Nous tenons à remercier notre conseiller, la Dre Eve Marder. Cette recherche a été soutenue par l&#39;Institut national de bourses en santé NS17813 à Eve Marder et NS059255 à AE T.

Avant de commencer ce protocole de l&#39;estomac du homard doit être retiré de l&#39;animal et préparé comme décrit dans l&#39;article compagnon Jove (Bierman &amp; Tobin, 2009). La majorité des étapes décrites ci-dessous doivent être effectuées sous un microscope de dissection. Partie I-Isoler les ganglions commissurales <ol><li> Orienter l&#39;antenne afin que l&#39;extrémité antérieure (par la lèvre) est loin de vous et l&#39;extrémité postérieure (par le pylore) est vers vous. </li><li> Assurez-vous que l&#39;estomac est tombé de sorte qu&#39;elle repose aussi plat que possible sur le plat. <ol><li> Pin dans l&#39;œsophage, de chaque côté de la lèvre. </li><li> Si nécessaire, réorganiser les autres broches placées lors de la dissection brut. </li></ol></li><li> Retirez l&#39;hypoderme. <ol><li> Prenez l&#39;hypoderme près de la gm2/gm3 muscles, il se détacher de ces muscles et tirez doucement dans la direction antérieure. </li><li> Séparée de l&#39;hypoderme de la graisse sous-jacente en coupant les connexions. Utilisation accrue de soins autour de l&#39;artère centrale, qui renferme un élément clé du système stomatogastric nerveux. Laisser l&#39;hypoderme intacte dans un rayon de 0,5 cm du ganglion stomatogastric, qui se trouve entre les muscles gm1b. </li><li> Coupez hypoderme séparés. </li></ol></li><li> Détachez le cerveau à partir des tissus sous-jacents. <ol><li> Identifier les deux grands nerfs commissuraux ce projet bilatéral de la partie antérieure du cerveau vers les ganglions commissuraux dans la partie antérieure de l&#39;estomac. </li><li> Laissant ces nerfs intacts, soulevez doucement le cerveau avec une pince et couper pour séparer le cerveau du reste du tissu. Soyez prudent car vous faites cela, comme le nerf stomatogastric est en dessous du cerveau et doit être conservée intacte. </li></ol></li><li> Séparez les ganglions commissuraux partir entourant le tissu. <ol><li> Suivez l&#39;un des nerfs commissuraux à l&#39;un des ganglions commissuraux. </li><li> Identifier les ions et fils - ces nerfs doivent rester intactes. Le ganglion commissural aura beaucoup de nerfs rayonnant. Couper plupart d&#39;entre eux (à l&#39;exception de l&#39;ion et fils), mais laissez un nerf supplémentaire attaché à maintenir le ganglion commissural en place pendant que vous finissez la dissection. </li><li> Répéter avec le ganglion d&#39;autres commissurales. </li></ol></li><li> Nettoyer l&#39;ion et son fils de dehors en dedans. Laisser le nerf vestibulaire intacte pour ancrer le système nerveux de l&#39;estomac. Le ganglion œsophagien siège étaient les ions s croisent. Vous pouvez effacer dessous en saisissant le nerf ventriculaire inférieur et tirant vers le haut pour couper en-dessous. </li></ol> Partie II-Isoler le ganglion Stomatogastric (STG) et les nerfs restants. <ol start="7"><li> Séparez les STG à partir entourant le tissu. <ol><li> Le STG est assis à l&#39;intérieur d&#39;une artère qui passe entre les muscles gm1b et jusqu&#39;à la gm2a, les muscles b. Cherchez l&#39;extrémité coupée de l&#39;artère près les muscles gm2a b,. </li><li> Tirez l&#39;extrémité coupée de l&#39;artère et en avant, pour exposer le DVN. Continuez de tirer jusqu&#39;à ce que vous atteigniez le niveau de l&#39;hypoderme restant. Une fois séparés, l&#39;artère peut être coupé au niveau où il touche l&#39;hypoderme restant. </li><li> Coupez le lambeau musculaire qui était situé dans la tribune de la langouste. </li><li> Soulevez l&#39;hypoderme dessus de l&#39;artère, en observant que l&#39;artère fait un tunnel à l&#39;intérieur de la graisse au-dessus du STG. Mettez une lame de vos ciseaux intérieur de l&#39;artère et couper le muscle au-dessus. Vérifiez que vous pouvez voir les dvn que vous avez coupé pour être sûr que vous êtes en sécurité au-dessus du STG. Continuer la coupe antérieure, suite à l&#39;artère. Comme vous le cran au-dessus de la STG, vous serez capable de voir les STN émanant antérieure de la STG et le bas de plongée dans le muscle. Continuer la coupe antérieurement à séparer complètement les muscles au-dessus du STG. </li><li> Effacer tout tissu loin de la STN. </li></ol></li><li> Séparez les agn s du tissu environnant. (Même si vous ne prévoyez pas d&#39;enregistrer à partir de l&#39;AGN, vous aurez besoin d&#39;une portion du nerf intact pour épingler le ganglion pour des enregistrements intracellulaires.) <ol><li> Pour mieux voir le s agn, retirez l&#39;hypoderme restant et une fine couche de muscle sous-jacent. </li><li> Juste postérieure à la STG, d&#39;identifier un tunnel sombre dans la graisse et les muscles de chaque côté de la DVN. </li><li> Collez une lame de ciseaux à l&#39;intérieur du tunnel et couper le tissu au-dessus du nerf. Continuer de coupe latérale, suivant le nerf, de l&#39;isoler. (A quelques millimètres est suffisante pour épingler le ganglion, mais exposent au moins 5 mm de l&#39;AGN si vous envisagez d&#39;enregistrer à partir de lui.) </li><li> Détachez l&#39;AGN du muscle qu&#39;il innerve en coupant les connexions. </li><li> Répétez de l&#39;autre côté pour isoler l&#39;AGN autres. </li><li> Une fois les deux s agn ont été disséqués, couper tous les muscles et les tissus reliant les STG à l&#39;estomac. </li></ol></li><li> Isoler l&#39;art mvn Ils sont une paire bilatérale de petits nerfs qui bifurque de la LVN et traversant latéralement au-dessous de la graisse. <ol><li> Soit utiliser des ciseaux ou deux pinces pour couper à travers la graisse sur un côté de la DVN, près du lieu où elle se ramifie dans le s. Deux lvn Ici, vous êtes loin de la s mvn et ne seront pas de risque de les couper. </li><li> Soulevez la couche de graisse, et d&#39;identifier les sous mvn petits. Ces nerfs courir latéralement en dedans juste derrière au niveau des muscles gm1b. </li><li> Retirer la couche de graisse au-dessus du mvn, laissant le nerf intact pour aujourd&#39;hui afin de ne pas s&#39;emmêler. Vous aurez