وأيد هذا العمل من قبل المحقق بوروز ويلكوم لجائزة YM وزمالة براون Coxe بعد الدكتوراة من جامعة ييل لMD.

المواد : <ul style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عينة بروتين -- الليزوزيم (50 ملغ / مل) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> شنق 24 قطرة جيدا صينية </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يجلس جيدا انخفاض 24 علبة </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Microbatch تبلور 96 علبة جيدا </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بلورة حلول (إما التجارية المتاحة أو المنزل الذي أدلى) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> السيليكون الشحوم </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> 5 مل حقنة دون Luer القفل </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تغطية الشرائح Siliconized </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ختم الشريط الضوئي </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> البارافين </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> 0،1-2 micropipette ميكرولتر مع الاحتفاظ المنخفض نصائح </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ملاقيط </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مناديل المهنية </li></ul> 1. معلقة / يجلس إسقاط الإجراءات : <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> للحصول على شاشة الأولي يمكن للمرء أن استخدام الشاشات المتوفرة تجاريا التي تستغل مصفوفة كاملة متفرق الأسلوب مضروب ظروف المحاكمة. غير منحازة مصفوفة كاملة متفرق مضروب من قبل وطريقة اختيارهم من الشروط المعروفة للتبلور جزيئات (كارتر وكارتر ، 1979 ؛ Cudney وآخرون ، 1994 ؛. Jancarik وكيم ، 1991 ؛. Jancarik وآخرون ، 1991). إذا كان من المعروف مسبقا حالة التبلور ، يمكن تجميعها شاشة ضيقة ، بدرجات تركيز الرواسب ودرجة الحموضة في جميع أنحاء ضرب الأصلي. ومرسب أنجح شيوعا هو البولي ايثيلين جلايكول (PEG) ، تليها سلفات الأمونيوم. معا ، هذه precipitants حساب اثنين من أجل ما يقرب من 60 ٪ من جميع الجزيئات precipitants المسجلة المستخدمة لبلورة (جيليلاند وآخرون ، 1994 ؛. كيمبر وآخرون ، 2003 ؛. صفحة وآخرون ، 2003). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد الحلول بلورة الخاص. وعادة ما يتم الجمع بين هذه الظروف من وكيل عجل ، والملح من نوع ما وعازلة لضبط درجة الحموضة. قد يكون في بعض الحالات واضاف المضافة خصيصا لهذا البروتين في المصالح. ينبغي تصفيتها حل جميع الأسهم باستخدام 0.22 ميكرون التصفية. ربما بعض من محلول المخزون تكون لزجة جدا (50 ٪ أوتاد ، الجلسرين ، PEG - MME ، الخ). <ul style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد 1.5 مل من 0.6 ، 0.8 ، 1.0 ، 1.2 ، 1.4 ، 1.6 م في كل من كلوريد الصوديوم 0.1 درجة الحموضة NaOAc M 4.0 ، 4.3 ، 4.6 و 4.9 (حلول مجموعه 24) </li></ul></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أذاب عينتك البروتين والحفاظ على الجليد. يجب أن يتم تخزينها في مخزونات البروتين -80 درجة مئوية ما لم البروتين ذات الاهتمام حساس لتجميد / دورات الذوبان (إذا كان الأمر كذلك ، وتخزينها في 4 درجات مئوية). تركيزات البروتين النموذجية هي في حدود 50-50 ملغ / مل ، مع ارتفاع تركيزات عادة إعطاء أفضل النتائج. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تدور العينة 15min/18 ، 000xg / 4 درجات مئوية -- تميل بعض البروتينات لتجميع جزئيا ويعجل بعد خطوة ذوبان الجليد. ويمكن تعزيز هذه المجاميع هطول الأمطار غير متبلور من بقية الجزيئات البروتينية لذا تدور باستمرار شامل يضمن لديك سوى جزيئات تذوب في عينتك. إبقاء البروتين على الجليد حتى إعداد الدرج. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحديد تركيز البروتين من الامتصاصية أعمالها في 280 نانومتر باستخدام مطياف الأشعة فوق البنفسجية. ويمكن حساب تركيز البروتين من القراءة الامتصاصية ومعامل البروتين الانقراض. ويمكن حساب معامل الانقراض مع أداة ProtParam على موقع Expasy : <a href="http://ca.expasy.org/tools/protparam.html">http://ca.expasy.org/tools/protparam.html</a> </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تملأ الآبار من جانب شنقا 24 / علبة قطرة الجلوس مع 500 ميكرولتر من محلول مرسب وفقا لخطة الإعداد علبة (الشكل 2B). إنشاء عصابة الشحوم سيليكون حول حافة البئر. وينبغي أن يكون حلقة فجوة صغيرة لمنع تراكم الضغط الجوي كما هو مختومة البئر. قطرات في الجلوس ، وليس هناك حاجة لأن الشحوم لاغلاق جيدا مع الشريط (الشكل 2A). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تأخذ شريحة الغطاء وتنظيفه مع رذاذ الهواء المكثف ، أو مسح المهنية -- تجنب الغبار سيخفف تفسير انخفاض التلوث والقضاء على التبلور. قطرات للجلوس ، لا يتم استخدام الشريحة الغطاء. بدلا من ذلك ، كذلك يحتوي على الرف الذي يتم خلط البروتين ومرسب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> طرح كميات متساوية من العينة البروتين وخزان حل على الشريحة الغطاء. لا يجوز محاكمة أحجام مختلفة من البروتين ومرسب كجزء من عملية التحسين. استخدام المزيد من البروتين من النتائج مرسب في تركيز صافي البروتين في الانخفاض بعد موازنة ، التي يمكن أن يكون من المرغوب فيه للحصول على عينات البروتين المخففة ، وإبطاء التنوي الكريستال أو النمو. وسيتم أيضا أي مادة أخرى غير قلق في حل قطرة أن تتركز من قبل العامل نفسه. عندما pipetting البروتين والحلول الخزان على الشريحة الغطاء ، نكون حذرين للغاية لتجنب تكوين الفقاعة. هذا يحدث غالبا عندما يتم نفخ الهواء من ماصة. <ul style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطرة شنقا : تحميل 2 ميكرولتر من 50 ملغ / مل الليزوزيم 0.02 درجة الحموضة في NaOAc M 4.9 إلى وسط تغطية الشريحة وإضافة إلى ذلك 2 ميكرولتر من الحل الخزان. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يجلس قطرة : تحميل 2 ميكرولتر من 50 حل الليزوزيم ملغ / مل إلى مركز للجرف وإضافة إلى ذلك 2 ميكرولتر من محلول الخزان. </li></ul></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الوجه تغطية الشريحة بلطف وأضعها على الحلقة الشحوم على رأس البئر. اضغط لأسفل برفق حتى أن الهواء لا يمكن الخروج من البئر خلال الشق في الشحوم في العلاقات العامةحدث تراكم الضغط الجوي في البئر والحفاظ على مختوم بشكل جيد. يمكن الضغط الجوي تراكم في البئر رفع غطاء الشريحة ، المساس ختم جيدا. في أسلوب إسقاط الجلوس ، ويتم استخدام الشريط الشفاف واضح بصريا لتغطية الآبار. وبالتالي ، سيكون في هذا الختم الأسلوب تجري كل صف / عمود. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الانتقال إلى البئر المقبل حتى علبة كاملة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> التحقق من درج على الإعداد -- القضاء على جزيئات الغبار والملوثات الأخرى يمكن أن تقلل من هوية مزورة إيجابية من بلورات البروتين. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام ورقة التسجيل للوثيقة تجربتك. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مكان الدرج عند درجة حرارة الحضانة المطلوب ، عموما ما بين 4 درجات حرارة مئوية وغرفة درجة. 20 درجة مئوية هو أنجح شائع. الحرص على التعامل مع علبة بلطف وتجنب أي اهتزاز. كن حذرا أثناء فتح وإغلاق الباب الحاضنة. يمكن الاهتزازات أو التغيرات في درجات الحرارة أثناء النقل أو الحضانة منع نمو البلورات أو تؤثر سلبا على نوعية الكريستال. ويمكن استخدام مواد لامتصاص الصدمات (مثل رغوة التعبئة) والحشو تحت الأدراج الكريستال. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> التحقق من علبة للبلورات في اليوم التالي ، ومن ثم كل بضعة أيام ، والمناولة دائما الأدراج مع الرعاية. أي وثيقة النتائج وmorphologies انخفاض في التهديف ورقة علبة معينة. البلورات تأخذ عادة 2-5 أيام لتظهر ، على الرغم من بلورات تظهر أحيانا في وقت أقرب بكثير (على الفور تقريبا) أو في وقت لاحق (تصل إلى عدة أشهر!). مرة واحدة وقد تم تحديد شروط التبلور وكما هو معروف أن معدل نمو البلورات ، فمن الأفضل أن تترك دون عائق الأدراج حتى بلورات ظهرت ونمت على الأقل لنصف حجمها النهائي. يمكن ترك الأدراج دون عائق خفض عدد الأحداث التنوي الكريستال ، وبالتالي إنتاج أعداد أقل من أكبر البلورات. </li></ol> 2. Microbatch الداخلي : <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> توصف بأنها نموذج البروتين وإعداد مرسب أعلاه. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> رذاذ الهواء microbatch صينية جديدة لتجنب الغبار والجزيئات الكبيرة الأخرى. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في علبة microbatch ، وملء زيت البرافين تصل إلى 3 مم (ما يكفي لتغطية الآبار). إزالة الوصول للنفط. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحميل 1 ميكرولتر من محلول البروتين (50 ملغ / مل الليزوزيم) في مرحلة ما قبل النفط مملوءة جيدا -- تأكد من ماصة الحل مباشرة إلى قاع البئر (الشكل 2A). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحميل 1 ميكرولتر من محلول مرسب في فقا جيدا إلى علبة مخطط الإعداد (الشكل 2B) -- تأكد هبوط المصارف إلى قاع البئر والصمامات مع قطيرة البروتين. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الانتقال إلى البئر المقبل حتى علبة كاملة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> اتبع الخطوات من 11-14 من الشنق / يجلس الإجراء الهبوط. </li></ol> 3. ممثل النتائج : ويشار عادة إلى بلورة مثل عنق الزجاجة من البلورات بالأشعة السينية. مصفوفة كاملة متفرق الشاشة مضروب ظروف عجل تنتج عادة من أنواع مختلفة من تجميع البروتين وهطول الأمطار ، من بينها بلورات واحدة كبيرة. إذا كان البروتين أو مرسب تركيزات مرتفعة للغاية ويمكن للمرء أن يرى المسألة البني مع أي شكل مميز وحجم (التساقط غير متبلور). عند التشبع الحل ، فإن الهبوط غالبا ما تكون واضحة تماما وخالية من أي نوع لهطول الأمطار. ويبين الشكل 3 أمثلة عديدة لهطول الأمطار والظواهر بلورات (ديساو وآخرون ، 2006). ويمكن الاطلاع على مزيد من ظواهر هطول الأمطار مع تفسير أكثر تفصيلا في <a href="http://xray.bmc.uu.se/terese/tutorials.html">http://xray.bmc.uu.se/terese/tutorials.html</a> . <img src="/files/ftp_upload/2285/2285fig1.jpg" alt="الشكل 1" /> الشكل 1. مبدأ بلورة البروتين. مبدأ بلورة البروتين. في تجربة نشر البخار (أ) وحدات التخزين على قدم المساواة مرسب والبروتينات موجودة في الانخفاض. ومنتشر خارج المياه ، وسيتم مضاعفة كل من الرواسب وتركيز البروتين حتى يتم تحقيق التوازن بين الدراسة والحل الخزان. في التبلور الدفعي (B) ومرسب وتركيز البروتين لا تتغير أثناء التجربة. بدأت بلورات البروتين التنوي يحدث ، لتشكيل وتركيز البروتين في حل قطرات من التشبع -- النقطة أ -- إقامة التشبع البروتين يمكن أن تتكون بلورات أي وباء نقطة. نقطة C -- بروتين رواسب ، ولكن قد البلورات ما زالت تنمو ، توصيل هلام (C) بلورة غسيل الكلى باستخدام الشعرية. بلورات الملح تظهر كما ينشر من العينة البروتين (و / أو ينشر مرسب في عينة بروتين) عبر المكونات هلام. <img src="/files/ftp_upload/2285/2285fig2.jpg" alt="الشكل 2" /> الشكل 2. مخطط نموذجي التجارب بلورة البروتين. (أ) إجراءات لتعليق نشر انخفاض بخار ، ويجلس انخفاض بخار نشرها ، وتبلور microbatch البروتين. في كل حالة ، يتم خلط كمية صغيرة من البروتين عينة مركزة مع حجم مساو أو أصغر من precipitanر حل وسمح للتوازن. (B) لبلورة الليزوزيم الدجاج ، علبة 24 جيد تم إعداده مع تركيزات مختلفة من كلوريد الصوديوم (لمرسب) وخلات الصوديوم بنسبة 0.1 M باعتبارها منطقة عازلة في مختلف PHS (4،0-4،9). <img src="/files/ftp_upload/2285/2285fig3.jpg" alt="الشكل 3" /> الشكل 3. نتائج نموذجية من البروتين تجربة التبلور. (أ) التساقط غير متبلور. عندما البروتين أو مرسب (أو كليهما) في تركيز عال. (ب) فصل المرحلة. قد البروتين أو المنظفات منفصلة لمرحلة مختلفة عند مزجه مع precipitants معينة في تركيز عال. (C) على شكل بلورات البروتين رود AtCSN7 من الحصول عليها في 8000 والبولي ايثيلين جلايكول المغنيسيوم خلات (ديساو وآخرون ، 2006). (D) بلورات الليزوزيم في الحصول على 1،0 M كلوريد الصوديوم وخلات الصوديوم الهيدروجيني 4.9. (ه) تحت قطرات مشبعة تبقى عادة واضحة. التصوير الفوتوغرافي من قبل موشيه ديساو.

