Ein vereinfachtes Modell für die heterotope Herzklappentransplantation bei Nagetieren

Zusammenfassung

Dieses Protokoll beschreibt eine einfache und effiziente Methode zur Transplantation von Aortenklappenblättchen unter die Nierenkapsel, um die Alloreaktivität von Herzklappen untersuchen zu können.

Zusammenfassung

Es besteht ein dringender klinischer Bedarf an Herzklappenersatz, der bei Kindern wachsen kann. Die Herzklappentransplantation wird als eine neue Art von Transplantation vorgeschlagen, die das Potenzial hat, dauerhafte Herzklappen zu liefern, die in der Lage sind, somatisch zu wachsen, ohne dass eine Antikoagulation erforderlich ist. Die Immunbiologie von Herzklappentransplantationen bleibt jedoch unerforscht, was die Notwendigkeit von Tiermodellen zur Untersuchung dieser neuen Art von Transplantation unterstreicht. Frühere Rattenmodelle für die heterotope Aortenklappentransplantation in die Bauchaorta wurden beschrieben, obwohl sie technisch anspruchsvoll und kostspielig sind. Um diese Herausforderung anzugehen, wurde ein renales subkapsuläres Transplantationsmodell bei Nagetieren als praktische und einfachere Methode zur Untersuchung der Immunbiologie der Herzklappentransplantation entwickelt. Bei diesem Modell wird ein einzelnes Aortenklappenblatt geerntet und in den unterkapsulären Nierenraum eingeführt. Die Niere ist leicht zugänglich, und das transplantierte Gewebe ist sicher in einem subkapsulären Raum enthalten, der gut vaskularisiert ist und eine Vielzahl von Gewebegrößen aufnehmen kann. Da eine einzelne Ratte drei Spenderaortenblättchen und eine einzige Niere mehrere Stellen für transplantiertes Gewebe bereitstellen kann, sind für eine bestimmte Studie weniger Ratten erforderlich. Hier wird die Transplantationstechnik beschrieben, die einen bedeutenden Schritt vorwärts bei der Untersuchung der Transplantationsimmunologie der Herzklappentransplantation darstellt.

Einleitung

Angeborene Herzfehler sind die häufigste angeborene Behinderung beim Menschen und betreffen jedes Jahr 7 von 1.000 lebend geborenen Kindern¹. Im Gegensatz zu erwachsenen Patienten, bei denen routinemäßig verschiedene mechanische und bioprothetische Klappen implantiert werden, haben pädiatrische Patienten derzeit keine guten Möglichkeiten für einen Klappenersatz. Diese herkömmlichen Implantate haben nicht das Potenzial, bei Empfängerkindern zu wachsen. Infolgedessen sind morbide Reoperationen erforderlich, um die Herzklappenimplantate gegen sukzessive größere Versionen auszutauschen, wenn die Kinder wachsen, wobei betroffene Kinder oft bis zu fünf oder mehr Operationen am offenen Herzen in ihrem Leben benötigen ^2,3. Studien haben gezeigt, dass die Freiheit von Intervention oder Tod für Säuglinge signifikant schlecht ist als für ältere Kinder, wobei 60% der Säuglinge mit Herzklappenprothesen innerhalb von 3 Jahren nach ihrer ersten Operation einer erneuten Operation oder dem Tod ausgesetzt sind⁴. Daher ist es dringend notwendig, eine Herzklappe zu liefern, die bei pädiatrischen Patienten wachsen und ihre Funktion aufrechterhalten kann.