réduire ses extrémité latérale de dessus l&#39;estomac à la fin de la dissection. </li><li> Répétez le processus de l&#39;autre côté pour isoler les mvn autres. </li></ol></li><li> Isoler le s LVN et les nerfs postérieurs. <ol><li> À partir là où la succursale de la LVN s latéralement hors de la DVN, suivre un LVN en coupant le gras dessus. Selon la préparation, parfois toute la couche grasse au-dessus du nerf peut être retiré. </li><li> Continuer révélant les LVN jusqu&#39;au point où les branches hors PSN. </li></ol></li><li> Isoler le PYN. <ol><li> Localisez le PYN, il est un nerf voyageant arrière sur le pylore. </li><li> Retirer la fine membrane qui couvre cette région. </li><li> Isoler le PYN en coupant une petite section du pylore, attaché à la PYN. </li><li> Soulevez doucement la section du pylore et couper le tissu de chaque côté de l&#39;PYN jusqu&#39;à atteindre la branche qui s&#39;attache à la PDN. </li></ol></li><li> Isoler le PDN. <ol><li> Localisez le PDN, il est un nerf voyageant en arrière du muscle dilatateur du pylore. </li><li> Coupez une petite section du muscle dilatateur du pylore, attaché à la PDN. </li><li> Soulevez doucement la section dilatateur pylorique muscle, coupé le tissu de chaque côté de la PDN jusqu&#39;à atteindre la branche qui s&#39;attache à la PYN. </li></ol></li><li> Isoler le lvn ventrale, qui connecte le PYN et PDN de la LVN. <ol><li> Au point où la branche de forme triangulaire et PYN pdn connecter au lvn ventrale, isoler toute petite section de nerf qui bifurque de la LVN ventrale, comme le vpln. Il sera utilisé comme une poignée pour tirer sur les LVN ventrale. </li><li> Soulevez la poignée et couper le tissu de chaque côté de l&#39;lvn ventrale, qui travaillent dans le sens antérieur jusqu&#39;à atteindre le point où les branches hors PSN. </li></ol></li><li> Répétez les étapes 10 - 13 à isoler les nerfs lvn et postérieure de l&#39;autre côté. </li><li> Détachez le système nerveux stomatogastric de l&#39;estomac. <ol><li> Pour bien détacher le lvn de l&#39;estomac, tirez sur le PSN et couper tous les tissus et les nerfs rattachés à la lvn et lvn ventrale, sauf pour les PDN et PYN. Répétez ce processus sur l&#39;autre côté. </li><li> Coupez l&#39;extrémité latérale de chaque mvn. Soulevez l&#39;extrémité latérale et couper toutes les pièces jointes étrangers entre le nerf et le tissu de l&#39;estomac sous-jacent. </li><li> A l&#39;extrémité antérieure, couper toutes les pièces jointes étrangers vers les ganglions commissuraux, et couper le nerf labiale sur chaque côté. </li><li> Visuellement le système de balayage du système nerveux stomatogastric à identifier, puis couper les pièces jointes supplémentaires pour le tissu estomac. </li><li> S&#39;accrocher à l&#39;extrémité antérieure des deux nerfs commissuraux, au-dessus des ganglions commissuraux, et le zeste du système nerveux stomatogastric hors de l&#39;estomac et le déplacer vers le côté du plat. Comme vous faites cela, couper toutes les pièces jointes restent à libérer le système nerveux. </li></ol></li><li> Préparer le plat Sylgard petits. <ol><li> Frotter certains tissus de l&#39;estomac à fond sur la surface de la Sylgard dans le petit plat. Cela diminuera l&#39;hydrophobie de la Sylgard, de sorte que salée va distribuer uniformément dans le plat. </li><li> Rincer et remplir le plat avec une solution saline réfrigérée Sylgard. </li></ol></li><li> Transférer le système nerveux pour le plat préparé par Sylgard saisissant les extrémités antérieures des deux nerfs commissuraux, en soulevant le système nerveux de la grand plat, et il pose dans le petit plat. </li><li> Epingler la STNS dans le petit plat en utilisant une combinaison de broches Minuten et plus mince broches réduit de fil de tungstène. <ol><li> Assurez-vous que la préparation est face dorsale en vérifiant que le nerf ventriculaire inférieure est dirigée vers l&#39;extérieur de la Sylgard. </li><li> Enlever le cerveau et les nerfs commissuraux broches. </li><li> Tirez doucement sur ​​le système nerveux serrés et plat en tirant chacun des s psn en arrière et latéralement, et les épingler le bas. </li><li> Retirer le muscle dilatateur de l&#39;pylore s PDN, et la broche à l&#39;art pdn </li><li> Retirez lesegment de pylorique de l&#39;PYN s, et une épinglette à l&#39;art PYN </li><li> Pin bas de nerfs qui restent isolés tels que les nerfs labiaux, le s mvn et AGN s. </li></ol></li><li> Desheath le STG. <ol><li> Assurer la STG est à plat contre le Sylgard et tendue par les latéraux s agn, la partie antérieure et la STN dvn postérieur. </li><li> Organiser l&#39;éclairage pour permettre la visualisation des axones dans le DVN. </li><li> En utilisant une épingle ou d&#39;aiguille de tungstène fine, faire un petit trou peu profond dans la gaine entourant les DVN, juste derrière le STG. </li><li> Retirez l&#39;aiguille à travers le DVN, dorsale de l&#39;axone, pour créer une déchirure horizontale dans la gaine des nerfs. </li><li> Prenez le rabat de la gaine nerveuse postérieure à la STG et tirez vers l&#39;avant pour enlever la gaine de la face dorsale du STG. </li></ol></li></ol><table border="1"><tbody><tr><td colspan="2"> Abréviations: </td></tr><tr><td> STNS </td><td> Stomatogastric du système nerveux </td></tr><tr><td> STG </td><td> Ganglionnaires Stomatogastric </td></tr><tr><td> CoG </td><td> Ganglionnaires commissurales </td></tr><tr><td> STN </td><td> nerveuses stomatogastric </td></tr><tr><td> mvn </td><td> nerveuses du ventricule médial </td></tr><tr><td> ions </td><td> inférieure du nerf oesophagien </td></tr><tr><td> le fils </td><td> supérieure du nerf oesophagien </td></tr><tr><td> AGN </td><td> nerveuses antérieures gastriques </td></tr><tr><td> dvn </td><td> nerveuses du ventricule dorsale </td></tr><tr><td> LVN </td><td> nerveuses du ventricule latéral </td></tr><tr><td> psn </td><td> nerveuses estomac postérieure </td></tr><tr><td> vpln </td><td> nerveuse ventrale latérale postérieure </td></tr><tr><td> PYN </td><td> nerveuses du pylore </td></tr><tr><td> pdn </td><td> nerf dilatateur pylorique </td></tr></tbody></table>

