Apoyado por el NIH HL-10342.

1. Preparación para el procedimiento Primero hay que obtener y preparar los siguientes elementos: <ol><li> La cánula. Para la intubación de 20-35 g ratones, se utiliza un 1 o 1,5 pulgadas de largo, calibre 20, catéter IV (BD Insylte, Sparks, MD o Optiva Jelco, Carlsbad, CA). Un catéter estéril nuevo se puede utilizar para cada ratón, pero catéteres también se pueden reutilizar después de la esterilización por inmersión en etanol al 70% durante la noche. Aunque ni la faringe ni tráquea del ratón es estéril procedimientos de limpieza adecuados, incluido el uso de guantes estériles e instrumentos, deben ser seguidas. </li><li> El cable de fibra óptica. Utilizamos ≈ 70 cm de cable de 0,5 mm Salida de Edmund Optics, pero la longitud no es crítica. Es importante asegurarse de que la fibra tiene su borde alisado, ya que después de cortar el cable a la longitud con una navaja de afeitar, el borde se deja relativamente agudo, y no se necesita mucho esfuerzo para perforar la pared traqueal. Sin embargo, is muy fácil para suavizar este borde sujetando la fibra de alrededor de 2 cm desde el extremo y luego hacer pequeños círculos durante unos segundos con los bordes de la punta tocando un trozo de papel de lija de grano 1.000 (véase la demostración en el vídeo y la Figura 1 de los Macdonald, et al. 10). El otro extremo se inserta a través de un tapón de goma. Esto se logra más fácilmente por primera empujando una aguja de calibre 18-a través del tapón, la inserción de la fibra óptica a través del orificio de aguja, a continuación, retirar la aguja. El tapón de goma está conectado a una fuente de luz halógena de 150 vatios (por ejemplo NCL-150, Volpi EE.UU., o cualquier otra fuente de luz o, incluso menos de 150 vatios). Es importante asegurarse de utilizar un tapón de goma de silicona (o otro material resistente al calor), ya que el corcho o caucho ordinario puede quemar cuando se encuentra tan cerca de la fuente de luz caliente. </li></ol> 2. Realización de la intubación <ol><li> Véanse las Figuras 1 y 2. Inserte cable de fibra óptica tediante un pequeño trozo de tubo de goma de silicona (≈ 0,8 mm x 4 mm OD, Cole-Palmer, EW-96410-13). Ate este tubo de goma bastante fuerte, al tiempo que permite el cable de fibra óptica para ajustar. Inserción del tubo de silicona cómodamente en el extremo de la cánula Luer fija la posición del cable de fibra óptica del interior de la cánula. Ajustar la posición del cable de fibra óptica para que se extienda a través de la cánula ≈ 4 mm por delante de la punta de la cánula. </li><li> Coloque el ratón anestesiado en un soporte vertical, suspendida por sus incisivos superiores (Figura 3). La mayoría de los investigadores a encontrar la mejor visualización con el lado ventral del ratón frente a sí mismos. Muy suavemente tire de la lengua y sostenga con el pulgar y el índice. El dedo medio se coloca entre el cuello y el soporte de plástico. La tracción sobre la lengüeta con el dedo índice y el pulgar se utiliza para abrir la boca, y para enderezar el camino intubación, el ángulo de la cabeza se ajusta con el dedo medio detrás del cuellose muestra en la Figura 3. </li><li> Con el cable de fibra óptica como fuente de luz y el introductor, empújelo a través de las cuerdas vocales visualizadas. Si los cables no están visibles, tire suavemente más duro en la lengua con el dedo medio como apoyo. Una vez introducido, avanzar la cánula ≈ 5 mm más allá. Luego, con mucho cuidado de no mover la cánula, retire el cable de fibra óptica. Lie el ratón hacia abajo y asegurar la cánula con un trozo de cinta y compatible con el cubo de la cánula en un trozo de plastilina (arcilla de modelado), como se muestra en la Figura 4. </li><li> El procedimiento del paso 3 no puede ser fácilmente enseñado o incluso demostrado, ya que es una operación en solitario. Sin embargo, por los ajustes sutiles de la tracción en la lengua y el apoyo detrás de la cabeza de casi todos los que tratan esto pronto encontrar la manera correcta de colocar el ratón para visualizar las cuerdas vocales. </li></ol>