Seit Jahrzehnten konzentrieren sich die Versuche, wachsenden Herzklappenersatz zu liefern, auf Tissue Engineering und Stammzellen. Versuche, diese Ventile in die Klinik zu übersetzen, waren jedoch bisher erfolglos 5,6,7,8. Um dies anzugehen, wird eine Herzklappentransplantation als eine kreativere Operation zur Bereitstellung von wachsendem Herzklappenersatz vorgeschlagen, der die Fähigkeit hat, sich selbst zu reparieren und Thrombogenese zu vermeiden. Anstatt das ganze Herz zu transplantieren, wird nur die Herzklappe transplantiert und wächst dann mit dem Empfängerkind, ähnlich wie bei herkömmlichen Herztransplantationen oder einem Ross-Lungenautogramm ^9,10,11. Postoperativ erhalten die Empfängerkinder eine Immunsuppression, bis die transplantierte Klappe gegen eine mechanische Prothese in Erwachsenengröße ausgetauscht werden kann, wenn das Wachstum der Klappe nicht mehr erforderlich ist. Die Transplantationsbiologie von Herzklappentransplantaten bleibt jedoch unerforscht. Daher werden Tiermodelle benötigt, um diese neue Art von Transplantation zu untersuchen.

Mehrere Rattenmodelle wurden zuvor für die heterotope Transplantation der Aortenklappe in die Bauchaorta 12,13,14,15,16,17,18 beschrieben. Diese Modelle sind jedoch unerschwinglich knifflig und erfordern oft ausgebildete Chirurgen, um erfolgreich zu operieren. Darüber hinaus sind sie teuer und zeitaufwendig¹⁹. Ein neuartiges Rattenmodell wurde entwickelt, um ein einfacheres Tiermodell für die Untersuchung der Immunbiologie von Herzklappentransplantationen zu erstellen. Einzelne Aortenklappenblättchen werden herausgeschnitten und in den renalen subkapsulären Raum eingeführt. Die Niere eignet sich besonders für die Untersuchung der Transplantatabstoßung, da sie stark vaskularisiert ist und Zugang zu zirkulierenden Immunzellen hat^20,21. Während einige andere ein renales subkapsuläres Modell verwendet haben, um die Transplantationsbiologie anderer Allotransplantattransplantationen wie Bauchspeicheldrüse, Leber, Niere und Hornhaut 22,23,24,25,26,27 zu untersuchen^, ist dies die erste Beschreibung der Transplantation von Herzgewebe in dieser Position. Hier wird die Transplantationstechnik beschrieben, die einen bedeutenden Schritt vorwärts bei der Untersuchung der Transplantationsimmunologie der Herzklappentransplantation darstellt.

Protokoll

Die Studie wurde vom Committee of Animal Research nach dem National Institutes of Health Guide for Care and Use of Laboratory Animals genehmigt.

1. Angaben zum Tiermodell (Ratten)

1. Verwenden Sie für alle chirurgischen Eingriffe ein Operationsmikroskop (siehe Materialtabelle) mit bis zu 20-facher Vergrößerung.
2. Verwenden Sie syngene (wie Lewis-Lewis) oder allogene (wie Lewis-Brown Norway) Stämme für die Transplantationen, die für das Experiment benötigt werden.
3. Verwenden Sie Ratten im Alter zwischen 5-7 Wochen und einem Körpergewicht von 100-200 g, die für die experimentelle Frage geeignet sind.

2. Entfernung von Fell, Vorbereitung der Haut und Anästhesie

1. Führen Sie alle Operationen unter sterilen Bedingungen durch.
   HINWEIS: Der Schritt wird in einem speziellen Operationsraum und unter sterilen Bedingungen durchgeführt.
2. Legen Sie die Ratten in eine Anästhesie-Induktionskammer und induzieren Sie eine Anästhesie mit 5% Isofluran in Sauerstoff. Halten Sie die Anästhesie mit 3,5% Isofluran in Sauerstoff während des gesamten Verfahrens aufrecht.
3. Entfernen Sie für die Spenderoperation das Fell der Ratte vom Nabel bis zur Sternalkerbe mit Pelzklippern. Für die Empfängeroperation schneiden Sie die Haare über das Operationsfeld an der hinteren Achsellinie von den Rippen bis zum Becken. Als nächstes bereiten Sie die Haut mit einem chirurgischen Desinfektionsmittel vor.
4. Erhalten Sie eine chirurgische Anästhesieebene, bevor Sie mit dem Eingriff beginnen. Bestätigen Sie eine ausreichende Anästhesietiefe, indem Sie die Zehen der Ratte mit einer Pinzette fest zusammendrücken. Wenn sich die Ratte vor Schmerzen zurückzieht, titrieren Sie das Anästhetikum nach Bedarf.
5. Überwachen Sie die Atemfrequenz und die Tiefe der Anästhesie klinisch während des gesamten Eingriffs; Der Isofluranspiegel wird nach Bedarf angepasst, um eine Atemfrequenz von 55-65 Atemzügen/min aufrechtzuerhalten.

