Supportato da NIH HL-10342.

1. Preparazione per la procedura di Si deve prima ottenere e preparare i seguenti elementi: <ol><li> La cannula. Per l&#39;intubazione di 20-35 g di topi, usiamo un 1 o 1,5 pollici di lunghezza, 20 calibro catetere IV (BD Insylte, Sparks, MD o Jelco Optiva, Carlsbad, CA). Un nuovo catetere sterile può essere utilizzato per ciascun topo, cateteri ma può anche essere riutilizzato dopo la sterilizzazione immergendo in etanolo al 70% durante la notte. Sebbene né la faringe, né trachea del mouse è sterili procedure di pulizia adeguate, compreso l&#39;uso di guanti sterili e strumenti, devono essere seguite. </li><li> Il cavo a fibre ottiche. Usiamo ≈ 70 cm di cavo da 0,5 mm ottico da Edmund Optics, ma la lunghezza non è critica. È importante assicurarsi che la fibra ha il suo bordo smussato, in quanto dopo il taglio del cavo di lunghezza con un rasoio, il bordo rimane relativamente forte, e non ci vuole molto sforzo per perforare la parete tracheale. Tuttavia, is molto facile per lisciare questo bordo tenendo la fibra di circa 2 cm dalla fine e poi facendo piccoli cerchi per pochi secondi con i bordi della punta toccare un pezzo di carta 1000 grana abrasiva (vedi dimostrazione nel video e alla figura 1 Macdonald, et al. 10). L&#39;altra estremità è inserita attraverso un tappo di gomma. Questo è più facilmente realizzabile dal primo spingendo un ago calibro 18 attraverso il tappo, inserire la fibra ottica attraverso il foro dell&#39;ago, quindi estrarre l&#39;ago. Il tappo di gomma è collegato ad una sorgente alogena da 150 watt di luce (ad esempio NCL-150, Volpi USA, o qualsiasi altra sorgente luminosa o, addirittura inferiore a 150 watt). E &#39;importante assicurarsi di utilizzare un tappo in gomma di silicone (o materiale resistente al calore), in quanto normale gomma o sughero può bruciare quando si trova così vicino alla fonte di luce calda. </li></ol> 2. Esecuzione della intubazione <ol><li> Vedere le figure 1 e 2. Inserire il cavo in fibra ottica tttraverso un breve pezzo di tubo in gomma siliconica (≈ 0.8 mm ID x 4 mm, Cole-Palmer, EW-96410-13). Tie questo tubo di gomma abbastanza stretto, pur consentendo al cavo in fibra ottica da regolare. Inserimento del tubo al silicone comodamente alla fine Luer della cannula fissa la posizione del cavo in fibra ottica è all&#39;interno della cannula. Regolare la posizione del cavo a fibre ottiche in modo che si estende attraverso la cannula 4 mm ≈ davanti alla punta della cannula. </li><li> Posizionare il mouse anestetizzato su un supporto verticale, sospesa dai suoi incisivi superiori (Figura 3). La maggior parte dei ricercatori a trovare la migliore visualizzazione con il lato ventrale del mouse affrontare se stessi. Molto delicatamente tirare fuori la lingua e tenere premuto con il pollice e l&#39;indice. Il dito medio è posto tra il collo e il supporto plastico. Trazione sulla linguetta con il dito indice e pollice viene utilizzato per aprire la bocca, e per raddrizzare il percorso intubazione, l&#39;angolo della testa viene regolata con il dito medio dietro il collomostrato in Figura 3. </li><li> Utilizzando il cavo in fibra ottica da una sorgente di luce e introduttore, spingerlo attraverso le corde vocali visualizzate. Se i cavi non sono visibili, delicatamente tirare con forza sulla lingua con il dito medio come supporto. Una volta inserito, far avanzare la cannula ≈ 5 mm più. Quindi, non essendo molto attento a spostare la cannula, ritirare il cavo in fibra ottica. Giacciono il mouse e fissare la cannula con un pezzo di nastro e sostenere il mozzo cannula su un pezzo di plastilina (modellazione argilla), come mostrato in Figura 4. </li><li> La procedura del passo 3 non può essere facilmente insegnato o anche dimostrato, poiché è un&#39;operazione da solo. Tuttavia, regolazioni fini della trazione sulla lingua e il sostegno dietro la testa quasi tutti coloro che provare questo presto trovare il modo giusto per posizionare il mouse per visualizzare le corde vocali. </li></ol>

