ברצוננו להודות יועץ שלנו, ד&quot;ר איב מרדר. מחקר זה מומן על ידי המכון הלאומי לבריאות מענקים NS17813 אל וחוה מרדר ו NS059255 אל AE ט

לפני תחילת בפרוטוקול זה הקיבה של לובסטר יש להסיר מן החיה והכינו כמתואר במאמר נלווה יופיטר (בירמן &amp; Tobin, 2009). רוב הצעדים המפורטים להלן הם להתבצע תחת מיקרוסקופ לנתיחה. חלק I-בידוד הגרעינים Commissural <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אוריינט המנה כך בסוף קדמית (על ידי השפה) היא ממך, ואת הקצה האחורי (על ידי השוער) היא כלפיך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ודא כי הקיבה בסיכות, כך שהוא שוכב ככל האפשר על המנה. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פין במורד הוושט בכל צד של השפה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> במידת הצורך, לארגן מחדש את סיכות אחרים להציב במהלך דיסקציה ברוטו. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את ובהיפודרמיס. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תפוס את ובהיפודרמיס ליד gm2/gm3 השרירים, לנתק אותו מן השרירים הללו ומשוך בעדינות לכיוון הקדמי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפרד את ובהיפודרמיס משומן הבסיס על ידי החיתוך כל החיבורים. שימוש מוגבר טיפול סביב עורק מרכזי, אשר סוגר חלק מרכזי של מערכת העצבים stomatogastric. השאירו את ובהיפודרמיס שלמים בתוך רדיוס על 0.5 ס&quot;מ של הגנגליון stomatogastric, אשר יושבת בין השרירים gm1b. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שנותקו ובהיפודרמיס מופרדים. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ניתוק המוח מן הרקמה הבסיסית. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זיהוי שני עצבים commissural גדול כי הפרויקט בילטרלי מהחלק הקדמי של המוח כדי בגרעיני commissural בחלק הקדמי של הקיבה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השארת העצבים האלה ללא פגע, בעדינות להרים את המוח עם מלקחיים לחתוך כדי להפריד בין המוח משאר הרקמות. היזהר כאשר אתה עושה את זה, כמו עצב stomatogastric הוא מתחת המוח חייב להישמר ללא פגע. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפרד את הגרעינים commissural מן הרקמה שמסביב. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בצע אחד העצבים commissural לאחד הגרעינים commissural. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זהה את יון ובן - עצבים אלה חייב להישאר שלם. הגנגליון commissural יהיה הרבה עצבים מקרין החוצה. גזור רובם (למעט יון ובנו), אך להשאיר עצב אחד נוסף המצורף כדי להחזיק את הגנגליון commissural במקום בעת לסיים את לנתיחה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חזור עם הגנגליון commissural אחרים. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נקו את יון ואת בנו מן לרוחב המדיאלי. עזוב את העצב שפתני שלם לעגן את מערכת העצבים בבטן. הגנגליון הוושט יושב היו של יון מצטלבים. ניתן לנקות מתחתיו על ידי לתפוס את העצב חדרית נחות ומושך עד לחתוך מתחת. </li></ol> חלק II-בידוד גנגליון Stomatogastric (STG) והעצבים הנותרים. <ol start="7" style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפרד את STG מן הרקמה שמסביב. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> STG יושב בתוך עורק המפעילה בין השרירים gm1b ולמטה, שרירי gm2a ב. חפשו בסוף לחתוך של העורק ליד, השרירים gm2a ב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> משוך את הקצוות של העורק מעלה anteriorly, כדי לחשוף את dvn. המשך למשוך עד שתגיע לרמה של ובהיפודרמיס הנותר. לאחר מופרדים, העורק יכול להיות trimmed לרמה שבה הוא נוגע ובהיפודרמיס הנותרים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חותכים את יריעת שריר כי היה ממוקם הדוכן של לובסטר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרים את ובהיפודרמיס מעל העורק, וציין כי העורק גורמת מנהרה בתוך השומן מעל STG. שים אחד להב המספריים בתוך העורק וחותכים את השריר מעליו. בדוק כי אתה יכול לראות את dvn כפי שאתה לחתוך כדי להיות בטוח שאתה בבטחה מעל STG. המשך קיצוץ anteriorly, בעקבות העורק. כפי שאתה לחתוך מעל STG, תוכל לראות STN הבוקע מן anteriorly STG ולמטה צלילה לתוך השריר. המשך קיצוץ anteriorly באופן מלא להפריד את השריר מעל STG. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נקה כל רקמה הרחק STN. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפרד את AGN s מן הרקמה הסובבת. (גם אם אתה לא מתכנן להקליט AGN, תצטרך חלק העצב שלם להצמיד את הגנגליון להקלטות תאיים). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי לראות טוב יותר את s AGN, להסיר את ובהיפודרמיס הנותרים שכבה דקה של השריר הבסיסית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> האחורי רק כדי STG, לזהות מנהרה אפלה שומן ושריר משני צדי dvn. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סטיק להב אחד מספריים בתוך המנהרה ולחתוך את הרקמות מעל העצב. המשך קיצוץ רוחבי, בעקבות עצב, לבודד אותה. (כמה מילימטרים מספיק עבור מצמיד גנגליון, אבל לחשוף לפחות 5 מ&quot;מ של AGN, אם אתה מתכנן להקליט ממנו.) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לנתק את AGN מן השריר זה innervates על ידי חיתוך קשרים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חזרי על הפעולה בצד השני כדי לבודד את AGN אחרים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר שני AGN s כבר גזור, לחתוך את כל השרירים ורקמות חיבור STG בבטן. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבודד את s. mvn הם זוג דו צדדי של העצבים הקטנים מתפצלים lvn ו חוצים רוחבית מתחת השומן. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> או להשתמש במספריים או שניים מלקחיים לחתוך שומן בצד אחד של dvn, ליד איפה זה הסניפים לשתי lvn s. כאן אתם רחוקים זה mvn ולא יסתכן חיתוך אותם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרים את שכבת השומן, ולזהות את מתחת mvn קטן. עצבים אלה לרוץ המדיאלי האחורי רק כדי רוחבית לרמה של שרירי gm1b. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסירו את שכבת השומן מעל mvn, משאיר עצב שלם עכשיו אז זה לא יהיה סבוך. תוכלו לחתוך סוף לרוחב שלה מעל הבטן בסוף הניתוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חזור על התהליך בצד השני כדי לבודד את mvn אחרים. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבודד את lvn s והעצבים האחורי. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החל שם סניף של lvn רוחבית את dvn, בצע lvn על ידי חיתוך שומן מעליו. בהתאם הכנה, לפעמים שכבת השומן מעל כל העצב יכול להיות הוריד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> המשך לחשוף את lvn עד לנקודה שבה הענפים PSN משם. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבודד את pyn. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אתר את pyn, זהו עצב נסיעה בדיעבד מעל השוער. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את קרום דק המכסה את האזור הזה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבודד את pyn ידי חיתוך קטע קטן של השוער, המצורפת pyn. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הרם בעדינות את החלק השוער וחתך את הרקמה משני צדי pyn עד שתגיע ענף שמתחבר PDN. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבודד את PDN. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אתר את PDN, הוא נוסע בדיעבד עצב לשריר המרחיב השוער. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> גזור קטע קטן של השריר המרחיב השוער, המצורפת PDN. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הרם בעדינות את החלק השוער השריר המרחיב, לחתוך את הרקמה משני צדי PDN עד שתגיע ענף שמתחבר pyn. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבודד את lvn הגחון, שמחבר את pyn ו PDN כדי lvn. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בשלב הסניף משולש שבו pyn ו PDN להתחבר lvn הגחון, לבודד כל קטע קטן של העצב מתפצל lvn הגחון, כגון vpln. זה ישמש ידית למשוך lvn על הגחון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הרם את ידית וחתך את הרקמה משני צדי lvn הגחון, עובד בכיוון הקדמי עד שתגיע לנקודה שבה הענפים PSN משם. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חזור על שלבים 10-13 כדי לבודד את העצבים ואת lvn האחורי בצד השני. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ניתוק מערכת העצבים stomatogastric מהבטן. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי לנתק את מלא lvn מהבטן, משוך על PSN וחותכים כל הרקמות והעצבים המחוברים lvn ו lvn הגחון, למעט PDN ו pyn. חזור על תהליך זה בצד השני. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חותכים את קצה לרוחב של mvn כל אחד. הרם את קצה לרוחב וחותכים כל הקבצים המצורפים זרים בין העצב ואת רקמת הקיבה הבסיסית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בסוף הקדמי, לחתוך קבצים מצורפים זרים כדי בגרעיני commissural, וחתך את העצב שפתני בכל צד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ראייה לסרוק את המערכת stomatogastric מערכת העצבים לזהות ולאחר מכן לחתוך קבצים מצורפים נוספים ברקמת הקיבה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> גזל אל הקצה הקדמי של שני העצבים commissural, מעל בגרעיני commissural, וקליפת מערכת העצבים stomatogastric את הקיבה להעביר אותו לצד המנה. כאשר אתם עושים זאת, לחתוך קבצים מצורפים הנותרים כדי לשחרר את מערכת העצבים. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מכינים את המנה Sylgard קטן. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> רוב כמה רקמת הקיבה ביסודיות על פני השטח של Sylgard בצלחת קטנה. זה יקטין את hydrophobicity של Sylgard, כך מלוחים תפיץ באופן שווה על פני הצלחת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשטוף ולמלא את המנה Sylgard עם מלוחים צונן. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מעבירים את מערכת העצבים כדי בצלחת Sylgard שהוכן על ידי גרירה מסתיים הקדמי של שני העצבים commissural, מרימים את מערכת העצבים מתוך צלחת גדולה, מניחים אותו בצלחת קטנה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פין STNS בצלחת קטנה באמצעות שילוב של סיכות minuten וסיכות לחתוך דק מחוט טונגסטן. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ודא כי ההכנה היא בצד הגבי על ידי בודק את העצב חדרית נחות מצביע הרחק Sylgard. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את המוח ואת הסיכה עצבים commissural. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> משוך בעדינות את מערכת העצבים חזק ושטוח על ידי משיכת כל אחד של PSN בדיעבד ו רוחבית, הצמיד אותם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את השריר המרחיב השוער מן s PDN, ואת הסיכה s. PDN </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר אתקטע מן השוער של pyn, ואת הסיכה s. pyn </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להצמיד כל העצבים שנותרו מבודדים כגון העצבים שפתי, את mvn s ו AGN s. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Desheath STG. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ודא STG הוא שטוח נגד Sylgard והחזיק מתוח לרוחב ידי AGN ים, STN הקדמי ואת dvn האחורי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מסדרים את התאורה כדי לאפשר ויזואליזציה של אקסונים בתוך dvn. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעזרת סיכה קטנה, או מחט טונגסטן בסדר, לעשות חור רדוד קטן נדן סביב dvn, האחורי רק כדי STG. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> משוך את המחט על פני dvn, הגבי של אקסונים, ליצור קרע אופקי נדן העצב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תפוס את כנף נדן עצב האחורי אל STG ולמשוך anteriorly להסיר את נדן מהצד הגבי של STG. </li></ol></li></ol><table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td colspan="2"> קיצורים: </td></tr><tr><td> STNS </td><td> מערכת העצבים Stomatogastric </td></tr><tr><td> STG </td><td> Stomatogastric גנגליון </td></tr><tr><td> בורג </td><td> Commissural גנגליון </td></tr><tr><td> STN </td><td> stomatogastric עצב </td></tr><tr><td> mvn </td><td> חדרית המדיאלי עצב </td></tr><tr><td> יון </td><td> עצב הוושט נחות </td></tr><tr><td> בן </td><td> עצב הוושט מעולה </td></tr><tr><td> AGN </td><td> עצב קיבה הקדמי </td></tr><tr><td> dvn </td><td> חדרית הגב עצב </td></tr><tr><td> lvn </td><td> חדרית לרוחב עצב </td></tr><tr><td> PSN </td><td> הבטן האחורי עצב </td></tr><tr><td> vpln </td><td> עצב לרוחב הגחון האחורי </td></tr><tr><td> pyn </td><td> השוער עצב </td></tr><tr><td> PDN </td><td> המרחיב השוער עצב </td></tr></tbody></table>

