وأيد هذه الدراسة عن مرض السكري الأحداث منحة مؤسسة البحوث 5-2007-97 (لVEP) ، عن طريق المعهد الوطني للسكري وأمراض الجهاز الهضمي والكلى المنح R01DK064973 (لVEP) ، R01DK48494 (لLHP) ، T32DK07074 (دعم SCE) ، K01DK083552 (لMDK) ، وP60DK20595 لجامعة شيكاغو أبحاث السكري ومركز التدريب. المحتوى هو فقط من مسؤولية الكتاب ولا تمثل بالضرورة وجهة النظر الرسمية للجوائز كبيرة أو في المعاهد الوطنية للصحة.

1. التحضيرات قبل الحقن <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> سريع الأسماك على الأقل قبل 24 ساعة من الحقن. وهذا تفريغ الأمعاء لمبة (المعدة) المحتويات. بروتوكول الصوم الأساسية لنقل الأسماك والكثافة في وضعها الطبيعي ، إلى خزان نظيفة ، ثم احبس الغذاء. على المدى الطويل يتطلب الصوم ظروف أكثر صرامة (على سبيل المثال ، لإجراء دراسات السكر في الدم) ، راجع اعتبارات إضافية في المناقشة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد كورتلاند محلول الملح (بيري وآخرون ، 1984). لحجم 100 مل ، حل في الماء المقطر التالية : 725 ملغ كلوريد الصوديوم (124.1 ملم) 38 ملغ بوكل (5.1 ملم) 41 ملغ نا 2 هبو 4 (2.9 ملم) 24 ملغ MgSO 4 ∙ 7H 2 O (1.9 ملم) 16 ملغ CaCl 2 ∙ 2H 2 O (1.4 ملم) 100 ملغ NaHCO 3 (11.9 ملم) 4 ز بوفيدون (PVP) (4 ٪) 1000 وحدة هيبارين USP التصفية ، تعقيم وتخزين في 4 درجات مئوية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحضير المجهر. <ul style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تغطية قاعدة المجهر مع غلاف بلاستيكي لحمايتها في حالة انسكاب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع منشفة ورقية على رأس غلاف بلاستيكي. سوف يجلس على طاولة العمليات الجراحية على رأس منشفة ورقية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قبل ضبط التركيز عن طريق عرض الجدول الجراحية ، والتركيز على الاسفنجة. </li></ul> نصيحة : ضع إصبعك على الجزء العلوي من الاسفنج والتركيز على ذلك. وهذا القضاء أو التقليل من مزيد من التنسيق للتكيف مرة واحدة في الأسماك على طاولة الجراحة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وزن السمكة. <ul style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ملء كوب 500 مل حوالي 1 / 3 كامل مع مرفق المياه الأسماك. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الفارغة التوازن. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جمع السمك باستخدام الشباك. الفتيل المياه الزائدة بعيدا عن المرمى والأسماك اللمس لفترة وجيزة الصافي على مناشف ورقية. نقل الأسماك إلى الدورق. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وزن السمكة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل الأسماك إلى خزان نظيفة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل كل الأسماك وزنه إلى خزان تلقاء نفسها وصفت. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حساب حجم حقن لكل الأسماك على أساس وزن الأسماك. </li></ul></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد الحقنة وما يتصل بها من معدات الحقن. للحقن ، نوصي 35G إبرة الصلب مشطوف و10 microsyringe NanoFil ميكرولتر. تحضير حقنة NanoFil وأنابيب silflex باتباع إرشادات الشركة المصنعة. ومن المهم لإزالة أي فقاعات من المحاقن والأنابيب. بعد ملء المحقنة والأنابيب ، وتركيب حقنة على المضخة ، وبرنامج لحقن حجم السمك أولا. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد جدول الجراحية. <ul style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع الاسفنج اللين (مثل # D - L800 ، Jaece صناعات) بحيث يكون حوالي 20 ملم في الارتفاع. على وجه مسطح ، وجعل خفض هذا هو 10-15 ملم عميقة. هذا الخفض هو الحوض الصغير الذي سوف يعقد في السمك للحقن. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تعيين الاسفنج في طبق بتري 60 مم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تعيين طبق بيتري مع الاسفنج الى غطاء ماصة مناسبة الحجم المربع تلميح. غطاء يحتاج إلى أن تكون كبيرة بما يكفي لاحتواء المياه للمساعدة في الحفاظ على درجة حرارة الاسفنج ، ولكن يجب أن يكون كافيا لضحلة لا تحصل في الطريق. نستخدم غطاء من مربع تلميح P200 أن 11.4 سم الطول × 7،7 سم عرض × 1.5 سم دال </li></ul> هذه البنود الثلاثة تجميعها معا (الإسفنج في صحن بتري في غطاء مربع) تشكل على طاولة الجراحة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد مخدر. <ul style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل باستخدام مكعبات الثلج المجروش مصنوعة من مرفق المياه الأسماك. </li></ul> تلميح : استخدام نموذجي صواني مكعبات الثلج ، وسوف يستغرق 3 الصواني لتخدير الأسماك 10-12. <ul style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ملء دلو الثلج النظيف مع الثلج المجروش. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضعت على طاولة العمليات الجراحية في وعاء كبير ، مثل 2.4 لتر Rubbermaid حاوية تخزين المواد الغذائية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> صب بعض الماء مرفق (الحارة) في وعاء الخارجي وجدول الجراحية. الحفاظ على احتياطي من الماء الدافئ منشأة مجاورة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع ميزان الحرارة في وعاء الخارجي. </li></ul></li></ol> 2. التخدير وحقن والاسترداد <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مكان الحاوية مخدر الخارجي بالاضافة الى طاولة مجاورة لجراحي المجهر. ودلو من رقائق الجليد القريبة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل درجة حرارة المياه الى 17 درجة مئوية بإضافة رقائق الثلج. هام : لا تذهب دون 17 درجة مئوية لهذه الخطوة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام شبكة لنقل الأسماك إلى الحاوية الخارجي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة رقائق الثلج ببطء إلى حاوية لتحقيق درجة الحرارة الى 12 درجة مئوية ، وعلى مدى عدة دقائق. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مراقبة سلوك الأسماك : في 17 درجة مئوية أو أقل قليلا ، والسمك عادة سوف تنتشر زعانف الصدرية أفقيا ، اللحظات ، وقد الوصاد الحركات السريعة. كما تنخفض درجة الحرارة ، فإن الأسماك تسبح ببطء أكثر ، وأخيرا وقف السباحة. كما اقتربت الطائرة من التخدير الجراحي ، وسوف يلهث ووقف تحركات الوصاد سيتباطأ. السمكة مستعد لحقن عندما لا يتم الرد على معالجتها. بالنسبة لمعظم الأسماك ، و 12 درجة مئوية كافية. قد تتطلب أكبر الأسماك برودة واثالثا. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كما وصلت درجة الحرارة المطلوبة (~ 12 درجة مئوية أو أكثر برودة) ، اضغط على الإسفنج لتشبع بها. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إبقاء أصابعك في الماء بارد جدا بما فيه الكفاية أنها لن الاحماء الأسماك وإخراجه من التخدير خلال المناولة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مع الأصابع الباردة ، ونقل بلطف الأسماك إلى الحضيض من الاسفنج. موقف الأسماك مع البطن والخياشيم لتصل في الحوض الصغير. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل بسرعة إلى طاولة الجراحة المرحلة المجهر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> العمل بسرعة ، وإدراج بعناية الإبرة في المنتصف بين زعانف الحوض. وينبغي أن الإبرة نقطة cranially ويمكن إدراج أقرب إلى حزام الحوض بدلا من فتحة الشرج. يجب أن تكون قادرا على الشعور عندما الإبرة عميق لجدار الجسم. حقن حجم المناسبة وسحب الإبرة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد الحقن ، ونقل على الفور الأسماك مرة أخرى إلى المياه الدافئة في (~ 28،5 درجة مئوية) خزان للانتعاش من خلال اصدار السمك من الاسفنج على مياه الصهاريج. نصيحة : إذا كان السمك لا يبدأ السباحة على الفور ، تساعده على استعادة عافيته بحلول دوامات المياه برفق نحو الخياشيم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> التحقق من الإبرة. أحيانا قد يكون تعلق على نطاق ويجب إزالتها قبل الحقن المقبل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لحقن لاحقة ، واستخدام المياه الدافئة منشأة لجلب الماء درجة حرارة الغرفة مخدر ما يصل الى 17 درجة مئوية قبل إدخال الأسماك المقبل. </li></ol> 3. ممثل النتائج : <img src="/files/ftp_upload/2126/2126fig1.jpg" alt="الشكل 1" /> الشكل 1. الممثل النتائج التالية حقن داخل الصفاق من الجلوكوز مغ / ز 0.5 أو السيارة. وقد صام السمك لمدة 72 ساعة قبل عملية الحقن. المحور س يبين الوقت ، بعد الحقن. يعني ± SEM.