<ol>
	<li>Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+method+of+endotracheal+intubation+and+pulmonary+functional+assessment+for+repeated+studies+in+mice.">A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice.</a> J. Appl. Physiol. 87, 2362-2365 (1999).</li><li>Walters, D. M., Wills-Karp, M., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+of+cellular+profile+and+lung+function+with+repeated+bronchoalveolar+lavage+in+individual+mice.">Assessment of cellular profile and lung function with repeated bronchoalveolar lavage in individual mice.</a> Physiol. Genomics. 2, 29-36 (2000).</li><li>Rivera, B., Miller, S., Brown, E., Price, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+method+for+endotracheal+intubation+of+mice+and+rats+used+in+imaging+studies.">A novel method for endotracheal intubation of mice and rats used in imaging studies.</a> Contemporary Topics in Laboratory Animal Science / American Association for Laboratory Animal Science. 44, 52-55 (2005).</li><li>Hamacher, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microscopic+wire+guide-based+orotracheal+mouse+intubation:+description,+evaluation+and+comparison+with+transillumination.">Microscopic wire guide-based orotracheal mouse intubation: description, evaluation and comparison with transillumination.</a> Laboratory Animals. 42, 222-230 (2008).</li><li>Spoelstra, E. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+and+simple+method+for+endotracheal+intubation+of+mice.">A novel and simple method for endotracheal intubation of mice.</a> Laboratory Animals. 41, 128-135 (2007).</li><li>Zhao, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+technique+for+retrograde+intubation+in+mice.">A technique for retrograde intubation in mice.</a> Lab Animal. 35, 39-42 (2006).</li><li>Vergari, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+method+of+orotracheal+intubation+in+mice.">A new method of orotracheal intubation in mice.</a> European Review for Medical and Pharmacological Sciences. 8, 103-106 (2004).</li><li>Vergari, A., Polito, A., Musumeci, M., Palazzesi, S., Marano, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Video-assisted+orotracheal+intubation+in+mice.">Video-assisted orotracheal intubation in mice.</a> Laboratory Animals. 37, 204-206 (2003).</li><li>Hastings, R. H., Summers-Torres, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+Laryngoscopy+in+Mice.">Direct Laryngoscopy in Mice.</a> Contemporary Topics in Laboratory Animal Science / American Association for Laboratory Animal Science. 38, 33-35 (1999).</li><li>MacDonald, K. D., Chang, H. Y., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+improved+simple+method+of+mouse+lung+intubation.">An improved simple method of mouse lung intubation.</a> J. Appl. Physiol. 106, 984-987 (2009).</li><li>Ewart, S. L., Levitt, R. C., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Respiratory+system+mechanics+in+mice+measured+by+end-inflation+occlusion.">Respiratory system mechanics in mice measured by end-inflation occlusion.</a> Journal of Applied Physiology. 79, 560-566 (1995).</li><li>MacDonald, K. D., McKenzie, K. R., Mitzner, W., Zeitlin, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lung+Mechanics+in+Heterozygous+CF+Mice+after+Repeated+LPS+Dosing.">Lung Mechanics in Heterozygous CF Mice after Repeated LPS Dosing.</a> Am. J. Respir. Crit. Care Med. 175 (4), A930 (2007).</li></ol>

Nessuno degli autori ha conflitti di interesse da dichiarare.

La procedura qui descritta presenta diversi vantaggi. Prima l&#39;apparecchiatura è semplice e relativamente poco costoso .. La fabbricazione del dispositivo non richiede utensili speciali o attrezzature costose. L&#39;uso di un catetere che presenta anche la sorgente luminosa significa che non si perde di vista dell&#39;apertura tracheale come introduttore avvicina l&#39;apertura tracheale. L&#39;uso di un introduttore 0,5 millimetri serve anche a minimizzare il trauma che potrebbe verificarsi con un inserimento inizi...

Nel 1999, Brown et al. Pubblicato un documento che descrive un metodo per intubazione del polmone mouse 1. Tale tecnica ha utilità notevole facendo funzione polmonare ripetizione o lavaggio broncoalveolare nei topi singoli studi longitudinali 2. Dal momento che la carta originale, ci sono stati diversi altri giornali che hanno descritto i diversi approcci per l&#39;intubazione del mouse 3-9. Mentre tutti questi metodi possono essere utilizzati con successo, di solito richiedono formazione considerevole o costo. Uno dei problemi principali con l&#39;intubazione come è che con l&#39;approssimarsi delle cannula di intubazione si avvicina l&#39;inserimento trachea in attesa, la stessa cannula blocca la luce e quindi la visualizzazione di dove deve andare. Pertanto, l&#39;inserimento diventa cieco nel momento più critico. In questo articolo mostriamo come eliminare semplice ed economico il problema di visualizzazione, assicurando in tal modo l&#39;intubazione di successo con la formazione relativamente poco oesperienza.