<ol>
	<li>Marder, E., Bucher, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Central+pattern+generators+and+the+control+of+rhythmic+movements.">Central pattern generators and the control of rhythmic movements.</a> Curr. Biol. 11, R986-R996 (2001).</li><li>Nusbaum, M. P., Beenhakker, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+small-systems+approach+to+motor+pattern+generation.">A small-systems approach to motor pattern generation.</a> Nature. 417, 343-350 (2002).</li><li>Clemens, S., Massabuau, J. C., Legeay, A., Meyrand, P., Simmers, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+modulation+of+interacting+central+pattern+generators+in+lobster+stomatogastric+ganglion:+influence+of+feeding+and+partial+pressure+of+oxygen.">In vivo modulation of interacting central pattern generators in lobster stomatogastric ganglion: influence of feeding and partial pressure of oxygen.</a> J. Neurosci. 18, 2788-2799 (1998).</li><li>Bierman, H. S., Tobin, A. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gross+dissection+of+the+stomach+of+the+lobster,+Homarus+americanus.">Gross dissection of the stomach of the lobster, Homarus americanus.</a> J Vis Exp. 27, (2009).</li><li>Maynard, D. M., Dando, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+structure+of+the+stomatogastric+neuromuscular+system+in+Callinectes+sapidus,+Homarus+americanus+and+Panulirus+argus+(Decapoda+crustacean).">The structure of the stomatogastric neuromuscular system in Callinectes sapidus, Homarus americanus and Panulirus argus (Decapoda crustacean).</a> Philos. Trans. R. Soc. Lond. B Biol. Sci. 268, 161-220 (1974).</li><li>Herrick, F. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Natural+history+of+the+American+lobster.">Natural history of the American lobster.</a> Bull. U.S. Bur. Fish. 29, 219-252 (1909).</li><li>Marder, E., Bucher, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Understanding+circuit+dynamics+using+the+stomatogastric+nervous+system+of+lobsters+and+crabs.">Understanding circuit dynamics using the stomatogastric nervous system of lobsters and crabs.</a> Annu. Rev. Physiol. 69, 291-316 (2007).</li><li>Bucher, D., Taylor, A. L., Marder, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Central+pattern+generating+neurons+simultaneously+express+fast+and+slow+rhythmic+activities+in+the+stomatogastric+ganglion.">Central pattern generating neurons simultaneously express fast and slow rhythmic activities in the stomatogastric ganglion.</a> J. Neurophysiol. 95, 3617-3632 (2006).</li><li>Mizrahi, A., Dickinson, P. S., Kloppenburg, P., F&#233;nelon, V., Baro, D. J., Harris-Warrick, R. M., Meyrand, P., Simmers, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+maintenance+of+channel+distribution+in+a+central+pattern+generator+neuron+by+neuromodulatory+inputs+revealed+by+decentralization+in+organ+culture.">Long-term maintenance of channel distribution in a central pattern generator neuron by neuromodulatory inputs revealed by decentralization in organ culture.</a> J. Neurosci. 21, 7331-7339 (2001).</li><li>Schulz, D. J., Goaillard, J. M., Marder, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Variable+channel+expression+in+identified+single+and+electrically+coupled+neurons+in+different+animals.">Variable channel expression in identified single and electrically coupled neurons in different animals.</a> Nat. Neurosci. 9, 356-362 (2006).</li><li>Schulz, D. J., Goaillard, J. M., Marder, E. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+expression+profiling+of+identified+neurons+reveals+cell-specific+constraints+on+highly+variable+levels+of+gene+expression.">Quantitative expression profiling of identified neurons reveals cell-specific constraints on highly variable levels of gene expression.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 104, 13187-13191 (2007).</li></ol>

