Мы хотели бы поблагодарить нашего консультанта, доктора Евы Мардер. Это исследование было поддержано Национальным институтом здравоохранения грантов NS17813 Еве Мардер и NS059255 А. Е. Т.

До начала этого протокола желудке омара должны быть удалены из животных и получают, как описано в статье спутником Юпитера (Бирман и Тобина, 2009). Большинство шаги, описанные ниже, должны быть выполнены при вскрытии микроскопом. Часть I-Изоляция спаечный Ganglia <ol><li> Восток блюдо так, чтобы передний конец (на губы) находится далеко от вас и задний конец (по привратника) является по отношению к вам. </li><li> Убедитесь, что желудок закреплен так, что она лежит плоская, как можно на блюдо. <ol><li> Pin вниз по пищеводу с каждой стороны губы. </li><li> При необходимости, переставить другие выводы, сделанный во время валовой рассечение. </li></ol></li><li> Удалить гиподермы. <ol><li> Захватите гиподермы возле gm2/gm3 мышц, отделить ее от этих мышц и осторожно потяните в переднем направлении. </li><li> Отдельные гиподермы от основной жир Ножницы любые соединения. Используйте увеличился уход вокруг центральной артерии, которая охватывает ключевой частью стоматогастральных нервной системы. Оставьте гиподермы нетронутым в течение примерно 0,5 см, радиус стоматогастральных ганглия, который находится между gm1b мышц. </li><li> Отрежьте разделенных гиподермы. </li></ol></li><li> Отключите мозг от подлежащих тканей. <ol><li> Определите два больших спаечный нервы, что проект двусторонней из передней части мозга спаечный ганглиев в передней части живота. </li><li> Оставляя эти нервы повреждены, осторожно поднимите мозга пинцетом и разрезается с целью разделения мозга от остальной ткани. Будьте осторожны, как вы делаете это, как стоматогастральных нерва под мозга и должны быть сохранены. </li></ol></li><li> Отдельные спаечный ганглиев от окружающих тканей. <ol><li> Выполните одно спаечный нервы одному из спаечный ганглиев. </li><li> Определение ионов и сын - эти нервы должны оставаться нетронутыми. Спаечный ганглия будет много нервов лучами. Вырезать большинство из них (за исключением ионов и сын), но оставить один дополнительный нерв прилагается провести спаечный ганглия на месте, пока вы закончите рассечение. </li><li> Повторите с другой спаечный ганглия. </li></ol></li><li> Чистая ионов и сын от бокового к медиальному. Оставьте губной нерв нетронутыми на якорь нервной системы в желудок. Пищевода ганглия сидит были ион с пересекаются. Вы можете очистить под ним, захватывая уступает нерва желудочка и подтягивание резать снизу. </li></ol> Часть II-Изоляция стоматогастральных ганглия (STG), а остальные нервы. <ol start="7"><li> Отдельные STG от окружающих тканей. <ol><li> STG сидит внутри артерии, которая проходит между gm1b мышцы и до gm2a, б мышц. Посмотрите на срез артерии возле gm2a, мышцы б. </li><li> Вытяните обрезанный конец артерии и кпереди, разоблачить DVN. Продолжить потянув вверх, пока не достигнете уровня оставшихся гиподермы. После отделения, артерии может быть урезан до уровня, когда она касается оставшихся гиподермы. </li><li> Отрежьте мышцу лоскут, который был расположен в трибуны омаров. </li><li> Поднимите гиподермы выше артерии, отметив, что артерии делает туннель внутри жира, расположенного над STG. Положите одну лезвие ножниц вашей внутренней артерии и сокращение мышц над ним. Убедитесь, что вы можете видеть DVN, как бы Вы, чтобы убедиться, что Вы благополучно выше СТГ. Продолжить резки вперед, следуя артерии. Как вы голову выше СТГ, вы будете иметь возможность видеть STN исходящие спереди от СТГ и дайвинг вниз, в мышцы. Продолжить резки вперед, чтобы полностью отдельных мышц выше СТГ. </li><li> Удалите все ткани от станции. </li></ol></li><li> Отдельные СМВП с от окружающих тканей. (Даже если вы не планируете запись с AGN, вам придется часть нетронутыми нервы придавить ганглия для внутриклеточных записей.) <ol><li> Чтобы лучше понять СМВП с, удалить оставшиеся подкожную клетчатку, и тонкий слой основной мышцы. </li><li> Просто сзади STG, определить темный туннель в жировой и мышечной по обе стороны от DVN. </li><li> Придерживайтесь один ножниц лезвия внутри туннеля и сократить ткани выше нерва. Продолжить резки с боков, после нерва, чтобы изолировать его. (Пару миллиметров достаточно для закрепления ганглия, но выставить не менее 5 мм в СМВП, если вы планируете записывать от него.) </li><li> Отсоедините СМВП от мышц она иннервирует за счет сокращения связей. </li><li> Повторите с другой стороны, чтобы изолировать других СМВП. </li><li> Как только оба СМВП ы были рассеченные, сократить все мышцы и ткани подключения STG в желудок. </li></ol></li><li> Изолировать MVN s. Они двусторонних пару маленьких нервы отходящие ЛВН и пересечения с боков под жиром. <ol><li> Либо использовать ножницы или два пинцета, чтобы прорваться через жира на одной стороне DVN, недалеко от места ее филиалов в два ЛВН s. Здесь вы далеко от с MVN и не рискнет сокращая их. </li><li> Поднимите жировой слой, и определить небольшое под MVN. Эти нервы запустить медиальнее сбоку только заднюю до уровня gm1b мышц. </li><li> Удалить слой жира, расположенного над MVN, оставляя нетронутыми нервы на данный момент, чтобы он не станет запутанным. Вы будете вырезать его боковой конца из отходящих желудка в конце рассечение. </li><li> Повторите процедуру с другой стороны, чтобы изолировать