<table border="1"><tbody><tr><td> Materiale </td><td> Azienda </td><td> Catalogare # </td><td> Commento </td></tr><tr><td> Cannula per intubazione </td><td> BD Insylte, Sparks, MD o Jelco Optiva, Carlsbad, CA </td><td></td><td> 1-trovi-lunga, calibro 20 per via endovenosa (IV) del catetere </td></tr><tr><td> Cavi in ​​fibra ottica </td><td> Edmund Optics, Barrington, NJ </td><td> # NT02-542 </td><td> Circa 2-ft lunghezza di 0,5 mm in fibra ottica (fibra plastica Comunicazione grado). Il bordo l&#39;estremità della fibra che viene inserito nella trachea deve essere leggermente arrotondato tenendo la fibra ≈ 2 cm dalla fine e poi fare piccoli cerchi mentre si trascina la punta per alcuni secondi su 1.000 grana Emory. </td></tr><tr><td> Fonte di luce </td><td> Volpi </td><td> NCL-150 </td><td> Anche se si usa un 150-W sorgente di luce alogena, qualsiasi fonte di luce equivalente, anche con potenza molto più bassapuò essere utilizzato. </td></tr><tr><td> Tappo di gomma di silicone </td><td></td><td></td><td> Un tappo di gomma siliconica # 1 adatta sorgente luminosa utilizzata in questa dimostrazione. Fonti di luce diverse possono richiedere una dimensione diversa. </td></tr><tr><td> Piccolo tubo di gomma di silicone </td><td> Cole-Palmer </td><td> EW-96410-13 </td><td> Un pezzo ≈ 1.5 cm di tubo di gomma di silicone (0,8 diametro interno di 4 mm di diametro esterno) </td></tr><tr><td> Il piede di supporto angolare </td><td></td><td></td><td> Ours è costruzione di plexiglas, ma qualsiasi materiale a cui un filo o filo può essere apposto tenere il mouse con un angolo quasi verticale può essere utilizzato. </td></tr></tbody></table>

a simple method of mouse lung intubation

Una procedura semplice per intubare i topi per le misure di funzionalità polmonare avrebbe diversi vantaggi in studi longitudinali con un numero limitato di animali o costoso. Uno dei motivi per cui questo non è fatto più di routine è che è relativamente difficile, nonostante sia diversi studi pubblicati che descrivono il modo di realizzarla. In questo lavoro dimostrare una procedura che elimina uno dei principali ostacoli associati a questa intubazione, che di visualizzare la trachea durante l&#39;intero tempo di intubazione. L&#39;approccio utilizza una sorgente di luce a fibre ottiche 0,5 millimetri che serve come un introduttore di dirigere l&#39;intubazione cannula nella trachea mouse. Abbiamo dimostrato che è possibile utilizzare questa procedura per misurare meccanica polmonare in singoli topi in un corso di tempo di almeno parecchie settimane. La tecnica può essere impostato con una spesa relativamente poco e competenze, e può essere realizzato con la formazione di routine relativamente poco. Questo dovrebbe makE &#39;possibile per qualsiasi laboratorio per eseguire routine out questo intubazione, consentendo studi longitudinali in singoli topi, minimizzando il numero di topi necessari e aumentare la potenza statistica utilizzando ogni topo come proprio controllo.

Come una valutazione del metodo, abbiamo utilizzato quattro 20 settimane vecchio maschio topi BALB / c con peso medio (± SEM) di 27,7 ± 0,40 g. Essi sono stati studiati su cinque settimane consecutive, in cui la resistenza polmonare è stata misurata usando un sistema come descritto in precedenza 11. Ogni mouse è stato anestetizzato con ketamina (100 mg / g di peso corporeo) e xilazina (15 mg / g di peso corporeo) in soluzione salina tramite iniezione IP. Sono stati quindi intubati come descritto sopra. Se...

Watch this Scientific Journal Video about A Simple Method of Mouse Lung Intubation at JoVE.com

A Simple Method of Mouse Lung Intubation

Il presente documento descrive un metodo striaghforward ed efficiente intubazione topi per le misure di funzionalità polmonare o instillazione polmonare, che consente ai topi di recuperare e da studiare in tempi successivi. La procedura prevede una fonte economica di luce a fibre ottiche che illumina direttamente la trachea.

Un metodo semplice di intubazione mouse polmone

A  simple procedure to intubate mice for pulmonary function measurements would  have several advantages in longitudinal studies with limited numbers or  ...

Research

JoVE Journal

Medicine

50.2K Views.  Johns Hopkins Bloomberg School of Public Health. Il presente documento descrive un metodo striaghforward ed efficiente intubazione topi per le misure di funzionalità polmonare o instillazione polmonare, che consente ai topi di recuperare e da studiare in tempi successivi. La procedura prevede una fonte economica di luce a fibre ottiche che illumina direttamente la trachea.