<ol>
	<li>Bergfors, T. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Protein crystallization : techniques, strategies, and tips : a laboratory manual. , (1999).</li><li>Carter, C. W., Carter, C. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Protein+crystallization+using+incomplete+factorial+experiments.">Protein crystallization using incomplete factorial experiments.</a> J Biol Chem. 254, 12219-12223 (1979).</li><li>Cudney, R., Patel, S., Weisgraber, K., Newhouse, Y., McPherson, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Screening+and+optimization+strategies+for+macromolecular+crystal+growth.">Screening and optimization strategies for macromolecular crystal growth.</a> Acta Crystallogr D Biol Crystallogr. 50, 414-423 (1994).</li><li>Dessau, M., Chamovitz, D. A., Hirsch, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Expression,+purification+and+crystallization+of+a+PCI+domain+from+the+COP9+signalosome+subunit+7+(CSN7).">Expression, purification and crystallization of a PCI domain from the COP9 signalosome subunit 7 (CSN7).</a> Acta Crystallogr Sect F Struct Biol Cryst Commun. 62, 1138-1140 (2006).</li><li>Gilliland, G. L., Tung, M., Blakeslee, D. M., Ladner, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biological+Macromolecule+Crystallization+Database,+Version+3.0:+new+features,+data+and+the+NASA+archive+for+protein+crystal+growth+data.">Biological Macromolecule Crystallization Database, Version 3.0: new features, data and the NASA archive for protein crystal growth data.</a> Acta Crystallogr D Biol Crystallogr. 50, 408-413 (1994).</li><li>Jancarik, J., Kim, S. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sparse+matrix+sampling:+a+screening+method+for+crystallization+of+proteins.">Sparse matrix sampling: a screening method for crystallization of proteins.</a> J Appl Cryst. 23, 409-411 (1991).</li><li>Jancarik, J., Scott, W. G., Milligan, D. L., Koshland, D. E., Kim, S. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Crystallization+and+preliminary+X-ray+diffraction+study+of+the+ligand-binding+domain+of+the+bacterial+chemotaxis-mediating+aspartate+receptor+of+Salmonella+typhimurium.">Crystallization and preliminary X-ray diffraction study of the ligand-binding domain of the bacterial chemotaxis-mediating aspartate receptor of Salmonella typhimurium.</a> J Mol Biol. 221, 31-34 (1991).</li><li>Kimber, M. S., Vallee, F., Houston, S., Necakov, A., Skarina, T., Evdokimova, E., Beasley, S., Christendat, D., Savchenko, A., Arrowsmith, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Data+mining+crystallization+databases:+knowledge-based+approaches+to+optimize+protein+crystal+screens.">Data mining crystallization databases: knowledge-based approaches to optimize protein crystal screens.</a> Proteins. 51, 562-568 (2003).</li><li>Lorber, B., Sauter, C., Theobald-Dietrich, A., Moreno, A., Schellenberger, P., Robert, M. C., Capelle, B., Sanglier, S., Potier, N., Giege, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Crystal+growth+of+proteins,+nucleic+acids,+and+viruses+in+gels.">Crystal growth of proteins, nucleic acids, and viruses in gels.</a> Prog Biophys Mol Biol. 101, 13-25 (2009).</li><li>McPherson, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Crystallization of biological macromolecules. , (1999).</li><li>McPherson, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Introduction+to+protein+crystallization.">Introduction to protein crystallization.</a> Methods. 34, 254-265 (2004).</li><li>Page, R., Grzechnik, S. K., Canaves, J. M., Spraggon, G., Kreusch, A., Kuhn, P., Stevens, R. C., Lesley, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Shotgun+crystallization+strategy+for+structural+genomics:+an+optimized+two-tiered+crystallization+screen+against+the+Thermotoga+maritima+proteome.">Shotgun crystallization strategy for structural genomics: an optimized two-tiered crystallization screen against the Thermotoga maritima proteome.</a> Acta Crystallogr D Biol Crystallogr. 59, 1028-1037 (2003).</li></ol>