других MVN. </li></ol></li><li> Изолировать ЛВН с и задние нервы. <ol><li> Начиная где филиал ЛВН с боков от DVN, следуйте ЛВН за счет сокращения жира, расположенного над ним. В зависимости от подготовки, иногда весь жировой слой выше нерва может быть снял. </li><li> Продолжить выявление ЛВН до точки, где PSN ветки. </li></ol></li><li> Изолировать pyn. <ol><li> Найдите pyn, это нерв путешествия сзади за привратника. </li><li> Удалить тонкую мембрану покрытие этого региона. </li><li> Изолировать pyn за счет сокращения небольшая часть привратника, прикрепленный к pyn. </li><li> Аккуратно поднимите пилорического раздел и отрезать ткани по обе стороны от pyn пока не дойдете до филиала, который крепится к ПДН. </li></ol></li><li> Изолировать ПДН. <ol><li> Найдите ПДН, это нерв путешествие назад к пилорического мышц расширитель. </li><li> Вырезать небольшой участок мышцы пилорического расширитель, прикрепленный к ПДН. </li><li> Аккуратно поднимите пилорического разделе мышц расширитель, срежьте ткань с обеих сторон ПДН, пока не достигнете филиал, который крепится к pyn. </li></ol></li><li> Изолировать вентральной ЛВН, который соединяет pyn и ПДН к ЛВН. <ol><li> На треугольные точки ветвления, где pyn и ПДН подключиться к вентральной ЛВН, изолировать какую-либо небольшую часть нерва, которая ответвляется вентральной ЛВН, таких как vpln. Это будет использоваться в качестве ручки тянуть на брюшной ЛВН. </li><li> Поднимите на ручке и отрезать ткани по обе стороны вентральной ЛВН, работающих в переднем направлении, пока не дойдете до точки, где PSN ветки. </li></ol></li><li> Повторите шаги 10 - 13, чтобы изолировать ЛВН и задней нервы на другой стороне. </li><li> Отсоедините стоматогастральных нервной системы из желудка. <ol><li> Чтобы полностью отсоединить ЛВН из желудка, наденьте на PSN и вырезать все ткани и нервы придает ЛВН и брюшной ЛВН, за исключением ПДН и pyn. Повторите эту процедуру на другой стороне. </li><li> Отрежьте боковые конце каждого MVN. Поднимите боковые конца и разрежьте посторонних вложений между нервом и подлежащих тканей желудка. </li><li> На переднем конце, разрезать любые посторонние вложения в спаечный ганглиях, а также сокращение губной нерв с каждой стороны. </li><li> Визуально сканирования стоматогастральных нервной системы системы для выявления и затем вырезать любые дополнительные вложения в желудке ткани. </li><li> Захватите на переднем конце и спаечный нервы, прежде спаечный ганглиев, и кожица стоматогастральных нервной системы от желудка и переместить его в сторону тарелки. Когда вы это делаете, вырезать любые оставшиеся вложений свободных нервной системы. </li></ol></li><li> Подготовьте небольшое блюдо Sylgard. <ol><li> Руб некоторых тканей желудка полностью на поверхности Sylgard в небольшое блюдо. Это позволит сократить гидрофобности Sylgard, так что солевой будет распределять равномерно по блюду. </li><li> Промойте и заполните Sylgard блюдо с охлажденным раствором. </li></ol></li><li> Передача нервной системы приготовленное блюдо Sylgard, захватывая передние концы обеих спаечный нервы, поднимая нервной системы из большого блюда, и, положив его в небольшое блюдо. </li><li> Pin ст. в небольшое блюдо, используя комбинацию контактов Minuten и тоньше, контакты, вырезанные из вольфрамовой проволоки. <ol><li> Убедитесь, что подготовка спинной стороной вверх, проверяя, что уступает нерва желудочка направлен от Sylgard. </li><li> Удалить мозга и контактный спаечный нервы. </li><li> Осторожно потяните нервной системы жесткой и плоской, потянув каждый из PSN, а сзади и с боков, и закрепление их. </li><li> Удалить пилорического мышц расширитель из ПДН с, и пин-код ПДН s. </li><li> Удалитьпилорического сегмент от pyn с, и пин-код pyn s. </li><li> Pin уничтожить любые оставшиеся изолированные нервы, таких как губные нервы, MVN с и СМВП s. </li></ol></li><li> Desheath STG. <ol><li> Обеспечить STG плоская против Sylgard и провел тугой на боковой СМВП с, STN передней и задней DVN. </li><li> Организовать освещение, чтобы включить визуализацию аксонов в DVN. </li><li> С помощью небольшой булавкой или тонкой иглой вольфрама, сделать небольшое отверстие в мелкой оболочки окружающего DVN, только сзади STG. </li><li> Вытяните иглу через DVN, от спины к аксонов, чтобы создать горизонтальную слезу в нервных оболочки. </li><li> Берем лоскут нервных оболочки задней к СТГ и потяните вперед для удаления оболочки от спинной стороны СТГ. </li></ol></li></ol><table border="1"><tbody><tr><td colspan="2"> Сокращения: </td></tr><tr><td> Ст. </td><td> Стоматогастральных нервной системы </td></tr><tr><td> STG </td><td> Стоматогастральных ганглии </td></tr><tr><td> CoG </td><td> Спаечный ганглии </td></tr><tr><td> STN </td><td> стоматогастральных нерва </td></tr><tr><td> MVN </td><td> медиальный нерв желудочка </td></tr><tr><td> ион </td><td> уступает пищевода нерва </td></tr><tr><td> сын </td><td> превосходное пищевода нерва </td></tr><tr><td> AGN </td><td> передние желудочные нервы </td></tr><tr><td> DVN </td><td> спинной нерв желудочка </td></tr><tr><td> ЛВН </td><td> бокового желудочка нерва </td></tr><tr><td> PSN </td><td> задний нерв желудка </td></tr><tr><td> vpln </td><td> вентральной задних боковых нервов </td></tr><tr><td> pyn </td><td> пилорического нерва </td></tr><tr><td> PDN </td><td> пилорического нерва расширитель </td></tr></tbody></table>