<ol>
	<li>Marder, E., Bucher, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Central+pattern+generators+and+the+control+of+rhythmic+movements.">Central pattern generators and the control of rhythmic movements.</a> Curr. Biol. 11, R986-R996 (2001).</li><li>Nusbaum, M. P., Beenhakker, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+small-systems+approach+to+motor+pattern+generation.">A small-systems approach to motor pattern generation.</a> Nature. 417, 343-350 (2002).</li><li>Clemens, S., Massabuau, J. C., Legeay, A., Meyrand, P., Simmers, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+modulation+of+interacting+central+pattern+generators+in+lobster+stomatogastric+ganglion:+influence+of+feeding+and+partial+pressure+of+oxygen.">In vivo modulation of interacting central pattern generators in lobster stomatogastric ganglion: influence of feeding and partial pressure of oxygen.</a> J. Neurosci. 18, 2788-2799 (1998).</li><li>Bierman, H. S., Tobin, A. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gross+dissection+of+the+stomach+of+the+lobster,+Homarus+americanus.">Gross dissection of the stomach of the lobster, Homarus americanus.</a> J Vis Exp. 27, (2009).</li><li>Maynard, D. M., Dando, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+structure+of+the+stomatogastric+neuromuscular+system+in+Callinectes+sapidus,+Homarus+americanus+and+Panulirus+argus+(Decapoda+crustacean).">The structure of the stomatogastric neuromuscular system in Callinectes sapidus, Homarus americanus and Panulirus argus (Decapoda crustacean).</a> Philos. Trans. R. Soc. Lond. B Biol. Sci. 268, 161-220 (1974).</li><li>Herrick, F. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Natural+history+of+the+American+lobster.">Natural history of the American lobster.</a> Bull. U.S. Bur. Fish. 29, 219-252 (1909).</li><li>Marder, E., Bucher, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Understanding+circuit+dynamics+using+the+stomatogastric+nervous+system+of+lobsters+and+crabs.">Understanding circuit dynamics using the stomatogastric nervous system of lobsters and crabs.</a> Annu. Rev. Physiol. 69, 291-316 (2007).</li><li>Bucher, D., Taylor, A. L., Marder, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Central+pattern+generating+neurons+simultaneously+express+fast+and+slow+rhythmic+activities+in+the+stomatogastric+ganglion.">Central pattern generating neurons simultaneously express fast and slow rhythmic activities in the stomatogastric ganglion.</a> J. Neurophysiol. 95, 3617-3632 (2006).</li><li>Mizrahi, A., Dickinson, P. S., Kloppenburg, P., F&#233;nelon, V., Baro, D. J., Harris-Warrick, R. M., Meyrand, P., Simmers, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+maintenance+of+channel+distribution+in+a+central+pattern+generator+neuron+by+neuromodulatory+inputs+revealed+by+decentralization+in+organ+culture.">Long-term maintenance of channel distribution in a central pattern generator neuron by neuromodulatory inputs revealed by decentralization in organ culture.</a> J. Neurosci. 21, 7331-7339 (2001).</li><li>Schulz, D. J., Goaillard, J. M., Marder, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Variable+channel+expression+in+identified+single+and+electrically+coupled+neurons+in+different+animals.">Variable channel expression in identified single and electrically coupled neurons in different animals.</a> Nat. Neurosci. 9, 356-362 (2006).</li><li>Schulz, D. J., Goaillard, J. M., Marder, E. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+expression+profiling+of+identified+neurons+reveals+cell-specific+constraints+on+highly+variable+levels+of+gene+expression.">Quantitative expression profiling of identified neurons reveals cell-specific constraints on highly variable levels of gene expression.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 104, 13187-13191 (2007).</li></ol>