الإعلان عن أي تضارب في المصالح.

نحن في هذه المقالة وصف وشرح البروتوكولات العام الجاري لبلورة البروتين. منذ أن الإجراء متعددة خطوة هناك بعض الاعتبارات يحتاج المرء أن يكون على علم. عند العمل مع كميات صغيرة جدا (0،5-2 ميكرولتر) ، والتجفيف للانخفاض بسبب التبخر هو مصدر قلق كبير. وبالتالي ، فمن المستحسن للع...

<table border="1">
		<tbody>
<tr>
<td>New Item</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
</tr>
<tr>
<td>Lysozyme</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sigma-aldrich</td>
<td>L6876-1G</td>
<td>&nbsp;</td>
</tr>
<tr>
<td>24 well VDX Plate</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Hampton research</td>
<td>HR3-142</td>
<td>&nbsp;</td>
</tr>
<tr>
<td>24 well Cryschem Plate</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Hampton research</td>
<td>HR3-158</td>
<td>&nbsp;</td>
</tr>
<tr>
<td>Dow Corning Vacuum Grease</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Hampton research</td>
<td>HR3-510</td>
<td>&nbsp;</td>
</tr>
<tr>
<td>Siliconized glass circle coverslides</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Hampton research</td>
<td>HR3-231</td>
<td>&nbsp;</td>
</tr>
<tr>
<td>100% paraffin oil</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Hampton research</td>
<td>HR3-411</td>
<td>&nbsp;</td>
</tr>
<tr>
<td>1.88 inch wide Crystal Clear Sealing Tape</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Hampton research</td>
<td>HR3-511</td>
<td>&nbsp;</td>
</tr>
<tr>
<td>96 Well Imp@ct Plate (Microbatch plate)</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Hampton research</td>
<td>HR3-098</td>
<td>&nbsp;</td>	</tr>	</tbody>
		</table>

protein crystallization for x-ray crystallography

باستخدام هيكل ثلاثى الابعاد لجزيئات بيولوجية لاستنتاج كيفية عملها هو واحد من أهم مجالات البيولوجيا الحديثة. توافر هياكل ذرية القرار يوفر فهما عميقا وفريدة من نوعها وظيفة البروتين ، ويساعد على كشف الأعمال الداخلية للخلية الحية. حتى الآن ، 86 ٪ من بنك معلومات البروتين (rcsb - PDB) الإدخالات هياكل الجزيئات التي تم تحديدها باستخدام الأشعة السينية البلورات. للحصول على بلورات المناسبة للدراسة البلورات ، ويجب أن جزيء (بروتين مثل الحمض النووي ، ومعقدة البروتين البروتين أو البروتينات والحمض النووي معقد) يمكن تنقيته لالتجانس ، أو أقرب ما يمكن إلى التجانس. تجانس إعداد يشكل عاملا رئيسيا في الحصول على البلورات التي حيد الضوء إلى ارتفاع القرار (Bergfors ، 1999 ؛ ماكفرسون ، 1999). يتطلب بلورة يصل إلى جزيء فوق التشبع. ولذلك ينبغي أن تتركز العينة إلى تركيز أعلى درجة ممكنة من دون التسبب في سقوط الأمطار أو تجميع للجزيء (عادة 20-50 ملغ / مل). ويمكن تقديم نموذج لتعزيز عامل عجل التنوي من البلورات البروتينية في الحل ، والذي يمكن أن يؤدي إلى بلورات ثلاثي الأبعاد الكبيرة المتزايدة من الحل. هناك نوعان من التقنيات الرئيسية للحصول على بلورات : بخار نشر وبلورة الدفعي. نشر في بخار ، وانخفاض تحتوي على خليط من حلول مرسب والبروتين هو في غرفة مغلقة مع مرسب النقي. ثم ينشر بخار الماء من الانخفاض حتى الأسمولية من الانخفاض ومرسب متساوون في (الشكل 1A). والجفاف من الانخفاض البطيء يؤدي إلى تركيز كل من البروتين ومرسب حتى يتحقق التوازن ، مثالي في منطقة التنوي الكريستال من المخطط المرحلة. الأسلوب يعتمد على تقديم دفعة البروتين مباشرة في منطقة التنوي بواسطة بروتين الاختلاط مع كمية مناسبة من مرسب (1B الشكل). عادة ما يتم إجراء هذه الطريقة في ظل البارافين / خليط المعادن النفطية للحيلولة دون انتشار المياه من الهبوط. هنا سوف نظهر نوعين من الإعداد لنشر بخار التجريبية ، والشنق قطرة قطرة ، والجلوس ، وبالإضافة إلى بلورة إطار الدفعة النفط.