<ol>
	<li>Marder, E., Bucher, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Central+pattern+generators+and+the+control+of+rhythmic+movements.">Central pattern generators and the control of rhythmic movements.</a> Curr. Biol. 11, R986-R996 (2001).</li><li>Nusbaum, M. P., Beenhakker, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+small-systems+approach+to+motor+pattern+generation.">A small-systems approach to motor pattern generation.</a> Nature. 417, 343-350 (2002).</li><li>Clemens, S., Massabuau, J. C., Legeay, A., Meyrand, P., Simmers, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+modulation+of+interacting+central+pattern+generators+in+lobster+stomatogastric+ganglion:+influence+of+feeding+and+partial+pressure+of+oxygen.">In vivo modulation of interacting central pattern generators in lobster stomatogastric ganglion: influence of feeding and partial pressure of oxygen.</a> J. Neurosci. 18, 2788-2799 (1998).</li><li>Bierman, H. S., Tobin, A. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gross+dissection+of+the+stomach+of+the+lobster,+Homarus+americanus.">Gross dissection of the stomach of the lobster, Homarus americanus.</a> J Vis Exp. 27, (2009).</li><li>Maynard, D. M., Dando, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+structure+of+the+stomatogastric+neuromuscular+system+in+Callinectes+sapidus,+Homarus+americanus+and+Panulirus+argus+(Decapoda+crustacean).">The structure of the stomatogastric neuromuscular system in Callinectes sapidus, Homarus americanus and Panulirus argus (Decapoda crustacean).</a> Philos. Trans. R. Soc. Lond. B Biol. Sci. 268, 161-220 (1974).</li><li>Herrick, F. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Natural+history+of+the+American+lobster.">Natural history of the American lobster.</a> Bull. U.S. Bur. Fish. 29, 219-252 (1909).</li><li>Marder, E., Bucher, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Understanding+circuit+dynamics+using+the+stomatogastric+nervous+system+of+lobsters+and+crabs.">Understanding circuit dynamics using the stomatogastric nervous system of lobsters and crabs.</a> Annu. Rev. Physiol. 69, 291-316 (2007).</li><li>Bucher, D., Taylor, A. L., Marder, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Central+pattern+generating+neurons+simultaneously+express+fast+and+slow+rhythmic+activities+in+the+stomatogastric+ganglion.">Central pattern generating neurons simultaneously express fast and slow rhythmic activities in the stomatogastric ganglion.</a> J. Neurophysiol. 95, 3617-3632 (2006).</li><li>Mizrahi, A., Dickinson, P. S., Kloppenburg, P., F&#233;nelon, V., Baro, D. J., Harris-Warrick, R. M., Meyrand, P., Simmers, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+maintenance+of+channel+distribution+in+a+central+pattern+generator+neuron+by+neuromodulatory+inputs+revealed+by+decentralization+in+organ+culture.">Long-term maintenance of channel distribution in a central pattern generator neuron by neuromodulatory inputs revealed by decentralization in organ culture.</a> J. Neurosci. 21, 7331-7339 (2001).</li><li>Schulz, D. J., Goaillard, J. M., Marder, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Variable+channel+expression+in+identified+single+and+electrically+coupled+neurons+in+different+animals.">Variable channel expression in identified single and electrically coupled neurons in different animals.</a> Nat. Neurosci. 9, 356-362 (2006).</li><li>Schulz, D. J., Goaillard, J. M., Marder, E. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+expression+profiling+of+identified+neurons+reveals+cell-specific+constraints+on+highly+variable+levels+of+gene+expression.">Quantitative expression profiling of identified neurons reveals cell-specific constraints on highly variable levels of gene expression.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 104, 13187-13191 (2007).</li></ol>