<ol>
	<li>Perry, S. F., Davie, P. S., Daxboeck, C., Ellis, A. G., Smith, D. G., Hoar, W. S., Randall, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Perfusion+methods+for+the+study+of+gill+physiology.">Perfusion methods for the study of gill physiology.</a> Fish Physiology Volume X: Gills, Part B: Ion and Water. , 325-388 (1984).</li><li>Brown, L. A., Stoskopf, M. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anesthesia+and+restraint.">Anesthesia and restraint.</a> Fish Medicine. , 79-90 (1993).</li><li>Eames, S. C., Philipson, L., Prince, V. E., Kinkel, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+sugar+measurement+in+zebrafish+reveals+dynamics+of+glucose+homeostastis.">Blood sugar measurement in zebrafish reveals dynamics of glucose homeostastis.</a> Zebrafish. 7, 205-213 (2010).</li><li>Chavin, W., Young, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Factors+in+the+determination+of+normal+serum+glucose+levels+of+goldfish+Carassius+auratus+L.">Factors in the determination of normal serum glucose levels of goldfish Carassius auratus L.</a> Comp Biochem Physiol. 33, 629-653 (1970).</li><li>Groff, J. M., Zinkl, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hematology+and+clinical+chemistry+of+cyprinid+fish.+Common+carp+and+goldfish.">Hematology and clinical chemistry of cyprinid fish. Common carp and goldfish.</a> Vet Clin North Am Exot Anim Pract. 2, 741-776 (1999).</li><li>Brand, M., Granato, M., Nusslein-Volhard, C., Nusslein-Volhard, C., Dahm, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Keeping+and+raising+zebrafish.">Keeping and raising zebrafish.</a> Zebrafish: A Practical Approach. , 7-37 (2002).</li><li>Westerfield, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Zebrafish Book. , (1995).</li><li>Iwama, G. K., Ackerman, P. A., Hochachka, P. W., Mommsen, T. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anaesthetics.">Anaesthetics.</a> Biochemistry and Molecular Biology of Fishes, Volume 3: Analytical Techniques. , 1-15 (1994).</li><li>Reavill, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Common+diagnostic+and+clinical+techniques+for+fish.">Common diagnostic and clinical techniques for fish.</a> Vet Clin North Am Exot Anim Pract. 9, 223-235 (2006).</li><li>Stoskopf, M. K., Stoskopf, M. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Surgery.">Surgery.</a> Fish Medicine. , 91-97 (1993).</li></ol>

الإعلان عن أي تضارب في المصالح.