האנטומיה של הקיבה לובסטר STNS תוארה גם בעבר 5,6, ו - וריאציות של הליך זה לנתיחה כבר נוצלו במחקרים רבים. אנו ממליצים היכרות עם האנטומיה של הקיבה 5-7 ו STNS 5,8 לפני תחילת והניתוחים. היכרות כזו תקטין את הסיכון של נזק מקרי עד עצבים ורקמות. כדי לשמור על הבריאות של התכשיר, חשוב לשמור על הכנת בטמפרטורה קרירה. זו מושגת בקלות על ידי החלפת מלוחים מדי 30 דקות עם 4 מלוחים ˚ C כל הזמן במקרר. כאשר שקוע מלוחים קר, הכנת מבודד STNS היא בת קיימא במשך שעות רבות. הקלטות הקשורות gammarus Homarus הראו פעילות קצבית יציבה של STG במשך 5 ימים במבחנה 9; חוסן דומה כבר ראיתי ב H. americanus (pers. obs.). הקלט Modulatory אל STG מן הגרעינים commissural נדרש לשמר את דפוסי מנוע מתמשך. לכן, כדי לשמור על פעילות קצבית נורמלית אלה הגרעינים ואת בנו, יון, והעצבים STN חייב להישמר ללא פגע. דיסקציה אנו מתארים משמר העצבים המוטורית מספר (המכיל מנוע נוירון אקסונים): s AGN (המכיל מיל קיבה (GM) אקסונים), את זה mvn (המכיל קיבה הרוחב (LG) ונחות לב (IC) אקסונים), את pyn s (המכיל השוער נוירון (PY) אקסונים), את זה PDN (המכיל מרחיב השוער (PD) אקסונים), ואת זה lvn (המכיל השוער הרוחב (LP), קיבה המדיאלי (MG), אקסונים גפ&quot;מ כמו גם אלה של ג&#39;נרל מוטורס, פ&quot;ד ו PY). עד לנתח נוסף (או שונה) העצבים, האקסונים הנוירון המוטורי אחרים עשויים להיות מוקלט. כל סוג יחיד של הנוירון המוטורי האקסון עשוי להיות מוקלט בנפרד על ידי לנתח הקלטה של ​​העצב innervating השריר אשר סוג זה של פרויקטים נוירון. הכנה זו עשויה לשמש עבור מגוון רחב של מחקרים ממוקדים על התפקוד של מערכת העצבים. הפעילות של נוירונים עשוי להיות מוקלט או באמצעות תאיים, הקלטות אלקטרודה חד somata או אקסונים, או על ידי הקלטה דחפים חשמליים extracellularly מן העצבים. תעלות יונים רבים הנוירונים STG היו משובטים חלקית mRNA ניתן למדוד מתוך somata משך ידני 10,11.