L&#39;anatomie de l&#39;estomac homard et STNS a été bien décrit précédemment 5,6, et les variations de cette procédure de dissection ont été utilisés dans de nombreuses études. Nous vous recommandons de vous familiariser avec l&#39;anatomie de l&#39;estomac 5-7 et STNS 5,8 avant dissections début. Familiarité va diminuer le risque de dommages accidentels aux nerfs et les tissus. Pour maintenir la santé de la préparation, il est essentiel de maintenir la préparation à une température fraîche. Ceci est facilement réalisé par l&#39;échange des salines toutes les 30 minutes avec 4 ˚ C salée conservée dans un réfrigérateur. Lorsqu&#39;elle a été immergée dans une solution saline froide, la préparation isolée STNS est viable pendant de nombreuses heures. Enregistrements en gammarus Homarus connexes ont démontré stables activité rythmique de la STG à travers cinq jours in vitro, 9; robustesse similaire a été vu dans H. americanus (obs. pers.). D&#39;entrée de modulation de la STG des ganglions commissuraux est nécessaire pour préserver les schémas moteurs en cours. Par conséquent, pour maintenir une activité normale rythmiques ces ganglions et de l&#39;ion, le fils, et les nerfs STN doivent être conservées intactes. La dissection nous décrivons préserve les nerfs moteurs de plusieurs (contenant les axones des neurones moteurs): le s agn (contenant moulin gastrique (GM) axones), la commande mvn s (contenant gastrique latéral (LG) et inférieur cardiaque (IC) axones), le s PYN (contenant pylorique neurone (PY) axones), le s pdn (contenant Dilatateur pylorique (PD) axones), et le s lvn (contenant pylorique latéral (LP), gastrique Médial (MG), les axones GPL ainsi que ceux de GM, PD et PY). En disséquant supplémentaires (ou différentes) les nerfs, les autres moteurs axones des neurones peut être enregistré. Chaque type individuel de l&#39;axone des neurones moteurs peuvent être enregistrées individuellement par la dissection et l&#39;enregistrement du nerf innervant le muscle auquel ce type de projets neurone. Cette préparation peut être utilisée pour une variété d&#39;études ont porté sur la fonction du système nerveux. L&#39;activité des neurones peut être enregistrée en utilisant soit intracellulaire, les enregistrements d&#39;électrode forte du soma ou axones, ou par l&#39;enregistrement des impulsions électriques extracellulairement des nerfs. Beaucoup de canaux ioniques dans les neurones STG ont été partiellement cloné et ARNm peut être mesuré à partir de 10,11 tirée manuellement soma.