Crystallization is usually referred to as the bottleneck of X-ray crystallography. A sparse matrix incomplete factorial screen of precipitating conditions typically produces many different types of protein aggregation and precipitation, among them large single crystals. If the protein or precipitant concentrations are too high one can see brown matter with no distinct shape and size (amorphous precipitation). When the solution is undersaturated, the drop will often be completely clear and devoid of any kind of precipitat...

Watch this Scientific Journal Video about Protein Crystallization for X-ray Crystallography at JoVE.com

Protein Crystallization for X-ray Crystallography

هيكل 3 - D من جزيء يوفر فريدة من فهم كيفية عمل الجزيء. الأسلوب الرئيسي للتقرير في بنية شبه الذرية القرار البلورات بالأشعة السينية. هنا ، علينا أن نظهر أن الأساليب الحالية للحصول على بلورات ثلاثي الأبعاد للجزيء أي بالنظر إلى أن تكون مناسبة لتحديد الهيكل بواسطة البلورات بالأشعة السينية.

البلورة البروتين لالبلورات بالأشعة السينية

Using the three-dimensional structure of biological macromolecules to infer how they function is one of the most important fields of modern biology. The ...

protein-crystallization-for-x-ray-crystallography

Research

JoVE Journal

Biology

62.8K Views.  Yale University. هيكل 3 - D من جزيء يوفر فريدة من فهم كيفية عمل الجزيء. الأسلوب الرئيسي للتقرير في بنية شبه الذرية القرار البلورات بالأشعة السينية. هنا ، علينا أن نظهر أن الأساليب الحالية للحصول على بلورات ثلاثي الأبعاد للجزيء أي بالنظر إلى أن تكون مناسبة لتحديد الهيكل بواسطة البل...

Video: Protein Crystallization for X-ray Crystallography

Non-invasive 3D-Visualization with Sub-micron Resolution Using Synchrotron-X-ray-tomography

Little is known about the internal organization of many micro-arthropods with body sizes below 1 mm. The reasons for that are the small size and the hard cuticle which makes it difficult to use protocols of classical histology. In addition, histological sectioning destroys the sample and can therefore not be used for unique material. Hence, a non-destructive method is desirable which allows to view inside small samples without the need of sectioning.
We used synchrotron X-ray tomography at the European Synchrotron Radiation Facility (ESRF) in Grenoble (France) to non-invasively produce 3D tomographic datasets with a pixel-resolution of 0.7&micro;m. Using volume rendering software, this allows us to reconstruct the internal organization in its natural state without the artefacts produced by histological sectioning. These date can be used for quantitative morphology, landmarks, or for the visualization of animated movies to understand the structure of hidden body parts and to follow complete organ systems or tissues through the samples.

We used synchrotron X-ray tomography at the European Synchrotron Radiation Facility (ESRF) to non-invasively produce 3D tomographic datasets with a pixel-resolution of 0.7&micro;m. Using volume rendering software, this allows the reconstruction of internal structures in their natural state without the artefacts produced by histological sectioning.

غير الغازية مع التصور 3D - الفرعية ميكرون القرار باستخدام السنكروترون - X - أشعة التصوير المقطعي

Little is known about the internal organization of many micro-arthropods with body sizes below 1 mm. The reasons for that are the small size and the hard ...

Staining of Proteins in Gels with Coomassie G-250 without Organic Solvent and Acetic Acid

In classical protein staining protocols using Coomassie Brilliant Blue (CBB), solutions with high contents of toxic and flammable organic solvents (Methanol, Ethanol or 2-Propanol) and acetic acid are used for fixation, staining and destaining of proteins in a gel after SDS-PAGE. To speed up the procedure, heating the staining solution in the microwave oven for a short time is frequently used. This usually results in evaporation of toxic or hazardous Methanol, Ethanol or 2-Propanol and a strong smell of acetic acid in the lab which should be avoided due to safety considerations. In a protocol originally published in two patent applications by E.M. Wondrak (US2001046709 (A1), US6319720 (B1)), an alternative composition of the staining solution is described in which no organic solvent or acid is used. The CBB is dissolved in bidistilled water (60-80mg of CBB G-250 per liter) and 35 mM HCl is added as the only other compound in the staining solution. The CBB staning of the gel is done after SDS-PAGE and thorough washing of the gel in bidistilled water. By heating the gel during the washing and staining steps, the process can be finished faster and no toxic or hazardous compunds are evaporating. The staining of proteins occurs already within 1 minute after heating the gel in staining solution and is fully developed after 15-30 min with a slightly blue background that is destained completely by prolonged washing of the stained gel in bidistilled water, without affecting the stained protein bands.

