该模型不仅可用于探索ACD的发病机制，而且适用于新治疗方法的临床前进化，具有重要意义。这是一种稳定高效的动物模型，具有实验周期短、操作方便、症状明显、成功率高等诸多优点。我们的实验方案非常详细且易于操作。

确保正确遵循协议的每个步骤。在开始建模之前，让小鼠适应环境一周，自由获得食物和水。在建模当天，使用紫外线灯和75%酒精，清洁和消毒环境和台面。

使用棉签将肥皂水涂抹在小鼠的腹部，并用刀片或剃须刀沿毛发生长的方向剃除该区域。称量鼠标并比较每组之间的重量变化。在进行腹部致敏刺激之前，确保剃须引起的小鼠腹部皮肤的任何轻微损伤完全恢复。

准备0.5%DNFB溶液，并用丙酮与橄榄油混合物以4：1的比例稀释。使用移液器枪吹气并混合20次，以彻底混合DNFB溶液。用移液器将25微升0.5%DNFB溶液涂抹在腹部剃须区域的中间，并用移液器尖端的光滑侧轻轻涂抹以使其均匀分散。

DNFB刺激30秒后，将鼠标放在没有垫料的空笼子中，以防止小鼠擦掉DNFB溶液。当溶液完全干燥时，将鼠标放回原来的笼子，自由获取食物和水。对于耳敏化刺激，定向小鼠身体并使耳廓的外缘朝下，以防止溶液在DNFB刺激期间进入耳道。

在第4天和第10天，使用移液器将20微升载体或0.2%DNFB溶液缓慢均匀地涂抹到左耳廓的内表面上，并使用移液器的光滑侧轻轻地分配溶液。右耳不经治疗。等到DNFB溶液干燥，然后将鼠标放回笼子中。

腹部和耳朵致敏刺激后，从第一天开始每两天称重一次小鼠。将每只小鼠的体重与零日进行比较，并评估ACD对体重变化时小鼠体重的影响。从第一天开始，每两天拍摄一次小鼠耳朵的高分辨率照片以记录ACD临床症状。

使用游标卡尺，每天在同一时间测量耳廓厚度以获得准确的结果。当有轻微堵塞时，停止游标卡尺继续向内夹紧，以防止组织对小鼠耳朵造成损害。保持位置固定并记录双耳的数据。

记录三个数据的平均值，并以微米为单位评估耳朵肿胀。为了评估第11天的炎症肿胀程度，准备0.5%伊文思蓝染料溶液并用PBS稀释。要用固定器固定鼠标，请打开盖子，握住鼠标尾巴，使鼠标的头部面对固定器，让鼠标本能地爬进固定器。

盖上盖子。使鼠标尾巴从盖子上的孔中出来，并调整固定器的长度以露出整个鼠标尾巴。用酒精棉球反复擦拭尾巴，或用温水浸泡30秒，轻轻捏住尾巴根部填充，扩张两侧静脉。

在冷光源的照射下，使用1毫米胰岛素针将埃文斯蓝染料溶液缓慢注射到小鼠尾静脉中。等待 15 分钟拍摄鼠标耳朵的照片。DNFB组小鼠耳朵表现出与ACD相当的明显临床症状，敏感区域表现出发红，干燥，侵蚀和渗出的典型症状。

然而，耳部给予纯水或溶剂控制没有产生任何类似于DNFB组的症状。在DNFB组中，与未经治疗的右耳相比，DNFB刺激后左耳的厚度显着增加。对照组和载体组无显著差异。

DNFB组小鼠的左耳在注射埃文斯蓝染料后变成深蓝色，在视觉上与右耳不同。对照组和载体组中小鼠的左耳和右耳颜色大致相同。DNFB或简单的载体刺激使小鼠体重增加略有减慢，但没有导致显着的体重减轻。

小鼠耳朵中反复的DNFB刺激导致脾脏肿大和脾脏指数升高。相比之下，载体组小鼠的脾脏指数没有显着变化。确保DINFB溶液完全混合并均匀地涂在鼠标耳朵上，而不会流入耳道。

这是建模成功的关键。