حقن داخل الصفاق ينطوي على خمس خطوات : الصيام ، وزنها ، والتخدير ، والحقن ، والانتعاش. من أجل كل خطوة هناك أفضل الممارسات التي يمكن أن تضمن النجاح. النجاح يتضمن المريض الأسماك صحية ، فضلا عن تحقيق نتائج جيدة التجريبية. الصوم : يجب أن يكون سريع لمدة 24 ساعة فارغة لمبة المعوية. يتم أخذ هذه الممارسة من الأدب الأسماك البيطرية (على سبيل المثال ، بني عام 1993). وتناقش الاعتبارات الصيام إضافية أدناه. على المدى الطويل الصوم : لقد وجدنا أن هناك حاجة إلى سريع لمدة 72 ساعة لخفض نسبة السكر في الدم إلى مستوى خط الأساس قبل الحقن (ايمز وآخرون ، 2010). وقد وجدنا أيضا أن للدراسات الجلوكوز وهناك العديد من الإجراءات التي يلزم اتخاذها لضمان صام السمك بشكل صحيح. تبدأ دبابة النظيفة (أي حطام على الجزء السفلي). وينبغي أن تكون الدبابات حاليا ، وصفت بوضوح بوصفها &quot;الصوم&quot; ، وفي المكان الذي حماسة العاملين في مجال الرعاية الأسماك ولن إطعامهم. تقييم البيئة الخارجية للدبابات واتخاذ خطوات لمنع الأسماك من يجري التشديد على من الاضطرابات ، كما هو معروف الضغط لرفع مستوى السكر في الدم (تشافين ويونغ ، 1970 ؛. Groff وآخرون ، 1999). على سبيل المثال ، كان لدينا تجربة في الصوم الذي تدير إذاعية يومية على مقاعد البدلاء الذي عقد الدبابات الأسماك. وجدنا أن مستوى السكر في الدم كانت مرتفعة بشكل غير عادي وخلصت إلى أنه تم التشديد على الأسماك من الاهتزازات. آخر الضغوطات والازدحام. ينبغي أن تظل الأسماك في مناطق ذات كثافة الذي يتوافق مع الممارسات الجيدة تربية الأسماك. للتوصيات ، انظر العلامة التجارية وآخرون. (2002) وWesterfield (1995). لقد كان لدينا نتائج جيدة الصيام أسماكنا في كثافة 10-12 الأسماك في خزان 9 لتر (مع 3 طبقات من الرخام تناول بعضا من هذه الكميات). يفصل بين الجنسين قد يسبب التوتر ، لذلك نحن ننصح الحفاظ على السكان مختلط الجنس أثناء الصيام. هذا يعني أنه يمكن وضع البيض ، والبيض يجب أن يتم عزلها بحيث لا يؤكل. وهناك طريقة بسيطة لعزل البيض هو لتغطية الجزء السفلي مع دبابات 2-3 طبقات من الرخام. جودة المياه من الضروري الحفاظ على طريق إزالة النفايات والبيض وبالاستعاضة عن 10-15 ٪ من مياه الصهاريج ، يوميا. لإزالة البيض والنفايات ، وشفط تعمل بشكل جيد. يزن : عندما تزن السمكة التي لم يتم تخدير ، وينبغي الحرص على تقليل نقل المياه من الشبكة في الكأس ، لضمان دقة وزنها. إذا نشف الشباك (مع السمك) على المناشف الورقية ، ويمكن إزالة معظم المياه الزائدة ، ويمكن قياس الوزن بدقة. قد يكون من الأسهل لتخدير الأسماك قبل وزنها ، لكننا لم تختبر الآثار المحتملة للالتخدير سمكة مرتين في يوم واحد. لقد اختبرنا أسلوبنا التي تزن السمكة الأولى مع المعاوضة / النشاف الأسلوب ثم إعادة الأسماك وزنها بعد ان تم تخديره ، ونشف بلطف الجافة. وجدنا هناك فرق كبير في الوزن بين أساليب (P = 0.7927 ، اختبار t). بالإضافة إلى ذلك ، نحن اختبار ما إذا كانت هذه المعاوضة / النشاف جلوكوز الدم الأسلوب المتضررة ، بالمقارنة مع مجرد نقل الأسماك إلى الدورق بمجرد احرز عليه (أي النشاف). وجدنا أي اختلاف كبير في مستوى السكر في الدم بين طرق نقل اثنين (P = 0.2241 ، اختبار t). التخدير : التخدير الكيميائية قد تكون مناسبة لكثير من الدراسات. هنا قد أثبتنا المياه الباردة التخدير كبديل ، وذلك لأن العديد من التخدير (بما في ذلك tricaine/MS-222 (براون ، 1993)) ، ورفع مستوى السكر في الدم. في الدراسات السابقة ، ونحن مصممون ان المياه الباردة لا تثير السكر في الدم في الزرد (ايمز وآخرون ، 2010). للتخدير الماء البارد ، ينبغي انخفضت درجة الحرارة ببطء. معدل الانخفاض ويبدو أن تعتمد على حجم السمك ، مع الأسماك الصغيرة تسير تحت أسرع من أكبر الأسماك. بعد الحقن ، قد نلاحظ أن الأسماك يتعافى ببطء شديد من مخدر (أنظر أدناه). وهذا يمكن أن يؤدي إما عند درجة حرارة منخفضة جدا تبدأ ، أو عندما انخفضت درجة الحرارة بشكل سريع جدا. درجة حرارة منخفضة جدا تبدأ إذا كان ينحني عند الدخول أفقيا السمك في الماء. إذا كانت درجة الحرارة ابتداء هو الصحيح ، فإن الأسماك الحفاظ على توازنه في البداية. فإنه سيتم تدوير الزعانف الصدرية والخمسين لوضع أفقي ، اللحظات ، وقد الوصاد الحركات السريعة. عادة ، فإنه السباحة. مع انخفاض درجات الحرارة ، فإن حركات الانخفاض والأسماك سوف تفقد التوازن. يتم التوصل الى طائرة من التخدير الجراحي عندما يمكن معالجة الأسماك دون رد فعل. للحفاظ على الأسماك الجراحية تحت التخدير ، ويجب أن تكون أصابعك الباردة ، وحتى تبقى منهم في الماء قبل تناول الأسماك. ويجب أيضا أن تبقى الاسفنجة الباردة في نفس درجة حرارة المياه المستخدمة للالتخدير السمك. من المهم أن تشبع الاسفنجة بالماء الذي sufficiently الباردة مرة واحدة للحفاظ على تخدير يوضع السمك على ذلك. الحقن : الحقن قبل التعهد ، قد تحتاج إلى تشريح واحدة على الأقل للحصول على السمك الشعور سمك جدار الجسم. وهذا يمكن أن تساعدك على القاضي مدى احتياجات لادخال ابرة لدخول تجويف البطن. بالإضافة إلى ذلك ، عند إدراج الإبرة ، يمكنك أن تشعر جدار الجسم &quot;تعطي&quot; عندما يدخل إبرة في تجويف البطن. خلال الحقن ، واتخاذ الخطوات اللازمة لإبقاء المريض سعيدا. تأكد من الإسفنج مشبعة بالماء البارد في درجة الحرارة الصحيحة لمنع الأسماك من خلال إحياء الحقن. اسفنجة مشبعة جيدة وميسرة مهم لتقليل الأضرار التي لحقت المقاييس والمخاط الذي يغطي الجلد. اسفنجة مشبعة جيدا المهم أيضا من أجل الحفاظ على الخياشيم الهوائية. نحن نوصي بشدة الاسفنجة رغوة الواردة أسماؤهم أدناه تحت المواد. أخيرا ، وبمجرد أن يتم تخدير الأسماك ، والعمل بسرعة لتقليل الوقت الذي الأسماك تحت. الانتعاش : السمكة ينبغي على التعافي من التخدير تقريبا عند دخول خزان المياه الدافئة. إذا كان السمك لا يبدأ السباحة على الفور ، بلطف عباب الماء نحو الخياشيم لسرعة الانتعاش. إذا كان الانتعاش بطيئا ، ثم ذهب الأسماك تحت بسرعة كبيرة جدا ويجب عليك ضبط الإجراء التخدير بشكل مناسب. ويناقش الأسباب المحتملة من الانتعاش البطيء تحت التخدير.

