Suportado pelo NIH HL-10342.

1. Preparando-se para o Procedimento Deve-se primeiro obter e preparar os seguintes itens: <ol><li> A cânula. Para intubação de 20-35 ratinhos g, usamos uma polegada de 1 ou 1,5 de comprimento, 20 gauge cateter IV (BD Insylte, Sparks, MD ou Jelco Optiva, Carlsbad, CA). Um novo cateter estéril pode ser usada para cada rato, mas cateteres também pode ser reutilizado depois da esterilização por imersão em etanol a 70% durante a noite. Embora nem faringe nem traqueia do mouse é estéreis procedimentos adequados de limpeza, incluindo a utilização de luvas estéreis e instrumentos, devem ser seguidas. </li><li> O cabo de fibra ótica. Usamos ≈ 70 cm de 0,5 mm de cabo óptico de Edmund Optics, mas o comprimento não é crítica. É importante para garantir que a fibra tem a sua aresta suavizada, uma vez que após o corte do cabo de comprimento com uma lâmina de barbear, a borda é deixada relativamente acentuada, e não é preciso muito esforço para perfurar a parede traqueal. No entanto, is muito fácil de suavizar esta borda, segurando a fibra de cerca de 2 cm da extremidade e, em seguida, fazendo pequenos círculos durante alguns segundos, com as extremidades da ponta de tocar um pedaço de papel de lixa 1000 grit (ver demonstração no vídeo e na Figura 1 de Macdonald et al. 10). A outra extremidade é introduzido através de uma rolha de borracha. Isto é mais facilmente conseguido, em primeiro lugar empurrando uma agulha de calibre 18 através da tampa, a inserção da fibra óptica através do furo da agulha, depois de retirar a agulha. A rolha de borracha é ligada a uma fonte de halogénio de 150 watt de luz (por exemplo, NCL-150, Volpi EUA, ou qualquer outra fonte de luz, ou, ainda menos do que 150 Watts). É importante certificar-se de usar uma tampa de borracha de silicone (ou material de calor resistente), uma vez que a borracha comum ou de cortiça pode queimar quando localizado tão perto da fonte quente luz. </li></ol> 2. Realizar a intubação <ol><li> Ver Figuras 1 e 2. Insira cabo de fibra óptica through um pequeno pedaço de tubo de borracha de silicone (≈ 0,8 milímetros ID x 4 mm de diâmetro externo, Cole-Palmer, EW-96410-13). Amarre este tubo de borracha bastante apertado, enquanto ainda permitindo que o cabo de fibra óptica a ser ajustado. Inserir o tubo de silicone firmemente na extremidade da cânula Luer corrige a posição do cabo de fibra óptica no interior da cânula. Ajustar a posição do cabo de fibra óptica de modo que ela se estende através da cânula ≈ 4 mm à frente da ponta da cânula. </li><li> Colocar o rato anestesiado num suporte vertical, suspenso pelos seus incisivos superiores (Figura 3). A maioria dos investigadores encontrar a melhor visualização com o lado ventral do rato enfrentam-se. Muito gentilmente puxar a língua para fora e segure com o polegar eo indicador. O dedo médio é colocada entre o pescoço e o suporte de plástico. Tração da língua com o dedo indicador e polegar é utilizado para abrir a boca, e para endireitar o caminho de intubação, o ângulo da cabeça é ajustada com o dedo médio por trás do pescoçomostrado na Figura 3. </li><li> Utilizando o cabo de fibra óptica como uma fonte de luz e do introdutor, empurrá-lo através das cordas vocais visualizadas. Se os cabos não são visíveis, puxe mais sobre a língua usando o dedo médio como apoio. Quando inserido, o avanço da cânula ≈ 5 mm mais. Então, não sendo muito cuidadoso para mover a cânula, retire o cabo de fibra óptica. Deite-se o rato para baixo e segurar a cânula com um pedaço de fita adesiva e apoiar o cubo da cânula sobre um pedaço de plastilina (argila de modelagem), como mostrado na Figura 4. </li><li> O processo no passo 3 não pode ser facilmente ensinado ou mesmo demonstrada, uma vez que é uma operação de solo. No entanto, por ajustes sutis da tração sobre a língua e com o apoio atrás da cabeça quase todos que tentar isso em breve encontrar o caminho certo para posicionar o mouse para visualizar as cordas vocais. </li></ol>

