is beneficial to document detailed methods of visualizing and then isolating the adult zebrafish kidney organ. This protocol details our procedure for dissection of the adult kidney from both unfixed and fixed animals.
Dissection of the kidney organ can be used to isolate and characterize hematopoietic and renal stem cells and their offspring using established techniques such as histology, fluorescence activated cell sorting (FACS)11,12, expression profiling13,14, and transplantation11,15. 
We hope that dissemination of this protocol will provide researchers with the knowledge to implement broader use of zebrafish studies that ultimately can be translated for human application.

The zebrafish kidney is home to both renal and hematopoietic adult stem/progenitor cells, and represents an outstanding opportunity to study these cell types and their progeny in a vertebrate model organism. Here, we demonstrate a detailed dissection procedure that enables the researcher to identify and surgically remove the adult zebrafish kidney, which can be used for applications such as cell isolation, transplantation, and expression studies of kidney and/or blood cell populations.

Dissezione del rene Zebrafish adulti

Researchers working in the burgeoning field of adult stem cell biology seek to understand the signals that regulate the behavior and function of stem ...