Анатомия желудка омаров и ст. была хорошо описана ранее 5,6, и вариации этой процедуры вскрытия были использованы в многочисленных исследованиях. Мы рекомендуем ознакомления с анатомией желудке 5-7 и 5,8 ст. до начала вскрытия. Такое знакомство приведет к снижению риска случайного повреждения нервов и тканей. Для поддержания здоровья подготовки, очень важно для поддержания препарата при прохладной температуре. Это легко достигается путем обмена солевой каждые 30 минут с 4 ˚ C солевой хранить в холодильнике. При погружении в холодную физиологическим раствором, изолированных подготовки ст. является жизнеспособным в течение многих часов. Записи в смежных гаммарус Homarus продемонстрировали стабильный ритмической активности СТГ на протяжении 5 дней в пробирке 9; аналогичные надежности был замечен в H. атепсапиз (чел. набл.). Модуляторных вклад в STG от спаечный ганглиев требуется сохранить текущие модели двигателя. Поэтому для поддержания нормальной ритмической активности этих ганглиев и ионов, сын, и STN нервы должны быть сохранены. Рассечение мы опишем несколько сохраняет нервы двигателя (содержащих аксонов двигательных нейронов): AGN с (содержащие желудка Милль (GM) аксонов), MVN с (содержащие Боковые желудка (LG) и Нижний Сердечная (IC) аксонов), pyn с (содержащий пилорического нейрона (PY) аксонов), ПДН с (содержащие пилорического Расширитель (PD) аксонов), а ЛВН с (содержащие Боковые пилорического (LP), медиальная желудка (МГ), сжиженный нефтяной газ аксонов, а также от GM, П. Д. и П.). По вскрытии дополнительный (или другой) нервов, других двигательных нейронов аксоны могут быть записаны. Каждый отдельный тип аксонов двигательных нейронов могут быть записаны в отдельности анализируя и записи с нерва, иннервирующих мышцы, к которым типа проектов нейрона. Этот препарат может быть использован для различных исследований сосредоточена на функции нервной системы. Активность нейронов может быть записан либо с помощью внутриклеточных, острые записи электрода от somata или аксонов, или путем регистрации электрических импульсов внеклеточно от нервов. Многие ионные каналы в нейронах STG были частично клонированы и мРНК может быть измерена с вручную вытащил somata 10,11.