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Foam Sponge</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Jaece Industries</td>
<td>L800-D</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>60 mm Petri dish</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Pipet tip box lid</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>not too deep, e.g. 1.5 cm</td>
</tr>
<tr>
<td>Plastic storage container</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>deep, e.g. 7 cm </td>
</tr>
<tr>
<td>Thermometer</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Crushed ice</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>made from facility water</td>
</tr>
<tr>
<td>Warm facility water</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>1 liter or more</td>
</tr>
<tr>
<td>500 ml beaker</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>for weighing</td>
</tr>
<tr>
<td>NanoFil syringe</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>World Precision Instruments (WPI)</td>
<td>NANOFIL</td>
<td>or Hamilton syringe</td>
</tr>
<tr>
<td>35 gauge needle</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>WPI</td>
<td>NF35BV-2</td>
<td>beveled</td>
</tr>
<tr>
<td>Silflex tubing</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>WPI</td>
<td>SILFLEX-2</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>UltraMicroPump III and Micro4 controller</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>WPI</td>
<td>UMPS-1</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Foot switch</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>WPI</td>
<td>15867</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Dissecting microscope</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Plastic wrap</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Paper towels</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Cortland salt solution</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

intraperitoneal injection into adult zebrafish

إن الطريقة المناسبة لمعالجة كيميائيا الزرد هي لتعريف كاشف في خزان المياه ، حيث سيتم تناوله من الأسماك. ومع ذلك ، هذا الأسلوب يجعل من الصعب معرفة كم هو كاشف أو استيعابها في تناول الأسماك. قد يكون هناك بعض الأسئلة التجريبية ، وبخاصة تلك المتعلقة بدراسات التمثيل الغذائي ، من خلال تقديم الأفضل تناول كمية محددة لكل الأسماك ، وعلى أساس الوزن. هنا نقدم أسلوبا للحقن (IP) داخل الصفاق في الزرد الكبار. الحقن في تجويف البطن ، والخلفي للحزام الحوض. ويتم تكييف هذا الإجراء من الأساليب المستخدمة للحصول على أكبر البيطرية الأسماك. أنها آمنة ، كما لاحظنا وفيات صفر. بالإضافة إلى ذلك ، شهدنا نزيف في موقع الحقن في 5 فقط من أصل 127 من الحقن ، وفي كل تلك الحالات كان ينزف ودائم وجيزة عدة ثوان ، وكمية الدم المفقود كان صغيرا. مع نجاح هذا الإجراء يتطلب التعامل مع طيف من الأسماك من خلال خطوات عدة منها الصوم ، وزنها ، والتخدير ، والحقن ، والانتعاش. الاحتياطات اللازمة للحد من التوتر في جميع أنحاء الداخلي. احتياطات لدينا تشمل استخدام وحدة تخزين صغيرة وحقن ابرة 35G. نستخدم كورتلاند محلول الملح والسيارة ، التي هي متوازنة osmotically للأسماك المياه العذبة. المحافظة على تهوية الخياشيم أثناء إجراء الحقن عن طريق جلب أول طائرة الأسماك في التخدير الجراحي ، والذي يسمح حركات الوصاد بطيئة ، والثانية ، وذلك بعقد السمك في حوض داخل اسفنجة مشبعة بالماء خلال الحقن نفسها. نحن لشرح فائدة الحقن الملكية الفكرية عن طريق حقن الجلوكوز ورصد ارتفاع في مستوى السكر في الدم وعودتها إلى وضعها الطبيعي لاحقا. كما هو معروف لزيادة الضغط السكر في الدم في الأسماك مكتملة العظام ، قارنا مستويات السكر في الدم لدى البالغين السيارة وعدم حقن حقن وتبين أن هذا الإجراء لا يؤدي إلى حدوث ارتفاع ملحوظ في مستوى السكر في الدم.