3. Spenderbetrieb

1. Bereiten Sie die Ratte vor und betäuben Sie sie, wie in Schritt 2 beschrieben. Schneiden Sie die Haut mit einer Sezierschere vom Xiphoid bis zur sternalen Kerbe ein. Führen Sie eine Sternektomie durch, indem Sie die Rippen auf jeder Seite seitlich zum Brustbein schneiden, bis ein optimaler Zugang zum Herzen erreicht ist.
2. Heparinisieren Sie die Ratte mit einer Injektion von 100 U/100 g in den linken Vorhof.
3. Opfern Sie den Spender durch Exsanguination.
4. Schneiden Sie den Thymus aus, um die Visualisierung der großen Gefäße zu verbessern. Entfernen Sie dann das Herz en bloc mit der aufsteigenden Aorta bis zur Höhe der Arteria innominate.

4. Erstellung von Aortenklappenbeilagen

1. Legen Sie das Spenderherz unmittelbar nach der Cardiektomie in eine sterile Petrischale. Sezieren Sie das Spenderherz in einem eiskalten Kühllagerpuffer (siehe Materialtabelle).
2. Sezieren Sie mit einer Pinzette und einer Vannas-Federschere das Spenderherz, bis nur noch die Aortenwurzel mit einer 1 mm großen Ventrikelmanschette in der Nähe der Aortenklappe übrig bleibt.
3. Öffnen Sie die Aortenklappe, indem Sie einen Längsschnitt machen, um den Sinus von Valsalva zwischen den linken und nicht-koronaren Nebenhöhlen zu öffnen, um alle drei Blättchen zu visualisieren.
   HINWEIS: Der Schnitt sollte die gesamte Länge des Sinus von Valsalva betragen. Die tatsächlichen Abmessungen hängen von der Größe der Ratte ab.
4. Schneiden Sie jede Aortenklappenbeilage einzeln aus. Verwenden Sie insbesondere stumpfe Pinzetten, um den Rand des Blättchens zu greifen, und verwenden Sie Vannas-Federschere, um die Packungsbeilage zu entfernen, indem Sie von einer Kommissur bis zum Ring und dann zur nächsten Kommissur schneiden.
   HINWEIS: Achten Sie besonders darauf, nur den Rand der Packungsbeilage zu greifen, um die Störung der valvulären Endothelzellen zu minimieren.
5. Lagern Sie die Proben nach der Exzision der Packungsbeilage in eiskalter Speicherpufferlösung, bis sie bereit sind, in die Empfängerratte implantiert zu werden. Implantieren Sie alle Packungsbeilagen innerhalb von 4 Stunden nach der Kühllagerung.