<ol>
	<li>Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+method+of+endotracheal+intubation+and+pulmonary+functional+assessment+for+repeated+studies+in+mice.">A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice.</a> J. Appl. Physiol. 87, 2362-2365 (1999).</li><li>Walters, D. M., Wills-Karp, M., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+of+cellular+profile+and+lung+function+with+repeated+bronchoalveolar+lavage+in+individual+mice.">Assessment of cellular profile and lung function with repeated bronchoalveolar lavage in individual mice.</a> Physiol. Genomics. 2, 29-36 (2000).</li><li>Rivera, B., Miller, S., Brown, E., Price, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+method+for+endotracheal+intubation+of+mice+and+rats+used+in+imaging+studies.">A novel method for endotracheal intubation of mice and rats used in imaging studies.</a> Contemporary Topics in Laboratory Animal Science / American Association for Laboratory Animal Science. 44, 52-55 (2005).</li><li>Hamacher, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microscopic+wire+guide-based+orotracheal+mouse+intubation:+description,+evaluation+and+comparison+with+transillumination.">Microscopic wire guide-based orotracheal mouse intubation: description, evaluation and comparison with transillumination.</a> Laboratory Animals. 42, 222-230 (2008).</li><li>Spoelstra, E. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+and+simple+method+for+endotracheal+intubation+of+mice.">A novel and simple method for endotracheal intubation of mice.</a> Laboratory Animals. 41, 128-135 (2007).</li><li>Zhao, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+technique+for+retrograde+intubation+in+mice.">A technique for retrograde intubation in mice.</a> Lab Animal. 35, 39-42 (2006).</li><li>Vergari, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+method+of+orotracheal+intubation+in+mice.">A new method of orotracheal intubation in mice.</a> European Review for Medical and Pharmacological Sciences. 8, 103-106 (2004).</li><li>Vergari, A., Polito, A., Musumeci, M., Palazzesi, S., Marano, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Video-assisted+orotracheal+intubation+in+mice.">Video-assisted orotracheal intubation in mice.</a> Laboratory Animals. 37, 204-206 (2003).</li><li>Hastings, R. H., Summers-Torres, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+Laryngoscopy+in+Mice.">Direct Laryngoscopy in Mice.</a> Contemporary Topics in Laboratory Animal Science / American Association for Laboratory Animal Science. 38, 33-35 (1999).</li><li>MacDonald, K. D., Chang, H. Y., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+improved+simple+method+of+mouse+lung+intubation.">An improved simple method of mouse lung intubation.</a> J. Appl. Physiol. 106, 984-987 (2009).</li><li>Ewart, S. L., Levitt, R. C., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Respiratory+system+mechanics+in+mice+measured+by+end-inflation+occlusion.">Respiratory system mechanics in mice measured by end-inflation occlusion.</a> Journal of Applied Physiology. 79, 560-566 (1995).</li><li>MacDonald, K. D., McKenzie, K. R., Mitzner, W., Zeitlin, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lung+Mechanics+in+Heterozygous+CF+Mice+after+Repeated+LPS+Dosing.">Lung Mechanics in Heterozygous CF Mice after Repeated LPS Dosing.</a> Am. J. Respir. Crit. Care Med. 175 (4), A930 (2007).</li></ol>

Nenhum dos autores tem quaisquer conflitos de interesse de divulgar.

O procedimento aqui descrito tem várias vantagens. Primeiro, o aparelho é simples e relativamente barata .. A fabricação do aparelho não necessita de quaisquer ferramentas especiais ou equipamento dispendioso. A utilização de um cateter que apresenta também é a fonte de luz quer dizer que nunca perde-se a abertura traqueal como o introdutor se aproxima da abertura traqueal. O uso de um introdutor de 0,5 mm, também serve para minimizar o trauma que pode ocorrer com uma inserção inicial de uma cânula maior. N...

Em 1999, Brown et al. Publicado um artigo científico que descreve um método para intubação de pulmão de rato 1. Tal técnica tem utilidade considerável em fazer função de repetição pulmonar ou lavado bronco-alveolar em camundongos individuais em estudos longitudinais 2. Desde que o papel original, houve vários outros documentos que descrevem abordagens diferentes para intubação rato 3-9. Embora todos estes métodos podem ser utilizados com sucesso, eles normalmente requerem formação considerável ou custo. Um dos principais problemas para intubação tal é que, como as abordagens cânula de intubação se aproxima a inserção traquéia pendente, a cânula própria bloqueia a luz e, portanto, a visualização de onde ele precisa ir. Assim, a inserção se torna cego no momento mais crítico. Neste artigo vamos mostrar como simples e barata eliminar este problema de visualização, garantindo assim a intubação bem sucedida com relativamente pouco treinamento ouexperiência.