Watch this Scientific Journal Video about Intraperitoneal Injection into Adult Zebrafish at JoVE.com

Intraperitoneal Injection into Adult Zebrafish

حقن داخل الصفاق نظهر في الزرد الكبار. نحن نستخدم 10 microsyringe NanoFil ميكرولتر التي تسيطر عليها وحدة تحكم Micro4 UltraMicroPump والثالث. هذه التظاهرة يتضمن استخدام الماء البارد كمخدر.

حقن داخل الصفاق الى اسماك الزرد الكبار

A convenient method for chemically treating zebrafish is to introduce the reagent into the tank water, where it will be taken up by the fish. However, ...

intraperitoneal-injection-into-adult-zebrafish

Research

JoVE Journal

Biology

57.1K Views.  The University of Chicago. حقن داخل الصفاق نظهر في الزرد الكبار. نحن نستخدم 10 microsyringe NanoFil ميكرولتر التي تسيطر عليها وحدة تحكم Micro4 UltraMicroPump والثالث. هذه التظاهرة يتضمن استخدام الماء البارد كمخدر.

Video: Intraperitoneal Injection into Adult Zebrafish

Transplantation of Whole Kidney Marrow in Adult Zebrafish

Hematopoietic stem cells (HSC) are a rare population of pluripotent cells that maintain all the differentiated blood lineages throughout the life of an organism. The functional definition of a HSC is a transplanted cell that has the ability to reconstitute all the blood lineages of an irradiated recipient long term. This designation was established by decades of seminal work in mammalian systems. Using hematopoietic cell transplantation (HCT) and reverse genetic manipulations in the mouse, the underlying regulatory factors of HSC biology are beginning to be unveiled, but are still largely under-explored. Recently, the zebrafish has emerged as a powerful genetic model to study vertebrate hematopoiesis. Establishing HCT in zebrafish will allow scientists to utilize the large-scale genetic and chemical screening methodologies available in zebrafish to reveal novel mechanisms underlying HSC regulation. In this article, we demonstrate a method to perform HCT in adult zebrafish. We show the dissection and preparation of zebrafish whole kidney marrow, the site of adult hematopoiesis in the zebrafish, and the introduction of these donor cells into the circulation of irradiated recipient fish via intracardiac injection. Additionally, we describe the post-transplant care of fish in an "ICU" to increase their long-term health. In general, gentle care of the fish before, during, and after the transplant is critical to increase the number of fish that will survive more than one month following the procedure, which is essential for assessment of long term (&lt;3 month) engraftment. The experimental data used to establish this protocol will be published elsewhere. The establishment of this protocol will allow for the merger of large-scale zebrafish genetics and transplant biology.

In this article, we demonstrate a method to perform HCT in adult zebrafish.

زرع نخاع الكلى في الجامعة اسماك الزرد الكبار

Hematopoietic stem cells (HSC) are a rare population of pluripotent cells that maintain all the differentiated blood lineages throughout the life of an ...

Zebrafish Brain Ventricle Injection

Proper brain ventricle formation during embryonic brain development is required for normal brain function.  Brain ventricles are the highly conserved cavities within the brain that are filled with cerebrospinal fluid.  In zebrafish, after neural tube formation, the neuroepithelium undergoes a series of constrictions and folds while it fills with fluid resulting in brain ventricle formation.  In order to understand the process of ventricle formation, and the neuroepithelial shape changes that occur at the same time, we needed a way to visualize the ventricle space in comparison to the brain tissue.  However, the nature of transparent zebrafish embryos makes it difficult to differentiate the tissue from the ventricle space.  Therefore, we developed a brain ventricle injection technique where the ventricle space is filled with a fluorescent dye and imaged by brightfield and fluorescent microscopy.  The brightfield and the fluorescent images are then processed and superimposed in Photoshop.  This technique allows for visualization of the ventricle space with the fluorescent dye, in comparison to the shape of the neuroepithelium in the brightfield image.  Brain ventricle injection in zebrafish can be employed from 18 hours post fertilization through early larval stages.  We have used this technique extensively in our studies of brain ventricle formation and morphogenesis as well as in characterizing brain morphogenesis mutants (1-3).

After neural tube formation, the neuroepithelium constricts and folds while the tube fills with embryonic cerebrospinal fluid (eCSF) to form the embryonic brain ventricles. We developed this ventricle injection technique to better visualize the fluid filled space in contrast to the neuroepithelial shape in a live embryo.

الزرد حقن الدماغ البطين

Proper brain ventricle formation during embryonic brain development is required for normal brain function.  Brain ventricles are the highly conserved ...