5. Empfängervorgang

1. Bereiten Sie die Ratte vor und betäuben Sie sie, wie in Schritt 2 beschrieben. Verwenden Sie ein Heizkissen, das bei 36-38 ° C gehalten wird, um die Operation durchzuführen.
2. Verabreichen Sie Buprenorphin (0,03 mg/kg subkutan) allen Empfängerratten vor der Operation und alle 6-12 h postoperativ nach Bedarf, um die Schmerzen zu lindern.
3. Bringen Sie die Ratte in eine rechte seitliche Liegeposition, um auf die linke Niere zuzugreifen.
   HINWEIS: Die linke Niere wird aufgrund ihrer eher kaudalen Position relativ zur rechten Niere bevorzugt.
4. Schneiden Sie die Haut über der Flanke mit einer Schere in Längsrichtung über 1 Zoll ein.
   HINWEIS: Der Schnitt muss kleiner als die Größe der Niere bleiben, um genügend Spannung zu erzeugen, um zu verhindern, dass sich die Niere während des Eingriffs in die Bauchhöhle zurückzieht.
5. Ebenso schneiden Sie die darunter liegende Bauchdecke ein.
6. Externalisieren Sie die Niere
   1. Üben Sie mit Daumen und Zeigefinger dorsal und ventral leichten Druck aus, während Sie eine gekrümmte Pinzette verwenden, um den Schwanzpol der Niere durch den Bauch- und Hautschnitt anzuheben. Externalisieren Sie das kraniale Ende der Niere ähnlich.
   2. Alternativ kann die Niere externalisiert werden, indem das perirenale Fett erfasst und mit leichter Spannung nach oben gezogen wird.
      HINWEIS: Achten Sie darauf, die Niere oder die Nierengefäße nicht direkt zu greifen.
   3. Sobald die Niere externalisiert ist, halten Sie sie feucht mit warmer Kochsalzlösung, die auf die Niere tropft.
7. Erstellen Sie eine subkapsuläre Tasche.
   1. Üben Sie leicht Druck auf die Nierenkapsel aus, indem Sie eine stumpfe Pinzette verwenden, so dass die Nierenkapsel deutlich vom darunter liegenden Parenchym unterschieden werden kann. Greifen Sie gleichzeitig mit einer weiteren stumpfen Pinzette vorsichtig nach der Kapsel und ziehen Sie sie vorsichtig nach oben, um ein Loch in der Kapsel zu erzeugen.
      HINWEIS: Aufgrund der empfindlichen Natur der Kapsel ist nur eine minimale Kraft erforderlich, um diesen Schnitt zu etablieren.
   2. Verwenden Sie weiterhin stumpfe Pinzetten, um den Schnitt zu verlängern, bis ein ~ 2 mm großer Raum für die Aufnahme der Aortenklappenbroschüre geschaffen wurde.
   3. Entwickeln Sie eine flache subkapsuläre Tasche, die etwas größer ist als die Ventilpackung, während Sie den Rand des Einschnitts mit einem Satz Pinzetten anheben und eine stumpfe Sonde unter der Nierenkapsel vorschieben.
8. Transplantieren Sie die Aortenklappe in die subkapsuläre Tasche.
   1. Holen Sie die Aortenpackung aus dem Kühllager und legen Sie sie in das chirurgische Feld.
   2. Während Sie die Randfaserkapsel anheben, schieben Sie die Aortenblättchen mit stumpfer Pinzette in die subkapsuläre Tasche.
      HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass das Gewebe weit genug vom Schnitt entfernt ist, damit es fest unter der Kapsel befestigt ist. Es sollte darauf geachtet werden, dass eine Schädigung des darunter liegenden Parenchyms oder ein weiteres Reißen der Faserkapsel vermieden wird.
   3. Der Schnitt in der Nierenkapsel kann offen gelassen werden.
9. Drücken Sie die Niere sanft in ihre anatomische Position zurück, indem Sie eine Gegentraktion an den Schnittkanten verwenden.
10. Schließen Sie den Bauchschnitt mit einer laufenden sterilen chirurgischen Naht. Schließen Sie die Haut mit Klammern.
11. Postoperative Versorgung
    1. Nach der Operation legen Sie die Ratte in einen sauberen Käfig auf einem Heizkissen mit Zugang zu Nahrung und Wasser.
    2. Überwachen Sie das Tier täglich, um die routinemäßige Wundheilung und Anzeichen von Schmerzen oder Leiden zu beurteilen. Entfernen Sie die Klammern nach 7-10 Tagen.