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		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Fine Tungsten Wire (0.001 in. diameter)</td>
<td>Tool</td>
<td>California Fine Wire</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Cut into 1-2mm pieces to use as fine pins.</td>
</tr>
<tr>
<td>Forceps #5</td>
<td>Tool</td>
<td>FST</td>
<td>91150-20</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Minuten Pins</td>
<td>Tool</td>
<td>FST</td>
<td>26002-10</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Moria Spring Scissors (7mm blades)</td>
<td>Tool</td>
<td>FST</td>
<td>15370-52</td>
<td>These are the top of the line. There are more economical spring scissors available from the same company.</td>
</tr>
<tr>
<td>Petri Dish (100x15mm)</td>
<td>Tool</td>
<td>Fischer</td>
<td>08-757-12</td>
<td>Fill 2-4mm with Sylgard 182.</td>
</tr>
<tr>
<td>Sylgard 182</td>
<td>Other</td>
<td>Dow Corning</td>
<td>182</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Pin Holder</td>
<td>Tool</td>
<td>FST</td>
<td>26018-17</td>
<td>Optional. Desheathing can be done with scissors and fine forceps alone.</td>
</tr>
<tr>
<td>Super fine forceps #5SF</td>
<td>Tool</td>
<td>FST</td>
<td>11252-00</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Tungsten Needles</td>
<td>Tool</td>
<td>FST</td>
<td>10130-05</td>
<td>Optional. Desheathing can be done with scissors or with pins cut from fine tungsten wire.</td>
</tr>
<tr>
<td>Dissection microscope</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

homarus americanus stomatogastric nervous system dissection

Dans le but de comprendre comment les systèmes nerveux produisent une activité et de répondre à l&#39;environnement, les neuroscientifiques se tourner vers des systèmes modèles qui présentent l&#39;activité d&#39;intérêt et sont accessibles et se prêtent à des méthodes expérimentales. Le système nerveux stomatogastric (STNS) du homard d&#39;Amérique (<i&gt; Homarus americanus</i&gt;; Savons aussi été le homard de l&#39;Atlantique ou du Maine) a été établi comme un système modèle pour étudier le rythme générant des réseaux et des réseaux de la neuromodulation. Le STNS se compose de 3 ganglions antérieurs (2 ganglions commissuraux et un ganglion de l&#39;oesophage), contenant des neurones modulateurs ce projet au niveau central pour le ganglion stomatogastric (STG). Le STG contient environ 30 neurones qui comprennent deux réseaux motif central de production, les réseaux pylorique et gastrique qui sous-tendent les comportements alimentaires dans les crustacés<sup&gt; 1,2</sup&gt;. Bien qu&#39;il soit possible d&#39;étudier ce système<i&gt; In vivo</i<sup&gt; 3</sup&gt;, Le STNS continue à produire ses activités rythmiques lorsqu&#39;ils sont isolés<i&gt; In vitro</i&gt;. L&#39;isolement physique de l&#39;STNS dans un plat permet d&#39;accéder facilement à l&#39;soma dans les ganglions des enregistrements électrophysiologiques intracellulaires et les nerfs de la STNS pour les enregistrements extracellulaires. Isoler le STNS est un processus en deux parties. La première partie, la dissection de l&#39;estomac de l&#39;animal, est décrite dans un article accompagnant la vidéo<sup&gt; 4</sup&gt;. Dans cet article, vidéo, techniques de dissection fine sont utilisées pour isoler l&#39;STNS de l&#39;estomac. Cette procédure aboutit à une préparation du système nerveux qui est disponible pour les enregistrements électrophysiologiques.

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Homarus Americanus Stomatogastric Nervous System Dissection

Nous décrivons la dissection fine du système nerveux stomatogastric de l&#39;estomac du homard américain (<i&gt; Homarus americanus</i&gt;).

Homarus americanus Stomatogastric dissection du système nerveux

With the goal of understanding how nervous systems produce activity and respond to the environment, neuroscientists turn to model systems that exhibit the ...

homarus-americanus-stomatogastric-nervous-system-dissection

Research

JoVE Journal

Biology

Homarus Americanus Stomatogastric Nervous System Dissection

11.1K vues.  Brandeis. Nous décrivons la dissection fine du système nerveux stomatogastric de l'estomac du homard américain ( Homarus americanus).

Vidéo: Homarus Americanus Stomatogastric Nervous System Dissection

Dissection of Drosophila Ovaries

Dissection des ovaires chez la drosophile

Recherche

Biologie

Dissection of 6.5 dpc Mouse Embryos

Analysis of gene expression patterns during early stages of mammalian embryonic development can provide important clues about gene function, cell-cell interaction and signaling mechanisms that guide embryonic patterning. However, dissection of the mouse embryo from the decidua shortly after implantation can be a challenging procedure, and detailed step-by-step documentation of this process is lacking.