<ol>
	<li>Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+method+of+endotracheal+intubation+and+pulmonary+functional+assessment+for+repeated+studies+in+mice.">A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice.</a> J. Appl. Physiol. 87, 2362-2365 (1999).</li><li>Walters, D. M., Wills-Karp, M., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+of+cellular+profile+and+lung+function+with+repeated+bronchoalveolar+lavage+in+individual+mice.">Assessment of cellular profile and lung function with repeated bronchoalveolar lavage in individual mice.</a> Physiol. Genomics. 2, 29-36 (2000).</li><li>Rivera, B., Miller, S., Brown, E., Price, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+method+for+endotracheal+intubation+of+mice+and+rats+used+in+imaging+studies.">A novel method for endotracheal intubation of mice and rats used in imaging studies.</a> Contemporary Topics in Laboratory Animal Science / American Association for Laboratory Animal Science. 44, 52-55 (2005).</li><li>Hamacher, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microscopic+wire+guide-based+orotracheal+mouse+intubation:+description,+evaluation+and+comparison+with+transillumination.">Microscopic wire guide-based orotracheal mouse intubation: description, evaluation and comparison with transillumination.</a> Laboratory Animals. 42, 222-230 (2008).</li><li>Spoelstra, E. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+and+simple+method+for+endotracheal+intubation+of+mice.">A novel and simple method for endotracheal intubation of mice.</a> Laboratory Animals. 41, 128-135 (2007).</li><li>Zhao, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+technique+for+retrograde+intubation+in+mice.">A technique for retrograde intubation in mice.</a> Lab Animal. 35, 39-42 (2006).</li><li>Vergari, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+method+of+orotracheal+intubation+in+mice.">A new method of orotracheal intubation in mice.</a> European Review for Medical and Pharmacological Sciences. 8, 103-106 (2004).</li><li>Vergari, A., Polito, A., Musumeci, M., Palazzesi, S., Marano, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Video-assisted+orotracheal+intubation+in+mice.">Video-assisted orotracheal intubation in mice.</a> Laboratory Animals. 37, 204-206 (2003).</li><li>Hastings, R. H., Summers-Torres, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+Laryngoscopy+in+Mice.">Direct Laryngoscopy in Mice.</a> Contemporary Topics in Laboratory Animal Science / American Association for Laboratory Animal Science. 38, 33-35 (1999).</li><li>MacDonald, K. D., Chang, H. Y., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+improved+simple+method+of+mouse+lung+intubation.">An improved simple method of mouse lung intubation.</a> J. Appl. Physiol. 106, 984-987 (2009).</li><li>Ewart, S. L., Levitt, R. C., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Respiratory+system+mechanics+in+mice+measured+by+end-inflation+occlusion.">Respiratory system mechanics in mice measured by end-inflation occlusion.</a> Journal of Applied Physiology. 79, 560-566 (1995).</li><li>MacDonald, K. D., McKenzie, K. R., Mitzner, W., Zeitlin, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lung+Mechanics+in+Heterozygous+CF+Mice+after+Repeated+LPS+Dosing.">Lung Mechanics in Heterozygous CF Mice after Repeated LPS Dosing.</a> Am. J. Respir. Crit. Care Med. 175 (4), A930 (2007).</li></ol>

Ninguno de los autores tiene conflicto de intereses a revelar.

El procedimiento descrito aquí tiene varias ventajas. En primer lugar el aparato es sencillo y relativamente barato .. La fabricación del aparato no requiere ninguna herramienta especial o equipo costoso. El uso de un catéter que presenta también es la fuente de luz significa que uno nunca pierde de vista la apertura de la tráquea como el introductor se acerca a la apertura de la tráquea. El uso de un introductor de 0,5 mm también sirve para minimizar el trauma que podría ocurrir con una inserción inicial de un...

En 1999, Brown et al. Publicado un artículo que describe un método para la intubación de la pulmón de ratón 1. Dicha técnica tiene una utilidad considerable en hacer la función de repetición pulmonar o lavado broncoalveolar de ratones individuales en estudios longitudinales 2. Dado que el papel original, ha habido varios otros papeles que han descrito diferentes enfoques para la intubación ratón 3-9. Aunque todos estos métodos se pueden utilizar con éxito, por lo general requieren una formación considerable o coste. Uno de los principales problemas con la intubación es tal que cuando se acerca la cánula de intubación se acerca a la inserción tráquea pendiente, la propia cánula bloquea la luz y por lo tanto la visualización de donde tiene que ir. Por lo tanto, la inserción queda ciego en el momento más crítico. En este trabajo se muestra cómo eliminar sencilla y económica a este problema de visualización, lo que garantiza la intubación exitosa con relativamente poca formación oexperiencia.

