Ce modèle peut non seulement être utilisé pour explorer la pathogenèse de la DCA, mais est également applicable pour l’évolution préclinique de nouvelles méthodes thérapeutiques, ce qui a une signification importante. Il s’agit d’un modèle animal stable et efficace présentant de nombreux avantages, tels qu’une courte période expérimentale, une utilisation facile, des symptômes évidents et un taux de réussite élevé. Notre protocole expérimental est très détaillé et facile à utiliser.
Assurez-vous de suivre correctement chaque étape du protocole. Avant de commencer la modélisation, acclimatez les souris à l’environnement pendant une semaine avec un accès gratuit à la nourriture et à l’eau. Le jour de la modélisation, à l’aide d’une lampe ultraviolette et d’alcool à 75%, nettoyez et désinfectez l’environnement et les comptoirs.
Appliquez de l’eau savonneuse sur l’abdomen des souris à l’aide d’un coton-tige et rasez la zone dans le sens de la croissance des poils avec une lame ou un rasoir. Pesez la souris et comparez les changements de poids dans chaque groupe. Avant d’effectuer une stimulation de sensibilisation abdominale, assurez-vous de la récupération complète de toute blessure mineure à la peau de l’abdomen de la souris induite par le rasage.
Préparez la solution de DNFB à 0,5% et diluez-la avec un mélange acétone / huile d’olive dans un rapport de 4 à 1. À l’aide d’un pistolet à pipette, souffler et mélanger 20 fois pour bien mélanger la solution DNFB. Appliquez 25 microlitres de la solution de DNFB à 0,5% sur le milieu de la zone de rasage abdominal avec un pipetter, et étalez légèrement avec le côté lisse de l’embout du pipetter pour le disperser uniformément.
Après 30 secondes de stimulation DNFB, placez la souris dans une cage vide sans litière pour éviter que la souris ne frotte la solution DNFB. Lorsque la solution est complètement sèche, remettez la souris dans sa cage d’origine avec libre accès à la nourriture et à l’eau. Pour la stimulation de la sensibilisation à l’oreille, orientez le corps de la souris et faites le bord extérieur de l’oreillette vers le bas pour empêcher la solution de pénétrer dans le conduit auditif pendant la stimulation DNFB.
Les jours 4 et 10, à l’aide d’une pipette, appliquer 20 microlitres du véhicule, ou une solution de DNFB à 0,2%, lentement et uniformément, sur la surface interne de l’oreillette gauche, et répartir doucement la solution en utilisant le côté lisse de la pipette. Laissez l’oreille droite non traitée. Attendez que la solution DNFB soit sèche et replacez la souris dans la cage.
Après la stimulation de sensibilisation abdominale et auditive, pesez les souris tous les deux jours à partir du premier jour. Comparez le poids de chaque souris au jour zéro et évaluez l’effet de l’ACD sur le poids corporel des souris à mesure que le poids change. Prenez des photos haute résolution des oreilles de souris pour enregistrer les symptômes cliniques de la DCA tous les deux jours, dès le premier jour.
À l’aide d’étriers verniers, mesurez l’épaisseur de l’oreillette à la même heure chaque jour pour obtenir des résultats précis. Empêcher les étriers vernier de continuer à serrer vers l’intérieur lorsqu’il y a un léger blocage pour éviter d’endommager les tissus de l’oreille de la souris. Gardez la position fixe et enregistrez les données pour les deux oreilles.
Enregistrez la moyenne des trois données et évaluez le gonflement de l’oreille en micromètres. Pour évaluer le degré de gonflement inflammatoire au jour 11, préparez la solution de colorant Evans Blue à 0,5% et diluez-la avec du PBS. Pour immobiliser la souris avec un fixateur, ouvrez le couvercle, tenez la queue de la souris, faites en sorte que la tête de la souris soit le fixateur et laissez la souris grimper instinctivement dans le fixateur.
Couvrez le couvercle. Faites sortir la queue de souris du trou sur le couvercle et ajustez la longueur du fixateur pour exposer toute la queue de la souris. Essuyez la queue à plusieurs reprises avec une boule de coton alcoolisé, ou trempez-la dans de l’eau tiède pendant 30 secondes, et pincez doucement la racine de la queue pour la remplir, et élargissez les veines des deux côtés.
Injecter lentement la solution de colorant bleu Evans dans la veine de la queue de la souris à l’aide d’une aiguille à insuline de 1 mm sous l’irradiation d’une source de lumière froide. Attendez 15 minutes pour prendre des photos des oreilles de la souris. Les oreilles de souris du groupe DNFB présentaient des symptômes cliniques évidents comparables à ceux de la DCA, avec des zones sensibles présentant les symptômes typiques de rougeur, de sécheresse, d’érosion et d’exsudation.
Cependant, l’administration d’eau pure ou de solvant de contrôle n’a produit aucun symptôme similaire à celui du groupe DNFB. Dans le groupe DNFB, par rapport à l’oreille droite non traitée, l’épaisseur de l’oreille gauche a augmenté de manière significative après la stimulation DNFB. Il n’y avait pas de différence significative entre les groupes de témoins et de véhicules.
L’oreille gauche des souris du groupe DNFB est devenue bleu foncé après l’injection de colorant Evans Blue, qui était visuellement différent de l’oreille droite. Les oreilles gauche et droite des souris des groupes témoins et véhicules étaient approximativement de la même couleur. Le gain de poids chez la souris a été légèrement ralenti par la DNFB, ou simple stimulation du véhicule, mais n’a pas entraîné de perte de poids significative.
La stimulation répétée de DNFB dans l’oreille de la souris a entraîné une hypertrophie de la rate et une augmentation de l’indice de rate. En revanche, l’indice de rate des souris du groupe de véhicules n’a pas changé de manière significative. Assurez-vous que la solution DINFB est complètement mélangée et appliquée uniformément sur l’oreille de la souris sans s’écouler dans le conduit auditif.
C’est la clé du succès de la modélisation.