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Fine Tungsten Wire (0.001 in. diameter)</td>
<td>Tool</td>
<td>California Fine Wire</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Cut into 1-2mm pieces to use as fine pins.</td>
</tr>
<tr>
<td>Forceps #5</td>
<td>Tool</td>
<td>FST</td>
<td>91150-20</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Minuten Pins</td>
<td>Tool</td>
<td>FST</td>
<td>26002-10</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Moria Spring Scissors (7mm blades)</td>
<td>Tool</td>
<td>FST</td>
<td>15370-52</td>
<td>These are the top of the line. There are more economical spring scissors available from the same company.</td>
</tr>
<tr>
<td>Petri Dish (100x15mm)</td>
<td>Tool</td>
<td>Fischer</td>
<td>08-757-12</td>
<td>Fill 2-4mm with Sylgard 182.</td>
</tr>
<tr>
<td>Sylgard 182</td>
<td>Other</td>
<td>Dow Corning</td>
<td>182</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Pin Holder</td>
<td>Tool</td>
<td>FST</td>
<td>26018-17</td>
<td>Optional. Desheathing can be done with scissors and fine forceps alone.</td>
</tr>
<tr>
<td>Super fine forceps #5SF</td>
<td>Tool</td>
<td>FST</td>
<td>11252-00</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Tungsten Needles</td>
<td>Tool</td>
<td>FST</td>
<td>10130-05</td>
<td>Optional. Desheathing can be done with scissors or with pins cut from fine tungsten wire.</td>
</tr>
<tr>
<td>Dissection microscope</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

homarus americanus stomatogastric nervous system dissection

С целью понимания того, как нервная система производит деятельность и реагировать на окружающую среду, неврологи обратиться к модельных систем, которые проявляют активность интерес и являются доступными и поддаются экспериментальных методов. Стоматогастральных нервной системы (ст.) американского омара (<i&gt; Homarus атепсапиз</i&gt;; Также знаем, был Атлантический или омаров штата Мэн) был создан в качестве модельной системы для изучения ритма создания сетей и нейромодуляции сетей. Ст. состоит из 3 передних ганглиев (2 спаечный ганглиев и ганглиев пищевода), содержащие нейроны модулирующей этот проект централизованно стоматогастральных ганглии (STG). STG содержит около 30 нейронов, которые состоят из двух центральных шаблон генерации сетей, пилорический и желудка сети, которые лежат в основе поведения в кормление ракообразных<sup&gt; 1,2</sup&gt;. Хотя вполне возможно, для изучения этой системы<i&gt; В естественных условиях</i<sup&gt; 3</sup&gt; Ст. продолжает производить ее ритмической активности, когда изолированных<i&gt; В пробирке</i&gt;. Физическая изоляция ст. в блюдо обеспечивает легкий доступ к somata в ганглиях для внутриклеточных электрофизиологических записей и нервы ст. для внеклеточных записей. Изоляция ст. состоит из двух этапов. Первая часть, рассекая желудка от животных, описано в сопровождающей статье видео<sup&gt; 4</sup&gt;. В этом видео статьи, прекрасно методы вскрытия используются для изоляции ст. из желудка. Эта процедура приводит к нервной системы подготовки, которая доступна для электрофизиологических записей.

Watch this Scientific Journal Video about Homarus Americanus Stomatogastric Nervous System Dissection at JoVE.com

Homarus Americanus Stomatogastric Nervous System Dissection

Мы описываем штраф рассечение стоматогастральных нервной системы из желудка американский омар (<i&gt; Homarus атепсапиз</i&gt;).

Homarus атепсапиз стоматогастральных нервной системы Dissection

With the goal of understanding how nervous systems produce activity and respond to the environment, neuroscientists turn to model systems that exhibit the ...

homarus-americanus-stomatogastric-nervous-system-dissection

Research

JoVE Journal

Biology

Homarus Americanus Stomatogastric Nervous System Dissection

11.1K Views.  Brandeis. Мы описываем штраф рассечение стоматогастральных нервной системы из желудка американский омар ( Homarus атепсапиз).

Video: Homarus Americanus Stomatogastric Nervous System Dissection

Dissection of Drosophila Ovaries

Препарирование дрозофилы Яичники

Dissection of 6.5 dpc Mouse Embryos

Analysis of gene expression patterns during early stages of mammalian embryonic development can provide important clues about gene function, cell-cell interaction and signaling mechanisms that guide embryonic patterning. However, dissection of the mouse embryo from the decidua shortly after implantation can be a challenging procedure, and detailed step-by-step documentation of this process is lacking.

Here we demonstrate how post-implantation (6.5 dpc) embryos are isolated by first dissecting the uterus of a pregnant mouse (detection of the vaginal plug was designated day 0.5 poist coitum) and subsequently dissecting the embryo from maternal decidua. The dissection of Reichert's membrane is described as well as the removal of the ectoplacental cone.

Isolation of postimplantation-stage embryos allows one to study gene patterning and analyze cell-lineage decision making processes during embryonic development, but proper dissection of the early embryo can be challenging. This protocol describes a method for isolating early primitive-streak-stage embryos (~6.5 days post coitum [dpc]).

Препарирование 6,5 Эмбрионы DPC мышь

Analysis of gene expression patterns during early stages of mammalian embryonic development can provide important clues about gene function, cell-cell ...