A short protocol for protein staining with Coomassie Brilliant Blue (CBB) G-250 in polyacrylamide gels is described without using organic solvents or acetic acid as in the classical staining procedures with CBB.

تلطيخ من البروتينات في الهلام مع Coomassie G - 250 دون عضوي حمض الخليك والمذيبات

In classical protein staining protocols using Coomassie Brilliant Blue (CBB), solutions with high contents of toxic and flammable organic solvents ...

Using the GELFREE 8100 Fractionation System for Molecular Weight-Based Fractionation with Liquid Phase Recovery

The GELFREE 8100 Fractionation System is a novel protein fractionation system designed to maximize protein recovery during molecular weight based fractionation. The system is comprised of single-use, 8-sample capacity cartridges and a benchtop GELFREE Fractionation Instrument. During separation, a constant voltage is applied between the anode and cathode reservoirs, and each protein mixture is electrophoretically driven from a loading chamber into a specially designed gel column gel. Proteins are concentrated into a tight band in a stacking gel, and separated based on their respective electrophoretic mobilities in a resolving gel. As proteins elute from the column, they are trapped and concentrated in liquid phase in the collection chamber, free of the gel. The instrument is then paused at specific time intervals, and fractions are collected using a pipette. This process is repeated until all desired fractions have been collected. If fewer than 8 samples are run on a cartridge, any unused chambers can be used in subsequent separations.
This novel technology facilitates the quick and simple separation of up to 8 complex protein mixtures simultaneously, and offers several advantages when compared to previously available fractionation methods. This system is capable of fractionating up to 1mg of total protein per channel, for a total of 8mg per cartridge. Intact proteins over a broad mass range are separated on the basis of molecular weight, retaining important physiochemical properties of the analyte. The liquid phase entrapment provides for high recovery while eliminating the need for band or spot cutting, making the fractionation process highly reproducible1.

The accompanying video describes the use of the GELFREE 8100 Fractionation System, which partitions complex protein samples on the basis of molecular weight and recovers the fractions in liquid phase. The video describes how the technology works, how it is used, and provides resultant data, with polyacrylamide gel electrophoresis analysis of fractionated bovine liver homogenate.

باستخدام نظام التقطير GELFREE 8100 لتقطير الوزن الجزيئي وبناء مع مرحلة الانتعاش السائل

The GELFREE 8100 Fractionation System is a novel protein fractionation system designed to maximize protein recovery during molecular weight based ...

Assessing Two-dimensional Crystallization Trials of Small Membrane Proteins for Structural Biology Studies by Electron Crystallography

Electron crystallography has evolved as a method that can be used either alternatively or in combination with three-dimensional crystallization and X-ray crystallography to study structure-function questions of membrane proteins, as well as soluble proteins. Screening for two-dimensional (2D) crystals by transmission electron microscopy (EM) is the critical step in finding, optimizing, and selecting samples for high-resolution data collection by cryo-EM. Here we describe the fundamental steps in identifying both large and ordered, as well as small 2D arrays, that can potentially supply critical information for optimization of crystallization conditions.
By working with different magnifications at the EM, data on a range of critical parameters is obtained. Lower magnification supplies valuable data on the morphology and membrane size. At higher magnifications, possible order and 2D crystal dimensions are determined. In this context, it is described how CCD cameras and online-Fourier Transforms are used at higher magnifications to assess proteoliposomes for order and size.
While 2D crystals of membrane proteins are most commonly grown by reconstitution by dialysis, the screening technique is equally applicable for crystals produced with the help of monolayers, native 2D crystals, and ordered arrays of soluble proteins. In addition, the methods described here are applicable to the screening for 2D crystals of even smaller as well as larger membrane proteins, where smaller proteins require the same amount of care in identification as our examples and the lattice of larger proteins might be more easily identifiable at earlier stages of the screening.

Evaluating two-dimensional (2D) crystallization trials for the formation of ordered membrane protein arrays is a highly critical and difficult task in electron crystallography. Here we describe our approach in screening for and identifying 2D crystals of predominantly small membrane proteins in the range of 15 &#x2013; 90kDa.

تقييم المحاكمات تبلور ثنائي الأبعاد للبروتينات غشاء الصغيرة للدراسات البيولوجيا الهيكلية التي البلوريات الكترون

Electron crystallography has evolved as a method that can be used either alternatively or in combination with three-dimensional crystallization and X-ray ...

Crystallization of Membrane Proteins in Lipidic Mesophases

Membrane proteins perform critical functions in living cells related to signal transduction, transport and energy transformations, and, as such, are implicated in a multitude of malfunctions and diseases. However, a structural and functional understanding of membrane proteins is strongly lagging behind that of their soluble partners, mainly, due to difficulties associated with their solubilization and generation of diffraction quality crystals. Crystallization in lipidic mesophases (also known as in meso or LCP crystallization) is a promising technique which was successfully applied to obtain high resolution structures of microbial rhodopsins, photosynthetic proteins, outer membrane beta barrels and G protein-coupled receptors. In meso crystallization takes advantage of a native-like membrane environment and typically produces crystals with lower solvent content and better ordering as compared to traditional crystallization from detergent solutions. The method is not difficult, but requires an understanding of lipid phase behavior and practice in handling viscous mesophase materials. Here we demonstrate a simple and efficient way of making LCP and reconstituting a membrane protein in the lipid bilayer of LCP using a syringe mixer, followed by dispensing nanoliter portions of LCP into an assay or crystallization plate, conducting pre-crystallization assays and harvesting crystals from the LCP matrix. These protocols provide a basic guide for approaching in meso crystallization trials; however, as with any crystallization experiment, extensive screening and optimization are required, and a successful outcome is not necessarily guaranteed.