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Fine Tungsten Wire (0.001 in. diameter)</td>
<td>Tool</td>
<td>California Fine Wire</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Cut into 1-2mm pieces to use as fine pins.</td>
</tr>
<tr>
<td>Forceps #5</td>
<td>Tool</td>
<td>FST</td>
<td>91150-20</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Minuten Pins</td>
<td>Tool</td>
<td>FST</td>
<td>26002-10</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Moria Spring Scissors (7mm blades)</td>
<td>Tool</td>
<td>FST</td>
<td>15370-52</td>
<td>These are the top of the line. There are more economical spring scissors available from the same company.</td>
</tr>
<tr>
<td>Petri Dish (100x15mm)</td>
<td>Tool</td>
<td>Fischer</td>
<td>08-757-12</td>
<td>Fill 2-4mm with Sylgard 182.</td>
</tr>
<tr>
<td>Sylgard 182</td>
<td>Other</td>
<td>Dow Corning</td>
<td>182</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Pin Holder</td>
<td>Tool</td>
<td>FST</td>
<td>26018-17</td>
<td>Optional. Desheathing can be done with scissors and fine forceps alone.</td>
</tr>
<tr>
<td>Super fine forceps #5SF</td>
<td>Tool</td>
<td>FST</td>
<td>11252-00</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Tungsten Needles</td>
<td>Tool</td>
<td>FST</td>
<td>10130-05</td>
<td>Optional. Desheathing can be done with scissors or with pins cut from fine tungsten wire.</td>
</tr>
<tr>
<td>Dissection microscope</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

homarus americanus stomatogastric nervous system dissection

במטרה להבין כיצד מערכת העצבים לייצר פעילות להגיב לסביבה, מדעני מוח לפנות מערכות מודל התערוכה את הפעילות של ריבית נגישים מקובל שיטות ניסיוניות. מערכת העצבים stomatogastric (STNS) של לובסטר האמריקאית (<i&gt; Homarus americanus</i&gt;; יודעים גם היה לובסטר האטלנטי או במיין) הוקם כמערכת מודל לחקר קצב יצירת רשתות neuromodulation של רשתות. STNS מורכב הגרעינים 3 קדמית (2 הגרעינים commissural ו הגנגליון הוושט), המכיל נוירונים modulatory כי פרויקט מרכזי על הגנגליון stomatogastric (STG). STG מכיל כ -30 הנוירונים המרכיבות שתי רשתות דפוס מרכזי ייצור, רשתות השוער ובקיבה העומדים בבסיס התנהגויות האכלה סרטנים<sup&gt; 1,2</sup&gt;. אמנם זה אפשרי ללמוד את המערכת<i&gt; In vivo</i<sup&gt; 3</sup&gt;, STNS ממשיכה לייצר פעילות קצבית, כאשר מבודדים<i&gt; במבחנה</i&gt;. בידוד פיזי של STNS בצלחת מאפשר גישה קלה somata בגרעיני עבור הקלטות אלקטרו תאיים את העצבים של STNS להקלטות תאיים. בידוד STNS הוא תהליך בן שני חלקים. החלק הראשון, לנתח את הבטן מן החיה, המתואר במאמר הנלווה וידאו<sup&gt; 4</sup&gt;. במאמר זה וידאו, טכניקות לנתיחה בסדר משמשים כדי לבודד את STNS מהבטן. הליך זה תוצאות בהכנת מערכת עצבים זה זמין עבור הקלטות אלקטרו.

Watch this Scientific Journal Video about Homarus Americanus Stomatogastric Nervous System Dissection at JoVE.com

Homarus Americanus Stomatogastric Nervous System Dissection

אנו מתארים את לנתיחה קנס של מערכת העצבים stomatogastric מהבטן של לובסטר האמריקאית (<i&gt; Homarus americanus</i&gt;).

Homarus Americanus Stomatogastric Dissection מערכת העצבים

With the goal of understanding how nervous systems produce activity and respond to the environment, neuroscientists turn to model systems that exhibit the ...

homarus-americanus-stomatogastric-nervous-system-dissection

Research

JoVE Journal

Biology

Homarus Americanus Stomatogastric Nervous System Dissection

11.1K Views.  Brandeis. אנו מתארים את לנתיחה קנס של מערכת העצבים stomatogastric מהבטן של לובסטר האמריקאית ( Homarus americanus).