Isolation of Mononuclear Cells from the Central Nervous System of Rats with EAE

Whether studying an autoimmune disease directed to the central nervous system (CNS), such as experimental autoimmune encephalomyelitis (EAE, 1), or the immune response to an infection of the CNS, such as poliomyelitis, Lyme neuroborreliosis, or neurosyphilis, it is often necessary to isolate the CNS-infiltrating immune cells.
In this video-protocol we demonstrate how to isolate mononuclear cells (MNCs) from the CNS of a rat with EAE. The first step of this procedure requires a cardiac perfusion of the rodent with a saline solution to ensure that no blood remains in the blood vessels irrigating the CNS. Any blood contamination will artificially increase the number of apparent CNS-infiltrating MNCs and may alter the apparent composition of the immune infiltrate. We then demonstrate how to remove the brain and spinal cord of the rat for subsequent dilaceration to prepare a single-cell suspension. This suspension is separated on a two-layer Percoll gradient to isolate the MNCs. After washing, these cells are then ready to undergo any required procedure. 
Mononuclear cells isolated using this procedure are viable and can be used for electrophysiology, flow cytometry (FACS), or biochemistry. If the technique is performed under sterile conditions (using sterile instruments in a tissue culture hood) the cells can also be grown in tissue culture medium. A given cell population can be further purified using either magnetic separation procedures or a FACS.

In this video we demonstrate how to isolate mononuclear cells from the central nervous system of rats with experimental autoimmune encephalomyelitis.

Выделение мононуклеарных клеток из центральной нервной системы крыс с EAE

Whether studying an autoimmune disease directed to the central nervous system (CNS), such as experimental autoimmune encephalomyelitis (EAE, 1), or the ...

Drosophila Larval NMJ Dissection

The Drosophila neuromuscular junction (NMJ) is an established model system used for the study of synaptic development and plasticity. The widespread use of the Drosophila motor system is due to its high accessibility. It can be analyzed with single-cell resolution. There are 30 muscles per hemisegment whose arrangement within the peripheral body wall are known. A total of 35 motor neurons attach to these muscles in a pattern that has high fidelity. Using molecular biology and genetics, one can create transgenic animals or mutants. Then, one can study the developmental consequences on the morphology and function of the NMJ. In order to access the NMJ for study, it is necessary to carefully dissect each larva. In this article we demonstrate how to properly dissect Drosophila larvae for study of the NMJ by removing all internal organs while leaving the body wall intact. This technique is suitable to prepare larvae for imaging, immunohistochemistry, or electrophysiology.

This protocol demonstrates how to dissect Drosophila larvae in preparation for immunohistochemistry and/or imaging of the neuromuscular junction.

Дрозофилы личинок NMJ Dissection

The Drosophila neuromuscular junction (NMJ) is an established model system used for the study of synaptic development and plasticity. The widespread use ...

Dissection of Saccharomyces Cerevisiae Asci

Yeast is a highly tractable model system that is used to study many different cellular processes. The common laboratory strain Saccharomyces cerevisiae exists in either a haploid or diploid state. The ability to combine alleles from two haploids and the ability to introduce modifications to the genome requires the production and dissection of asci. Asci production from haploid cells begins with the mating of two yeast haploid strains with compatible mating types to produce a diploid strain. This can be accomplished in a number of ways either on solid medium or in liquid. It is advantageous to select for the diploids in medium that selectively promotes their growth compared to either of the haploid strains. The diploids are then allowed to sporulate on nutrient-poor medium to form asci, a bundle of four haploid daughter cells resulting from meiotic reproduction of the diploid. A mixture of vegetative cells and asci is then treated with the enzyme zymolyase to digest away the membrane sac surrounding the ascospores of the asci. Using micromanipulation with a microneedle under a dissection microscope one can pick up individual asci and separate and relocate the four ascopores. Dissected asci are grown for several days and tested for the markers or alleles of interest by replica plating onto appropriate selective media.

Dissection of Saccharomyces Cerevisiae Asci

Micromanipulation of yeast cells is needed for meiotic genetic analysis or to select diploid zygotes. These micromanipulations are carried out using the microneedle of a dissection microscope. The microneedle is used to relocate cells and is controlled by a micromanipulator which are available with various degrees of automation.

Препарирование Saccharomyces CEREVISIAE Сумки

Yeast is a highly tractable model system that is used to study many different cellular processes. The common laboratory strain Saccharomyces cerevisiae ...