Retro-orbital Injection in Adult Zebrafish

Drug treatment of whole animals is an essential tool in any model system for pharmacological and chemical genetic studies. Intravenous (IV) injection is often the most effective and noninvasive form of delivery of an agent of interest. In the zebrafish (Danio rerio), IV injection of drugs has long been a challenge because of the small vessel diameter. This has also proved a significant hurdle for the injection of cells during hematopoeitic stem cell transplantation. Historically, injections into the bloodstream were done directly through the heart. However, this intra-cardiac procedure has a very high mortality rate as the heart is often punctured during injection leaving the fish prone to infection, massive blood loss or fatal organ damage. Drawing on our experience with the mouse, we have developed a new injection procedure in the zebrafish in which the injection site is behind the eye and into the retro-orbital venous sinus. This retro-orbital (RO) injection technique has been successfully employed in both the injection of drugs in the adult fish as well as transplantation of whole kidney marrow cells. RO injection has a much lower mortality rate than traditional intra-cardiac injection. Fish that are injected retro-orbitally tend to bleed less following injection and are at a much lower risk of injury to a major organ like the heart. Further, when performed properly, injected cells and/or drugs quickly enter the bloodstream allowing compounds to exert their effect on the whole fish and kidney cells to easily home to their niche. Thus, this new injection technique minimizes mortality while allowing efficient delivery of material into the bloodstream of adult fish. Here we exemplify this technique by retro-orbital injection of Tg(globin:GFP) cells into adult casper fish as well as injection of a red fluorescent dye (dextran, Texas Red ) into adult casper fish. We then visualize successful injections by whole animal fluorescence microscopy.

Here we show how to do retro-orbital injection in adult zebrafish.

الرجعية المدارية في حقن اسماك الزرد الكبار

Drug treatment of whole animals is an essential tool in any model system for pharmacological and chemical genetic studies. Intravenous (IV) injection is ...

Dissection of Organs from the Adult Zebrafish

Over the last 20 years, the zebrafish has become a powerful model organism for understanding vertebrate development and disease.  Although experimental analysis of the embryo and larva is extensive and the morphology has been well documented, descriptions of adult zebrafish anatomy and studies of development of the adult structures and organs, together with techniques for working with adults are lacking. The organs of the larva undergo significant changes in their overall structure, morphology, and anatomical location during the larval to adult transition.  Externally, the transparent larva develops its characteristic adult striped pigment pattern and paired pelvic fins, while internally, the organs undergo massive growth and remodeling.  In addition, the bipotential gonad primordium develops into either testis or ovary.  This protocol identifies many of the organs of the adult and demonstrates methods for dissection of the brain, gonads, gastrointestinal system, heart, and kidney of the adult zebrafish. The dissected organs can be used for in situ hybridization, immunohistochemistry, histology, RNA extraction, protein analysis, and other molecular techniques.  This protocol will assist in the broadening of studies in the zebrafish to include the remodeling of larval organs, the morphogenesis of organs specific to the adult and other investigations of the adult organ systems.

This protocol describes a procedure for identifying and dissecting organs from the adult zebrafish.

تشريح هيئات من اسماك الزرد الكبار

Over the last 20 years, the zebrafish has become a powerful model organism for understanding vertebrate development and disease.  Although experimental ...

Direct Delivery of MIF Morpholinos Into the Zebrafish Otocyst by Injection and Electroporation Affects Inner Ear Development

In recent years, electroporation has become a popular technique for in vivo transfection of DNA, RNA, and morpholinos into various tissues, including the eye, brain, and somites of zebrafish. The advantage of electroporation over other methods of genetic manipulation is that specific tissues can be targeted, both spatially and temporally, for the introduction of macromolecules by the application of electrical current. Here we describe the use of electroporation for transfecting mif and mif-like morpholinos into the tissues of the developing inner ear of the zebrafish. In past studies, mif morpholino injected into embryos at the 1- to 8-cell stage resulted in widespread morphological changes in the nervous system and eye, as well as the ear. By targeting the tissues of the inner ear at later stages in development, we can determine the primary effects of MIF in the developing inner ear, as opposed to secondary effects that may result from the influence of other tissues. By using phalloidin and acetylated tubulin staining to study the morphology of neurons, neuronal processes, and hair cells associated with the posterior macula, we were able to assess the efficacy of electroporation as a method for targeted transfection in the zebrafish inner ear. The otic vesicles of 24hpf embryos were injected with morpholinos and electroporated and were then compared to embryos that had received no treatment or had been only injected or electroporated. Embryos that were injected and electroporated showed a decrease in hair cell numbers, decreased innervation by the statoacoustic ganglion (SAG) and fewer SAG neurons compared with control groups. Our results showed that direct delivery of morpholinos into otocysts at later stages avoids the non-specific nervous system and neural crest effects of morpholinos delivered at the 1-8 cell stage. It also allows examination of effects that are directed to the inner ear and not secondary effects on the ear from primary effects on the brain, neural crest or periotic mesenchyme.

A method to deliver morpholinos directly into the zebrafish otocyst at 24hpf has been developed. Using microinjection of morpholinos into the lumen of otic vesicle and electroporation to effect penetration, we were able to bypass the effect of morpholinos on the brain and obtain effects specific to the inner ear.

التسليم المباشر للMorpholinos MIF في Otocyst اسماك الزرد عن طريق الحقن وElectroporation يؤثر على التنمية الداخلية الأذن

In recent years, electroporation has become a popular technique for in vivo transfection of DNA, RNA, and morpholinos into various tissues, including the ...