Here we demonstrate how post-implantation (6.5 dpc) embryos are isolated by first dissecting the uterus of a pregnant mouse (detection of the vaginal plug was designated day 0.5 poist coitum) and subsequently dissecting the embryo from maternal decidua. The dissection of Reichert's membrane is described as well as the removal of the ectoplacental cone.

Isolation of postimplantation-stage embryos allows one to study gene patterning and analyze cell-lineage decision making processes during embryonic development, but proper dissection of the early embryo can be challenging. This protocol describes a method for isolating early primitive-streak-stage embryos (~6.5 days post coitum [dpc]).

Dissection de 6,5 embryons de souris DPC

Analysis of gene expression patterns during early stages of mammalian embryonic development can provide important clues about gene function, cell-cell ...

Isolation of Mononuclear Cells from the Central Nervous System of Rats with EAE

Whether studying an autoimmune disease directed to the central nervous system (CNS), such as experimental autoimmune encephalomyelitis (EAE, 1), or the immune response to an infection of the CNS, such as poliomyelitis, Lyme neuroborreliosis, or neurosyphilis, it is often necessary to isolate the CNS-infiltrating immune cells.
In this video-protocol we demonstrate how to isolate mononuclear cells (MNCs) from the CNS of a rat with EAE. The first step of this procedure requires a cardiac perfusion of the rodent with a saline solution to ensure that no blood remains in the blood vessels irrigating the CNS. Any blood contamination will artificially increase the number of apparent CNS-infiltrating MNCs and may alter the apparent composition of the immune infiltrate. We then demonstrate how to remove the brain and spinal cord of the rat for subsequent dilaceration to prepare a single-cell suspension. This suspension is separated on a two-layer Percoll gradient to isolate the MNCs. After washing, these cells are then ready to undergo any required procedure. 
Mononuclear cells isolated using this procedure are viable and can be used for electrophysiology, flow cytometry (FACS), or biochemistry. If the technique is performed under sterile conditions (using sterile instruments in a tissue culture hood) the cells can also be grown in tissue culture medium. A given cell population can be further purified using either magnetic separation procedures or a FACS.

In this video we demonstrate how to isolate mononuclear cells from the central nervous system of rats with experimental autoimmune encephalomyelitis.

Isolement de cellules mononucléées du système nerveux central de rats avec EAE

Whether studying an autoimmune disease directed to the central nervous system (CNS), such as experimental autoimmune encephalomyelitis (EAE, 1), or the ...

Drosophila Larval NMJ Dissection

The Drosophila neuromuscular junction (NMJ) is an established model system used for the study of synaptic development and plasticity. The widespread use of the Drosophila motor system is due to its high accessibility. It can be analyzed with single-cell resolution. There are 30 muscles per hemisegment whose arrangement within the peripheral body wall are known. A total of 35 motor neurons attach to these muscles in a pattern that has high fidelity. Using molecular biology and genetics, one can create transgenic animals or mutants. Then, one can study the developmental consequences on the morphology and function of the NMJ. In order to access the NMJ for study, it is necessary to carefully dissect each larva. In this article we demonstrate how to properly dissect Drosophila larvae for study of the NMJ by removing all internal organs while leaving the body wall intact. This technique is suitable to prepare larvae for imaging, immunohistochemistry, or electrophysiology.

This protocol demonstrates how to dissect Drosophila larvae in preparation for immunohistochemistry and/or imaging of the neuromuscular junction.

Drosophile larvaire JNM Dissection

The Drosophila neuromuscular junction (NMJ) is an established model system used for the study of synaptic development and plasticity. The widespread use ...

Dissection of Saccharomyces Cerevisiae Asci

Yeast is a highly tractable model system that is used to study many different cellular processes. The common laboratory strain Saccharomyces cerevisiae exists in either a haploid or diploid state. The ability to combine alleles from two haploids and the ability to introduce modifications to the genome requires the production and dissection of asci. Asci production from haploid cells begins with the mating of two yeast haploid strains with compatible mating types to produce a diploid strain. This can be accomplished in a number of ways either on solid medium or in liquid. It is advantageous to select for the diploids in medium that selectively promotes their growth compared to either of the haploid strains. The diploids are then allowed to sporulate on nutrient-poor medium to form asci, a bundle of four haploid daughter cells resulting from meiotic reproduction of the diploid. A mixture of vegetative cells and asci is then treated with the enzyme zymolyase to digest away the membrane sac surrounding the ascospores of the asci. Using micromanipulation with a microneedle under a dissection microscope one can pick up individual asci and separate and relocate the four ascopores. Dissected asci are grown for several days and tested for the markers or alleles of interest by replica plating onto appropriate selective media.

Dissection of Saccharomyces Cerevisiae Asci

Micromanipulation of yeast cells is needed for meiotic genetic analysis or to select diploid zygotes. These micromanipulations are carried out using the microneedle of a dissection microscope. The microneedle is used to relocate cells and is controlled by a micromanipulator which are available with various degrees of automation.