Cancer Borealis Stomatogastric Nervous System Dissection

The stomatogastric ganglion (STG) is an excellent model for studying cellular and network interactions because it contains a relatively small number of cells (approximately 25 in C. borealis) which are well characterized. The cells in the STG exhibit a broad range of outputs and are responsible for the motor actions of the stomach. The stomach contains the gastric mill which breaks down food with three internal teeth, and the pylorus which filters the food before it reaches the midgut. The STG produces two rhythmic outputs to control the gastric mill and pylorus known as central pattern generators (CPGs). Each cell in the STG can participate in one or both of these rhythms. These CPGs allow for the study of neuromodulation, homeostasis, cellular and network variability, network development, and network recovery.
The dissection of the stomatogastric nervous system (STNS) from the Jonah crab (Cancer borealis) is done in two parts; the gross and fine dissection. In the gross dissection the entire stomach is dissected from the crab. During the fine dissection the STNS is extracted from the stomach using a dissection microscope and micro-dissection tools (see figure 1). The STNS includes the STG, the oesophageal ganglion (OG), and the commissural ganglia (CoG) as well as the nerves that innervate the stomach muscles. Here, we show how to perform a complete dissection of the STNS in preparation for an electrophysiology experiment where the cells in the STG would be recorded from intracellularly and the peripheral nerves would be used for extracellular recordings. The proper technique for finding the desired nerves is shown as well as our technique of desheathing the ganglion to reveal the somata and neuropil.

Cancer Borealis Stomatogastric Nervous System Dissection

The stomatogastric nervous system (STNS) of the Jonah crab (C. borealis) can be used for electrophysiology, immunohistochemistry, and cell culture studies. The STNS extraction is done in two parts: the gross and fine dissection.

Рак Borealis стоматогастральных нервной системы Dissection

The stomatogastric ganglion (STG) is an excellent model for studying cellular and network interactions because it contains a relatively small number of ...

Gross Dissection of the Stomach of the Lobster, Homarus Americanus

The stomach of the American lobster (Homarus americanus) is located in the cephalothorax, between the rostrum and the cervical groove. The anterior end of the stomach is defined by the mouth opening and the posterior end by the bottom of the pylorus. Along the dorsal side of the stomach lies the stomatogastric nervous system (STNS). This nervous system, which contains rhythmic networks that underlie feeding behavior, is an established model system for studying rhythm generating networks and neuromodulation 1,2. While it is possible to study this system in vivo 3, the STNS continues to produce its rhythmic activity when isolated in vitro. In order to study this system in vitro the stomach must be removed from the animal. This video article describes how the stomach can be dissected from the American lobster. In an accompanying video article4 we demonstrate how the STNS can be isolated from the stomach.

Gross Dissection of the Stomach of the Lobster, Homarus Americanus

We describe the gross dissection of the stomach of the American lobster (Homarus americanus).

Валовой Препарирование Желудок Омар, Homarus атепсапиз</em

The stomach of the American lobster (Homarus americanus) is located in the cephalothorax, between the rostrum and the cervical groove. The anterior end of ...

Dissection of Organs from the Adult Zebrafish

Over the last 20 years, the zebrafish has become a powerful model organism for understanding vertebrate development and disease.  Although experimental analysis of the embryo and larva is extensive and the morphology has been well documented, descriptions of adult zebrafish anatomy and studies of development of the adult structures and organs, together with techniques for working with adults are lacking. The organs of the larva undergo significant changes in their overall structure, morphology, and anatomical location during the larval to adult transition.  Externally, the transparent larva develops its characteristic adult striped pigment pattern and paired pelvic fins, while internally, the organs undergo massive growth and remodeling.  In addition, the bipotential gonad primordium develops into either testis or ovary.  This protocol identifies many of the organs of the adult and demonstrates methods for dissection of the brain, gonads, gastrointestinal system, heart, and kidney of the adult zebrafish. The dissected organs can be used for in situ hybridization, immunohistochemistry, histology, RNA extraction, protein analysis, and other molecular techniques.  This protocol will assist in the broadening of studies in the zebrafish to include the remodeling of larval organs, the morphogenesis of organs specific to the adult and other investigations of the adult organ systems.

This protocol describes a procedure for identifying and dissecting organs from the adult zebrafish.

Препарирование органов у взрослых данио рерио

Over the last 20 years, the zebrafish has become a powerful model organism for understanding vertebrate development and disease.  Although experimental ...