Video: Homarus Americanus Stomatogastric Nervous System Dissection

Dissection of Drosophila Ovaries

Dissection של תסיסנית השחלות

Dissection of Larval CNS in Drosophila Melanogaster

The central nervous system (CNS) of Drosophila larvae is complex and poorly understood.  One way to investigate the CNS is to use immunohistochemistry to examine the expression of various novel and marker proteins.  Staining of whole larvae is impractical because the tough cuticle prevents antibodies from penetrating inside the body cavity.  In order to stain these tissues it is necessary to dissect the animal prior to fixing and staining.  In this article we demonstrate how to dissect Drosophila larvae without damaging the CNS.  Begin by tearing the larva in half with a pair of fine forceps, and then turn the cuticle "inside-out" to expose the CNS.  If the dissection is performed carefully the CNS will remain attached to the cuticle.  We usually keep the CNS attached to the cuticle throughout the fixation and staining steps, and only completely remove the CNS from the cuticle just prior to mounting the samples on glass slides.  We also show some representative images of a larval CNS stained with Eve, a transcription factor expressed in a subset of neurons in the CNS.  The article concludes with a discussion of some of the practical uses of this technique and the potential difficulties that may arise.

In this article we demonstrate how to dissect the central nervous system from third instar Drosophila larvae.

Dissection של מערכת העצבים המרכזית הזחל ב תסיסנית melanogaster

The central nervous system (CNS) of Drosophila larvae is complex and poorly understood.  One way to investigate the CNS is to use immunohistochemistry to ...

Dissection of 6.5 dpc Mouse Embryos

Analysis of gene expression patterns during early stages of mammalian embryonic development can provide important clues about gene function, cell-cell interaction and signaling mechanisms that guide embryonic patterning. However, dissection of the mouse embryo from the decidua shortly after implantation can be a challenging procedure, and detailed step-by-step documentation of this process is lacking.

Here we demonstrate how post-implantation (6.5 dpc) embryos are isolated by first dissecting the uterus of a pregnant mouse (detection of the vaginal plug was designated day 0.5 poist coitum) and subsequently dissecting the embryo from maternal decidua. The dissection of Reichert's membrane is described as well as the removal of the ectoplacental cone.

Isolation of postimplantation-stage embryos allows one to study gene patterning and analyze cell-lineage decision making processes during embryonic development, but proper dissection of the early embryo can be challenging. This protocol describes a method for isolating early primitive-streak-stage embryos (~6.5 days post coitum [dpc]).

Dissection של 6.5 עוברים DPC עכבר

Analysis of gene expression patterns during early stages of mammalian embryonic development can provide important clues about gene function, cell-cell ...

Isolation of Mononuclear Cells from the Central Nervous System of Rats with EAE

Whether studying an autoimmune disease directed to the central nervous system (CNS), such as experimental autoimmune encephalomyelitis (EAE, 1), or the immune response to an infection of the CNS, such as poliomyelitis, Lyme neuroborreliosis, or neurosyphilis, it is often necessary to isolate the CNS-infiltrating immune cells.
In this video-protocol we demonstrate how to isolate mononuclear cells (MNCs) from the CNS of a rat with EAE. The first step of this procedure requires a cardiac perfusion of the rodent with a saline solution to ensure that no blood remains in the blood vessels irrigating the CNS. Any blood contamination will artificially increase the number of apparent CNS-infiltrating MNCs and may alter the apparent composition of the immune infiltrate. We then demonstrate how to remove the brain and spinal cord of the rat for subsequent dilaceration to prepare a single-cell suspension. This suspension is separated on a two-layer Percoll gradient to isolate the MNCs. After washing, these cells are then ready to undergo any required procedure. 
Mononuclear cells isolated using this procedure are viable and can be used for electrophysiology, flow cytometry (FACS), or biochemistry. If the technique is performed under sterile conditions (using sterile instruments in a tissue culture hood) the cells can also be grown in tissue culture medium. A given cell population can be further purified using either magnetic separation procedures or a FACS.

In this video we demonstrate how to isolate mononuclear cells from the central nervous system of rats with experimental autoimmune encephalomyelitis.

בידוד של תאים mononuclear ממערכת העצבים המרכזית של חולדות עם EAE

Whether studying an autoimmune disease directed to the central nervous system (CNS), such as experimental autoimmune encephalomyelitis (EAE, 1), or the ...

Drosophila Larval NMJ Dissection

The Drosophila neuromuscular junction (NMJ) is an established model system used for the study of synaptic development and plasticity. The widespread use of the Drosophila motor system is due to its high accessibility. It can be analyzed with single-cell resolution. There are 30 muscles per hemisegment whose arrangement within the peripheral body wall are known. A total of 35 motor neurons attach to these muscles in a pattern that has high fidelity. Using molecular biology and genetics, one can create transgenic animals or mutants. Then, one can study the developmental consequences on the morphology and function of the NMJ. In order to access the NMJ for study, it is necessary to carefully dissect each larva. In this article we demonstrate how to properly dissect Drosophila larvae for study of the NMJ by removing all internal organs while leaving the body wall intact. This technique is suitable to prepare larvae for imaging, immunohistochemistry, or electrophysiology.