The protocols describe the essential steps for obtaining diffraction quality crystals of a membrane protein starting from reconstitution of the protein in a lipidic cubic phase (LCP), finding initial conditions with LCP-FRAP pre-crystallization assays, setting up LCP crystallization trials and harvesting crystals.

بلورة البروتينات في الغشاء Mesophases Lipidic

Membrane proteins perform critical functions in living cells related to signal transduction, transport and energy transformations, and, as such, are ...

High-throughput Crystallization of Membrane Proteins Using the Lipidic Bicelle Method

Membrane proteins (MPs) play a critical role in many physiological processes such as pumping specific molecules across the otherwise impermeable membrane bilayer that surrounds all cells and organelles. Alterations in the function of MPs result in many human diseases and disorders; thus, an intricate understanding of their structures remains a critical objective for biological research. However, structure determination of MPs remains a significant challenge often stemming from their hydrophobicity. 
MPs have substantial hydrophobic regions embedded within the bilayer. Detergents are frequently used to solubilize these proteins from the bilayer generating a protein-detergent micelle that can then be manipulated in a similar manner as soluble proteins. Traditionally, crystallization trials proceed using a protein-detergent mixture, but they often resist crystallization or produce crystals of poor quality. These problems arise due to the detergent&prime;s inability to adequately mimic the bilayer resulting in poor stability and heterogeneity. In addition, the detergent shields the hydrophobic surface of the MP reducing the surface area available for crystal contacts. To circumvent these drawbacks MPs can be crystallized in lipidic media, which more closely simulates their endogenous environment, and has recently become a de novo technique for MP crystallization.
Lipidic cubic phase (LCP) is a three-dimensional lipid bilayer penetrated by an interconnected system of aqueous channels1. Although monoolein is the lipid of choice, related lipids such as monopalmitolein and monovaccenin have also been used to make LCP2. MPs are incorporated into the LCP where they diffuse in three dimensions and feed crystal nuclei. A great advantage of the LCP is that the protein remains in a more native environment, but the method has a number of technical disadvantages including high viscosity (requiring specialized apparatuses) and difficulties in crystal visualization and manipulation3,4. Because of these technical difficulties, we utilized another lipidic medium for crystallization-bicelles5,6 (Figure 1). Bicelles are lipid/amphiphile mixtures formed by blending a phosphatidylcholine lipid (DMPC) with an amphiphile (CHAPSO) or a short-chain lipid (DHPC). Within each bicelle disc, the lipid molecules generate a bilayer while the amphiphile molecules line the apolar edges providing beneficial properties of both bilayers and detergents. Importantly, below their transition temperature, protein-bicelle mixtures have a reduced viscosity and are manipulated in a similar manner as detergent-solubilized MPs, making bicelles compatible with crystallization robots. 
Bicelles have been successfully used to crystallize several membrane proteins5,7-11 (Table 1). This growing collection of proteins demonstrates the versatility of bicelles for crystallizing both alpha helical and beta sheet MPs from prokaryotic and eukaryotic sources. Because of these successes and the simplicity of high-throughput implementation, bicelles should be part of every membrane protein crystallographer&prime;s arsenal. In this video, we describe the bicelle methodology and provide a step-by-step protocol for setting up high-throughput crystallization trials of purified MPs using standard robotics.

Bicelles are lipid/amphiphile mixtures that maintain membrane proteins (MPs) within a lipid bilayer but have unique phase behavior that facilitates high-throughput screening by crystallization robots. This technique has successfully produced a number of high-resolution structures from both prokaryotic and eukaryotic sources. This video describes protocols for generating the lipidic bicelle mixture, incorporating MPs into the bicelle mixture, setting up crystallizations trials (manually as well as robotically) and harvesting crystals from the medium.

الإنتاجية العالية للبروتينات غشاء البلورة باستخدام أسلوب Bicelle Lipidic

Membrane proteins (MPs) play a critical role in many physiological processes such as pumping specific molecules across the otherwise impermeable membrane ...

3D Printing of Preclinical X-ray Computed Tomographic Data Sets

Three-dimensional printing allows for the production of highly detailed objects through a process known as additive manufacturing. Traditional, mold-injection methods to create models or parts have several limitations, the most important of which is a difficulty in making highly complex products in a timely, cost-effective manner.1 However, gradual improvements in three-dimensional printing technology have resulted in both high-end and economy instruments that are now available for the facile production of customized models.2 These printers have the ability to extrude high-resolution objects with enough detail to accurately represent in vivo images generated from a preclinical X-ray CT scanner. With proper data collection, surface rendering, and stereolithographic editing, it is now possible and inexpensive to rapidly produce detailed skeletal and soft tissue structures from X-ray CT data. Even in the early stages of development, the anatomical models produced by three-dimensional printing appeal to both educators and researchers who can utilize the technology to improve visualization proficiency. 3, 4 The real benefits of this method result from the tangible experience a researcher can have with data that cannot be adequately conveyed through a computer screen. The translation of pre-clinical 3D data to a physical object that is an exact copy of the test subject is a powerful tool for visualization and communication, especially for relating imaging research to students, or those in other fields. Here, we provide a detailed method for printing plastic models of bone and organ structures derived from X-ray CT scans utilizing an Albira X-ray CT system in conjunction with PMOD, ImageJ, Meshlab, Netfabb, and ReplicatorG software packages.