Dissection de Saccharomyces cerevisiae Asques

Yeast is a highly tractable model system that is used to study many different cellular processes. The common laboratory strain Saccharomyces cerevisiae ...

Cancer Borealis Stomatogastric Nervous System Dissection

The stomatogastric ganglion (STG) is an excellent model for studying cellular and network interactions because it contains a relatively small number of cells (approximately 25 in C. borealis) which are well characterized. The cells in the STG exhibit a broad range of outputs and are responsible for the motor actions of the stomach. The stomach contains the gastric mill which breaks down food with three internal teeth, and the pylorus which filters the food before it reaches the midgut. The STG produces two rhythmic outputs to control the gastric mill and pylorus known as central pattern generators (CPGs). Each cell in the STG can participate in one or both of these rhythms. These CPGs allow for the study of neuromodulation, homeostasis, cellular and network variability, network development, and network recovery.
The dissection of the stomatogastric nervous system (STNS) from the Jonah crab (Cancer borealis) is done in two parts; the gross and fine dissection. In the gross dissection the entire stomach is dissected from the crab. During the fine dissection the STNS is extracted from the stomach using a dissection microscope and micro-dissection tools (see figure 1). The STNS includes the STG, the oesophageal ganglion (OG), and the commissural ganglia (CoG) as well as the nerves that innervate the stomach muscles. Here, we show how to perform a complete dissection of the STNS in preparation for an electrophysiology experiment where the cells in the STG would be recorded from intracellularly and the peripheral nerves would be used for extracellular recordings. The proper technique for finding the desired nerves is shown as well as our technique of desheathing the ganglion to reveal the somata and neuropil.

Cancer Borealis Stomatogastric Nervous System Dissection

The stomatogastric nervous system (STNS) of the Jonah crab (C. borealis) can be used for electrophysiology, immunohistochemistry, and cell culture studies. The STNS extraction is done in two parts: the gross and fine dissection.

Cancer borealis Stomatogastric dissection du système nerveux

The stomatogastric ganglion (STG) is an excellent model for studying cellular and network interactions because it contains a relatively small number of ...

Gross Dissection of the Stomach of the Lobster, Homarus Americanus

The stomach of the American lobster (Homarus americanus) is located in the cephalothorax, between the rostrum and the cervical groove. The anterior end of the stomach is defined by the mouth opening and the posterior end by the bottom of the pylorus. Along the dorsal side of the stomach lies the stomatogastric nervous system (STNS). This nervous system, which contains rhythmic networks that underlie feeding behavior, is an established model system for studying rhythm generating networks and neuromodulation 1,2. While it is possible to study this system in vivo 3, the STNS continues to produce its rhythmic activity when isolated in vitro. In order to study this system in vitro the stomach must be removed from the animal. This video article describes how the stomach can be dissected from the American lobster. In an accompanying video article4 we demonstrate how the STNS can be isolated from the stomach.

Gross Dissection of the Stomach of the Lobster, Homarus Americanus

We describe the gross dissection of the stomach of the American lobster (Homarus americanus).

Dissection brut de l&#39;estomac du homard, Homarus americanus</em

The stomach of the American lobster (Homarus americanus) is located in the cephalothorax, between the rostrum and the cervical groove. The anterior end of ...

Dissection of Organs from the Adult Zebrafish

Over the last 20 years, the zebrafish has become a powerful model organism for understanding vertebrate development and disease.  Although experimental analysis of the embryo and larva is extensive and the morphology has been well documented, descriptions of adult zebrafish anatomy and studies of development of the adult structures and organs, together with techniques for working with adults are lacking. The organs of the larva undergo significant changes in their overall structure, morphology, and anatomical location during the larval to adult transition.  Externally, the transparent larva develops its characteristic adult striped pigment pattern and paired pelvic fins, while internally, the organs undergo massive growth and remodeling.  In addition, the bipotential gonad primordium develops into either testis or ovary.  This protocol identifies many of the organs of the adult and demonstrates methods for dissection of the brain, gonads, gastrointestinal system, heart, and kidney of the adult zebrafish. The dissected organs can be used for in situ hybridization, immunohistochemistry, histology, RNA extraction, protein analysis, and other molecular techniques.  This protocol will assist in the broadening of studies in the zebrafish to include the remodeling of larval organs, the morphogenesis of organs specific to the adult and other investigations of the adult organ systems.

This protocol describes a procedure for identifying and dissecting organs from the adult zebrafish.

Dissection d&#39;organes sur le poisson zèbre pour adultes

Over the last 20 years, the zebrafish has become a powerful model organism for understanding vertebrate development and disease.  Although experimental ...