6. Entnahme von Gewebe zur Analyse

1. An ausgewählten Endpunkten nach der Transplantation das Tier durch Exsanguination einschläfern. Führen Sie insbesondere eine mediane Laparotomie durch und transektieren Sie die Bauchaorta unter 5% Isofluran in Sauerstoff.
2. Mobilisieren Sie die Niere und entfernen Sie sie, indem Sie die Nierenarterie, die Vene und den Harnleiter mit einer Schere durchschneiden.
   HINWEIS: Achten Sie darauf, den Bereich mit der transplantierten Packungsbeilage nicht zu greifen.
3. Legen Sie die Niere über Nacht in Formalin, betten Sie sie in Paraffin ein und schneiden Sie sie für die gewünschte Färbung ab. Richten Sie die Probe aus, wobei die Nierenkapsel nach vorne und das Nierenparenchym nach hinten zeigt.

Ergebnisse

Eine grafische Darstellung des Versuchsdesigns wird für das Rattenmodell bereitgestellt (Abbildung 1). Zusätzlich sind eine Aortenwurzel, die aus dem Herzen des Spenders seziert wurde, und eine einzelne Aortenklappenbroschüre, die für die Implantation vorbereitet wurde, ebenfalls in Abbildung 2 dargestellt. Als nächstes ist ein repräsentatives Bild der Position der Aortenklappenpackung unter der Nierenkapsel für die Implantation in Ab...

Diskussion

Bedeutung und Anwendungsmöglichkeiten
Während mechanische und bioprothetische Herzklappen routinemäßig bei erwachsenen Patienten eingesetzt werden, die einen Klappenersatz benötigen, fehlt diesen Klappen das Wachstumspotenzial und sie sind daher für pädiatrische Patienten suboptimal. Die Herzklappentransplantation ist eine experimentelle Operation, die entwickelt wurde, um wachsenden Herzklappenersatz für Neugeborene und Säuglinge mit angeborenen Herzfehlern zu liefern. Im Gegensatz zur Trans...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
0.9% Sodium Chlordie, USP	Baxter	NDC 0338-0048-04
4-0 Polyglactin 910	Ethicon	J415H
7.5% Povidone-Iodine	CareFusion	29904-004
70% ETOH	Fisher Scientific	BP82031GAL
Anesthesia induction chamber	Harvard Apparatus	75-2030	Air-tight inducton chamber for rats
Anesthesia machine	Harvard Apparatus	75-0238	Mobile Anesthesia System with Passive Scavenging
Anesthesia Mask	Harvard Apparatus	59-8255	Rat anesthesia mask
Brown Norway Rats (BN/Crl)	Charles River	Strain Code 091	Male, 5-7 weeks, 100-200 g
Buprenorphine Hydrochloride, 0.3 mg/mL	PAR Pharmaceutical	NDC 42023-179-05	0.03 mg/kg, administered subcutaneously
Electric hair clippers	WAHL	79434
Electric Heating Pad	Harvard Apparatus	72-0492	Maintained at 36-38 °C
Heparin	Sagent Pharmaceuticals	NDC 25021-400-10	100U/100g injection into the left atrium
Insulin Syringe, 1 mL	Fisher Scientific	14-841-33
Iris forceps curved	World Precision Instruments	15917
Iris forceps straight	World Precision Instruments	15916
Isoflurane, USP	Piramal Critical Care	NDC 66794-017-25	Induced at 5% isoflurance in oxygen and maintained with 3.5% isoflurane in oxygen
Lewis Rats (LEW/ Crl)	Charles River	Strain Code 004	Male, 5-7 weeks, 100-200 g
Micro forceps	World Precision Instruments	500233	Dumont #5
Micro scissors	World Precision Instruments	501930	Spring-loaded Vannas Scissors
Needle Driver	World Precision Instruments	500226	Ryder Needle Driver
Operating microscope	AmScope	SM-3BZ-80S	3.5x - 90x Stereo Microscope
Petri Dish	Fisher Scientific	FB0875714
Petrolatum ophthalmic ointment	Dechra	NDC 17033-211-38
Skin staples	Ethicon	PXR35	Proximate 35
Sterile cotton swabs	Puritan	25-806 1WC
Sterile gauze sponges	Fisher Scientific	22-037-902
Surgical Scissors	World Precision Instruments	1962C	Metzenbaum Scissors
University of Wisconsin Buffer (Servator B)	S.A.L.F S.p.A.	6484A1	Stored at 4 °C