RNAi Interference by dsRNA Injection into Drosophila Embryos

Genetic screening is one of the most powerful methods available for gaining insights into complex biological process 1. Over the years many improvements and tools for genetic manipulation have become available in Drosophila 2. Soon after the initial discovery by Frie and Mello 3 that double stranded RNA can be used to knockdown the activity of individual genes in Caenorhabditis elegans, RNA interference (RNAi) was shown to provide a powerful reverse genetic approach to analyze gene functions in Drosophila organ development 4, 5.
Many organs, including lung, kidney, liver, and vascular system, are composed of branched tubular networks that transport vital fluids or gases 6, 7. The analysis of Drosophila tracheal formation provides an excellent model system to study the morphogenesis of other tubular organs 8. The Berkeley Drosophila genome project has revealed hundreds of genes that are expressed in the tracheal system. To study the molecular and cellular mechanism of tube formation, the challenge is to understand the roles of these genes in tracheal development. Here, we described a detailed method of dsRNA injection into Drosophila embryo to knockdown individual gene expression. We successfully knocked down endogenous dysfusion(dys) gene expression by dsRNA injection. Dys is a bHLH-PAS protein expressed in tracheal fusion cells, and it is required for tracheal branch fusion 9, 10. dys-RNAi completely eliminated dys expression and resulted in tracheal fusion defect. This relatively simple method provides a tool to identify genes requried for tissure and organ development in Drosophila.

RNAi Interference by dsRNA Injection into Drosophila Embryos

RNA interference has been proven very effective to analyze gene function in Drosophila tracheal development. A detailed protocol used by Jiang lab to inject dsRNA into fly embryos to knockdown gene expression is illustrated. This technique has the potential for screening genes required for tissue and organ development in Drosophila.

رني التدخل عن طريق الحقن في الرنا المزدوج الجديلة ذبابة الفاكهة الأجنة

Genetic screening is one of the most powerful methods available for gaining insights into complex biological process 1. Over the years many improvements ...

Transplantation of Cells Directly into the Kidney of Adult Zebrafish

Regenerative medicine based on the transplantation of stem or progenitor cells into damaged tissues has the potential to treat a wide range of chronic diseases1. However, most organs are not easily accessible, necessitating the need to develop surgical methods to gain access to these structures. In this video article, we describe a method for transplanting cells directly into the kidney of adult zebrafish, a popular model to study regeneration and disease2. Recipient fish are pre-conditioned by irradiation to suppress the immune rejection of the injected cells3. We demonstrate how the head kidney can be exposed by a lateral incision in the flank of the fish, followed by the injection of cells directly in to the organ. Using fluorescently labeled whole kidney marrow cells comprising a mixed population of renal and hematopoietic precursors, we show that nephron progenitors can engraft and differentiate into new renal tissue - the gold standard of any cell-based regenerative therapy. This technique can be adapted to deliver purified stem or progenitor cells and/or small molecules to the kidney as well as other internal organs and further enhances the zebrafish as a versatile model to study regenerative medicine.

Cell transplantation is an essential technique for studying tissue regeneration and for developing cell-based therapies of disease. We demonstrate here a microsurgical technique that permits the transplantation of genetically labeled cells directly into the kidney of adult zebrafish fish.

زرع الخلايا مباشرة في الكلى من اسماك الزرد الكبار

Regenerative medicine based on the transplantation of stem or progenitor cells into damaged tissues has the potential to treat a wide range of chronic ...

Dissection of the Adult Zebrafish Kidney

Researchers working in the burgeoning field of adult stem cell biology seek to understand the signals that regulate the behavior and function of stem cells during normal homeostasis and disease states. The understanding of adult stem cells has broad reaching implications for the future of regenerative medicine1. For example, better knowledge about adult stem cell biology can facilitate the design of therapeutic strategies in which organs are triggered to heal themselves or even the creation of methods for growing organs in vitro that can be transplanted into humans1. The zebrafish has become a powerful animal model for the study of vertebrate cell biology2. There has been extensive documentation and analysis of embryonic development in the zebrafish3. Only recently have scientists sought to document adult anatomy and surgical dissection techniques4, as there has been a progressive movement within the zebrafish community to broaden the applications of this research organism to adult studies. For example, there are expanding interests in using zebrafish to investigate the biology of adult stem cell populations and make sophisticated adult models of diseases such as cancer5. Historically, isolation of the zebrafish adult kidney has been instrumental for studying hematopoiesis, as the kidney is the anatomical location of blood cell production in fish6,7. The kidney is composed of nephron functional units found in arborized arrangements, surrounded by hematopoietic tissue that is dispersed throughout the intervening spaces. The hematopoietic component consists of hematopoietic stem cells (HSCs) and their progeny that inhabit the kidney until they terminally differentiate8. In addition, it is now appreciated that a group of renal stem/progenitor cells (RPCs) also inhabit the zebrafish kidney organ and enable both kidney regeneration and growth, as observed in other fish species9-11. In light of this new discovery, the zebrafish kidney is one organ that houses the location of two exciting opportunities for adult stem cell biology studies. It is clear that many outstanding questions could be well served with this experimental system. To encourage expansion of this field, it is beneficial to document detailed methods of visualizing and then isolating the adult zebrafish kidney organ. This protocol details our procedure for dissection of the adult kidney from both unfixed and fixed animals.
Dissection of the kidney organ can be used to isolate and characterize hematopoietic and renal stem cells and their offspring using established techniques such as histology, fluorescence activated cell sorting (FACS)11,12, expression profiling13,14, and transplantation11,15. 
We hope that dissemination of this protocol will provide researchers with the knowledge to implement broader use of zebrafish studies that ultimately can be translated for human application.

The zebrafish kidney is home to both renal and hematopoietic adult stem/progenitor cells, and represents an outstanding opportunity to study these cell types and their progeny in a vertebrate model organism. Here, we demonstrate a detailed dissection procedure that enables the researcher to identify and surgically remove the adult zebrafish kidney, which can be used for applications such as cell isolation, transplantation, and expression studies of kidney and/or blood cell populations.

تشريح الكلى اسماك الزرد الكبار

Researchers working in the burgeoning field of adult stem cell biology seek to understand the signals that regulate the behavior and function of stem ...