Dissection and Staining of Drosophila Larval Ovaries

Many organs depend on stem cells for their development during embryogenesis and for maintenance or repair during adult life. Understanding how stem cells form, and how they interact with their environment is therefore crucial for understanding development, homeostasis and disease. The ovary of the fruit fly Drosophila melanogaster has served as an influential model for the interaction of germ line stem cells (GSCs) with their somatic support cells (niche) 1, 2. The known location of the niche and the GSCs, coupled to the ability to genetically manipulate them, has allowed researchers to elucidate a variety of interactions between stem cells and their niches 3-12.
Despite the wealth of information about mechanisms controlling GSC maintenance and differentiation, relatively little is known about how GSCs and their somatic niches form during development. About 18 somatic niches, whose cellular components include terminal filament and cap cells (Figure 1), form during the third larval instar 13-17. GSCs originate from primordial germ cells (PGCs). PGCs proliferate at early larval stages, but following the formation of the niche a subgroup of PGCs becomes GSCs 7, 16, 18, 19. Together, the somatic niche cells and the GSCs make a functional unit that produces eggs throughout the lifetime of the organism.
Many questions regarding the formation of the GSC unit remain unanswered. Processes such as coordination between precursor cells for niches and stem cell precursors, or the generation of asymmetry within PGCs as they become GSCs, can best be studied in the larva. However, a methodical study of larval ovary development is physically challenging. First, larval ovaries are small. Even at late larval stages they are only 100&mu;m across. In addition, the ovaries are transparent and are embedded in a white fat body. Here we describe a step-by-step protocol for isolating ovaries from late third instar (LL3) Drosophila larvae, followed by staining with fluorescent antibodies. We offer some technical solutions to problems such as locating the ovaries, staining and washing tissues that do not sink, and making sure that antibodies penetrate into the tissue. This protocol can be applied to earlier larval stages and to larval testes as well.

Dissection and Staining of Drosophila Larval Ovaries

How niches and stem cells form during development is an important question with practical implications. In the Drosophila ovary, germ line stem cells and their somatic niches form during larval development. This video demonstrates how to dissect, stain and mount female gonads from late third instar (LL3) Drosophila larvae.

Dissection et la coloration des Drosophile Ovaires larvaires

Many organs depend on stem cells for their development during embryogenesis and for maintenance or repair during adult life. Understanding how stem cells ...

Dissection of the Adult Zebrafish Kidney

Researchers working in the burgeoning field of adult stem cell biology seek to understand the signals that regulate the behavior and function of stem cells during normal homeostasis and disease states. The understanding of adult stem cells has broad reaching implications for the future of regenerative medicine1. For example, better knowledge about adult stem cell biology can facilitate the design of therapeutic strategies in which organs are triggered to heal themselves or even the creation of methods for growing organs in vitro that can be transplanted into humans1. The zebrafish has become a powerful animal model for the study of vertebrate cell biology2. There has been extensive documentation and analysis of embryonic development in the zebrafish3. Only recently have scientists sought to document adult anatomy and surgical dissection techniques4, as there has been a progressive movement within the zebrafish community to broaden the applications of this research organism to adult studies. For example, there are expanding interests in using zebrafish to investigate the biology of adult stem cell populations and make sophisticated adult models of diseases such as cancer5. Historically, isolation of the zebrafish adult kidney has been instrumental for studying hematopoiesis, as the kidney is the anatomical location of blood cell production in fish6,7. The kidney is composed of nephron functional units found in arborized arrangements, surrounded by hematopoietic tissue that is dispersed throughout the intervening spaces. The hematopoietic component consists of hematopoietic stem cells (HSCs) and their progeny that inhabit the kidney until they terminally differentiate8. In addition, it is now appreciated that a group of renal stem/progenitor cells (RPCs) also inhabit the zebrafish kidney organ and enable both kidney regeneration and growth, as observed in other fish species9-11. In light of this new discovery, the zebrafish kidney is one organ that houses the location of two exciting opportunities for adult stem cell biology studies. It is clear that many outstanding questions could be well served with this experimental system. To encourage expansion of this field, it is beneficial to document detailed methods of visualizing and then isolating the adult zebrafish kidney organ. This protocol details our procedure for dissection of the adult kidney from both unfixed and fixed animals.
Dissection of the kidney organ can be used to isolate and characterize hematopoietic and renal stem cells and their offspring using established techniques such as histology, fluorescence activated cell sorting (FACS)11,12, expression profiling13,14, and transplantation11,15. 
We hope that dissemination of this protocol will provide researchers with the knowledge to implement broader use of zebrafish studies that ultimately can be translated for human application.

The zebrafish kidney is home to both renal and hematopoietic adult stem/progenitor cells, and represents an outstanding opportunity to study these cell types and their progeny in a vertebrate model organism. Here, we demonstrate a detailed dissection procedure that enables the researcher to identify and surgically remove the adult zebrafish kidney, which can be used for applications such as cell isolation, transplantation, and expression studies of kidney and/or blood cell populations.

Dissection du rein Zebrafish adultes

Researchers working in the burgeoning field of adult stem cell biology seek to understand the signals that regulate the behavior and function of stem ...