This protocol demonstrates how to dissect Drosophila larvae in preparation for immunohistochemistry and/or imaging of the neuromuscular junction.

תסיסנית הזחל Dissection NMJ

The Drosophila neuromuscular junction (NMJ) is an established model system used for the study of synaptic development and plasticity. The widespread use ...

Dissection of Saccharomyces Cerevisiae Asci

Yeast is a highly tractable model system that is used to study many different cellular processes. The common laboratory strain Saccharomyces cerevisiae exists in either a haploid or diploid state. The ability to combine alleles from two haploids and the ability to introduce modifications to the genome requires the production and dissection of asci. Asci production from haploid cells begins with the mating of two yeast haploid strains with compatible mating types to produce a diploid strain. This can be accomplished in a number of ways either on solid medium or in liquid. It is advantageous to select for the diploids in medium that selectively promotes their growth compared to either of the haploid strains. The diploids are then allowed to sporulate on nutrient-poor medium to form asci, a bundle of four haploid daughter cells resulting from meiotic reproduction of the diploid. A mixture of vegetative cells and asci is then treated with the enzyme zymolyase to digest away the membrane sac surrounding the ascospores of the asci. Using micromanipulation with a microneedle under a dissection microscope one can pick up individual asci and separate and relocate the four ascopores. Dissected asci are grown for several days and tested for the markers or alleles of interest by replica plating onto appropriate selective media.

Dissection of Saccharomyces Cerevisiae Asci

Micromanipulation of yeast cells is needed for meiotic genetic analysis or to select diploid zygotes. These micromanipulations are carried out using the microneedle of a dissection microscope. The microneedle is used to relocate cells and is controlled by a micromanipulator which are available with various degrees of automation.

Dissection של Saccharomyces cerevisiae Asci

Yeast is a highly tractable model system that is used to study many different cellular processes. The common laboratory strain Saccharomyces cerevisiae ...

Cancer Borealis Stomatogastric Nervous System Dissection

The stomatogastric ganglion (STG) is an excellent model for studying cellular and network interactions because it contains a relatively small number of cells (approximately 25 in C. borealis) which are well characterized. The cells in the STG exhibit a broad range of outputs and are responsible for the motor actions of the stomach. The stomach contains the gastric mill which breaks down food with three internal teeth, and the pylorus which filters the food before it reaches the midgut. The STG produces two rhythmic outputs to control the gastric mill and pylorus known as central pattern generators (CPGs). Each cell in the STG can participate in one or both of these rhythms. These CPGs allow for the study of neuromodulation, homeostasis, cellular and network variability, network development, and network recovery.
The dissection of the stomatogastric nervous system (STNS) from the Jonah crab (Cancer borealis) is done in two parts; the gross and fine dissection. In the gross dissection the entire stomach is dissected from the crab. During the fine dissection the STNS is extracted from the stomach using a dissection microscope and micro-dissection tools (see figure 1). The STNS includes the STG, the oesophageal ganglion (OG), and the commissural ganglia (CoG) as well as the nerves that innervate the stomach muscles. Here, we show how to perform a complete dissection of the STNS in preparation for an electrophysiology experiment where the cells in the STG would be recorded from intracellularly and the peripheral nerves would be used for extracellular recordings. The proper technique for finding the desired nerves is shown as well as our technique of desheathing the ganglion to reveal the somata and neuropil.

Cancer Borealis Stomatogastric Nervous System Dissection

The stomatogastric nervous system (STNS) of the Jonah crab (C. borealis) can be used for electrophysiology, immunohistochemistry, and cell culture studies. The STNS extraction is done in two parts: the gross and fine dissection.

סרטן Borealis מערכת העצבים Stomatogastric Dissection

The stomatogastric ganglion (STG) is an excellent model for studying cellular and network interactions because it contains a relatively small number of ...

Gross Dissection of the Stomach of the Lobster, Homarus Americanus

The stomach of the American lobster (Homarus americanus) is located in the cephalothorax, between the rostrum and the cervical groove. The anterior end of the stomach is defined by the mouth opening and the posterior end by the bottom of the pylorus. Along the dorsal side of the stomach lies the stomatogastric nervous system (STNS). This nervous system, which contains rhythmic networks that underlie feeding behavior, is an established model system for studying rhythm generating networks and neuromodulation 1,2. While it is possible to study this system in vivo 3, the STNS continues to produce its rhythmic activity when isolated in vitro. In order to study this system in vitro the stomach must be removed from the animal. This video article describes how the stomach can be dissected from the American lobster. In an accompanying video article4 we demonstrate how the STNS can be isolated from the stomach.

Gross Dissection of the Stomach of the Lobster, Homarus Americanus

We describe the gross dissection of the stomach of the American lobster (Homarus americanus).