Using modern plastic extrusion and printing technologies, it is now possible to quickly and inexpensively produce physical models of X-ray CT data taken in a laboratory. The three -dimensional printing of tomographic data is a powerful visualization, research, and educational tool that may now be accessed by the preclinical imaging community.

3D الطباعة الأشعة السينية ما قبل السريرية البيانات المحسوبة تصوير الشعاعي الطبقي مجموعات

Three-dimensional printing allows for the production of highly detailed objects through a process known as additive manufacturing.  Traditional, ...

Improving the Success Rate of Protein Crystallization by Random Microseed Matrix Screening

Random microseed matrix screening (rMMS) is a protein crystallization technique in which seed crystals are added to random screens. By increasing the likelihood that crystals will grow in the metastable zone of a protein's phase diagram, extra crystallization leads are often obtained, the quality of crystals produced may be increased, and a good supply of crystals for data collection and soaking experiments is provided. Here we describe a general method for rMMS that may be applied to either sitting drop or hanging drop vapor diffusion experiments, established either by hand or using liquid handling robotics, in 96-well or 24-well tray format.

Here we describe a general method for random microseed matrix screening. This technique is shown to significantly increase the success rate of protein crystallization screening experiments, reduce the need for optimization, and provide a reliable supply of crystals for data collection and ligand-soaking experiments.

تحسين نسبة نجاح تبلور البروتين بواسطة عشوائية Microseed ماتريكس فحص

Random microseed matrix screening  (rMMS) is a protein crystallization technique in which seed crystals are added  to random screens. By increasing the ...

Green Fluorescent Protein-based Expression Screening of Membrane Proteins in Escherichia coli

The production of recombinant membrane proteins for structural and functional studies remains technically challenging due to low levels of expression and the inherent instability of many membrane proteins once solubilized in detergents. A protocol is described that combines ligation independent cloning of membrane proteins as GFP fusions with expression in Escherichia coli detected by GFP fluorescence. This enables the construction and expression screening of multiple membrane protein/variants to identify candidates suitable for further investment of time and effort. The GFP reporter is used in a primary screen of expression by visualizing GFP fluorescence following SDS polyacrylamide gel electrophoresis (SDS-PAGE). Membrane proteins that show both a high expression level with minimum degradation as indicated by the absence of free GFP, are selected for a secondary screen. These constructs are scaled and a total membrane fraction prepared and solubilized in four different detergents. Following ultracentrifugation to remove detergent-insoluble material, lysates are analyzed by fluorescence detection size exclusion chromatography (FSEC). Monitoring the size exclusion profile by GFP fluorescence provides information about the mono-dispersity and integrity of the membrane proteins in different detergents. Protein: detergent combinations that elute with a symmetrical peak with little or no free GFP and minimum aggregation are candidates for subsequent purification. Using the above methodology, the heterologous expression in E. coli of SED (shape, elongation, division, and sporulation) proteins from 47 different species of bacteria was analyzed. These proteins typically have ten transmembrane domains and are essential for cell division. The results show that the production of the SEDs orthologues in E. coli was highly variable with respect to the expression levels and integrity of the GFP fusion proteins. The experiment identified a subset for further investigation.

Green Fluorescent Protein-based Expression Screening of Membrane Proteins in Escherichia coli

A streamlined approach to screening for the expression of recombinant membrane proteins in Escherichia coli based on fusion to green fluorescent protein is presented.

الأخضر الفلورسنت القائم على البروتين التعبير فحص غشاء البروتينات في<em&gt; الإشريكية القولونية</em

The production of recombinant membrane proteins for structural and functional studies remains technically challenging due to low levels of expression and ...

Efficient Mammalian Cell Expression and Single-step Purification of Extracellular Glycoproteins for Crystallization

Production of secreted mammalian proteins for structural and biophysical studies can be challenging, time intensive, and costly. Here described is a time and cost efficient protocol for secreted protein expression in mammalian cells and one step purification using nickel affinity chromatography. The system is based on large scale transient transfection of mammalian cells in suspension, which greatly decreases the time to produce protein, as it eliminates steps, such as developing expression viruses or generating stable expressing cell lines. This protocol utilizes cheap transfection agents, which can be easily made by simple chemical modification, or moderately priced transfection agents, which increase yield through increased transfection efficiency and decreased cytotoxicity. Careful monitoring and maintaining of media glucose levels increases protein yield. Controlling the maturation of native glycans at the expression step increases the final yield of properly folded and functional mammalian proteins, which are ideal properties to pursue X-ray crystallography. In some cases, single step purification produces protein of sufficient purity for crystallization, which is demonstrated here as an example case.

This is a quick, cost-efficient protocol for the production of secreted, glycosylated mammalian proteins and subsequent single-step purification with sufficient yields of homogenous protein for X-ray crystallography and other biophysical studies.

كفاءة الثدييات التعبير خلية وخطوة واحدة خارج الخلية تنقية البروتينات السكرية لبلورة

Production of secreted mammalian proteins for structural and biophysical studies can be challenging, time intensive, and costly. Here described is a time ...