In vivo Electroporation of Morpholinos into the Adult Zebrafish Retina

Many devastating inherited eye diseases result in progressive and irreversible blindness because humans cannot regenerate dying or diseased retinal neurons. In contrast, the adult zebrafish retina possesses the robust ability to spontaneously regenerate any neuronal class that is lost in a variety of different retinal damage models, including retinal puncture, chemical ablation, concentrated high temperature, and intense light treatment 1-8. Our lab extensively characterized regeneration of photoreceptors following constant intense light treatment and inner retinal neurons after intravitreal ouabain injection 2, 5, 9. In all cases, resident M&uuml;ller glia re-enter the cell cycle to produce neuronal progenitors, which continue to proliferate and migrate to the proper retinal layer, where they differentiate into the deficient neurons. 
	We characterized five different stages during regeneration of the light-damaged retina that were highlighted by specific cellular responses. We identified several differentially expressed genes at each stage of retinal regeneration by mRNA microarray analysis 10. Many of these genes are also critical for ocular development. To test the role of each candidate gene/protein during retinal regeneration, we needed to develop a method to conditionally limit the expression of a candidate protein only at times during regeneration of the adult retina. 
	Morpholino oligos are widely used to study loss of function of specific proteins during the development of zebrafish, Xenopus, chick, mouse, and tumors in human xenografts 11-14. These modified oligos basepair with complementary RNA sequence to either block the splicing or translation of the target RNA. Morpholinos are stable in the cell and can eliminate or "knockdown" protein expression for three to five days 12. 
	Here, we describe a method to efficiently knockdown target protein expression in the adult zebrafish retina. This method employs lissamine-tagged antisense morpholinos that are injected into the vitreous of the adult zebrafish eye. Using electrode forceps, the morpholino is then electroporated into all the cell types of the dorsal and central retina. Lissamine provides the charge on the morpholino for electroporation and can be visualized to assess the presence of the morpholino in the retinal cells. 
	Conditional knockdown in the retina can be used to examine the role of specific proteins at different times during regeneration. Additionally, this approach can be used to study the role of specific proteins in the undamaged retina, in such processes as visual transduction and visual processing in second order neurons.

In vivo Electroporation of Morpholinos into the Adult Zebrafish Retina

A method to conditionally knockdown a target protein&#x2019;s expression in the adult zebrafish retina is described, which involves intravitreally injecting antisense morpholinos and electroporating them into the retina. The resulting protein is knocked down for several days, which allows testing the protein&#x2019;s role in the regenerating or intact retina.

في الجسم الحي من Electroporation Morpholinos في شبكية العين اسماك الزرد الكبار

Many devastating inherited eye diseases result in progressive and irreversible blindness because humans cannot regenerate dying or diseased retinal ...

In vivo Electroporation of Morpholinos into the Regenerating Adult Zebrafish Tail Fin

Certain species of urodeles and teleost fish can regenerate their tissues. Zebrafish have become a widely used model to study the spontaneous regeneration of adult tissues, such as the heart1, retina2, spinal cord3, optic nerve4, sensory hair cells5, and fins6.
The zebrafish fin is a relatively simple appendage that is easily manipulated to study multiple stages in epimorphic regeneration. Classically, fin regeneration was characterized by three distinct stages: wound healing, blastema formation, and fin outgrowth. After amputating part of the fin, the surrounding epithelium proliferates and migrates over the wound. At 33 &deg;C, this process occurs within six hours post-amputation (hpa, Figure 1B)6,7. Next, underlying cells from different lineages (ex. bone, blood, glia, fibroblast) re-enter the cell cycle to form a proliferative blastema, while the overlying epidermis continues to proliferate (Figure 1D)8. Outgrowth occurs as cells proximal to the blastema re-differentiate into their respective lineages to form new tissue (Figure 1E)8. Depending on the level of the amputation, full regeneration is completed in a week to a month.
The expression of a large number of gene families, including wnt, hox, fgf, msx, retinoic acid, shh, notch, bmp, and activin-betaA genes, is up-regulated during specific stages of fin regeneration9-16. However, the roles of these genes and their encoded proteins during regeneration have been difficult to assess, unless a specific inhibitor for the protein exists13, a temperature-sensitive mutant exists or a transgenic animal (either overexpressing the wild-type protein or a dominant-negative protein) was generated7,12. We developed a reverse genetic technique to quickly and easily test the function of any gene during fin regeneration.
Morpholino oligonucleotides are widely used to study loss of specific proteins during zebrafish, Xenopus, chick, and mouse development17-19. Morpholinos basepair with a complementary RNA sequence to either block pre-mRNA splicing or mRNA translation. We describe a method to efficiently introduce fluorescein-tagged antisense morpholinos into regenerating zebrafish fins to knockdown expression of the target protein. The morpholino is micro-injected into each blastema of the regenerating zebrafish tail fin and electroporated into the surrounding cells. Fluorescein provides the charge to electroporate the morpholino and to visualize the morpholino in the fin tissue.
This protocol permits conditional protein knockdown to examine the role of specific proteins during regenerative fin outgrowth. In the Discussion, we describe how this approach can be adapted to study the role of specific proteins during wound healing or blastema formation, as well as a potential marker of cell migration during blastema formation.

In vivo Electroporation of Morpholinos into the Regenerating Adult Zebrafish Tail Fin

We describe a method to conditionally knockdown the expression of a target protein during adult zebrafish fin regeneration. This technique involves micro-injecting and electroporating antisense oligonucleotide morpholinos into fin tissue, which allows testing the protein&#x2019;s role in various stages of fin regeneration, including wound healing, blastema formation, and regenerative outgrowth.

في Electroporation المجراة من Morpholinos في الكبار التجديد زعنفة الذيل الزرد

Certain species of urodeles and teleost fish can regenerate their tissues. Zebrafish have become a widely used model to study the spontaneous regeneration ...