<table border="1"><tbody><tr><td> Material </td><td> Empresa </td><td> Catálogo </td><td> Comentario </td></tr><tr><td> Intubación cánula </td><td> Insylte BD, Sparks, MD o Jelco Optiva, Carlsbad, CA </td><td></td><td> 1-in-largo, 20-gauge intravenosa (IV) de catéter </td></tr><tr><td> Cable de fibra óptica </td><td> Edmund Optics, Barrington, NJ </td><td> # NT02-542 </td><td> Alrededor de 2 pies de longitud de 0,5 mm de fibra óptica (fibra de Comunicación de plástico de grado). El borde del extremo de la fibra que se inserta en la tráquea debe ser suavemente redondeado mediante la celebración de la fibra ≈ 2 cm del extremo y luego hacer pequeños círculos mientras arrastra la punta durante unos segundos sobre papel de lija grano 1000 Emory. </td></tr><tr><td> Fuente de luz </td><td> Volpi </td><td> NCL-150 </td><td> Aunque utilizamos una fuente de halógeno de 150 W de luz, cualquier fuente de luz equivalente, aunque con mucho menor potenciapuede ser utilizado. </td></tr><tr><td> Tapón de goma de silicona </td><td></td><td></td><td> Un tapón de goma de silicona n º 1 se ajusta a la fuente de luz utilizada en esta demostración. Diferentes fuentes de luz puede requerir un tamaño diferente. </td></tr><tr><td> Silicona pequeño tubo de goma </td><td> Cole-Palmer </td><td> EW-96410-13 </td><td> A ≈ 1,5 cm trozo de tubo de goma de silicona (0,8 diámetro interior de 4 mm de diámetro exterior) </td></tr><tr><td> Caballete de soporte angular </td><td></td><td></td><td> La nuestra se constucted de plexiglás, pero cualquier material al que un hilo o alambre puede ser fijada a mantener el ratón en un ángulo casi vertical se puede utilizar. </td></tr></tbody></table>

a simple method of mouse lung intubation

Un procedimiento sencillo para intubar ratones para las mediciones de la función pulmonar tendría varias ventajas en estudios longitudinales con un número limitado de animales o caro. Una de las razones por las que esto no se hace de forma más rutinaria es que es relativamente difícil, a pesar de existir varios estudios publicados que describen la manera de lograrlo. En este trabajo se demuestra un procedimiento que elimina uno de los principales obstáculos asociados con este intubación, que de visualizar la tráquea durante todo el tiempo de intubación. El enfoque utiliza una fuente de 0,5 mm de luz de fibra óptica que sirve como un introductor para dirigir la cánula de intubación en la tráquea ratón. Se demuestra que es posible utilizar este procedimiento para medir la mecánica pulmonar en ratones individuales durante un transcurso de tiempo de al menos varias semanas. La técnica se puede configurar con relativamente poco gasto y experiencia, y que pueden ser rutinariamente a cabo con relativamente poca formación. Esto debería MAKE Es posible para cualquier laboratorio para llevar a cabo de forma rutinaria este intubación, lo que permite estudios longitudinales en ratones individuales, minimizando de este modo el número de ratones necesarios y aumentar el poder estadístico mediante el uso de cada ratón como su propio control.

Como una evaluación del método, hemos utilizado cuatro 20 semanas de edad BALB / c macho ratones con peso promedio (± SEM) de 27,7 ± 0,40 g. Se estudiaron en cinco semanas consecutivas, donde la resistencia pulmonar se midió utilizando un sistema como se ha descrito previamente 11. Cada ratón se anestesió con ketamina (100 mg / g BW) y xilazina (15 mg / g de peso corporal) en solución salina mediante inyección IP. Ellos fueron intubados entonces como se describe anteriormente. Si hay alguna duda sobr...

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A Simple Method of Mouse Lung Intubation

Este artículo describe un método striaghforward y eficiente de intubación de ratones para las mediciones de la función pulmonar o la instilación pulmonar, que permite a los ratones para recuperar y se estudió en tiempos posteriores. El procedimiento consiste en una fuente de luz de fibra óptica de bajo costo que ilumina directamente la tráquea.

Un sencillo método de intubación ratón de pulmón

A  simple procedure to intubate mice for pulmonary function measurements would  have several advantages in longitudinal studies with limited numbers or  ...

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50.2K vistas.  Johns Hopkins Bloomberg School of Public Health. Este artículo describe un método striaghforward y eficiente de intubación de ratones para las mediciones de la función pulmonar o la instilación pulmonar, que permite a los ratones para recuperar y se estudió en tiempos posteriores. El procedimiento consiste en una fuente de luz de fibra óptica de bajo costo que ilumina directamente la tráquea.