Dissection and Staining of Drosophila Larval Ovaries

Many organs depend on stem cells for their development during embryogenesis and for maintenance or repair during adult life. Understanding how stem cells form, and how they interact with their environment is therefore crucial for understanding development, homeostasis and disease. The ovary of the fruit fly Drosophila melanogaster has served as an influential model for the interaction of germ line stem cells (GSCs) with their somatic support cells (niche) 1, 2. The known location of the niche and the GSCs, coupled to the ability to genetically manipulate them, has allowed researchers to elucidate a variety of interactions between stem cells and their niches 3-12.
Despite the wealth of information about mechanisms controlling GSC maintenance and differentiation, relatively little is known about how GSCs and their somatic niches form during development. About 18 somatic niches, whose cellular components include terminal filament and cap cells (Figure 1), form during the third larval instar 13-17. GSCs originate from primordial germ cells (PGCs). PGCs proliferate at early larval stages, but following the formation of the niche a subgroup of PGCs becomes GSCs 7, 16, 18, 19. Together, the somatic niche cells and the GSCs make a functional unit that produces eggs throughout the lifetime of the organism.
Many questions regarding the formation of the GSC unit remain unanswered. Processes such as coordination between precursor cells for niches and stem cell precursors, or the generation of asymmetry within PGCs as they become GSCs, can best be studied in the larva. However, a methodical study of larval ovary development is physically challenging. First, larval ovaries are small. Even at late larval stages they are only 100&mu;m across. In addition, the ovaries are transparent and are embedded in a white fat body. Here we describe a step-by-step protocol for isolating ovaries from late third instar (LL3) Drosophila larvae, followed by staining with fluorescent antibodies. We offer some technical solutions to problems such as locating the ovaries, staining and washing tissues that do not sink, and making sure that antibodies penetrate into the tissue. This protocol can be applied to earlier larval stages and to larval testes as well.

Dissection and Staining of Drosophila Larval Ovaries

How niches and stem cells form during development is an important question with practical implications. In the Drosophila ovary, germ line stem cells and their somatic niches form during larval development. This video demonstrates how to dissect, stain and mount female gonads from late third instar (LL3) Drosophila larvae.

Разбор и Окрашивание Drosophila Личинок Яичники

Many organs depend on stem cells for their development during embryogenesis and for maintenance or repair during adult life. Understanding how stem cells ...

Dissection of the Adult Zebrafish Kidney

Researchers working in the burgeoning field of adult stem cell biology seek to understand the signals that regulate the behavior and function of stem cells during normal homeostasis and disease states. The understanding of adult stem cells has broad reaching implications for the future of regenerative medicine1. For example, better knowledge about adult stem cell biology can facilitate the design of therapeutic strategies in which organs are triggered to heal themselves or even the creation of methods for growing organs in vitro that can be transplanted into humans1. The zebrafish has become a powerful animal model for the study of vertebrate cell biology2. There has been extensive documentation and analysis of embryonic development in the zebrafish3. Only recently have scientists sought to document adult anatomy and surgical dissection techniques4, as there has been a progressive movement within the zebrafish community to broaden the applications of this research organism to adult studies. For example, there are expanding interests in using zebrafish to investigate the biology of adult stem cell populations and make sophisticated adult models of diseases such as cancer5. Historically, isolation of the zebrafish adult kidney has been instrumental for studying hematopoiesis, as the kidney is the anatomical location of blood cell production in fish6,7. The kidney is composed of nephron functional units found in arborized arrangements, surrounded by hematopoietic tissue that is dispersed throughout the intervening spaces. The hematopoietic component consists of hematopoietic stem cells (HSCs) and their progeny that inhabit the kidney until they terminally differentiate8. In addition, it is now appreciated that a group of renal stem/progenitor cells (RPCs) also inhabit the zebrafish kidney organ and enable both kidney regeneration and growth, as observed in other fish species9-11. In light of this new discovery, the zebrafish kidney is one organ that houses the location of two exciting opportunities for adult stem cell biology studies. It is clear that many outstanding questions could be well served with this experimental system. To encourage expansion of this field, it is beneficial to document detailed methods of visualizing and then isolating the adult zebrafish kidney organ. This protocol details our procedure for dissection of the adult kidney from both unfixed and fixed animals.
Dissection of the kidney organ can be used to isolate and characterize hematopoietic and renal stem cells and their offspring using established techniques such as histology, fluorescence activated cell sorting (FACS)11,12, expression profiling13,14, and transplantation11,15. 
We hope that dissemination of this protocol will provide researchers with the knowledge to implement broader use of zebrafish studies that ultimately can be translated for human application.

The zebrafish kidney is home to both renal and hematopoietic adult stem/progenitor cells, and represents an outstanding opportunity to study these cell types and their progeny in a vertebrate model organism. Here, we demonstrate a detailed dissection procedure that enables the researcher to identify and surgically remove the adult zebrafish kidney, which can be used for applications such as cell isolation, transplantation, and expression studies of kidney and/or blood cell populations.

Препарирование взрослых почек данио рерио

Researchers working in the burgeoning field of adult stem cell biology seek to understand the signals that regulate the behavior and function of stem ...