<table border="1"><tbody><tr><td> Material </td><td> Companhia </td><td> Catalogo </td><td> Comentário </td></tr><tr><td> Cânula de intubação </td><td> BD Insylte, Sparks, MD ou Jelco Optiva, Carlsbad, CA </td><td></td><td> 1-pol de comprimento, 20-gauge cateter intravenoso (IV) </td></tr><tr><td> Cabo de fibra óptica </td><td> Edmund Optics, Barrington, NJ </td><td> # NT02-542 </td><td> Cerca de 2 pés de comprimento de 0,5 mm de fibra óptica (Comunicação fibra plástica grau). A aresta da extremidade da fibra, que é inserido na traqueia deve ser suavemente arredondada, segurando a fibra ≈ 2 cm da extremidade e, em seguida, fazendo pequenos círculos ao arrastar a ponta por alguns segundos em 1.000 lixa de esmeril. </td></tr><tr><td> Fonte de Luz </td><td> Volpi </td><td> NCL-150 </td><td> Apesar de usar um 150-W fonte de luz halógena, qualquer fonte de luz equivalente, mesmo com potência muito mais baixapode ser usado. </td></tr><tr><td> Rolha de borracha de silicone </td><td></td><td></td><td> Uma rolha de borracha de silicone n º 1 se ajusta a fonte de luz usada nesta demonstração. Diferentes fontes de luz podem requerer um tamanho diferente. </td></tr><tr><td> Tubo de borracha de silicone pequena </td><td> Cole-Palmer </td><td> EW-96410-13 </td><td> Um pedaço ≈ 1,5 cm de tubo de borracha de silicone (0,8 de diâmetro interno de 4 mm de diâmetro exterior) </td></tr><tr><td> Pé de apoio angular </td><td></td><td></td><td> A nossa é constucted de plexiglass, mas qualquer material ao qual um fio ou fio pode ser afixada para segurar o rato a um ângulo quase vertical pode ser utilizado. </td></tr></tbody></table>

a simple method of mouse lung intubation

Um procedimento simples para entubar ratos para medições de função pulmonar teria várias vantagens em estudos longitudinais com um número limitado de animais ou caro. Uma das razões que isso não é feito rotineiramente mais é que é relativamente difícil, apesar de haver vários estudos publicados que descrevem formas de o conseguir. Neste artigo é demonstrar um procedimento que elimina um dos principais obstáculos associados com este intubação, que de visualizar a traqueia durante todo o tempo de intubação. A abordagem utiliza uma fonte de luz de 0,5 milímetros de fibra óptica, que serve como um introdutor para dirigir a cânula de intubação para dentro da traqueia do rato. Mostra-se que é possível usar este procedimento para medir a mecânica pulmonar em ratos individuais ao longo de um curso de tempo de pelo menos várias semanas. A técnica pode ser configurado com despesa relativamente pequena e experiência, e pode ser realizado rotineiramente com relativamente pouco treinamento. Isto deve makÊ possível para qualquer laboratório para realizar rotineiramente este intubação, permitindo assim estudos longitudinais em ratinhos individuais, minimizando assim o número de ratinhos necessários e aumentar o poder estatístico usando cada rato como seu próprio controlo.

Como uma avaliação do método, utilizou-se quatro 20 semanas de idade BALB / c fêmeas com peso médio (± SEM) de 27,7 ± 0,40 g. Eles foram estudados em cinco semanas consecutivas, em que a resistência pulmonar foi medida utilizando um sistema tal como foi previamente descrito 11. Cada rato foi anestesiado com cetamina (100 mg / g de peso corporal) e xilazina (15 mg / g de peso corporal) em solução salina por injecção IP. Eles foram então entubados, como descrito acima. Se houver alguma dúvida sobr...

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A Simple Method of Mouse Lung Intubation

Este artigo descreve um método striaghforward e eficiente de entubar ratos para medições de função pulmonar ou instilação pulmonar, que permite que os ratos a se recuperar e ser estudado em momentos posteriores. O procedimento envolve uma fonte de luz de fibra óptica de baixo custo que ilumina diretamente a traquéia.

Um método simples de intubação Lung Rato

A  simple procedure to intubate mice for pulmonary function measurements would  have several advantages in longitudinal studies with limited numbers or  ...

Research

JoVE Journal

Medicine

50.3K visualizações.  Johns Hopkins Bloomberg School of Public Health. Este artigo descreve um método striaghforward e eficiente de entubar ratos para medições de função pulmonar ou instilação pulmonar, que permite que os ratos a se recuperar e ser estudado em momentos posteriores. O procedimento envolve uma fonte de luz de fibra óptica de baixo custo que ilumina diretamente a traquéia.