Dissection ברוטו של קיבה של לובסטר, Homarus Americanus</em

The stomach of the American lobster (Homarus americanus) is located in the cephalothorax, between the rostrum and the cervical groove. The anterior end of ...

Dissection of Oenocytes from Adult Drosophila melanogaster

In Drosophila melanogaster, as in other insects, a waxy layer on the outer surface of the cuticle, composed primarily of hydrocarbon compounds, provides protection against desiccation and other environmental challenges. Several of these cuticular hydrocarbon (CHC) compounds also function as semiochemical signals, and as such mediate pheromonal communications between members of the same species, or in some instances between different species, and influence behavior. Specialized cells referred to as oenocytes are regarded as the primary site for CHC synthesis. However, relatively little is known regarding the involvement of the oenocytes in the regulation of the biosynthetic, transport, and deposition pathways contributing to CHC output. Given the significant role that CHCs play in several aspects of insect biology, including chemical communication, desiccation resistance, and immunity, it is important to gain a greater understanding of the molecular and genetic regulation of CHC production within these specialized cells. The adult oenocytes of D. melanogaster are located within the abdominal integument, and are metamerically arrayed in ribbon-like clusters radiating along the inner cuticular surface of each abdominal segment. In this video article we demonstrate a dissection technique used for the preparation of oenocytes from adult D. melanogaster. Specifically, we provide a detailed step-by-step demonstration of (1) how to fillet prepare an adult Drosophila abdomen, (2) how to identify the oenocytes and discern them from other tissues, and (3) how to remove intact oenocyte clusters from the abdominal integument. A brief experimental illustration of how this preparation can be used to examine the expression of genes involved in hydrocarbon synthesis is included. The dissected preparation demonstrated herein will allow for the detailed molecular and genetic analysis of oenocyte function in the adult fruit fly.

Dissection of Oenocytes from Adult Drosophila melanogaster

In insects, the oenocytes produce cuticular hydrocarbon compounds. These compounds protect against desiccation and facilitate chemical communication. Here we demonstrate a dissection technique used to isolate the oenocytes from adult Drosophila melanogaster, and illustrate how this preparation can be utilized to study genes involved in hydrocarbon synthesis.

Dissection של Oenocytes מן למבוגרים תסיסנית melanogaster</em

In Drosophila melanogaster, as in other insects, a waxy layer on the outer surface of the cuticle, composed primarily of hydrocarbon compounds, provides ...

Dissection and Staining of Drosophila Larval Ovaries

Many organs depend on stem cells for their development during embryogenesis and for maintenance or repair during adult life. Understanding how stem cells form, and how they interact with their environment is therefore crucial for understanding development, homeostasis and disease. The ovary of the fruit fly Drosophila melanogaster has served as an influential model for the interaction of germ line stem cells (GSCs) with their somatic support cells (niche) 1, 2. The known location of the niche and the GSCs, coupled to the ability to genetically manipulate them, has allowed researchers to elucidate a variety of interactions between stem cells and their niches 3-12.
Despite the wealth of information about mechanisms controlling GSC maintenance and differentiation, relatively little is known about how GSCs and their somatic niches form during development. About 18 somatic niches, whose cellular components include terminal filament and cap cells (Figure 1), form during the third larval instar 13-17. GSCs originate from primordial germ cells (PGCs). PGCs proliferate at early larval stages, but following the formation of the niche a subgroup of PGCs becomes GSCs 7, 16, 18, 19. Together, the somatic niche cells and the GSCs make a functional unit that produces eggs throughout the lifetime of the organism.
Many questions regarding the formation of the GSC unit remain unanswered. Processes such as coordination between precursor cells for niches and stem cell precursors, or the generation of asymmetry within PGCs as they become GSCs, can best be studied in the larva. However, a methodical study of larval ovary development is physically challenging. First, larval ovaries are small. Even at late larval stages they are only 100&mu;m across. In addition, the ovaries are transparent and are embedded in a white fat body. Here we describe a step-by-step protocol for isolating ovaries from late third instar (LL3) Drosophila larvae, followed by staining with fluorescent antibodies. We offer some technical solutions to problems such as locating the ovaries, staining and washing tissues that do not sink, and making sure that antibodies penetrate into the tissue. This protocol can be applied to earlier larval stages and to larval testes as well.

Dissection and Staining of Drosophila Larval Ovaries

How niches and stem cells form during development is an important question with practical implications. In the Drosophila ovary, germ line stem cells and their somatic niches form during larval development. This video demonstrates how to dissect, stain and mount female gonads from late third instar (LL3) Drosophila larvae.

Dissection ו מכתים של תסיסנית הזחל השחלות

Many organs depend on stem cells for their development during embryogenesis and for maintenance or repair during adult life. Understanding how stem cells ...

Homarus Americanus Stomatogastric Dissection מערכת העצבים

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video